Method Article

Çok derinlemesine Dairesel kesit Endothelialized mikro kanallar-on-a-chip Geliştirme Prosedürü

DOI:

10.3791/50771

⸱

October 21st, 2013

 ,  ,  , 
1Lane Department of Computer Science and Electrical Engineering, West Virginia University, 2Department of Cell Biology and Neuroscience, University of California at Riverside

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bir mikro-on-a-chip platformu fotolitografik reflowable ışığa tekniği, yumuşak litografi ve Mikroakiskan kombinasyonu tarafından geliştirilmiştir. Endothelialized mikro platformu, in vivo mikrodamar içinde üç boyutlu (3D) geometrisi ile taklit eden sürekli perfüzyon kontrollü akış altında çalışan, yüksek kaliteli ve gerçek zamanlı görüntü sağlar ve mikrovasküler araştırma için uygulanabilir.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In vivo hayvan çalışmaları daha zaman alıcı, pahalı ve gözlem ve miktar çok zor olduğu, çünkü çabaları mikrodamarlar çalışma için in vitro tayinlerde geliştirmeye odaklanmıştır. Üç boyutlu (3D) geometrisi ile ilgili in vivo kılcal temsil eden ve sürekli sıvı akışı sağlayan Ancak, in vitro mikro-damar tahlillerde geleneksel sınırlamaları vardır. Fotolitografik reflowable fotorezist tekniği, yumuşak litografi ve Mikroakiskan bir arada kullanarak, bir çok derinlemesine dairesel kesit endothelialized geliştirdik kontrollü sürekli perfüzyon altında in vivo mikrodamarlar içinde 3 boyutlu geometri taklit ve çalışan, mikro--a-chip akış. Pozitif reflowable ışığa yarım daire kesit Mikrokanallı ağı ile bir ana kalıp imal etmek kullanıldı. Repl iki polidimetilsiloksan (PDMS) mikro uyum ve yapıştırma tarafındanana kalıp gili, silindirik bir Mikrokanallı ağ oluşturuldu. Mikrokanalların çapları iyi kontrol edilebilir. Buna ek olarak, bir çip içerisinde tohumlanmıştır Primer insan göbek bağı damarı endotel hücrelerinin (HUVEC'ler) sonra hücreler, 4 gün ile 2 hafta arasında bir süre boyunca sürekli olarak kontrol edilen perfüzyon altında mikro iç yüzeyi kaplı olduğunu gösterdi.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikrodamarlar, dolaşım sisteminin bir parçası olarak, kan ve dokular arasındaki etkileşimi aracılık metabolik faaliyetlerini desteklemek, doku mikro tanımlamak, ve birçok sağlık ve patolojik durumlarda önemli bir rol oynamaktadır. In vitro fonksiyonel mikrodamarlar tekrarlama kompleks vasküler olayların çalışma için bir platform sağlayabilir. Ancak, bu tür endotelyal hücre göçü deneyleri, endotel tüp oluşumu deneyleri, sıçan ve fare aort halkası tahlilleri gibi in vitro mikro-damar deneyleri, geleneksel üç boyutlu (3D) geometrisi ve sürekli bir akış kontrolü ile ilgili olarak, in vivo olarak yeniden kılcal mümkün değildir 1-8. Hayvan modelleri ve bu kornea anjiojen deneyleri, civciv chorioallantoic membran anjiyogenez tahlil ve Matrigel fiş test olarak in vivo deneyleri,, kullanarak mikrodamarlar çalışmaları daha, zaman alıcı maliyeti yüksek, gözlem ve sayımsal ile ilgili zorlu ve olanetik konular 1, 9-13 yükseltmek.

Olmazdı böyle kolay ve sıkı kontrol biyolojik koşulları ve dinamik akışkan ortamlar olarak çalışmaları 14, hayvanlarla ve in vivo ilgili yüksek deneysel maliyetleri ve karmaşıklığı yavaşlatmada ise micromanufacturing ve mikroakışkan çip teknolojileri gelişmeler biyomedikal bilimler bakış açıları çeşitli etkin geleneksel makro tekniklerle mümkün.

Burada, bir endothelialized oluşturmak için bir yaklaşım mevcut mikro--a-chip in vivo mikrodamarlar içinde 3 boyutlu geometri taklit ve fotolitografik reflowable ışığa tekniği, yumuşak litografi ve Mikroakiskan kombinasyonu kullanarak kontrollü sürekli perfüzyon akış altında çalışır.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Fotorezist Usta Kalıp Fotolitografi Fabrikasyon

Aşağıdaki protokol, 30-60 mikron arasında çaplara sahip mikro imal etmek için işlemleri gösterir. Daha küçük bir çapı (en az 30 mikron), çeliğin tek bir spin kaplama olan bir mikrokanal elde etmek için gereklidir.

  1. Kullanmadan önce temiz oda, 24 saat için 4 ° C sıcaklıkta buzdolabında gelen yeniden akış fotorezist aktarın ve bu sırada oda sıcaklığına ısınmasına izin verir.
  2. Bir silikon yonga temiz ve kurutmak için izin vermek için 150 ° C de bir saat boyunca pişirin. Dehidrasyon silikon substrat için ışığa yapışma yardımcı olacaktır.
  3. Spin-kat fotorezist ilk katman aşağıdaki tarifi kullanarak:
Adım Zaman (Saniye) Hız (rpm) Hızlanma
1 2 300 en yüksek
2 10 0
3 3 300 en yüksek
4 60 600 en yüksek
5 10 500 en yüksek
6 10 600 en yüksek
  1. Daha sonra, 90 saniye boyunca 110 ° C arasında bir sıcaklığa sahip bir ocak gofret fırında. Yumuşak fırında sonra ışığa kalınlığı 20-30 mikron olacaktır.
  2. Kat ilk kat için kullanılan aynı tarifi takip ışığa bir ikinci kat Spin.
  3. Yumuşak fırında 90 saniye 110 ° C lik bir sıcaklık ile bir ocak üzerine yerleştirerek tekrar gofret. Bu yumuşak fırında sonra ışığa kalınlığı 40-60 mikron olacaktır.
  4. PhotoR açarak olumlu ana desenleri oluşturmakbir film maske ile 14.500 mJ / cm 2 bir maruz kalma doz UV ışığına esist.
  5. Deiyonize (Dİ) su (01:02 (v / v)) ile geliştirici seyreltin. Desen tam gelişmiş kadar çözümünde tekrar tekrar gofret durulayın. Daha sonra DI su ile gofret yıkayın ve azot gazı kullanarak kurulayın.
  6. Reflow: 4 dakika ve solvent buharlaşmasını önlemek için bir cam Petri kabı ile kapak için 120 ° C lik bir sıcaklık ile bir ocak yeri gofret. Ocak gelen gofret çıkarın ve oda sıcaklığına kadar soğumasını bekleyin. Reflow sonra ışığa kalınlığı 50-60 mikron olacaktır.

2. PDMS Mikrokanal Ağ Yumuşak Litografi Fabrikasyon

  1. 10:1 ağırlık oranı (baz: sertleştirici) de polidimetilsiloksan (PDMS) çözeltisi hazırlayın ve bir gezegen santrifüj mikser kullanarak iyice karıştırın.
  2. Yeniden akıtılan çeliğin ana kalıp üzerine PDMS çözüm Cast. Gazdan arındırmak için 15 dakika boyunca bir desikatör içinde döküm PDMS yerleştirin. Gerekirse kalan kabarcıklarını çıkarmak için azot gazı kullanın.
  3. Bunun tedavisi için izin vermek için, 3 saat boyunca 60 ° C arasında bir sıcaklıkta bir fırında PDMS pişirilir. Daha sonra ana kalıp tedavi PDMS katmanı kaldırmak.
  4. Kanal ağı delik delme tarafından giriş / çıkış delikleri oluşturmak için bilenmiş zımba kullanın. Azot gazı kullanarak PDMS yüzeyini temizlemek.
  5. 4,5 x 10 -2 Torr ve 3,5 m 3 / dk oksijen akış hızı bir çalışma basıncında bir plazma temizleyici içinde 30 saniye oksijen plazma ile iki PDMS katmanları davranın. Daha sonra, bir optik mikroskop altında elle PDMS yüzeyleri hizalayın. Bir damla su hizalama daha iyi bir kontrolü için gerekli kullanın.
  6. 60 ° C de sürekli yapışma elde etmek için 30 dakika boyunca bir fırında pişirmeye cihaz.

3. Chip içinde HUVEC Kültür ve Yayımlama

  1. Kültür L-glutamin ile kültür ortamı ile HUVEC'ler,% 10 fetal sığır serumu (FBS) ile desteklenmiş. Th2 ile 5 arasında e deney pasajlar kullanılmıştır.
  2. HUVEC'lere birleşik bir kez, 37 ° C de 2-6 dakika hücreleri saymak ve ilk HEPES (HEPES-BSS) serum fizyolojik tamponlu ile hücreleri durulama bunları hasat ve sonra tripsin / EDTA ve inkübe ile hücrelerin tedavi Tripsinizasyon tamamlandıktan sonra, Tripsin çözeltisi ile nötralize tripsin / EDTA ile etkisiz hale getirir. Santrifüj ve toplamak için 8% dekstran ile kültür ortamı içinde hücre askıya. Dekstran iyi hücre tohumlama ve ek yardımcı olması için orta viskositesini artırmak için kullanılmıştır.
  3. 5 4,5 x 10 -2 Torr bir çalışma basıncı ile dakika ve 3.5 bir oksijen akış hızı ft 3 / dk oksijen plazma cihazı tedavi. Daha sonra DI su ile cihaz yük ve sterilizasyon için bir laminer biyogüvenlik kaput 8 saat UV ışığı ile tedavi.
  4. Hücrelerin hazır bir gün önce, 1x fosfat ile cihaz yıkayın fibronektin (100 mg / ml, dil ile kat sonra (1x PBS) tamponlu salin1X PBS ile uted) ve 4 ° C'de bir gece boyunca buzdolabında inkübe edin.
  5. Fibronektin kaplama sonra, 1x PBS sonra kültür ortamı ile yük cihazı yıkayın. 15 dakika boyunca 37 ° C arasında bir sıcaklıkta, cihaz inkübe edin.
  6. 3-4 x 10 6 hücre / ml 'lik bir hücre konsantrasyonu ile% 8 dekstran kültür ortamı içinde HUVEC hücreleri yerleştirin. Cihazın bir girişine bir hücre 20 ul damlacık yerleştirin ve mikroakışkan kanal içine hücreleri tanıtmak için eğilme. 15-20 dakika sonra, hücreler kanallarının yan duvarlara bağlamak için başlayacaktır. Cihaz hücreleri daha homojen bir dağılım oluşturmak için her 15 dakika döndürün. Gerekirse ek yükleme yapılabilir.

4. Uzun vadeli Perfüzyon Kurulum

Statik kültür 5-6 saat sonra, ekli HUVEC'lere tam yaymak başlar. 10 ul / saat sürekli bir akış ile bir uzaktan kumandalı şırınga pompası sistemini kullanarak perfüzyon kurun. Perfüzyon F ayarlanabilirya da daha yüksek bir akış hızı, ve 2 hafta ile 4 gün arasında bir süre sürebilir.

5. Hücre Boyama ve Mikroskop Karakterizasyonu

  1. Hücre, cihazın içindeki birleştiği ulaştığında, ilk olarak, iyice ortam maddesinin ayrılması için 1X PBS ile yıkayın cihaz. Daha sonra bir seyreltici (4-ul, 1 ml) ile seyreltildi, kırmızı bir boya ile, cihazın yük. Hücre yükleme prosedürüne benzer boya yükleyin. Oda sıcaklığında 5 dakika boyunca karanlıkta inkübe cihazı ve daha sonra boyama durdurmak için kültür ortamı ile yıkayın cihaz. Boya uzun bir kuluçka hücresel toksisite ve disadhesion neden olabilir.
  2. 1x PBS (ml başına 2 damlacıkları) ile seyreltilmiş mavi boya ile aracı yükleyin. Oda sıcaklığında 5 dakika boyunca karanlıkta inkübe sonra iyice 1X PBS ile yıkayın cihaz.
  3. Ters bir optik mikroskop altında hücre boyama inceleyin. Boyama iyi ise, (1x PBS ile sulandırılmış% 3.5 paraformaldehid) sabitleme orta mikro yük, daha sonra batığınorta ve tamamen alüminyum folyo ile örtün sabitleme cihazı. 4 arasındaki bir sıcaklıkta buzdolabında cihazını ° C'de kurutarak Photobleaching cihazın önlemek için. Sabit cihaz şimdi konfokal mikroskop bir lazer tarama yapılabilir konfokal görüntüleme, hazır.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Çok derinlemesine Mikrokanallı ağ imal yaklaşımımız mikro kesitler 15 yuvarlak var olduğu, in vivo mikrodamarlar içinde karmaşık 3D geometrileri taklit eder. Ayrıca, ana dallanma kanallarının çapları ve kızı kanalları yaklaşık genel kanal direnci düşüktür ve akım hızları ağ 16-18 boyunca daha düzgün böylece gerekli düzeyde sıvı akışı korumak için Murray yasası uyun. Yarım daire şeklinde bir fotorezist ana kalıp, imalat ve dairesel bir yarı kesit PDMS mikrokanal ağı için süreçler v...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Ana kalıp imalat

Vasküler morfometri için tasarımı ve yol gösterici ilkelerinden biri ağ boyunca damar çapları dağılımının minimum enerji dikkate tarafından yönetilir belirten Murray yasası 16, olarak bilinir. Ayrıca bir çatallanma bir ana geminin çaplarının küp kızı gemilerin çapları küp toplamına eşittir belirtiyor ( figure-discussion-1 Buna ek olarak...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarlarının olmadığını beyan ederim.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu araştırma kısmen Ulusal Bilim Vakfı (NSF 1.227.359), sırasıyla Ulusal Bilim Vakfı (EPS-1.003.907), Ulusal Bilim Vakfı (1.007.978) tarafından desteklenen WVU ADVANCE ofis ve WVU PSCoR tarafından finanse WVU EPSCoR programı, tarafından desteklenmiştir. Mikroimalat iş WVU Ortak Araştırma Olanakları (Temiz oda tesisleri) ve Batı Virginia Üniversitesi Chip Laboratuvarı (mikroçip Lab) üzerinde mikroakışkan Bütünleştirici Hücresel Araştırma yapıldı. Konfokal görüntüleme WVU Mikroskop Görüntüleme Tesisleri'nde yapıldı.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Reaktif / Malzeme< / güçlü >
Yeniden akış FotorezistAZ Elektronik MalzemelerAZP4620
GeliştiriciAZ Elektronik MalzemelerAZ 400K
PDMSDow Corning CorporationSylgard 184
MCDB 131 Kültür OrtamıInvitrogen10372-019
NacBlue Çekirdek BoyamaInvitrogenH1399
PKH Kırmızı LekeSigmaMINI26 ve PKH26GL
FibronektinGibcoPHE0023
L-GlutaminSigmaG7513
Fosfat Tamponlu SalinInvitrogen14040-133
HEPES Tamponlu Salin ÇözeltisiLonzaCC-5024
Tripsin / EDTAInvitrogen25300-062
Tripsin Nötralize Edici ÇözeltiLonzaCC-5002
PDMS Kürleme MaddesiDow Corning CorporationSylgard 184
Primer İnsan Göbek Veni Endotel HücreleriLonzaCC-2517
Fetal Sığır SerumuLonza14-501F
Seyreltici CSigmaCGLDIL
Hoechst33342Canlandırıcı, Moleküler ProblarR37605
DekstranSigma95771
%3.5 ParaformaldehitElektron Mikroskobu Bilimi15710-S
Ekipman
SpinnerLaurell Teknolojileri ŞirketiWS-400BZ-6NPP/ LITE
KurutucuBelArt Ürünleri999320237
Ters MikroskopNikonEclipse Ti
Şırınga Pompa SistemiHarvard AparatıPHD Ultra
Laminer Biyogüvenlik BaşlığıThermo Scientific1300 Serisi A2
Planet Santrifüj MikserThinkyARE-310
Isotemp FırınFisher Scientific13-246-516GAQ
Optik MikroskopZeissInvertoskop 40C
Plazma TemizleyiciHarrick PlazmaPDC-32G
Ocak GözüBarnstead/Thermolyne CimarecSP131635
Lazer Taramalı Konfokal MikroskopZeissLSM 510

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Adair, T. H. Angiogenesis: Integrated systems physiology: from molecule to function to disease. , 1st edition, Biota Publishing. (2011).
  2. Goodwin, A. M. In vitro assays of angiogenesis for assessment of angiogenic and anti-angiogenic agents. Microvasc. Res. 74, 172-183 (2007).
  3. Smith, E. J., Staton, C. A. Tubule formation assays. Angiogenesis assays: A critical appraisal of current techniques. , John Wiley & Sons Ltd. West Sussex, UK. 65-87 (2006).
  4. Nakatsu, M. N., Davis, J. J., Hughes, C. C. W. Optimized fibrin gel bead assay for the study of angiogenesis. J. Vis. Exp. (3), e186(2007).
  5. Nicosia, R. F., Ottinetti, A. Growth of microvessels in serum-free matrix culture of rat aorta. A quantitative assay of angiogenesis in vitro. Lab. Invest. 63, 115-122 (1990).
  6. Aplin, A. C., Fogel, E., Zorzi, P., Nicosia, R. F. The aortic ring model of angiogenesis. Methods Enzymol. 443, 119-136 (2008).
  7. Nicosia, R. F. The aortic ring model of angiogenesis: A quarter century of search and discovery. J. Cell. Mol. Med. 13, 4113-4136 (2009).
  8. Griffith, L. G., Swart, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7, 211-224 (2006).
  9. Folkman, J. History of angiogenesis. Angiogenesis: An integrative approach from science to medicine. , Springer. (2008).
  10. Auerbach, R., Lewis, R., Shinners, B., Kubai, L., Akhtar, N. Angiogenesis assays: A critical overview. Clin. Chem. 49, 32-40 (2003).
  11. Auerbach, R., Akhtar, N., Lewis, R. L., Shinners, B. L. Angiogenesis assays: Problems and pitfalls. Cancer Metastasis Rev. 19, 167-172 (2000).
  12. Staton, C. A., Reed, M. W., Brown, N. J. A critical analysis of current in vitro and in vivo angiogenesis assays. Int. J. Exp. Pathol. 90, 195-221 (2009).
  13. Staton, C. A., Stribbling, S. M., et al. Current methods for assaying angiogenesis in vitro and in vivo. Int. J. Exp. Pathol. 85, 233-248 (2004).
  14. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-Chip: A focus on compartmentalized microdevices. Ann. Biomed. Eng. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  15. Huang, Z., Li, X., Martins-Green, M., Liu, Y. Microfabrication cylindrical microfluidic channel networks for microvascular research. Biomedical Microdevices. 14 (5), 873-883 (2012).
  16. Murray, C. D. The physiological principle of minimum work applied to the angle of branching of arteries. J. Gen. Physiol. 9 (6), 835-841 (1926).
  17. Zamir, M., Medeiros, J. A. Arterial branching in man and monkey. J. Gen. Physiol. 79, 353-360 (1982).
  18. Gafiychuk, V. V., Lubashevsky, I. A. On the principles of the vascular network branching. J. Theor. Biol. 212, 1-9 (2001).
  19. Sherman, T. F. On connecting large vessels to small. The meaning of Murray's law. J. Gen. Physiol. 78 (4), 431-453 (1981).
  20. Kamiya, A., Bukhari, R., Togawa, T. Adaptive regulation of wall shear stress optimizing vascular tree function. Bull Math Biol. 46 (1), 127-137 (1984).
  21. LaBarbera, M. Principles of design of fluid transport systems in zoology. Science. 249, 992-1000 (1990).
  22. Emerson, D. R., Cieslicki, K., Gu, X., Barber, R. W. Biomimetic design of microfluidic manifolds based on a generalized Murray's law. Lab Chip. 6, 447-454 (2006).
  23. Lu, H., Koo, L. Y., et al. Microfluidic shear devices for quantitative analysis of cell adhesion. Anal. Chem. 76, 5257-5264 (2004).
  24. Shevkoplyas, S. S., Gifford, S. C., Yoshida, T., Bitensky, M. W. Prototype of an in vitro model of the microcirculation. Microvasc. Res. 65, 132-136 (2003).
  25. Kaihara, S., Borenstein, J., et al. Silicon micromachining to tissue engineer branched vascular channels for liver fabrication. Tissue Eng. 6, 105-117 (2000).
  26. Fisher, A. B., Chien, S., Barakat, A. I., Nerem, R. M. Endothelial cellular response to altered shear stress. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 281 (3), L529-L533 (2001).
  27. Nerem, R. M., Alexander, R. W., et al. The study of the influence of flow on vascular endothelial biology. Am. J. Med. Sci. 316 (3), 169-175 (1998).
  28. Daly, D., Stevens, R. F., Hutley, M. C., Davies, N. The manufacture of microlenses by melting photoresist. Meas. Sci. Technol. 1 (8), 759-766 (1990).
  29. Schilling, A., Merz, R., Ossmann, C., Herzig, H. P. Surface profiles of reflow microlenses under the influence of surface tension and gravity. Opt. Eng. 39 (8), 2171-2176 (2000).
  30. Young, B., Heath, J. W. Wheater's functional histology: A text and colour atlas. , 4th edition, Churchill Livingstone. (2000).
  31. O'Neill, F. T., Sheridan, J. T. Photoresist reflow method of microlens production. Part 1: Background and experiments. Optik Int. J. Light Electron Opt. 113, 391-404 (2002).
  32. de Gennes, P. G. Wetting: statics and dynamics. Rev. Mod. Phys. 57, 827-863 (1985).
  33. Elias, H. G. An Introduction to Polymer Science. , VCH Publishers. New York. (1997).
  34. Voinov, O. V. Dynamic edge angles of wetting upon spreading of a drop over a solid surface. J. Appl. Mech. Tech. Phys. 40, 86-92 (1999).
  35. Daly, D., Stevens, R. F., Hutley, M. C., Davies, N. The manufacture of microlenses by melting photoresist. Meas. Sci. Technol. 1, 759(1990).
  36. Jay, T. R., Stern, M. B. Preshaping photoresist for refractive microlens fabrication. Opt. Eng. 33, 3552-3555 (1994).
  37. Nerem, R. M., Alexander, R. W., et al. The Study of the influence of flow on vascular endothelial biology. Am. J. Med. Sci. 316 (3), 169-175 (1998).
  38. Chien, S., Li, S., Shyy, Y. J. Effects of mechanical forces on signal transduction and gene expression in endothelial cells. Hypertension. 31, 162-169 (1998).
  39. Li, Y. S., Haga, J. H., Chien, S. Molecular basis of the effects of shear stress on vascular endothelial cells. J. Biomech. 38, 1949-1971 (2005).
  40. Lee, E. J., Vunjak-Novakovic, G., Wang, Y., Niklason, L. E. A biocompatible endothelial cell delivery system for in vitro tissue engineering. Cell Transplant. 18, 731-743 (2009).
  41. Lee, E. J., Niklason, L. E. A novel flow bioreactor for in vitro microvascularization. Tissue Eng. Part C Methods. 16, 1191-1200 (2010).
  42. Chau, L., Doran, M., Cooper-White, J. A novel multishear microdevice for studying cell mechanics. Lab Chip. 9, 1897-1902 (2009).
  43. Meeson, A., Palmer, M., Calfon, M., Lang, R. A relationship between apoptosis and flow during programmed capillary regression is revealed by vital analysis. Development. 122, 3929-3938 (1996).
  44. Van Royen, N. J., Piek, J., Schaper, W., Bode, C., Buschmann, I. Arteriogenesis: mechanisms and modulation of collateral artery development. J. Nucl. Cardiol. 8, 687-693 (2001).
  45. Schaper, W. Therapeutic arteriogenesis has arrived. Circulation. 104 (17), 1994-1995 (2001).
  46. Tarbell, J. M. Shear stress and the endothelial transport barrier. Cardiovas. Res. 87 (2), 320-330 (2010).
  47. Potter, C. M., Lundberg, M. H., et al. Role of shear stress in endothelial cell morphology and expression of cyclooxygenase isoforms. Arterioscler. Thromb. Vasc Biol. 31, 384-391 (2011).
  48. Montesano, R. In vitro rapid organization of endothelial cells into capillary-like networks is promoted by collagen matrices. J. Cell Biol. 97, 1648-1652 (1983).
  49. Darland, D. C., D'Amore, P. A. TGF beta is required for the formation of capillary-like structures in three-dimensional cocultures of 10T1/2 and endothelial cells. Angiogenesis. 4 (1), 11-20 (2001).
  50. Lawley, T. J., Kubota, Y. Induction to morphologic differentiation of endothelial cells in culture. J. Invest. Dermatol. 93, 59S-61S (1989).
  51. Kanzawa, S., Endo, H., Shioya, N. Improved in vitro angiogenesis model by collagen density reduction and the use of type III collagen. Ann. Plast. Surg. 30, 244-251 (1993).
  52. Davis, G. E., Bayless, K. J., Mavila, A. Molecular basis of endothelial cell morphogenesis in three-dimensional extracellular matrices. Anat. Rec. 268, 252-275 (2002).
  53. Velazquez, O. C., Snyder, R., Liu, Z., Fairman, R. M., Herlyn, M. Fibroblast-dependent differentiation of human microvascular endothelial cells into capillary-like 3-dimensional networks. FASEB J. 16, 1316-1318 (2002).
  54. Donovan, D., Brown, N. J., Bishop, E. T. Comparison of three in vitro human "angiogenesis" assays with capillaries formed in vivo. Angiogenesis. 4, 113-121 (2001).
  55. Tang, D. G., Conti, C. J. Endothelial cell development, vasculogenesis, angiogenesis, and tumor neovascularization: an update. Semin. Thromb. Hemost. 30, 109-117 (2004).
  56. Takayama, S., McDonald, J. C., et al. Patterning cells and their environments using multiple laminar fluid flows in capillary networks. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 96, 5545-5548 (1999).
  57. Cho, B. S., Schuster, T. G., et al. Passively driven integrated microfluidic system for separation of motile sperm. Anal. Chem. 75, 1671-1675 (2003).
  58. Parsa, H., Upadhyay, R., Sia, S. K. Uncovering the behaviors of individual cells within a multicellular microvascular community. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (12), 5133-5138 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microchannel FabricationPhotolithographic ReflowPDMS MoldingEndothelial Cell SeedingContinuous Perfusion FlowCircular Cross sectionMicrovascular Biomimetic SystemsHUVEC Cell CultureConfocal ImagingSyringe Pump Perfusion

Related Articles