Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Bağışıklık yetersizliği olan farelere subkutan olarak ve intrahepatik insan hepatoselüler karsinoma ksenograftlarının Üretimi

36.6K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/50544

⸱

25 Eylül 2013

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Toronto General Research Institute, University Health Network, 2Department of Pathology, University Health Network, 3Division of General Surgery, University Health Network

Bu makalede

Özet

Immünyetmezligi farelerde insan tümör ksenogratflardır kanser biyolojisi okumak için değerli araçlardır. Insan hepatoselüler karsinoma hücreleri ya da tümör fragmanlarından deri altı ve intrahepatik ksenograftları oluşturmak için özel protokolleri açıklanmıştır. Alıcı farede hepatektomiden tarafından uyarılan karaciğer rejenerasyon intrahepatik naklini kolaylaştırmak için bir strateji olarak sunulmuştur.

Özet

In vivo insan hastalığı recapitulate hepatosellüler karsinom (HCC) deneysel modeller hastalığın patofizyolojisi araştırma ve yeni tedavilerin klinik öncesi değerlendirilmesi için değerli bir platform sağlamak. Bu araştırma çeşitli uygulamalar yararlanılabilir bağışıklık yetersizliği olan farelerde, deri altından ya da ortotopik insan HCC ksenograftları üretmek için çeşitli yöntemler sunulmuştur. Bir başlangıç ​​noktası olarak cerrahi rezeksiyon yapılan hastalarda birincil tümör dokusunun kullanımı ile ilgili bir odak ile, yabancı-doku naklinde hücre süspansiyonları veya tümör fragmanlarının hazırlanmasını tarif etmektedir. Fare dalak hücreleri içine enjeksiyonu ile ya da dolaylı olarak ii) intrahepatically, ya da tümör hücreleri ya da fragmanlarının doğrudan implantasyon ile karaciğer içine, ya da, biz bu dokuları i) subkütan ksenograft için özel teknikler tarif eder. Ayrıca, bir strateji olarak Xenografting zamanda doğal fare karaciğer rezeksiyonu kısmi kullanımını tarifprimer insan tümör hücrelerinin, intrahepatik bütünleşmesini kolaylaştırabilir alıcı fare aktif karaciğer rejenerasyonu için bir durum ortaya çıkarmaktadırlar. Bu tekniklerin beklenen sonuçlar gösterilmektedir. Açıklanan protokolleri genellikle daha az sağlam literatürde yaygın olarak kullanılan ve sık sık atıf köklü insan HCC hücre hatları daha gerçekleştirmek birincil insan HCC örnekleri ve ksenograftlarını kullanılarak valide edilmiştir. Hücre hatları ile karşılaştırıldığında, biz xenotransplantasyon modellerinde birincil HCC engraftman nispeten düşük şans katkıda bulunmak ve ksenogreft büyüme kinetiği etkileyebilecek teknik konularda yorum yapabilir faktörleri tartışmak. Ayrıca, elde edilen xenografts doğru ana HCC dokuları benzer sağlamak için uygulanması gereken yöntemler önerir.

Giriş

Hepatosellüler karsinom (HCC), dünya çapında en sık görülen beşinci kanser ve Kuzey Amerika'da kanser ölümlerinin en hızlı artan nedenidir. HCC için en yaygın bir risk faktörü, en sık kronik viral hepatit, alkol kullanımı, oto-bağışıklık hastalığı ya da kalıtsal metabolik bozukluklar 1 meydana gelen, karaciğer sirozu olan.

Dünya nüfusu üzerinde HCC dayattığı ağır hastalık yükünün rağmen, HCC patofizyolojisi nispeten zayıf gibi kolorektal, meme veya prostat kanseri gibi diğer sık ​​görülen kanserlerle karşılaştırıldığında anlaşılmaktadır. Örneğin, tümörogenez sürüş spesifik moleküler ve hücresel olayları açıkça 2 tanımlanmalıdır kalır. Çoğu diğer katı epitel kanserleri gibi, genomik yaklaşımlar HCC 3 ile ilişkili aberasyonlarında heterojenliğini ortaya koymuştur. Bazı çalışmalar, hücre çoğalması, sur katılan sinyal yollarının çeşitli düzensiz aktivitesi ortaya koymuşturyaşamasının çok, farklılaşma ve anjiyogenez 4. Buna ek olarak, HCC patobiyolojisinde kanser kök hücrelerinin rolü 5 açıklık gerekmektedir.

HCC patofizyolojisi sınırlı bir anlayış ile, HCC için etkili tedavilerin edevatı da nispeten sınırlı kalmıştır. Nüks yaygın olmasına rağmen karaciğere sınırlı tümörlerin erken evre hastalarda, tümör ablasyonu veya cerrahi rezeksiyon kullanılarak küratif tedavi için adaydırlar. Daha ilerlemiş hastalık, kemoterapi ve radyasyon olan hastalar için etkinliği sınırlı olan ve palyatif amaçla 6 ile hastalık kontrolü için öncelikle kullanılır.

Insan HCC vivo deneysel modellerinde, yüksek kaliteli, böylece yeni terapötik yaklaşımlar değerlendirme için hem de insan HCC patofizyolojisi çok gerekli temel araştırma için değerli bir platform sağlar. Hücre çizgileri ya da yüksek tanımlı fare modellerinin kullanımı, PRI ksenograftlarının ile karşılaştırıldığındaonlar da 7,8 içinde ve farklı hastalar arasında mevcut heterojenliğini çekerken yüksek sadakat ile insan hastalığına recapitulating yetenekli beri immünyetmezligi farelerde mary insan tümörleri bu tür çalışmalar için değerli bir araç olarak ortaya çıkmıştır. Bu amaçla, bağışıklık yetersizliği olan farelerde insan HCC ksenograftları kurmak için çeşitli yöntemler geliştirdik. HCC ksenograftlarını ilgili yayınlanmış çalışmaların çoğunluğu bu amaçla köklü insan HCC hücre hatlarının kullanımını tarif ederken, biz hemen hastaların cerrahi sonrası elde edilen primer HCC örneklerden ksenograftlarını oluşturmak için bizim tahliller optimize odaklanmıştır.

Farklı Xenografting teknikler farklı araştırma uygulamaları için gerekli olabilir. Örneğin, tümör fragmanlarından üretilen deri altı ksenograftlar, hızlı bir şekilde oluşturulur kolay bir şekilde kontrol edilir, ve uygun olan yeni terapötik maddelerin lokal uygulama için daha uygun olabilirtümör yanıtının izlenmesi. in vitro manipülasyon gerektiren uygulamalar için gerekli bulunmaktadır. Dolayısıyla gelişmiş ve primer insan HCC örneklerden elde edilen hücre süspansiyonları ya da tümör fragmanlarından deri altından ya da intrahepatik ksenograftları kurmak için aşağıdaki protokolleri onaylamıştır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Protokolünün şematik bir genel görünüşü Şekil 1'de gösterilmiştir.

1.. İnsan HCC Numune işleme

Yazılı hasta onayı ile ve kurumsal araştırma etik kurulunun onayı ile primer insan HCC örnekleri elde. Bu protokoller, insan refahı için tüm kurumsal, ulusal ve uluslararası kurallar ile uyumlu Üniversitesi Sağlık Ağı Araştırma Etik Kurulu onayı ile bizim kurumda yapılmıştır.

Bir zamanlar uygun numuneler klinik amaçlar için alınmış cerrahi prosedürü izleyerek kısa sürede taze HCC örnekleri toplayın. İdeal olarak bu hastadan alınan doku çıkarıldıktan sonra 30 dakika içinde yer almalıdır. Şekil 2'de gösterildiği gibi, tümör merkezi bölümü nekrotik olabileceğinden, tümörün çevresinden elde edilen en az 1 cm 3 bir örnek, en uygunudur.Önce, radyasyon, kemoterapi ya da ablasyon gibi rezeksiyon herhangi bir tedavi almamış Tümörler tümör hücreleri, uygun olduğu şansını en üst düzeye çıkarmak için tercih edilmektedir. Biyolojik tehlikeli madde için standart kişisel koruyucu protokoller doğrultusunda temel insan dokuları işlemek. Aseptik teknikler kullanılarak bir sınıf II biyogüvenlik kabini içinde tümör dokuları ve hücre hazırlıkları tüm laboratuvar işlemlerini gerçekleştirmek.

  1. 4 ° C de 10-25 ml serum içermeyen Dulbecco Modified Eagle Medium / Ham 's F12 içinde taze HCC örnek yerleştirin ve hemen işleme ve farelere yabancı-doku naklinde doku parçaları ve / veya hücrelerin hazırlanması için, laboratuvara buz üzerinde aktarın.
  2. Steril forseps kullanılarak, 100 mm x 20 mm Petri kabı veya başka bir uygun steril bir çalışma sathında tümör numunesi yerleştirin. Bir No.10 cerrahi neşter bıçak kullanılarak yaklaşık olarak 2-3 mm 3 parça halinde tümör örnek bölün. Bu noktada, snap-donma ya da formalin-sabitleme s düşününgerektiği gibi ome tümör diğer deneyler için parçaları ya da analiz eder.
  3. Tümör parçalarının Xenografting için, fragmanlar batık kalmasına izin vermek için yeterince Matrigel ihtiva eden bir ya da daha mikrosantrifüj tüpleri içine HCC parçalarının bir yerleştirin. Bu tüpler buz üzerinde tutun.
  4. Bir tümör hücresi süspansiyonunun hazırlanması için, geri kalan HCC dokuya mümkün olduğunca kıyma ve kıyılmış doku hacmine bağlı olarak, 50 ml konik bir tüp içinde DMEM-F12, 5-10 ml ile karıştırmak için cerrahi bıçak neşter kullanmak.
  5. Ml 200 birim / nihai konsantrasyonlarda kollajenaz tip IV ve dispaz II ekleyin ve 0.8 ünite / ml. 25 ml'lik bir pipet kullanarak iyi yukarı ve aşağı karışımı pipetle.
  6. Tüpü Seal ve tümör dokusunun yumuşaklık bağlı olarak, 30-60 dakika boyunca bir% 5 karbon dioksit kuluçka makinesi içinde 37 ° C 'de aşama 1.6' dan karışımın inkübe edin. Enzimatik sindirim ilerlemeyi değerlendirmek kadar ve bir kaç kez, her 10 dk aşağı karışımı pipetle.
  7. Di sonragestion 100 mikron hücre süzgecinden tümör çözüm geçmek tamamlandı. Yavaşça geçmesine tümör hücrelerinin sayısını sağlamak için bir 25 ml bir pipet kullanılarak hücre süzgecinden kalan doku püre. Bir 15 ml konik bir tüp içinde gergin hücre süspansiyonu toplayın.
  8. 4 ° C'de 5 dakika boyunca 1200 rpm'de tümör hücre süspansiyonu santrifüj
  9. Yavaşça süpernatant süzün. Pelet boyutuna bağlı olarak, buz gibi soğuk 1 x kırmızı kan hücresi (RBC) ml tampon lizis ve hafifçe yukarı aşağı pipet ve pelet tekrar süspansiyon 2-5 arası ekleyin. 5 dakika boyunca buz üzerinde tutun.
  10. RBC liziz tamponu yıkamak için, 4 ° C'de 5 dakika boyunca 1000 rpm'de 15 ml santrifüj bir toplam hacme DMEM-F12 ekleyin.
  11. Yavaşça süpernatant süzün ve DMEM-F12, RBC-serbest tümör hücresi pelletini.
  12. El ile veya otomatik bir hücre sayacı ile tripan mavi eksklüzyonu kullanılarak canlı hücreler sayılır.
  13. İstenen numbe ihtiva eden santrifüj tümörü hücre tümbölenleriyukarıda tarif edildiği gibi enjeksiyon için hücrelerin r, elde edilen hücre buz soğukluğunda Matrigel 30 ul pelet, buz üzerinde mağaza yeniden süspanse edin.

İsteğe bağlı: Aşama 1.11 sonra, rutin olarak kütle tümör hücresi süspansiyonu, insan CD45 + hücrelerinin (lökositler) tüketmek ve / veya akış sitometrisi veya immünomanyetik boncuklar kullanılarak tümör hücrelerinin alt kümelerini arındırmak. Bu tekniklerin ayrıntılı protokolleri de, ilgili antikorlar, taneler, ve akış sitometre üreticileri tarafından tarif edilmiştir.

Not: Bu protokol, aynı zamanda, yukarıda tarif edilen aşama 1.1 'de, primer insan HCC doku için ksenograft doku ikame seri nakli gerçekleştirmek amacıyla farelerden toplanan insan tümör ksenograftlarının işlemek için kullanılabilir. Bu durumda, aşama 1.11 sonra rutin fare histo-uyumluluk antijen H2k karşı bir antikor kullanılarak, hücre süspansiyonundan, murin hücreleri infiltre tüketir.

2.Xenografting

Kurumsal hayvan bakımı komitesi tarafından onaylanan protokoller uyarınca tüm hayvan işlemleri yürütmek. Burada açıklanan prosedürler ilgili tüm düzenleyici ve kurumsal kurumları, yönetmelik ve yönergelere uygun ve uyumlu Üniversitesi Sağlık Ağı Hayvan Bakım Komitesi tarafından onaylanmış bir Hayvan Kullanımı Protokolü kapsamında tamamlanmıştır.

Küçük hayvanlar için inhalasyon volatil anestezik ajanların teslimi için donatım hayvan tesis ve araştırma enstitüsü, standart operasyon prosedürlerine göre değerlendirilmelidir. Bir sınıf II biyogüvenlik kabini içinde aseptik teknik ve steril aletler kullanarak tüm cerrahi işlemleri yürütmek. Obez olmayan diyabetik şiddetli kombine immün yetmezliği kullanmaktadır (NOD / SCID) veya 6-8 haftada iki cinsiyetten farelerin NOD / SCID / IL-2 reseptör gama zinciri boş (NTG) suşları (The Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME) 9,10. Bunlarfarenin bağışıklık yetersizliği olan hayvanlara uygun patojensiz şartlar sağlayabilen bir tesis içinde yer alır ve muhafaza edilmelidir.

1 L / oksijen dak% 5 (v / v) inhale Isoflurane temin odası içinde bir cerrahi için fareler hazırlayın. Kornea ve ayak refleks kaybı hayvan (lar) var kadar anestezi koruyun. Derialtı Xenografting için, hayvan (lar) sırtı üzerinde bir veya daha fazla küçük alanları tıraş ve% 70 etanol ile cildi temizlemek. Intrahepatik Xenografting için aşağı inguinal bölgeye aksillanın gelen hayvan (lar) ventral göğüs ve karın tıraş ve% 70 etanol ile cildi temizlemek.

Tümör Fragments 2.1 deri altından implantasyonu

  1. Bir ağız parçası ile, teneffüs İzofluran anestezi (% 2 (v / v), 1 L / dak O 2) muhafaza eğilimli anestezi uygulanmış fare yerleştirin. Travmatik yaralanma hayvanın gözleri korumak için Tear-Jel uygulayın.
  2. Betadine ile dorsal traş alan (lar) sterilizeCerrahi fırçalama,% 70 etanol, ardından ve son olarak povidon-iyot çözeltisi ile yıkanır.
  3. Steril keskin bir makas kullanarak 5 mm deri kesi olun.
  4. Yavaşça deri altı alanı içine kapalı bir kör makas yerleştirin ve bir tümör fragmanı içine alacak kadar geniş bir cep geliştirmek için hafifçe yayılır.
  5. Steril ince pensler kullanılarak bir deri altı cep haline aşama 1.3 'de hazırlanan tümör fragmanını yerleştirin.
  6. Sütürler veya klips kullanarak cilt kesisi kapatın.
  7. Aşağıda açıklandığı gibi fare postoperatif bakım sağlayın.

Tümör hücrelerinin 2,2 Deri altına enjeksiyon

  1. Adımları 2.1.1 ve 2.1.2 'de tarif edildiği gibi hayvan hazırlayın.
  2. Iğne, bir 29 G 1/2 ile bir ensülin şırıngaya aşamasında hazırlanan 1.13 Matrigel tümör hücrelerinin süspansiyon yerleştirin.
  3. Deri altı boşluk içine yerleştirin ve iğne şırınganın içeriğini boşaltmak. Uzakta derialtı düzlemi boyunca iğne birkaç milimetre fr ilerlemekom cilt delme yer iğnenin geri çekilmesi üzerine ponksiyon dışında tümör hücre süspansiyonu sızmasını önler.
  4. Aşağıda açıklandığı gibi fare postoperatif bakım sağlayın.

Tümör Fragments 2.3 Intrahepatik İmplantasyonu

  1. 1 ml şırınga iğne bir 27 G 1/2 kullanarak, intraoperatif sıvı kayıpları telafi etmek için anestezi hayvanın boyun sırtında steril normal tuz çözeltisi subkutan 350 ul yönetmek. Analjezi için, 1 ml şırınga üzerinde 27 G 1/2-in iğne kullanılarak, deri altına hayvanın kanadında steril serum fizyolojik içeren buprenorfin (0.1 mg / kg) 350 ul yönetmek.
  2. Bakıma teneffüs Isoflurane anestezi (% 2 (v / v), 1 L / dak O 2) sunmak için ağız içine yerleştirilen, burun ve ağız ile önceden ısıtılmış bir ped üzerindeki fare sırtüstü yerleştirin.
  3. Bacaklarda uzatmak ve pozlama ve optimize etmek için çalışma yüzeyine bant ile sabitleyinventral karın ve göğüs.
  4. Görselleştirme optimize etmek için bir büyüteç lamba altında prosedürü uygulayın.
  5. Ve son olarak povidon-iyot çözeltisi ile% 70 etanol ile takip Betadinede cerrahi fırçalama ile ventral karın ve göğüs üzerinde traş cildi sterilize edin.
  6. Steril keskin bir makas kullanarak, çapraz bir ikili subcostal cilt kesi yapmak ve tüm karaciğer yeterli maruz izin periton boşluğuna girmek için kas tabakaları bölün.
  7. Kılıç şeklinde işlem yukarıda deride bir dikiş yerleştirin ve karaciğer ve çevresindeki yapıların iyi poz olanak sağlamak amacıyla bant ile ağızlık sabitleyin.
  8. Bunu dengelemek için karaciğere iki pamuk uçlu aplikatörler bitişik ve posterior kullanın.
  9. Steril bir bisturi 10'den bıçağı kullanılarak karaciğer yüzeyinde uzunluğu ve derinlemesine bir kesik 3 mm olun.
  10. Hemen Surgicel ve Hemostaz sağlamak için kesi hafif bir basınç uygulamak; 60-90 sn sonra kaldırmakve tam hemostaz elde edilmiştir sadece devam.
  11. Steril ince forseps veya 18 G iğne ile karaciğer kesi içine bir tümör fragmanı adım 1.3 yerleştirin.
  12. Tümör fragmanının yer değiştirmesini önlemek ve devamı hemostaz sağlamak için karaciğer kesi üzerinde Surgicel küçük bir parça uygulanır.
  13. Dikişlerle veya klipler ile kesi kapatın.
  14. Aşağıda açıklandığı gibi postoperatif bakım sağlayın

Karaciğer içine direkt enjeksiyon yoluyla Tümör Hücreleri 2.4 Intrahepatik İmplantasyonu

  1. Yukarıda 2.3.7 adımları 2.3.1 'de tarif edildiği gibi fare hazırlayın.
  2. Iğne, bir 29 G 1/2 kullanarak, bir ensülin şırıngaya tümör hücre süspansiyonu (adım 1.13 hazırlandı) yerleştirin.
  3. Karaciğer bir pamuk uçlu aplikatör kullanılarak stabilize ile, karaciğer içine insülin şırınga iğne takın ve Öneri bir subkapsüler düzlem boyunca ponksiyon ötesinde birkaç milimetre ilerlemek.
  4. Yavaşça şırınga ve t içeriğini boşaltmaktavuk karaciğer iğne kaldırmak.
  5. Yeri ponksiyon üzerinde Surgicel ve tümör hücre süspansiyonu sızmasını önlemek için ve tam Hemostaz sağlamak için bir pamuk uçlu bir aplikatör ile hafif basınç uygulayın.
  6. Dikişlerle veya klipler ile kesi kapatın ve aşağıda açıklandığı gibi ameliyat sonrası bakım sağlamak.

Dalak içine enjeksiyon yoluyla Tümör Hücreleri 2.5 Intrahepatik Xenografting

  1. Yukarıdaki adımlar 2.3.5 2.3.1 'de tarif edildiği gibi fare hazırlayın.
  2. Steril keskin bir makas kullanarak, bir 1 cm periton boşluğuna girmek için subkostal kesi bıraktı olun.
  3. Dalak açığa amacıyla cranially ve hayvanın sağ tarafına mide yansıtmak için bir pamuk uçlu bir aplikatör kullanın.
  4. Steril ince atravmatik forseps ile çevredeki yağ dokuları ele alarak, kesi içine dalak sağlamak ve bunu dengelemek için dalak arkasında bir pamuk uçlu bir aplikatör yerleştirin.
  5. 5-0 ipek sütür, yer kullanarakalt kutup üzerinde dalak etrafında gevşek ön bağlı düğüm.
  6. Iğne, bir 29 G 1/2 kullanarak, bir ensülin şırıngaya tümör hücre süspansiyonu (adım 1.13 hazırlandı) yerleştirin.
  7. Dalak alt direğe insülin şırınga iğnesi yerleştirin ve gevşek ön bağlı düğüm seviyesine yanından ileri.
  8. Yavaşça, şırınga içeriğini boşaltmak dalak iğne kaldırmak ve tümör enjekte edilen hücre süspansiyonu, herhangi bir sızıntıyı önlemek için düğüm sıkın.
  9. Periton boşluğu içine dalak değiştirin.
  10. Dikişlerle veya klipler ile kesi kapatın ve aşağıda açıklandığı gibi ameliyat sonrası bakım sağlamak.

İnsan Tümör Doku Intrahepatik Aşı kolaylaştırılması için 2.6 Kısmi Hepatektomi

  1. 2.3.7 adımlar 2.3.1 'de tarif edildiği gibi fare hazırlayın.
  2. Steril keskin bir makas ile, karaciğer medyan lob bağlı falciform ligament bölün.
  3. Pamuk uçlu bir aplikatör kullanarak, seferbersol lob etrafında 5-0 ipek sütür karaciğer ve pozisyon gevşek bir ön bağlı düğüm sol lob. Sol lob bilio-vasküler pedikül doğru mümkün olduğunca yakın gevşek düğüm ilerlemek ve düğüm sıkın.
  4. Düğüm ve sonraki kanama kaymasını önlemek için küçük bir güdük bırakarak, steril makas kullanılarak dikilen sol lob distalinden tüketim.
  5. Benzer bir teknik kullanılarak, bağlanır ve safra kesesi kaçınarak, karaciğer medyan lob çoğunluğu rezeke.
  6. Kullanım Surgicel ve tam Hemostaz sağlamak için karaciğer parankimi kesik yüzeyleri boyunca pamuk uçlu bir aplikatör ile hafif basınç.
  7. , Bir tümör fragmanı ya da tümör hücrelerinin intrahepatik Xenografting için, yukarıda tarif edildiği gibi 2.4.5 adımlar 2.3.11 ya da 2.4.2 için 2.3.8 devam edin.
  8. Dalak enjeksiyon yoluyla tümör hücrelerinin intrahepatik Xenografting için fuarlarında, yavaşça cranially ve hayvanın sağ tarafına mide yansıtmak için pamuk uçlu aplikatörler kullanmakdalak ng. Yukarıda tarif edildiği gibi 2.5.9 adımlar 2.5.4 devam edin.
  9. Dikişlerle veya klipler ile kesi kapatın ve aşağıda açıklandığı gibi ameliyat sonrası bakım sağlamak.

2.7 Ameliyat Sonrası Bakım

  1. Inhalasyon anestezi ağızlık fareyi çıkarın.
  2. Anestezi kurtarıldı ve tam harekete kadar yaklaşık 20 dakika boyunca bir ısı lambası altında bir kafeste fare yerleştirin.
  3. Ilk 2-3 ameliyat sonrası gün boyunca buprenorfin dozunun her 8-12 saat tekrarlayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Şekil 3, bir subkutan insan HCC ksenograft ve tümörün histopatolojik mukabil bir görünüm tipik görünümünü göstermektedir. Deri altı ksenograftlarının gelişimi ve büyümesi kolayca alıcı farelerin günlük olarak muayene ile izlenebilir. Bir tümörün Xenografting ve kalkınma arasındaki zaman aralığı (doku tipi (hücre süspansiyonu vs tümör fragmanı), doku kaynağı (birincil hasta örneği, pasaj ksenogreft veya hücre hattı) ve implante doku miktarına bağlı olarak büyük ölçüde değişebilir hücre sayısı ya da tümör...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu deneysel sorular ve deneyleri geniş bir yelpazede uygulanabilir bağışıklık yetersizliği olan farelerde deri altından ve intrahepatik insan HCC ksenograftları kurmak için çeşitli teknikler tarif edilmiştir. Deri altı ksenograftlar yaygın HCC biyoloji çeşitli yönlerini incelemek için kullanılmış olsa da, intrahepatik xenografts nadiren literatürde tarif edilmiştir. Ayrıca, ksenograftlarının kullanımını anlatan çalışmaların çoğunluğu iyi kurulan hücre hatları bu yarattı. Insan tümör biyolojisi 12 modelleme ka...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar, hiçbir rakip mali çıkarlarını olmadığını beyan ederim.

Teşekkürler

Bu çalışma Sağlık Araştırma Faz 1 Klinisyen-Bilim İnsanı Ödülü (AG) bir Kanadalı Enstitüleri ve Kanser Araştırma Derneği (AG) Bir İşletim Grant tarafından desteklenmiştir. Yazarlar, bu projenin onun desteği için Dr John Dick minnettarız.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Dulbecco’ s Modu. Kartal Orta/Jambon’ s F12 50/50 Karışım x1 (DMEM-F12) WISENT Bioproducts319-075-CL
Kollajenaz TypeIVSigma-AldrichC5138
Dispase II Kök Hücre Teknolojileri7923
MatrigelMatrisi Becton-Dickinson Biosciences354234
%10 Tamponlu Formalin çözeltisiSigma-AldrichHT501128
%0,9 Tuzlu Çözelti (NaCl), sterilEv Markası1011-L8001
Betadine cerrahi önlükPurdue PharmaNPN 00158313
Buprenorfin (Temegesic) NR 0.3 mg/mlReckitt Benckiser
Isofluran USP, %99.9, inhalasyon anestezikPharmaceutical Partners of Canada Inc.M60302
Gözyaşı Jeli Novartis İlaç Dondurulmuş
bölüm bileşiği VWR95057-838
Kriyokalıp, Doku -Tek Sakura Finetek4566
Hassas Kayma İğnesi 18G 1 & # 189; Becton-Dickinson Biosciences305196
Hassas Kayma İğnesi 27G & # 189; Becton-Dickinson Biosciences305109
İnsülin şırıngası, 3/10 cc U-100, 29G½ Becton-Dickinson Biosciences309301
Cerrahi bıçak No.10Tüy Güvenlik Tıraş Bıçağı Co.08-916-5A
#5-0 Yumuşak ipek cerrahi sütür, 3/8" konik uçlu iğne SynetureVS-880
Transpore cerrahi bant3M Sağlık hizmeti1577-1
Pamuk aplikatörü Medpro018-425
Cerrahi, oksitlenmiş rejenere selülozEthicon1951
Hücre süzgeci 100 μ m naylonBecton-Dickinson Biosciences352360
Mobil tabanlı büyütme aydınlatmasıBenson medical Industries Inc.Model: RLM-CLT-120V
Petridish steril 100x20 mm Sarstedt821474
Doku forsefi, 1x2 diş, 4-1/2"AlmedicA10-302
Adson pansuman forsep 4-3/4"AlmedicA10-220
Göz pansuman forsefi, tırtıklı, düz, 4" AlmedicA19-560
Hartman Hemostatik Forseps, kavisli, 3-1/2" AlmedicA12-142
İris makas, kavisli, 4-1/4"AlmedicA8-690
İris makas, düz, 4-1/2" AlmedicA8-684
Olsen-Hegan iğne sürücüsü, 5-1/2" AlmedicA17-228

Kaynaklar

  1. El-Serag, H. B. Hepatocellular carcinoma. N. Engl. J. Med. 365, 1118-1127 (2011).
  2. Li, Y., Tang, Z. Y., Hou, J. X. Hepatocellular carcinoma: insight from animal models. Nat. Rev. Gastroenterol Hepatol. 9, 32-43 (2012).
  3. Tateishi, R., Omata, M. Hepatocellular carcinoma in 2011: Genomics in hepatocellular carcinoma--a big step forward. Nat. Rev. Gastroenterol Hepatol. 9, 69-70 (2012).
  4. Hoshida, Y., et al. Molecular classification and novel targets in hepatocellular carcinoma: recent advancements. Semin. Liver Dis. 30, 35-51 (2010).
  5. Ji, J., Wang, X. W. Clinical implications of cancer stem cell biology in hepatocellular carcinoma. Semin. Oncol. 39, 461-472 (2012).
  6. Villanueva, A., Hernandez-Gea, V., Llovet, J. M. Medical therapies for hepatocellular carcinoma: a critical view of the evidence. Nat Rev Gastroenterol Hepatol. , (2012).
  7. Jin, K., et al. Patient-derived human tumour tissue xenografts in immunodeficient mice: a systematic review. Clin. Transl. Oncol. 12, 473-480 (2010).
  8. Sausville, E. A., Burger, A. M. Contributions of human tumor xenografts to anticancer drug development. Cancer Res. 66, 3351-3354 (2006).
  9. Shultz, L. D., et al. Multiple defects in innate and adaptive immunologic function in NOD/LtSz-scid mice. J. Immunol. 154, 180-191 (1995).
  10. Ohbo, K., et al. Modulation of hematopoiesis in mice with a truncated mutant of the interleukin-2 receptor gamma chain. Blood. 87, 956-967 (1996).
  11. Fiebig, T., et al. Three-dimensional in vivo imaging of the murine liver: a micro-computed tomography-based anatomical study. PLoS One. 7, e31179(2012).
  12. Masters, J. R. Human cancer cell lines: fact and fantasy. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 1, 233-236 (2000).
  13. Yamashita, T., et al. EpCAM-positive hepatocellular carcinoma cells are tumor-initiating cells with stem/progenitor cell features. Gastroenterology. 136, 1012-1024 (2009).
  14. Ma, S., et al. miR-130b Promotes CD133(+) liver tumor-initiating cell growth and self-renewal via tumor protein 53-induced nuclear protein 1. Cell Stem Cell. 7, 694-707 (2011).
  15. Yang, Z. F., et al. Significance of CD90+ cancer stem cells in human liver cancer. Cancer Cell. 13, 153-166 (2008).
  16. Park, Y. N., et al. Neoangiogenesis and sinusoidal "capillarization" in dysplastic nodules of the liver. Am. J. Surg. Pathol. 22, 656-662 (1998).
  17. Sigurdson, E. R., Ridge, J. A., Kemeny, N., Daly, J. M. Tumor and liver drug uptake following hepatic artery and portal vein infusion. J. Clin. Oncol. 5, 1836-1840 (1987).
  18. Mitchell, C., Willenbring, H. A reproducible and well-tolerated method for 2/3 partial hepatectomy in mice. Nat. Protoc. 3, 1167-1170 (2008).
  19. Michalopoulos, G. K. Liver regeneration after partial hepatectomy: critical analysis of mechanistic dilemmas. Am. J. Pathol. 176, 2-13 (2010).
  20. Zhang, D. Y., Friedman, S. L. Fibrosis-dependent mechanisms of hepatocarcinogenesis. Hepatology. 56, 769-775 (1002).
  21. Chen, K., Ahmed, S., Adeyi, O., Dick, J. E., Ghanekar, A. Human solid tumor xenografts in immunodeficient mice are vulnerable to lymphomagenesis associated with Epstein-Barr virus. PLoS One. 7, e39294(2012).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Subkutan Kseno greftntrahepatik Kseno greftPrimer nsan HCCT m r Fragment mplantasyonuSplenik T m r EnjeksiyonuParsiyel HepatektomiKseno greft TutunmasHepatosell ler Karsinom Modeli
Bağışıklık yetersizliği olan farelere subkutan olarak ve intrahepatik insan hepatoselüler karsinoma ksenograftlarının Üretimi
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.