Yöntem makalesi

Korunan Anatomik Örgütü ile bozulmamış Fare Burun Doku hazırlamak için etkili bir Manuel kemik sıyırma Yöntemi

37.6K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/50538

⸱

10 Ağustos 2013

 ,  ,  ,  , 
1Biological Sciences, University of Maryland Baltimore County

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Memeli burun karmaşık iç yapıları ile çok fonksiyonlu bir organdır. Burun boşluğu gibi anatomik yerleri, morfolojisi ve fonksiyonlarında belirgin farklılık, koku solunum ve skuamöz epitel gibi çeşitli epitel ile kaplı olduğu. Erişkin farelerde, burun özellikle iç yapıları, ana koku epiteli (MEB) olarak posterior bu olanlara deneysel erişimi sınırlayarak, çeşitli kafatası kemikleri ile kaplıdır. Burada korunmuş anatomik organizasyonu ile neredeyse tüm ve sağlam burun dokuları elde etmek için etkili bir yöntem tarif. Bir mikroskop altında cerrahi aletler kullanarak, sırayla burun doku çevreleyen kafatası kemikleri çıkarın. Bu işlem hem paraformaldehid-sabit ve taze disseke, tenli fare başlarına yapılabilir. Tüm kemik sıyırma işlemi geleneksel kimyasal bazlı de için gerekli deneysel zaman çok daha kısadır 20-30 dk, alırkalsifikasyon. Ayrıca, burun doku hazırlık sağlam ince yatay ya da koronal veya sagittal kesitler elde etmek için önemlidir konka, arasında sıkışan hava kabarcıklarını çıkarmak için kolay bir yöntem mevcut. Bizim yöntem kullanılarak hazırlanabilir burun doku özellikle bölgeye özgü inceleme ve karşılaştırma ilgilendiren çalışmalarda, bütün montaj tüm epitel gözlenmesi, hem morfolojik, immünositokimyasal, RNA in situ hibridizasyon ve fizyolojik çalışmalar için kullanılabilir.

Giriş

Memeli burun boşluğu doku ve farklı fonksiyonlara hizmet organların çeşitli türlerini içerir. Burun boşluğuna, akciğerlere ve dışına hava yolculuğu sağlayan, üst solunum yolu, ve giriş kısmını oluşturur. Solunan hava o da temizlik ya da rahatsız edici ve toksik maddeler ve bulaşıcı mikroorganizmaların 2 kaldırmak için filtreleme olarak sıcaklık ve nem klima 1 uğrar burun boşluğu geçer. Her iki tedavi burun epiteli ve bezleri ve damarlar da dahil olmak üzere subepitelial dokular, tarafından yürütülen ve alt solunum yolları ve akciğer korumak için büyük öneme sahiptir. Solunum ve epitel savunma rolüne ek olarak, nazal doku da geçen hava kimyasal maddelerin geniş bir tespit koku ve trigeminal sistemleri, periferal duyu cihazları içerir. Aktif olduğu sistemine bağlı olarak, burun kimyasalların duyusal algılama ya temin edebilirsinizkoku, tahriş, ya da ağrı 3,4 duygusu.

Periferik koku alma sistemi karmaşık ve burun boşluğu içinde çeşitli anatomik olarak ayrılmış koku alma duyu organları oluşur olduğunu. Bunlar arasında, ana koku epiteli (MEB) kemirgenler 5 burun epitel yaklaşık 45-52% oluşturur ve arka bölgede bulunduğu, en büyüğüdür. Anteroventral bölgede, burun septum her tarafında oturup vomeronasal organı 6, ​​olarak bilinen boru yapıların bir çift vardır. Masera 7,8 ve Grüneberg ganglion 9 septal organı olarak bilinen koku duyu nöronlarının iki ek küçük gruplar, sırasıyla, ventral septum ve burun boşluğunun dorsal giriş bölgesine birlikte bulunur. Bu çevresel organlar ayırt edici morfolojik özellikleri, hücre belirteci ifade ve fizyolojik fonksiyonu ile nöro-epitel içerir. Birlikte koku binlerce tespitzarif hassasiyeti 10-12 ile moleküller.

Koku alma duyu organları ek olarak, burun boşluğunun diğer duyu sistemleri ev sahipliği yapmaktadır. Bu peptiderjik trigeminal sinir lifleri burun epitelinde, özellikle solunum yolu epitel 13,14 mevcut olduğu bilinmektedir. Bu liflerin bazı rahatsız edici ve zehirli kimyasallar tespit etmek ve bu tür öksürük ve 4,15 hapşırma gibi koruyucu refleksleri başlatmak için sorumludur. Rahatsız edici kokulu ve acı bileşikler de birçoğu trigeminal sinir lifleri 16-19 tarafından innerve tek kimyasal-duyusal hücreler (SCC), bir yeni keşfedilen nüfus ile tespit edilebilir. Bu SCC aynı zamanda bir koruyucu fonksiyon 16-18 hizmet olabileceğini ima, burun boşluğu ve vomeronasal giriş kanallarının giriş bölgesinde daha yüksek yoğunluğa sahip bulunmaktadır. Böylece, burun epitel fonksiyonu, morfolojisi önemli ölçüde farklı olabilir, ve hücre kompozisyon kendi bağlı olarakanatomik yerleri.

Hatta tek ve özel epitel içinde, bölgesel farklılıklar vardır. MEB böyle bir örnektir. Karmaşık ve yapılar kıvrılmış MEB hatları çeşitli konka,. Böylece onları nedeniyle, farklı MEB deneyimi farklı hava akış oranlarının bölgelere ve farklı difüzyon ve hava koku moleküllerini 20 kota kullanım oranları. Ayrıca, belirli bir koku reseptörü ifade koku duyu nöronlarının (OSNs) MEB 21,22 bölgeleri etrafından dört birinde yer olduğu bilinmektedir. Bu konumu fark nasıl etkilediğini koku bir OSN cevabı büyük ölçüde bilinmemektedir. Buna ek olarak, bazı nüfus OSN bölgesel olarak tercih sergiler. Guanil siklaz-D (GC-D)-ifade OSNs ectoturbinates 23,24 ve cul-de-sac bölgeler lehine bölgeli dağılımları var. Daha yakın zamanlarda, biz (tr geçici reseptör potansiyeli kanal M5 ifade kanonik OSNs bir alt bulunduPm5) ve tercihli olarak, lateral ve ventral bölgeleri 25 bulunur. Bu sonuçlar MEB tekdüze değildir gösterir. Ancak bu bölgesel farklılıklar koku kodlama nasıl etkilediğini anlaşılamamıştır. Ayrıntılı fizyolojik MEB incelenmesi ve burun mevcut yöntemlerle korunmuş anatomik organizasyonu ile sağlam nazal epitel elde zorluğu ile sınırlı olduğundan bu kısmındadır.

Burun epitel ağırlıklı olarak burun, maksilla, damak, elmacık ve etmoid kemikler de dahil olmak üzere kafatası ön kemikleri ile çevrilidir. Yetişkin fare ve diğer kemirgen modellerinde, bu kemikler özellikle yakından bağlantılı nazal doku, hassas konka zarar vermeden kaldırmak zordur ve zordur. Genellikle, kimyasal bazlı yumuşatma immünohistokimyasal, morfolojik ve in situ hibridizasyon çalışmalar için nazal dokuların cryosectioning izin kemikleri yumuşatmak için kullanılan, ancak, bağımlıding hayvanın yaşına, yumuşatma işlemi bir gecede en fazla 7 gün 24,26-28 sürebilir. Bu doku fiksatif korunmuş olması gerekir, çünkü bu tedavi de sınırlıdır. Ayrıca, kimyasal yumuşatma sert ve bazı hassas antikor 29,30 ve immün etkileyebilir. Fizyolojik çalışmalar için, canlı doku gereklidir ve bu nedenle, bu deneyler genellikle izole OSNs veya olan kafatası kemikleri ince ve 17,31,32 yumuşak yenidoğan elde MEB dilim yürütülmektedir. Fizyolojik çalışmalar da bölme kafa 25,33,34 tarafından bütün montaj hazırlıkları yararlanabilirler, ancak burun medial yüzeyi genellikle sadece diğer alanlarda fizyolojik kayıtları sınırlayıcı, kolayca erişilebilir.

Burada, korunmuş orijinal anatomik organizasyon ve morfolojisi ile sağlam burun dokuları hazırlamak için etkili, el kemik sıyırma yöntem açıklanmaktadır. Biz sırayla ön en önemli kemikleri çıkarınfareler çok eski olmadıkça ince konka kemikleri sağlam tutmak ve cryosectioning ise neredeyse tamamen sağlam burun epitel ortaya çıkarmak için bir diseksiyon mikroskop altında kafatası gereklidir. Ayrıca, böylece çevresel hem de merkezi devrelerinin aynı anda inceleme kolaylığı, nazal doku ve olfaktor arasındaki bağlantı, hem de beynin geri kalanı korumak için yöntem uzanır. Önerilen yöntem, paraformaldehid sabit, hem de taze, canlı nazal doku hazırlamak için de kullanılabilir. Böylece, yöntem solunum, koku alma ve burun hasar ve hastalık, morfolojik immünohistokimyasal ve fizyolojik çalışmalar kolaylaştırmak için bekleniyor.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1. Fare Burun Hazırlık

Bu çalışmada, yetişkin C57BL / 6 fareleri kullanılmıştır plan. Tüm hayvan bakımı ve işlemleri University of Maryland, Baltimore County Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır.

1.1 paraformaldahyde sabit fareler burun Edinme

figure-protocol-1
Şekil 1. Bir fare kafatası kemikleri bir:. Kafatasının dorsal görünüş B:. Kaldırıldı çene ile kafatasının alttan görünüşü. Kafatası 40 günlük bir fareden hazırlandı. Bireysel kemikler daha iyi görünüm için renkli. büyük rakam görmek için buraya tıklayın .

  1. Inci takip bireysel fareler düzeltmek için transcardially serpmekLin ve diğ. e protokolü, (2008) 16. Kısaca, fareler,% 3 paraformaldehit içeren bir fosfat tamponlu sabitleştirici ve ardından 0.1 M fosfat tampon maddesi (PB, 30-50 mL) ile transkardiyal perfüze tribromoethanol (Avertin 250 mcg / g vücut ağırlığı) ile derin bir anestezi uygulanmıştır 19 mM L-Lizin monohidroklorür ve% 0.23 sodyum m-periodat (yaklaşık 35-50 ml) eklenmiştir. Bir de hayvan perfüzyon 35 vallahi makaledeki adımları takip edebilirsiniz.
  2. Çene kesilmiş (ya da alt çene) ve kafasına cilt kaldırmak için bir makas kullanın.
  3. Vücudun geri kalanından tüm kafa ayırın.
  4. Damak çıkarın. Ayrıca, temiz ve Şekiller 1A ve 1B 'de gösterilen örnek almak için kafatası yüzeyi üzerinde kalan bağ dokusu ve kas çıkarın.
  5. Bir diseksiyon mikroskobu altında, beyin ve koku ampuller kapsayan kafatası kemiği kaldırmak. Aşırı doku ve kemikleri keserek. Yokte, beyin ve burun bağlı kalır hangi genişletilmiş doku hazırlanması için, sadece kafatası kemikleri kaldırılır. Immünohistokimyasal deneyler için, doku, 1.5 saat boyunca post-sabit ve gece boyunca% 25 sukroz ile (PBS), 0.1 M fosfat tamponlu salin aktarılmıştır. Burun doku tamponlu sükroz çözeltisi içinde birkaç kez batırarak diseksiyon boyunca nemlendirilmiş tutulmalıdır.

1.2 taze ötenazi fareler burun Kazanılması

  1. Bağımsız farenin temiz bir kafes aktarılır ve son nefes sonra servikal dislokasyon 5 dakika izledi CO2 gazı, maruz bırakılmıştır. Burun dokusunda kan azaltmak için, göğüs açık ve kan boşalması için kalp kesmek için bir makas kullanın.
  2. % 25 sakaroz ile sonrası tespit ve cryoprotection dışında, 1.1.5 için adımları 1.1.2 tekrarlayın. Numune, nemlendirilmiş bir muhafaza ve Tyrode tuz çözeltisi ihtiva eden (mM olarak) ile muhafaza edilmelidir: 140 NaCl, 5 KCI, 1 MgCl2, 1 CaCl2, 10 Na piruvat, 10 D-glikoz, 10 N-2-hydroxyethylpiperazine-N'-2-etansülfonik asit tampon maddesi (HEPES, pH 7.4 'de ayarlandı). Alternatif olarak, Kimwipes bir parça kat diseksiyon sırasında numune altında Tyrode çözümü ve yer ile ıslatın ve bazen hücre ve dokuların canlılığını korumak için nemlendirilmiş tutmak için Tyrode çözüm numune daldırma veya doku üzerine bazı çözüm bırakın .

2. Kesici, Ön Vomer ve Çene Kemik Temizleme

  1. Bir ventral bakış açısından başlar. Vomer kemik bulun ve kemik ventral çoğunlukla kırmak için dişli bir rongeur veya forseps kullanarak uzunluğu boyunca vomer kemik kırmak.
  2. Dişli forseps kullanarak, yavaşça vomeronasal organı (VNO) uzak kemik parçaları dolaşan tarafından vomer kemik kırık parçaları çıkarın. Not,, eski bir aydan az, ya da Çevre Bakanlığı ile ilgilenen yalnızca fareler için bu iki steps atlanabilir.
  3. Forseps ile sıkıca kafa tutun. Kesici dişler ve iki kesici dişler ve vomer kemik arasında ön maksilla eklemli bölgenin hem ön kısmını kırmaya rongeur kullanın.
  4. Kadar dorsal elmacık plaka seviyesine elmacık kemer için sadece ön bölgede sağ maksilla ventral kısmı kırın.
  5. Dorsal bakış açısı için burun ters çevirin. Dorsal elmacık plaka sağ maksilla anterior kırmak için rongeur kullanın. Elmacık plaka tüm sağ maksilla ön gevşek olmalıdır. Yavaşça maksilla altında yatan herhangi bir burun doku ayırmak için ince forseps kullanın ve sonra yavaşça kemik parçası kaldırarak.
  6. Sol kesici ve sol ön maksilla gevşetin ve burun kemiği çıkarıldıktan sonra bunları kaldırmak için adımları 2.4 ve 2.5 tekrarlayın.

3. Burun kemik ve dorsal Zigomatik Plaka Kaldırma

  1. Yeniden dişli forseps veya rongeur kullanınburun kemikleri sadece kaudal frontal kemiklerin kalan taşıyın. Kemik bu parça çıkardıktan sonra, burun kemiğinin kuyruk parçası forseps kullanarak kavradı edilebilir.
  2. Elmacık plakasına bağlı olan elmacık kemer, ön kısmı kırmak için rongeur kullanın.
  3. Elmacık plaka dorsal sonu lateral kenarında ince forseps alın ve yavaşça kemik çevirmek ve çıkarın. Kemik gevşek değilse, kaldırılması için gevşetmek için yavaşça kelepçe için rongeur kullanın.
  4. Sağ ve sol burun kemikleri arasındaki medial dikiş gevşetmek için ince forseps veya bir jilet kullanın.
  5. Sağ burun kemiğinin kuyruk sonuna kavrama dişli forseps kullanın. Yavaşça doku yatan ayırmak için iki yana kemik hareket ettirin. Bu yan, kemik yana hareket için burun kemiğinin kaudal üçüncü boyunca forseps hareket için yararlıdır. Burun kemiği ayıran olarak, yavaş yavaş kuyruk ucundan kemik kaldırın.
  6. T iseo burun kemiği hafifçe kaldırdı, ince solunum epitel doku ile kaplı olduğu kemik bir yan yüzeyleyen ortaya çıkarmak için yanal kemik yatırın. Yavaşça burun kemiği bu doku serbest bırakmak için ince forseps kullanın. Burun kemiği kaldırmak için devam edin. Kemik tamamen temel dokusu ayrılır zaman, rostral sonunda burun kemik kesmek için makas kullanın.
  7. Sol burun kemiğin çıkarılması için adımları 3.1, 3.5 ve 3.6 tekrarlayın.
  8. Adımlar burun sol tarafı için 3.2 ve 3.3 tekrarlayın.

4. Yanal Zigomatik Plaka Kaldırma

  1. Bir anda elmacık plaka bir tarafı çıkarın. Ya elmacık plaka ilk kaldırılabilir.
  2. Bir ventral bakış açısından, ara zigomatik ark ulaşana kadar zigomatik ark aşağı maksilla kırmak.
  3. Dorsal bakış açısından, yavaşça zigomatik ark kapmak ve ileri ve yanal kaldırın. Elmacık plaka hala herhangi bir dokuya bağlıysa, ince almakforseps ve hafifçe doku ve kemik arasındaki bağlantıları sever.
  4. Burun bölgesinin, diğer tarafta elmacık plaka için tekrarlayın.

5. Orbit Kemik Temizleme

  1. Bir ventral bakış açısından, burun azı dişleri arasındaki palantine kemik kırmak.
  2. Burnun her iki tarafında 3 azı dişleri ve maksilla kırmak için rongeur kullanın.
  3. Burnun her iki tarafında konka için ventral ve posterior kemik kalan kalın parçaları kırmak ve çıkarın.

6. Etmoid kemik Temizleme

  1. Konkalar için kuyruk çıkıntılı etmoid kemik herhangi bir bölümünü kırmak. Bu konka kapsayan etmoid kemik ince parçalar çıkarırken konka doku kaybını önlemek için gereklidir.
  2. Burun sağ taraf için, etmoid kemiğin ön kenarında ince forseps yerleştirin ve yavaşça çıkarın. Kemiğin bir kısmı kalacak, tüm kadar bu işlemi tekrarlayınkonka kapsayan ince kemik kaldırıldı. Konka kemikler hazırlıkları çoğunda kaldırılması gerekmez. Yaşlı farelerde, kribriform plaka kırılgan hale gelir. Nazal doku cryosectioning gerekli ise, kemik kaynaklanan olası hasarı azaltmak için ince forseps ile plakanın küçük parçalar çıkarın.
  3. Burun sol tarafında için adım 6.2) tekrarlayın.
  4. Önce kesit için kalan kemik parçaları çıkarın. Not: hayvanlarda daha septum kemik bir yaşındaki, posterodorsal bölge biraz daha kalın ve sert. Güzel bir forseps kullanarak bu bölümünü kaldırabilirsiniz. Septum kemik ve astar epitel doku dorsal kısmını ayırmak için kemiğin her iki tarafına forseps ucu yerleştirin. Kemik kapmak ve örnek tutmak için forseps bir çift kullanın. Septum alt kıkırdak kısmı üst kemik kısmı kırmak ve yavaşça çıkarmak için forseps başka bir çift kullanın.

7. Cryosectioning için Burun Hazırlık

  1. Aspiratör vakum pompası ayarlayın.
  2. Bir gömme kalıp burun yerleştirin. Ekim medyada Batmak burun.
  3. Burun dokusu içinde hava kabarcığı kaldırmak için bir vakum kullanın. Bu işlem 5 dakika kadar sürer.
  4. Hava kabarcığı çıkarmadan sonra, istenen yönde doku ayarlayın.
  5. OCT ve kuru buz kullanarak kalıp doku dondurma. Gömülü doku sonra hemen cryosectioned veya -80 ° C ileride kullanmak üzere saklanabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu yöntemi kullanarak, biz güvenilir neredeyse tamamen sağlam burun dokusu elde edebilirsiniz. Şekil 2A bir paraformaldehid sabit kafasından yetişkin burun örnek bir görüntü gösterir. Bu örnek olarak, MEB, septal organı, Grüneberg ganglion ve VNO dahil olmak üzere dört alt-koku alma duyu organları, bozulmamış. Ayrıca, solunum epitel ve bu bezleri ve damarlar gibi subepitelial dokular, korunur. Biz başarıyla biz morfolojisi, dağılımı, sinir innervasyon ve çeşitli özel duyusal hücre popülasyonlarının

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Burada, aşağıdaki doku koruyucu iken sırayla çevreleyen kemik kaldırarak fare burnundan sağlam koku ve solunum doku izole etmek için bir adım-adım prosedürü gösterdi. Dikkatli kemik kaldırma bütün olarak bile en hassas dokuları korumak olduğunu göstermektedir. Biz de sinir bağlantısını korumak için birlikte beyin ve burun dokusu hem izole edildiği bu tekniğin olası değişiklikler, fikir paylaşmak. Bu yeni yöntem, in situ hibridizasyon ile immünohistokimyasal, RNA, daha fazla işleme ve fizyolojik deneyler için, b...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarlarının olmadığını beyan ederim.

Teşekkürler

Bu çalışma Weihong Lin için araştırma destekleri (NIH / NIDCD 009.269, 012.831 ve ARRA idari ek NIH hibe) tarafından desteklenmiştir. Biz özellikle kamera çekimi ve işleme yaptığı teknik yardım için UMBC de Bay Tim Ford teşekkür ederim. Ayrıca videoya, kendi ekipman yardım için Olympus America Inc Dr Daphne Blumberg, UMBC de Bayan Chere Petty ve Bay Nicholas McCollum teşekkür etmek istiyorum.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Diseksiyon
Rongeur, 1.0 mm Çene genişliğiWorld Precision Instruments (WPI)501333
İnce forseps, Dumont 3 WPI503235
İnce forseps, Dumont 55WPI14099
İnce forseps, Dumont AAGüzel Bilim Araçları (FST)11210-20
Numune forsepsleri, TırtıklıVWR82027-440
Çalışma makasıWPI501753
İris makası, DüzMiltexV95-304
Diseksiyon mikroskobuOlympusSZ40<
Doku gömme
Optimum kesme sıcaklığı (OCT) bileşiğiSakura Finetek4583
Plastik gömme kalıbıVWR15160-215
Aspiratör vakum pompasıFisher Scientific09-960-2
[header]
Bölüm boyama
nötr kırmızıACROS OrganikCAS 553-24-2Çekirdek boyama
td colspan="4">[header]

Kaynaklar

  1. Naclerio, R. M., Pinto, J., Assanasen, P., Baroody, F. M. Observations on the ability of the nose to warm and humidify inspired air. Rhinology. 45, 102-111 (2007).
  2. Bjermer, L. The nose as an air conditioner for the lower airways. Allergy. 54, Suppl 57. 26-30 (1999).
  3. Firestein, S. How the olfactory system makes sense of scents. Nature. 413, 211-218 (2001).
  4. Bryant, B., Silver, W. L. Chemisthesis: The common chemical sense. , 2nd, Wiley-Liss. (2000).
  5. Gross, E. A., Swenberg, J. A., Fields, S., Popp, J. A. Comparative morphometry of the nasal cavity in rats and mice. J. Anat. 135, 83-88 (1982).
  6. Halpern, M. The organization and function of the vomeronasal system. Annu. Rev. Neurosci. 10, 325-362 (1987).
  7. Rodolfo-Masera, T. Su l'esquoestizenza di un particulare organo olfacttivo nel setto nasale della cavia e di altri roditori. Arch. Ital. Anat. Embryol. 48, 157-212 (1943).
  8. Levai, O., Strotmann, J. Projection pattern of nerve fibers from the septal organ: DiI-tracing studies with transgenic OMP mice. Histochemistry and Cell biology. 120, 483-492 (2003).
  9. Storan, M. J., Key, B. Septal organ of Gruneberg is part of the olfactory system. J. Comp. Neurol. 494, 834-844 (2006).
  10. Restrepo, D., Arellano, J., Oliva, A. M., Schaefer, M. L., Lin, W. Emerging views on the distinct but related roles of the main and accessory olfactory systems in responsiveness to chemosensory signals in mice. Horm. Behav. 46, 247-256 (2004).
  11. Breer, H., Fleischer, J., Strotmann, J. The sense of smell: multiple olfactory subsystems. Cell Mol. Life Sci. 63, 1465-1475 (2006).
  12. Munger, S. D., Leinders-Zufall, T., Zufall, F. Subsystem organization of the mammalian sense of smell. Annu. Rev. Physiol. 71, 115-140 (2009).
  13. Finger, T. E., St Jeor, V. L., Kinnamon, J. C., Silver, W. L. Ultrastructure of substance P- and CGRP-immunoreactive nerve fibers in the nasal epithelium of rodents. J. Comp. Neurol. 294, 293-305 (1990).
  14. Papka, R. E., Matulionis, D. H. Association of substance-P-immunoreactive nerves with the murine olfactory mucosa. Cell Tissue Res. 230, 517-525 (1983).
  15. Baraniuk, J. N., Kim, D. Nasonasal reflexes, the nasal cycle, and sneeze. Curr. Allergy Asthma Rep. 7, 105-111 (2007).
  16. Lin, W., Ogura, T., Margolskee, R. F., Finger, T. E., Restrepo, D. TRPM5-expressing solitary chemosensory cells respond to odorous irritants. J. Neurophysiol. 99, 1451-1460 (2008).
  17. Ogura, T., et al. Cholinergic microvillous cells in the mouse main olfactory epithelium and effect of acetylcholine on olfactory sensory neurons and supporting cells. J. Neurophysiol. 106, 1274-1287 (2011).
  18. Finger, T. E., et al. Solitary chemoreceptor cells in the nasal cavity serve as sentinels of respiration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100, 8981-8986 (2003).
  19. Gulbransen, B. D., Clapp, T. R., Finger, T. E., Kinnamon, S. C. Nasal solitary chemoreceptor cell responses to bitter and trigeminal stimulants in vitro. J. Neurophysiol. 99, 2929-2937 (2008).
  20. Zhao, K., Dalton, P., Yang, G. C., Scherer, P. W. Numerical modeling of turbulent and laminar airflow and odorant transport during sniffing in the human and rat nose. Chemical Senses. 31, 107-118 (2006).
  21. Ressler, K. J., Sullivan, S. L., Buck, L. B. A zonal organization of odorant receptor gene expression in the olfactory epithelium. Cell. 73, 597-609 (1993).
  22. Vassar, R., Ngai, J., Axel, R. Spatial segregation of odorant receptor expression in the mammalian olfactory epithelium. Cell. 74, 309-318 (1993).
  23. Fulle, H. J., et al. A receptor guanylyl cyclase expressed specifically in olfactory sensory neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92, 3571-3575 (1995).
  24. Juilfs, D. M., et al. A subset of olfactory neurons that selectively express cGMP-stimulated phosphodiesterase (PDE2) and guanylyl cyclase-D define a unique olfactory signal transduction pathway. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94, 3388-3395 (1997).
  25. Lin, W., Arellano, J., Slotnick, B., Restrepo, D. Odors detected by mice deficient in cyclic nucleotide-gated channel subunit A2 stimulate the main olfactory system. The Journal of Neuroscience: The Official journal of the Society for Neuroscience. 24, 3703-3710 (2004).
  26. Ishii, T., Omura, M., Mombaerts, P. Protocols for two- and three-color fluorescent RNA in situ hybridization of the main and accessory olfactory epithelia in mouse. J. Neurocyt. 33, 657-669 (2004).
  27. Lee, A. C., Tian, H., Grosmaitre, X., Ma, M. Expression patterns of odorant receptors and response properties of olfactory sensory neurons in aged mice. Chemical Senses. 34, 695-703 (2009).
  28. Packard, A., Schnittke, N., Romano, R. A., Sinha, S., Schwob, J. E. DeltaNp63 regulates stem cell dynamics in the mammalian olfactory epithelium. The Journal of Neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 31, 8748-8759 (2011).
  29. Matthews, J. B., Mason, G. I. Influence of decalcifying agents on immunoreactivity of formalin-fixed, paraffin-embedded tissue. Histochem J. 16, 771-787 (1984).
  30. Athanasou, N. A., Quinn, J., Heryet, A., Woods, C. G., McGee, J. O. Effect of decalcification agents on immunoreactivity of cellular antigens. J. Clin. Pathol. 40, 874-878 (1987).
  31. Hegg, C. C., Irwin, M., Lucero, M. T. Calcium store-mediated signaling in sustentacular cells of the mouse olfactory epithelium. Glia. 57, 634-644 (2009).
  32. Spehr, M., et al. Essential role of the main olfactory system in social recognition of major histocompatibility complex peptide ligands. The Journal of Neuroscience: the official journal of the Society for Neuroscience. 26, 1961-1970 (2006).
  33. Ma, M., Chen, W. R., Shepherd, G. M. Electrophysiological characterization of rat and mouse olfactory receptor neurons from an intact epithelial preparation. J. Neurosci. Methods. 92, 31-40 (1999).
  34. Cygnar, K. D., Stephan, A. B., Zhao, H. Analyzing responses of mouse olfactory sensory neurons using the air-phase electroolfactogram recording. J. Vis. Exp. (37), e1850(2010).
  35. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J. Vis. Exp. (65), e3564(2012).
  36. Lin, W., Margolskee, R., Donnert, G., Hell, S. W., Restrepo, D. Olfactory neurons expressing transient receptor potential channel M5 (TRPM5) are involved in sensing semiochemicals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, 2471-2476 (2007).
  37. Lin, W., Ezekwe, E. A., Zhao, Z., Liman, E. R., Restrepo, D. TRPM5-expressing microvillous cells in the main olfactory epithelium. BMC Neurosci. 9, 114(2008).
  38. Ogura, T., Krosnowski, K., Zhang, L., Bekkerman, M., Lin, W. Chemoreception regulates chemical access to mouse vomeronasal organ: role of solitary chemosensory cells. PLoS One. 5, e11924(2010).
  39. Sathyanesan, A., Feijoo, A. A., Mehta, S. T., Nimarko, A. F., Lin, W. Expression profile of G-protein βγ subunit gene transcripts in the mouse olfactory sensory epithelia. Frontiers in Cellular Neuroscience. 7, 84(2013).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Kemik Uzakla t rmaDoku Haz rlamaVakumlu Kesit AlmaOlfakt r EpitelRespiratuar EpitelKonka AnaliziHistolojik Boyama

İlgili makaleler