Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Kızılötesi Sinir Stimülasyon en mekanizmaları incelenmesi için tüm Hücre Patch Kelepçe

20.5K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/50444

⸱

31 Temmuz 2013

 ,  ,  , 
1Biotactical Engineering, Faculty of Engineering and Industrial Science, Swinburne University of Technology, 2Department of Otolaryngology, The University of Melbourne

Bu makalede

Özet

Kızılötesi sinir stimülasyonu işitme sistemi ile ilgili olanlar dahil olmak üzere, sinir tipleri, bir dizi elektrik stimülasyonu için bir alternatif olarak önerilmiştir. Bu protokol, birincil işitsel nöronların bir kültür içinde kızılötesi sinir stimülasyonu mekanizmasını incelemek için bir yama kelepçe yöntem açıklanır.

Özet

Bu darbeli, kızılötesi lazer ışık hedef doku arasında herhangi bir başka değişiklik bağımsız olarak, sinir dokusu elektrik yanıtları ortaya çıkarmak için kullanılabilir, son yıllarda gösterilmiştir. Kızılötesi sinir uyarımı işitsel sinir nöronların uyarılması gösterilen özel bir ilgi ile, in vivo periferik ve duyusal sinir dokusu çeşitli rapor edilmiştir. INS bu ayarları çalışmak gösterilmiştir Ancak,, kızılötesi ışık sinir uyarım neden olan mekanizma (veya mekanizmaları) şu anda iyi anlaşılmış değildir. Burada sunulan protokol kültürlenmiş birincil işitsel nöronlar içinde kızılötesi sinir stimülasyonu soruşturma kolaylaştırmak için tasarlanmış bir bütün hücre yama kelepçe yöntem açıklanır. İyice kontrollü şartlar altında in vitro kızılötesi lazer aydınlatma için bu hücrelerinin yanıtı ile karakterize, bu temel Physica geliştirilmiş bir anlaşılmasını sağlamak için mümkün olabilirl ve biyokimyasal süreçleri kızılötesi sinir stimülasyonu altında yatan.

Giriş

Nörofizyoloji ve tıbbi biyonik alanlarında nöral dokuda elektrik tepkilerin kontrol uyarılması izin teknikleri temeline dayanmaktadır. Elektrik stimülasyonu sinir uyarım olarak altın standart olmaya devam ederken sinir yanıtları, ve doku 1 çevredeki içine akım yayılmasını nedeniyle stimülasyon özgüllük eksikliği kaydederken, bu tür stimülasyon eserler varlığı gibi sakıncaları bir dizi çekiyor.

Son yirmi yılda optik aracılı stimülasyon teknikleri 2 gelişimi gördük. Bu tekniklerin bazıları ya da belirli bir molekülün eklenmesi (kafesli moleküller) 3 ya da bir araştırma ayarı dışında uygulamak kolaydır ikisi de genetik manipülasyon çeşit (örneğin optogenetik, 4) vasıtasıyla, hedef doku değişiklik gerektirir. Özellikle ilgi çekici bu nedenle kızılötesi sinir stimülasyonu (INS), whereb olduğuy sinir doku darbeli kızılötesi lazer ışık heyecanlı. INS sinir doku 2 çok özel, temassız stimülasyon sağlayarak elektrik stimülasyonu eksikliklerin birçok üstesinden gelmek için potansiyeline sahiptir. INS başarılı in vivo ayarları çeşitli gösterilmiştir Ancak,, uyarma mekanizması tam olarak bilinmese kalır.

Bazı yeni yayınlar 5-7 INS arkasındaki mekanizma ortaya çıkarılması doğru ilerleme göstermiştir. Su ile lazer ışığının emilimi nedeniyle hızlı ısıtma önemli bir rol oynar. Ancak, bunun ötesinde bir fikir birliği henüz ulaşmış olmaktır. Shapiro ve ark. 7 hızlı bir ısıtma ve daha sonra hücre zarı depolarizasyon kapasitans bir değişime yol açan, hücre zarı bitişik yüklü parçacıklar dağılımı içinde bir karışıklık sebep olur, son derece genel mekanizma önerilmiştir. Buna ek olarak, Albert ve arkadaşları. 5 olduğu iddia LASEr kaynaklı ısıtma iyonlarının hücre zarından geçmesine izin, ısıya duyarlı iyon kanalları (geçici reseptör potansiyeli vanilloid kanal), belirli bir sınıf aktive eder. Bu aşamada tespit edilmesi henüz daha faktörler olup olmadığını gerçekten bu mekanizmaların bir araya nasıl belirsiz, ya da.

Bir yayın az sayıda (referans 5,7-9), in vitro incelenmiştir INS olmasına rağmen, bu alanda yayınlanan çalışma bölgesinin büyük bir kısmı (örneğin, referans 1,6,10-18) in vivo olarak gerçekleştirilmiştir. Işitsel sinirlerin Kızılötesi uyarılması koklear implant 10,14-18 içinde potansiyel uygulamaları nedeniyle özel bir ilgi alanı olmuştur. In vivo deneyler, çeşitli ortamlarda teknik, in vitro çalışmalar tarafından sağlanan kontrol artan seviyesi Mech daha detaylı bir anlayış yol açması beklenmektedir etkililiğini doğrulamak için önemli olmakla birlikte,INS sorumlu olarak tarif etmişler. Bu rapor ayrıca, işitsel sistemin mevcut verilerin büyük gövdesine bağlantı sırasında temel mekanizmaları incelemek için kullanılabilir olarak, yama kelepçe araştırmalar için kültürlenmiş spiral ganglion nöronlarının hazırlanmasını tarif etmektedir.

Yama kelepçe tekniği tek hücrelerinde elektriksel aktivite kayıt aracı sağlayan ve bireysel temel akımları 19 katkısı eğitim, elektrofizyolojik olayların araştırmalar için mükemmel bir araçtır. Bu teknik, kültür spiral ganglion nöronları gibi birincil nöronların, in vitro hazırlanmasında istikrarlı uygulandığında, bu derinlik sinirsel aktivite kontrol ve manipüle edildiği mekanizmaları eğitim için bir fırsat sunuyor.

Yama kelepçe ile spiral ganglion nöronları elektriksel özellikleri üzerine lazer stimülasyon etkisini araştırmak için bu çalışma taslak yöntemleri belirtilen protokollerikayıtları. Yaklaşım standart mikroskop konfigürasyonu değiştirmek için gerek kalmadan güvenli operasyon gibi kolay ve tekrarlanabilir uyum sağlayan, daha çok bir boş-alan lazer daha fiber çiftli lazer dayanmaktadır. Bu protokollerin dayanarak, daha açık bir şekilde INS arkasında mekanizmasında veya mekanizmalarında belirlemek için deneyler geniş bir yapmak mümkün olmalıdır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1. Spiral ganglion nöronlar Kültür

  1. Bir otoklav küçük turu (örneğin 10 mm çapında) cam lamelleri ve kavisli bir forseps sterilize edin. Steril forseps kullanılarak steril 4 halka 35 mm petri ya da 4-plaka ayrı kuyu içine sterilize lamelleri aktarın. En fazla 48 saat için bir kuluçka makinesi içinde lamel yeri ve üst yüzeyi (37 ° C) ile poli-L-ornitin (500 mg / ml) ve fare laminin (0.01 mg / ml) 150 ul uygulanır. Lamelleri kuyunun dibinde uzak yüzer yok emin olun.
  2. 47.5 ml Neurobasal A, 0.5 ml 2 N takviyesi, 1 mi B27 takviyesi, 0.5 ml L-glutamin, ve 0.5 ml penisilin-streptomisin: Her sinir kültürü için 50 ml steril Neurobasal ortamı (NBM) hazırlayın. Not: Ek dondurulabilir, -20 ° C'de depolanır ve gerektiğinde günde ortam ilave edildi.
  3. Daha önce 20,21 açıklandığı gibi doğum sonrası günlük 4-7 sıçan yavrular spiral ganglion nöronları ayırmak, bizeenzimatik (tripsin% 0.025 ve% 0.001 DNase I) 'in ve mekanik teknikler de ing. Whitlon ve ark. 22 ve Vieira et al. 23 bakınız modiolus izolasyon bir gösteri için spiral ganglion nöron kültürü, ya da Parker ve ark. 24 ayrıntılı yordamlar için.
  4. Lamelleri kalan tüm poly-L-ornithine/laminin çözüm aspire ve NBM ile kısa bir süre yıkayın.
  5. Bir kuluçka (37 ° C,% 10 CO 2) içine lamelleri ve yere ayrışmış spiral ganglion nöron süspansiyon 150-200 ul ekleyin. Not: 20 kadar lamelleri 8 sıçan yavruları bir defada doğurulan ortalama yavru yola çıkılarak kolayca hazırlanabilir.
  6. Dört saat kaplama nöronlar sonra, hücre enkaz kaldırmak ve 150-200 ul ısıtılmış taze NBM ile değiştirin çözüm aspire. Not: Medya dehidratasyonu önlemek için günlük ikmal gerektirebilir.
  7. Elektrofizyolojik kayıtlar için gerekli kadar inkübatör lamelleri dönün. Not: ayrışmış spiralGanglion nöron kültürleri dört saat sonra ve daha sonra çözülme fazla iki gün için elektrofizyolojik deneyler için kullanılabilir. In vitro zaman sonuçlarının analizi sırasında dikkate alınmalıdır. Her 24-48 saat NBM yenileyin.

2. Patch Kelepçe Kayıtlar Hazırlık

  1. Çözümler hazırlayın
    1. Hücre içi (mikropipet) çözeltisi: 115 mM K-glukonat, 7 mM KCI, 10 mM HEPES, 0.05 mM EGTA, 2 mM Na 2 ATP, MgATP 2 mM, 0.5 mM Na 2 GTP (KOH ile pH 7.3 'e ayarlanır; 295 ayarlamak sukroz ile mOsmol / kg) verildi. Steril bir filtre (0.2 um) aracılığıyla çözüm geçmek ve kayıt güne kadar -20 ° C'de depolanmak üzere 200 ul hacimde ayrılır.
    2. Hücre dışı (banyo) çözeltisi: 137 mM NaCI, 5 mM KCI, 2 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 10 mM HEPES, 10 mM glükoz (NaOH ile pH 7.4 'e ayarlayın, sukroz ile 300-310 mOsmol / kg' a ayarlayın) . Bu çözüm, kaydın gün yapılır.
  2. MQ 2-6 bir direnç ile kayıt mikropipetler hazırlayın. Ve borosilikat cam (1.0 mm dış çapı 0.58 mm iç çapı; 75 mm uzunluk), biz bir CO2 lazer çektirmesi (Sutter Aletleri P-2000) kullanın.
  3. Lazer hazırlayın. Bu protokol, OPTOTECH P / L, bu tür 1.870 nm Kızılötesi sinir uyarıcısı olarak bir fiber çiftli lazer ile kullanım için tasarlanmıştır Deneylerde ışık teslimat için kullanılan fiber optik iki ucunda bir sayısal 0.22 diyafram ve FC-PC konektörler ile 200/220 mikron çekirdek / kaplama çapı silika elyaftır (AFW Teknolojileri MM1-FC2-200/220-5-C -0.22). Patch kablo iki fiber pigtail (yani bir ucunda Konnektörlü ve diğer de bölünmüş) üretmek için ikiye kesilmiştir. Lif çekirdek çapı ve lazer kaynaklı ısı değişiklikleri sayısal açıklık etkileri Thompson ve arkadaşları tarafından ayrıntılı olarak ele alınmıştır. 25
    1. Bölünme, standart teknikler kullanılarak, ışık dağıtım lif ucuve elde edilen ucu bir optik mikroskop (yani ucu lif eksenine dik olması ve görsel denetim üzerine düz görünmelidir) ile gözlem ile yüksek kalitede olduğundan emin olun. Bağlayıcı (örneğin Thorlabs ADAFC2) aracılığıyla uygun bir uyarım kullanılarak lazer elyaf çiftli çıkışına ışık dağıtım lif bağlayın.
    2. Uygun bir alet (LM-3 dedektör kafası ile örneğin Tutarlı FieldMate) kullanarak ışığı teslim lif bölünmüş ucundan çıkış lazer gücünü ölçün. Bu lazer güç ışığı teslim lif bölünmüş ya da önemli bir ayar (örneğin bir laboratuvar diğerine ulaşım) lazer yapılır her zaman kontrol edilmesi önerilir.
    3. Bir fiber ayna veya eşdeğer cihaz ve yapıştırın uygun micropositioner için ayna ışık teslim lif yerleştirin. Bu doğru fiber optik lamel ile yaptığı açı θ tespit edebilmek için önemlidir. Bu anglE deneysel düzenlemenin bir fotoğraf çekme ve açısını elde etmek için görüntü işleme yazılımı (örneğin İmageJ) kullanılarak ölçülebilir. Özellikle mikroskopta - açısı θ (veya olası açıları aralığı) öncelikle deneysel düzenleme mekansal sınırlamaları ile sınırlıdır. Bizim deneylerde θ tipik değerleri (dik bir mikroskop dayalı) 36 ° civarında, ancak en iyi açısı (ters bir mikroskop kullanarak bu gibi) alternatif kurulumları için önemli ölçüde farklılık gösterebilir.
    4. Lazer ve Şekil 2'de gösterildiği gibi, yama kelepçe veri toplama sistemi (örneğin Digidata 1440A, Molecular Devices) ile bağlantı kurarlar. Yama kelepçe veri toplama sisteminden dijital çıkış mümkün veri toplama sisteminden bağımsız lazer darbe parametreleri belirlemek için yapım, harici bir fonksiyon jeneratörü ile lazer bağlanmalıdır. Alternatif olarak bu çıkış doğrudan bağlanabilirlazer sürücüsü (darbe uzunluğu ve tekrarlama oranı veri toplama yazılımı tarafından ayarlanacak gerektiren). Her iki durumda da, lazer tetiklemek için kullanılan sinyal lazer darbelerinin zamanlaması ve süresi elektrofizyolojik sinyali ile eş zamanlı olarak kaydedilebilir sağlamak için bilgi elde etme sisteminde bir girişine geri bağlanmış olması gerekir.

3. INS incelenmesi için yama Kelepçe Kayıtlar

  1. Hücre-dışı çözelti ile perfüzyon sistemi uygun bir kap doldurun ve 1-2 ml / dakika arasında bir oranda banyosunun perfüzyon sağlamak için akış hızını ayarlamak. Bu çözeltinin hızlı ısıtma ve emme tarafından harcanan çıkarmak için çözelti bir peristaltik pompa sağlamak için bir in-line bir ısıtıcı ile yerçekimi beslemeli sistemi (aspiratör şişesi, sıkıştırma valfi ve PE tüp) kullanın.
  2. Dik bir mikroskop kayıt odasına (banyo) içine kültürlenmiş hücreler ile bir lamel yerleştirin. Bir yüksek büyütme su daldırma hedefi (E kullanarak40X. G.) Ve faz-kontrast (örneğin diferansiyel girişim kontrast veya Dodt degrade kontrast), görsel kültürü içinde spiral ganglion nöronları bulun. Şekil 1a gösterildiği gibi tipik bir spiral ganglion nöron, önemli bir çekirdek ile çapı faz-parlak, yuvarlak ve yaklaşık 15 mikron.
  3. Bir nöron bulunan sonra, daha düşük bir büyütme hedefi (örneğin 10X) geçmek ve görme alanı içinde hedef nöron bulun.
  4. Aşağıdaki yordamı (veya eşdeğeri) kullanarak yerine ışık teslim fiber optik hareket:
    1. Ucu, yatay ve dikey düzlemde hem de hedef nöron yakın kadar çıkış elyaf hareket ettirmek için micropositioner kullanın. Lif ucunun dikey konumunu nesnel yukarı ve aşağı hareket (odak tarama) tarafından doğrulanabilir.
    2. Yüksek büyütme hedefi geri dönmek ve t yanındaki istediğiniz konumda fiber optik ucu pozisyono nöron (Şekil 2 ilave bakınız). Fiberin dikey pozisyonunun ayarlanması, bu fiber alt kenarı fiberin konumda belirsizlik en aza indirmek için, lamel (yani sadece dokunarak) üzerine oturtulmuş olması önemlidir. Yatay düzlemde en iyi şekilde sıraya elyaf lamel ve lif r yarıçapı ile yaptığı θ açısına bağlıdır. Hedef nöronun merkezi lif ekseni boyunca uzanır, böylece lif konumlandırmak için, fiberin üst kenarı ile hedef hücre arasındaki yatay mesafe olmalıdır
      Δ target = r (Cosec θ - 2 sin θ),
      negatif değerler işaret eder nerede fiber optik çıkıntılar hücre. Fiber hizalama olduğunda, elyaf üst kenarı ve nöronun arasındaki Δ hedef bir mesafe yaklaşık görsel muayene ile elde edilebilir. Ancak Δ hedef için tasarlanmıştırsadece kaba bir kılavuz olarak hizmet vermektedir. Fiberin üst kenarı ve nöron merkezi arasındaki gerçek mesafe Δ Δ hedef (Şekil 1'de gibi) ölçülebilir farklı şekilde lif Konumlandırma ortasından her iki radyal yer değiştirme (yani yürürlüğe fikir sağlayabilir Hedef nöron göre kirişin kiriş) ve eksenel yer değişimi (yani lif ekseni boyunca). Tipik modlu fiberler için ışın profili de bir üst şapka dağıtımı 26, yerel olarak emilen enerji (sıcaklık) düşüş ile yaklaşık olarak bu yana yani - Örneğin, Δ ayarı ≈ 0 hücrenin çevresinde yerel sıcaklığını artırmak için beklenir kirişin merkezinde yer değiştirme nedeniyle yakın hücreye fiber uç yüzü hareket emilen enerji artışı ile karşılaştırıldığında çok azdır.
      Bakımı gibi doğru ve tekrarlanabilir bir po gibi lif konumlandırmak için alınması gerekirkengörsel ipuçları, hedef nöron (örneğin Δ) göre lif konumu hassas ölçüm kullanarak ssible önceden belirlenmiş bir mesafe uzakta konumlandırma daha büyük önem taşımaktadır. Protokolün adım 3.8.2 'de tarif edilene Δ resim analizi ile (± 3 um arasında bir tahmin edilen maksimum belirsizlik ile) tespit edilebilir. Bazı deneylerde 5,8 olarak, beyaz ışık kaynakları ve istenen hücre hedeflemek için fiber üzerinden akuple edilmiştir. Bu yaklaşım, hedef bölge saçılan ışığın yoğunluğunu bu sığ açıları (θ) nispeten düşük olduğu gibi, dik bir mikroskop kurulum etkisiz olduğu bulunmuştur.
    3. Lif konumda sonra, mikropipet basit konumlandırma sağlamak için bilinen bir miktar dışarı hareket ettirin. Fiber sonra sinir kayıt elde edilir orijinal konumuna iade edilebilir.
  5. Hücre içi çözüm mikropipet doldurun ve güvenli başlarına yerine uygunamplifikatör millere (örneğin Multiclamp 700B, Molecular Devices). Mikroelektrot tutucunun tarafına bağlı tüp kullanarak, mikropipet tıkanmasını önlemek için pozitif basınç küçük bir miktar uygulanır.
  6. Bir micromanipulator kullanarak, sadece hedef nöron üzerinde pozisyona mikropipet hareket ettirin.
  7. Tüm hücre kayıtları için Protokol:
    1. Amplifikatör gerilim-kelepçe modunda 10 msn, +10 mV kare dalga darbe (örneğin Seal Test) uygulayın ve 0 nA için temel sinyal mikropipet potansiyeli (pipet offset) ayarlayın. Sızdırmazlık da mikroelektrot direnişini istenen aralığı (- MQ 6 örneğin 2) içinde olup olmadığını belirlemek için kullanılmalıdır.
    2. Direncinin izlenmesi sırasında, yavaşça hedef nöron yüzeyi üzerine mikropipet konumlandırmak için mikromanipülatör ince ayar kullanımı. Mikropipet nöron ile temas halinde olduğunda, direnç (~ 0,5-1 MQ) tarafından artacaktır. Benmmediately direnç artışı takiben, pozitif sıvı basıncı kaldırmak ve küçük bir negatif basınç uygulayın. Bir kez direnci 10 geçti - 20 MQ, bir holding düzeyinde (-60 mV civarında örneğin) potansiyel membran düzeltmek.
    3. Bu 1 GΩ aşana kadar elektrot direnci etkili bir mühür ('gigaseal' olarak adlandırılan) hücre zarı ve mikropipet arasında oluşan olduğunu simgeleyen, artmaya devam etmelidir. Bu noktada, mikropipet tüm sıvı basıncı çıkarın.
    4. Gigaseal oluşmuştur sonra, kısa akım darbeleri (25 to 100 mikrosaniye, +1 V) kullanın veya kopma hücre zarı negatif sıvı basıncı kısa bakliyat ve tüm hücre yapılandırma elde.
    5. Membran kapasitans, seri direnç ve sızdırmazlık darbe sırasında mevcut takılı üstel eğrisinden belirlenen giriş direnci kaydedin. Sonra switc, amplifikatör üzerindeki CpFast ve CpSlow kontrolleri ayarlayarak, kapasitans geçici aza indirmekh tüm hücre moduna amplifikatör ve düz akım kadar kapasite ve direnç telafi sızdırmazlık sırasında görülmektedir. Düz test işareti yanıt korumak için kapasitans ve direnç kontrolleri ayarlayarak,; seri direnç tazminat (% 70 tahmini ~% 70 düzeltme) uygulayın.
    6. Amplifikatör akım kelepçe moduna geçin. Istirahat membran potansiyeli (mevcut enjeksiyon yokluğunda) dikkat edin. Istenen seviyede (örneğin -60 mV) de membran potansiyeli stabilize etmek için bir holding akımı ayarlayın. Pipet kapasitans nötralize ve gerilim düşümü dengelemek için köprü dengesini ayarlar.
    7. (; 300 milisaniye süresi +10 pA adımda 10-200 pA) mevcut depolarizan ile uyararak nöron ateşleme özelliklerini kontrol edin.
    1. Nöron yanında pozisyona fiber optik geri hareket ettirin. Bir CCD kamera birleştirilmiş görüntüleme yazılımı kullanılarak, hedef nöro ile ilgili lif pozisyonu görüntülerini yakalamakN, fiber optik (bkz. Şekil 1) üst kenarında daha sonra ilk olarak bir nöronun düzlem üzerinde odaklanarak, ve.
    2. Ortaya çıkan görüntüler sonraki analiz (örneğin, Şekil 1b ve 1c) tarafından tam olarak Δ (hedef nöronların merkezi optik fiber göreli üst kenarının konumu) belirlemek mümkündür. Sonra Δ bilinmektedir, bu tür fiber uç yüzü olan hedef nöron (lif ekseni boyunca) Z ve kiriş δ r merkezi nöron radyal yer değiştirmesi için mesafe parametreleri basit trigonometrik ilişkiler kullanılarak hesaplanabilir:
      z = r sin 2θ + Δ cos θ
      δ r = ((r cos 2θ - Δ sin θ) 2 + δy 2) 1/2,
      δy lif ekseni ve yukarıda da görüleceği gibi nöron merkezi arasındaki mesafe olduğu (örneğin see Şekil 1).
      Bu konumu parametrelerin doğru bilgi uyarılması işlemleri 25 arasındaki olası farklılıkları gidermek için gerekli olabilecek Analizi, hücreden hücreye hesap pozisyonel varyasyonları almalıdır.

4. INS Deneyler

  1. Akım kelepçe veya gerilim kelepçe yapılandırmaları birinde elektrofizyolojik veri kaydederken, istenen parametreleri (örneğin güç, darbe uzunluğu, tekrarlama oranı vb) de uyarılması lazer çalıştırın. Bizim lazer, optik güç lazer sürücü doğrudan bir giriş üzerinden kontrol edilir ve her kayıttan önce manuel olarak belirtilir. Darbe uzunluğu ve tekrarlama oranı, harici sinyal üreteci veya veri toplama yazılımı (, adım 2.3.4 'de açıklandığı gibi) ya da kontrol edilebilir. Veri yama kelepçe kanal ve lazer tetikleyici kanal hem de kaydedilir emin olun.

Arasında değişen uzunlukları ile lazer darbeleriyaklaşık 500 mikro-saniyeye 15 msn ve darbe başına ~ 0,25-5 mJ enerjileri tipik olarak ölçülebilir elektrik yanıtları verim. Bu parametre etkilerini en aza indirmek çünkü 1 Hz ya da daha az olduğu lazer darbelerinin tekrar oranının ayarlanması, ilk deneyler için faydalı olabilir. Kaydedilen sinyal değişikliği tipik sonuçları aşağıdaki bölümde sunulmuştur.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Spiral ganglion nöronlarının voltaj-kıskaç ve akım kelepçe kayıt konfigürasyonlarının tekrarlanabilir dalga lazer aydınlatma yanıt. Şekil 3a, bir 2.5 ms, 0.8 mJ lazer darbeli (6 ortalama müdahale yanıt olarak bir hücre zarından akımı tipik değişiklikler gösterir -70 mV, -60 mV ve -50 mV düzenlenen membran potansiyeli ile 1 sn aralıklarla) tekrarlanan lazer darbeleri,. Net içe akımları sürekli aydınlatma kesildikten sonra başlangıç ​​değerlerine dönen, lazer darbeleri yanıt olarak uyarılır. Lazer kaynakl...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu yazıda belirtilen protokolleri kullanarak ayıklamak ve kültür spiral ganglion nöronları ve tüm hücre yama kelepçe deneyler yaparak lazer uyarılmış elektriksel aktivite araştırmak mümkündür. In vitro olarak kullanıldığında, yama klemp tekniği, in vivo olarak ulaşılabilir değildir deney parametreleri üzerinde bir kontrol düzeyi sağlar. Bu dalga boyu, darbe enerjisi, darbe uzunluğu, darbe şekil ve darbe tekrarlama dizileri olarak lazer stimülasyon parametreleri tekrarlanabilir bir ortamda incelenebilir...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Teşekkürler

Bu çalışma Bağlantı Projesi hibe LP120100264 altında Avustralya Araştırma Konseyi tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Tablo 3.Yama kelepçesi ekipmanı.
Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Hücre kültürü malzemeleri ve ekipmanları
Cam lamellerLomb ScientificCSC 10 1 GP
4 halkalı hücre kültürü kabı VWR International82050-542
Poli-L-ornitin çözeltisiSigma-AldrichP4957
LamininInvitrogen23017-015
Kavisli forsepsWPI14101Dumont #5 cımbız (45 derece açı ucu)
CO2 İnkübatörThermoScientificHeracell 150i
Tablo 1. Hücre kültürü malzemeleri ve ekipmanları.
Neurobazal media
Neurobazal AGibco10888-022
N-2 takviyesiInvitrogen17502-048
B27 serumsuz takviyesiInvitrogen17504-044
Penisilin-StreptomisinInvitrogen15140-148
L-GlutaminInvitrogen25030-149
Hücre içi çözelti
Potasyum klorürSigma-AldrichP4504
HEPESSigma-AldrichH4034
Potasyum D-glukonatSigma-AldrichG4500
EGTASigma-AldrichE3889
Na2ATPSigma-AldrichA2383
MgATPSigma-AldrichA9187
NaGTPSigma-AldrichG8877
Potasyum hidroksitLabServBSPPL738.500
SükrozSigma-AldrichS8501
Hücre dışı çözelti
Sodyum klorürSigma-Aldrich310166
Potasyum klorürSigma-AldrichP4504
HEPESSigma-AldrichH4034
Kalsiyum klorürSigma-Aldrich383147
Magnezyum klorürSigma-AldrichM8266
D-GlikozSigma-AldrichG8270
Sodyum hidroksitLabServBSPSL740.500
SükrozSigma-AldrichS8501
Tablo 2. Hücre kültürü ve yama kelepçesi için çözümler. a) Nörobazal ortam. b) Hücre içi çözelti. c) Hücre dışı çözelti.
Dik mikroskopZeissAxioExaminerD1Dodt kontrast ile donatılmıştır
Suya daldırma objektifiZeissW Plan-APOCHROMAT 40x/0.75
Platform ve XY aşaması ThorLabsBurleigh Cebelitarık
Kayıt odasıWarner InstrumentsRC-26G
Titreşim izolasyon masasıTMCMicro-g 63-532
CCDKamera Teşhis CihazlarıRT1200
Kamera yazılımıTeşhis CihazlarıSPOT Basic
Hat içi çözüm ısıtıcısıWarnerSH-27B
Sıcaklık kontrolörüWarnerTC-324B
Yama kelepçesi amplifikatörüMoleküler CihazlarMulticlamp 700B
Yama kelepçesi veri toplama sistemiMoleküler CihazlarDigidata 1440A
Sutter AletleriMPC-325
Mikropipet camıSutter AletleriGBF100-58-15Filamentli borosilikat cam
Mikropipet ÇektirmeSutter InstrumentsP2000
Kayıt YazılımıAxoGraphLab paketi ve elektrofizyoloji araçları
Aspiratör şişesiSigma-AldrichCLS12201L1 L Pyrex aspiratör şişesi, boru çıkışlı
PE BoruHarvardPolyE # 340
Masterflex peristaltik pompaCole-ParmerHV-07554-85<
1,870 nm lazer diyotOptotech
200/220 μ m çaplı çok modlu fiber optik yama kablosu (FC / PC)AFW TechnologiesMM1-FC2-200 / 220-5-C-0.22Işık iletimli fiber optik, silika çekirdek ve kaplama, 0.22 NA
Konektör aracılığıyla fiber optik (FC / PC)ThorlabsADAFC2
Fiber optik baltaEREMFO1
Fiber optik sıyırma aleti (0,25 - 0,6 mm) SiemensFiber optik kılıfı çıkarmak için
Fiber optik sıyırma aleti (0,6 - 1,0 mm)SiemensYama kablosunun dış kaplamasını çıkarmak için
Sinyal üreteciGerekli darbe şekillerini verebilen ve harici olarak tetiklenebilen herhangi bir sinyal üreteci
Fiber optik konumlandırıcıÖzel yapım konumlandırıcı. Yama kelepçesi deneyleri için kullanılan standart mikro konumlandırıcı ile değiştirilebilir
Fiber optik aynaNewportFPH-DJ
Lazer güç ölçer ve dedektör kafasıLM-3 (dedektör kafası) ile Tutarlı FieldMate (güç ölçer)
Tablo 4. Lazer ekipmanı.< / güçlü>
Mikromanipülatör td colspan="4">

Kaynaklar

  1. Wells, J., Kao, C., Jansen, E. D., Konrad, P., Mahadevan-Jansen, A. Application of infrared light for in vivo neural stimulation. Journal of Biomedical Optics. 10, 064003(2005).
  2. Richter, C. P., Matic, A. I., Wells, J. D., Jansen, E. D., Walsh, J. T. Neural stimulation with optical radiation. Laser & Photonics Reviews. 5, 68-80 (2011).
  3. Kramer, R. H., Fortin, D. L., Trauner, D. New photochemical tools for controlling neuronal activity. Current Opinion in Neurobiology. 19, 544-552 (2009).
  4. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8, 1263-1268 (2005).
  5. Albert, E. S., et al. Trpv4 channels mediate the infrared laser-evoked response in sensory neurons. Journal of Neurophysiology. 107, 3227-3234 (2012).
  6. Wells, J., et al. Biophysical mechanisms of transient optical stimulation of peripheral nerve. Biophysical Journal. 93, 2567-2580 (2007).
  7. Shapiro, M. G., Homma, K., Villarreal, S., Richter, C. -P., Bezanilla, F. Infrared light excites cells by changing their electrical capacitance. Nature Communications. 3, 736(2012).
  8. Bec, J. -M., et al. Characteristics of laser stimulation by near infrared pulses of retinal and vestibular primary neurons. Lasers in Surgery and Medicine. 44, 736-745 (2012).
  9. Dittami, G. M., Rajguru, S. M., Lasher, R. A., Hitchcock, R. W., Rabbitt, R. D. Intracellular calcium transients evoked by pulsed infrared radiation in neonatal cardiomyocytes. Journal of Physiology (London). 589, 1295-1306 (2011).
  10. Izzo, A. D., et al. Laser stimulation of auditory neurons: Effect of shorter pulse duration and penetration depth. Biophysical Journal. 94, 3159-3166 (2008).
  11. Wells, J., Konrad, P., Kao, C., Jansen, E. D., Mahadevan-Jansen, A. Pulsed laser versus electrical energy for peripheral nerve stimulation. Journal of Neuroscience Methods. 163, 326-337 (2007).
  12. Teudt, I. U., Nevel, A. E., Izzo, A. D., Walsh, J. T., Richter, C. P. Optical stimulation of the facial nerve: A new monitoring technique. Laryngoscope. 117, 1641-1647 (2007).
  13. Jenkins, M. W., et al. Optical pacing of the embryonic heart. Nature Photonics. 4, 623-626 (2010).
  14. Izzo, A. D., Richter, C. P., Jansen, E. D., Walsh, J. T. Laser stimulation of the auditory nerve. Lasers in Surgery and Medicine. 38, 745-753 (2006).
  15. Izzo, A. D., et al. Selectivity of neural stimulation in the auditory system: A comparison of optic and electric stimuli. J. Biomed. Opt. 12, 021008(2007).
  16. Richter, C. P., et al. Optical stimulation of auditory neurons: Effects of acute and chronic deafening. Hearing Research. 242, 42-51 (2008).
  17. Littlefield, P. D., Vujanovic, I., Mundi, J., Matic, A. I., Richter, C. P. Laser stimulation of single auditory nerve fibers. Laryngoscope. 120, 2071-2082 (2010).
  18. Izzo, A. D., et al. Optical parameter variability in laser nerve stimulation: A study of pulse duration, repetition rate, and wavelength. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 54, 1108-1114 (2007).
  19. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable-membranes. Annual Review of Physiology. 46, 455-472 (1984).
  20. Needham, K., Nayagam, B. A., Minter, R. L., O'Leary, S. J. Combined application of brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 and its impact on spiral ganglion neuron firing properties and hyperpolarization-activated currents. Hearing Research. 291, 1-14 (2012).
  21. Coleman, B., Fallon, J. B., Pettingill, L. N., de Silva, M. G., Shepherd, R. K. Auditory hair cell explant co-cultures promote the differentiation of stem cells into bipolar neurons. Experimental Cell Research. 313, 232-243 (2007).
  22. Whitlon, D. S., et al. Survival and morphology of auditory neurons in dissociated cultures of newborn mouse spiral ganglion. Neuroscience. 138, 653-662 (1016).
  23. Vieira, M., Christensen, B. L., Wheeler, B. C., Feng, A. S., Kollmar, R. Survival and stimulation of neurite outgrowth in a serum-free culture of spiral ganglion neurons from adult mice. Hearing Research. 230, 17-23 (2007).
  24. Parker, M., Brugeaud, A., Edge, A. S. B. Primary culture and plasmid electroporation of the murine organ of corti. J. Vis. Exp. (36), e1685(2010).
  25. Thompson, A. C., Wade, S. A., Brown, W. G. A., Stoddart, P. R. Modeling of light absorption in tissue during infrared neural stimulation. Journal of Biomedical Optics. 17, 075002(2012).
  26. Snyder, A. W., Love, J. D. Optical Waveguide Theory. , Chapman and Hall. (1983).
  27. Thompson, A. C., Wade, S. A., Cadusch, P. J., Brown, W. G. A., Stoddart, P. R. Modelling of the temporal effects of heating during infrared neural stimulation. J. Biomed. Opt. 18, 035004-0310 (2013).
  28. Yao, J., Liu, B. Y., Qin, F. Rapid temperature jump by infrared diode laser irradiation for patch-clamp studies. Biophysical Journal. 96, 3611-3619 (2009).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

İşitsel NöronlarSpiral Ganglion NöronlarıLazer IşınımıYama Kenetleme KurulumuOptik Fiber KonumlandırmaMembran KapasitansıSeri Direnç KompansasyonuAkım Kenetleme Modu
Kızılötesi Sinir Stimülasyon en mekanizmaları incelenmesi için tüm Hücre Patch Kelepçe
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.