Yöntem makalesi

Ifade İyon Kanallarının Çalışması için özel Duyusal Nöron Populasyonlarının Belirlenmesi

DOI:

10.3791/50782

⸱

24 Aralık 2013

 ,  , 
1Baker Laboratory of Pharmacology, Department of Pharmacology, Kirksville College of Osteopathic Medicine, AT Still University of Health Sciences

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Afferent duyusal nöronlar, duyusal bilgileri çevreden merkezi sinir sistemine gönderir. Spesifik afferent nöronların tanımlanması, fizyolojilerinin anlaşılmasına yardımcı olacaktır. Afferent nöronları tanımlamak için bir retrograd etiketleme yöntemi tanımladık ve bu nöronlardaki voltaj kapılı iyon kanallarını yama kelepçesi elektrofizyolojisi ve immünositokimya kullanarak inceledik.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Duyusal nöronlar, vücudun çeşitli bölgelerinden merkezi sinir sistemine sinyaller iletir. Bu nöronlar için soma, omurgayı kaplayan dorsal kök gangliyonlarında bulunur. Bu duyusal afferent nöronlar tarafından ifade edilen reseptörleri ve kanalları anlamak, hastalık için yeni tedavilere yol açabilir. İlk adım, ilgilenilen duyusal nöronların spesifik alt kümesini tanımlamaktır. Burada, bir floresan boya DiI (1,1'-dioktadesil-3,3,3',3'-tetrametilindokarbosiyanin perklorat) kullanarak retrograd etiketleme ile kasları innerve eden afferent nöronları tanımlamak için bir yöntem açıklıyoruz. İyon kanallarının kas afferentlerinin uyarılmasına katkısını anlamak, periferik vasküler hastalık veya kalp yetmezliği gibi belirli hastalık durumlarının neden olduğu aşırı uyarılabilirliği daha iyi kontrol etmeye yardımcı olabilir. Bu nöronlar tarafından eksprese edilen voltaja bağlı iyon kanallarını tanımlamak için yama kelepçe elektrofizyolojisi ve immünositokimya olmak üzere iki yaklaşım kullandık. Elektrofizyoloji ve farmakolojik blokerler fonksiyonel iyon kanalı tiplerini tanımlayabilirken, spesifik blokerlerin mevcut olmadığı kanalları belirlemek ve hücre popülasyonundaki iyon kanalı dağılım modelini daha iyi anlamak için immünositokimyayı kullandık. Bu teknikler, belirli nöronal grupları incelemek için sinir sisteminin diğer bölgelerine uygulanabilir.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dorsal kök gangliyonları (DRG), vücudun çeşitli bölgelerini innerve eden afferent nöronlardan gelen somadan oluşur ve farklı innervasyon hedeflerine sahip duyusal nöronların incelenmesinden önemli bilgiler elde edilebilir1. Afferent nöronları izole etmek ve tanımlamak için çeşitli dolaylı veya invaziv yöntemler kullanılır, örneğin sinire florogold1 gibi belirteçler enjekte etmek, cerrahi yöntem2 ile kaslara boya enjekte etmek. Nöronları ve nöronal yolları etiketlemek için başarıyla kullanılan farklı boyalardan, DiI gibi floresan boyalar, nöron terminalleri tarafından hızlı alımları, nöronlarda uzun süreli tutulmaları ve nöronlar arasında transfer eksikliği nedeniyle nöroanatomik izlemelerde yaygın olarak kullanılmaktadır3. DiI ile etiketlenmiş afferent nöronlar, ayrıntılı çalışma için bir floresan mikroskobu kullanılarak kolayca görüntülenebilir. Bununla birlikte, bir sınırlama, hücre içi epitoplar4 ile immünositokimya için gerekli olan hücre geçirgenliği sırasında DiI gibi belirteçlerin hücrelerden kaybolabilmesidir. Burada, DRG'deki kas afferent nöronlarını tanımlamak için iskelet kasına enjekte edilen DiI'yi kullanan bir yöntemi açıklıyoruz. Ayrıca, hücre içi epitoplara antikor erişimine izin verirken nöronda DiI'yi tutan bir hücre geçirgenleştirme yöntemini de tarif ediyoruz. Bu tanımlanmış nöronları incelemek için hem yama klemp elektrofizyolojisinin hem de immünositokimyanın kullanımını gösteriyoruz ve ayrıca nöronal uyarılabilirliği kontrol eden iyon kanallarını incelemede her tekniğin farklı avantajlarını açıklıyoruz. Son olarak, elektrofizyolojik verilerin yorumlanmasını engelleyebilecek potansiyel sorunları açıklıyoruz. Bu yöntemleri, kas ve kutanöz afferent nöronları tanımlamak ve bu tanımlanmış nöronlarda ifade edilen voltaj kapılı sodyum (NaV) kanallarını belirlemek için kullandık8. Bununla birlikte, bu yöntemler, belirli bir hedef dokuyu veya beyin çekirdeğini innerve eden tanımlanmış nöron alt kümelerini incelemek için çeşitli hazırlıklara uyarlanabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Not: Tüm hayvan çalışmaları, kurumsal ve hayvan bakımı yönergelerine göre yapılmalıdır.

1. Hayvanın Hazırlanması ve Etiketlenmesi

  1. Sıçanları uyuşturun: Ketamin (50 mg / kg vücut ağırlığı), ksilazin (5 mg / kg) ve asepromazin (1 mg / kg) karışımının intraperitoneal enjeksiyonu kullanarak bir sıçanı (tipik olarak 150-400 g) anestezize edin. Ayağınızı sıkıştırarak refleksleri kontrol edin, yanıt gelmeyene kadar bekleyin. Anestezi yanıtı hayvanlar arasında farklılık gösterdiğinden, ağrı reflekslerini test ederek anesteziklerin etkisini belirlemek en iyisidir.
  2. DiI Çözeltisi: DiI tozunu tartın ve% 1.5'lik bir çözelti (15 mg / ml) elde etmek için steril% 100 DMSO içinde çözün. Solüsyonu kullanana kadar oda sıcaklığında kuru bir atmosferde saklayın.
  3. DiI Enjeksiyonları: Anestezi uygulanmış farenin her iki bacağındaki baldır bölgesindeki kılları elektrikli bir tıraş bıçağı kullanarak tıraş edin.
    1. 1 ml'lik steril bir şırıngayı (27 G iğnede 11/4) 200 μl% 1.5 DiI çözeltisi ile doldurun. İğneyi her bir gastroknemius kasının uzun eksenine paralel olarak yavaşça yerleştirin ve kastan çekilmeden iğneyi kasın dışına yavaşça geri çekerken (~ 10 saniye) kas içine 100 μl DiI enjekte edin.
    2. İğneyi kastan çekmeden önce, boyanın uçtan daha fazla akmamasını sağlamak için şırınga pistonunu geri çekin, 10 saniye bekleyin ve ardından iğneyi kastan geri çekin. Bu adım, DiI'nin iğneden cilde sızmasını önler, bu da kutanöz afferentleri etiketleyebilir.
    3. Diğer bacak için tekrarlayın.
    4. DiI'nin kastan DRG'ye taşınması için 4-5 gün bekleyin.

2. Diseksiyon ve Nöronal İzolasyon

  1. Çözümleri:
    1. Hank'in Dengeli Tuz Çözeltisini (HBSS) ve Earle'ün Dengeli Tuz Çözeltisini (EBSS) üreticinin talimatlarına göre hazırlayın, süzün, sterilize edin ve 4 °C'de saklayın.
    2. Kültür ortamı (MEM Plus): 89 ml minimal esansiyel ortam (MEM), 10 ml fetal sığır serumu (FBS), 1 ml penisilin-streptomisin solüsyonunu karıştırın, süzerek sterilize edin ve 4 °C'de saklayın.
    3. Polilisin çözeltisi: poli-L-lizin hidrobromür tozunu (10 mg / 100 ml) 0.1 M sodyum borat çözeltisi, pH 8.4 içinde çözün, filtreleyin, sterilize edin ve alikotları -20 ° C'de saklayın.
  2. Lamellerin kaplanması
    1. Cam lamelleri (12 mm yuvarlak) %70 etanolde 3-4 saat temizleyin ve steril kültür davlumbazında havayla kurutun.
    2. Kurutulmuş lamelleri polilisin çözeltisi O/N içine yerleştirin.
    3. Polilisin çözeltisinden çıkarın ve fazla polilizini çıkarmak için steril damıtılmış suda 2 kez 5 dakika yıkayın.
    4. Lamelleri ayırın, kültür davlumbazında kurutun ve 4 ° C'desaklayın.
  3. Diseksiyon için ayarlama
    1. Buzun üzerine 10 ml HBSS, 35 mm Petri kabı ve 100 mm Petri kabı içeren bir beher yerleştirin.
    2. Enzimleri tartın: 7 mg kollajenaz, 1 mg DNAse ve 10 mg tripsin.
    3. Çalkalanan bir su banyosunu önceden 37 °C'ye ısıtın ve ısıtmak için 10 ml EBSS içeren 15 ml'lik bir santrifüj tüpünü banyoya yerleştirin.
  4. Diseksiyonu:
    1. IACUC onaylı bir protokole göre sıçan kurban edin. Sıçanı ötenazi yapmak için Carbon dioksit kullanıldı.
    2. Sırttaki cildi keserek açarak sırtı hızlı bir şekilde çıkarın, daha iyi pozlama için omurga boyunca bağ ve kas dokusunu çıkarın ve vertebral kolonun bel bölümünü çıkarın (torasik bölgenin iliak kemiğe kadar olan ucu; Şekil 1).
    3. İzole edilmiş vertebral kolonunu 100 mm'lik Petri kabına yerleştirin ve steril bir Pasteur pipeti kullanarak, preparatı nemli ve soğuk tutmak için soğutulmuş HBSS solüsyonu uygulayın.
    4. Kasları vertebral kolonun yanlarından kesin. Rongeurs veya makas kullanarak dorsal laminektomi yapın ve DRG'yi içeren girintileri çevreleyen kemiği nazikçe çıkarın.
    5. Bu işlem sırasında tekrar tekrar buz gibi HBSS (~ 1 ml) uygulayın.
    6. Periferik ve merkezi sinirleri keserek DRG'yi izole edin (ganglionların işlenmesini kolaylaştırmak için 1-2 mm sinir bırakın)
    7. İzole edilmiş DRG'yi buz gibi soğuk HBSS tamponu içeren 35 mm'lik Petri kabına yerleştirin.
    8. Tüm L-4 ve L-5 DRG izole edilene kadar tekrarlayın. Torasik DRG, DiI etiketlemesi için negatif bir kontrol olarak izole edilebilir ve ayrı olarak işlenebilir.
    9. İzole DRG'li çanağı diseksiyon mikroskobu altına yerleştirin ve mikro makas ve forseps kullanarak fazla sinirleri ve kan damarlarını çıkarın.
    10. Enzimlere daha iyi maruz kalmak için DRG'yi kesin, ancak DRG'yi kınından çıkarmayın.
  5. DRG nöron ayrışması:
    1. Enzimleri ılık EBSS ortamına ekleyin (su banyosunda tutulur). Çözünmesi için kısa bir süre çalkalayın ve süzgeçten süzerek sterilize edin.
    2. Steril bir Pasteur pipeti kullanarak, tüm DRG'yi enzim çözeltisine yerleştirin. HBSS enzim karışımını seyrelteceği için DRG ile eklenen HBSS hacmini en aza indirin. Şişeyi sıkıca kapatmadan önce şişeyi %95O2 ve %5 CO2 ile 60 saniye boyunca gazlayın.
    3. Şişeyi 37 °C'ye ayarlanmış çalkalama suyu banyosunda 240 rpm'de 60 dakika inkübe edin.
    4. İnkübasyonun sonunda, DRG 50'i ayırmak için şişeyi 5x'i kuvvetlice sallayın.
    5. Steril koşullar altında, enzimleri durdurmak için şişeye 5 ml MEM Plus ekleyin.
    6. Şişe içeriğini 15 ml'lik steril bir santrifüj tüpüne aktarın ve 6 dakika boyunca 16 x g'da santrifüjleyin.
    7. Süpernatanı çıkarın ve atın, numuneye 5 ml MEM Plus ekleyin. Peleti parçalamak için pipetle hafifçe ezin.
    8. Santrifüjleme adımını tekrarlayın, süpernatanı çıkarın ve atın ve 500 μl MEM Plus ekleyin. Bir hücre süspansiyonu yapmak için bir pipet üzerinde 1 ml'lik bir pipet ucuyla hafifçe ezin.
    9. Bir polilizin kaplı cam lameti 35 mm'lik boş bir steril kaba yerleştirin. Lamelin ortasına bir damla (~ 50 μl) hücre süspansiyonu ekleyin.
    10. Hücre çözeltisi bitene kadar tekrarlayın.
    11. 35 mm'lik tabakları, nöronların lamellere yapışmasını sağlamak için 1 saat boyunca 37 °C ve %5CO2 inkübatöre yerleştirin.
    12. Her tabağa 2 ml daha fazla ortam ekleyin ve inkübatöre geri dönün.

3. Yama Kelepçesi Kaydı

  1. Kayıt için çözümler: Bu çözümler NaV akımlarını kaydetmek içindir. Farklı bileşime sahip çözelti örnekleri bu referanslardabulunabilir 5-7.
    1. Dış çözelti: (mM cinsinden) 45 NaCl, 100 N-metil-d-glukamin (NMG)•Cl, 4 MnCl2, 10 Na•HEPES ve 10 glikoz, pH = 7.4 ve ozmolarite = 320 mOsm.
    2. İç çözelti: (mM cinsinden) 104 NMG•Cl, 14 Kreatin•PO4, 6 MgCl2, 10 NMG•HEPES, 5 Tris•ATP, 10 NMG2•EGTA ve pH 7.4 ve ozmolarite = 300 mOsm ile 0.3 Tris2•GTP.
  2. İyonik akımların ölçümü:
    1. Kayıt elektrotlarını bir elektrot çekicideki cam kılcal damarlardan çekin ve bir microforge kullanarak uçları ısıyla parlatın. Elektrotların direnci tipik olarak 2-3 MΩ'dur
    2. Epifloresanslı bir mikroskop ve bir TRITC küpü kullanarak DiI etiketli DRG nöronlarını tanımlayın. DiI, 550 nm'lik bir uyarma dalga boyuna ve 570 nm'lik bir emisyon dalga boyuna sahiptir.
    3. Cam elektrodu iç solüsyonla doldurun (sadece elektrot ucunun ~ 1 cm'sini törpüleyin) ve sıkışan kabarcıkları çıkarmak için hafifçe vurun. Elektrot tutucusuna yerleştirin ve bir mikromanipülatör kullanarak hücreye hareket ettirin.
    4. Elektrot hücreye temas ettiğinde, sıkı bir conta oluşana kadar (elektrot direncindeki artışla belirlenir) emme borusundan hafifçe emme uygulayın.
    5. Membran voltajını istenen tutma potansiyelinde (tipik olarak -60 ila -120 mV) sıkıştırın.
    6. Elektrotun ucundaki membran yamasını çıkarmak için daha güçlü emme uygulayarak tüm hücre yama kelepçesi konfigürasyonunu elde edin. Tüm hücre konfigürasyonuna geçiş, elektriksel olarak kapasitif akım8-10'da bir artış olarak gözlenir.
    7. Yama kelepçesinin kompanzasyon devresini kullanarak seri direnci telafi edin ampyükseltici (en az %80 kompanzasyon kullanın)8,10.

4. İmmünositokimya

  1. Nöronları 1 saat boyunca% 4 paraformaldehit ile lamellere sabitleyin ve daha sonra 10 dakika boyunca% 2 Tween 20 ile fosfat tamponlu salin (PBS) içinde geçirgenleştirin.
  2. Sabit hücreler O / N'yi bir bloke edici çözelti (normal serum veya Sığır Serum Albümini) ve ayrıca ilgilenilen spesifik bir antijene bağlanmak için geliştirilmiş bir antikor olan birincil antikor içinde inkübe edin.
  3. Primer antikorlardan yoksun olan bloke edici çözeltide bir nöron O / N kontrol setini inkübe edin.
  4. Lamelleri PBS tamponu 3x ile 5 dakika yıkayın, ardından bağlanmamış primer antikoru çıkarmak için her biri 5 dakikalık 2 yıkama% 1 Tween 20 ile yıkayın.
  5. Test edin ve kontrol lamellerini, görselleştirmeye izin vermek için birincil antikora bağlanan uygun floresan etiketli ikincil antikorla inkübe edin.
  6. Fazla sekonder antikoru çıkarmak için lamelleri PBS 3x ile 5 dakika yıkayın.
  7. Lamelleri montaj ortamını kullanarak temiz bir cam sürgün üzerine monte edin.
  8. Sabitlemek için lamel kenarına şeffaf oje sürün. Kuruduktan sonra, nöronları görselleştirin ve floresan mikroskobuna eşlik eden yazılımı kullanarak görüntüleri yakalayın.
    Not: Bu çalışmada, NIS elemanları BR 3.2 yazılımı ile bir Nikon Mikroskobu kullanılmıştır. Pozlama süresi optimize edildi ve kontrol ve test slaytları için aynı tutuldu.
  9. ImageJ (rsbweb.nih.gov/ij/index.html) gibi görüntüleme yazılımlarını kullanarak tek tek nöronlardan floresan yoğunluğunu ve hücre boyutunu ölçün.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Burada açıklanan yöntemi kullanarak, DRG'deki kas afferent nöronlarını tanımladık ve bu nöronlar tarafından ifade edilen voltaj kapılı sodyum kanallarını (NaV) belirlemeye devam ettik. DiI etiketli kas afferent nöronları (Şekil 1C), DRG'deki toplam nöron popülasyonunun küçük bir kısmını oluşturdu ve nöronların ortalama 'sı (167/1047) etiketlendi. Niceleme, önce ImageJ kullanılarak floresansın ölçülmesi ve pozitif etiketli nöronların eşiğini belirlemek için yoğunluk verilerinin histogramlarının çizilmesiy...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Triceps surae kaslarından (örneğin gastroknemius) kaynaklanan kas afferentleri, egzersiz baskılayıcı refleksini (EPR) araştırmak için birçok çalışmada kullanılmıştır13. EPR'ye aracılık eden duyusal nöronları incelemeye olan ilgi göz önüne alındığında, boya enjeksiyonu için gastroknemius kasları seçildi. DiI, lipofilik doğası nedeniyle ve bozulmamış plazma zarı3,14'ten difüzyon yoluyla nörondan kaybolmadığı için seçilmiştir. Bu yöntemi bir kılavuz olarak kullanarak, innerve edici afferent nö...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan etmemektedir.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüleri Hibe AR059397 (KSE) tarafından finanse edilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
NaV 1.8AbcamAb93616
NaV 1.1 / 1.6 / 1.7 ve 1.9Alamone Labs, Kudüs, İsrailASC- 001/ 009 /008 /017
Alexa Fluor ikincil antikorlarInvitrogen
Normal keçi serumu
Floro-Jel ElektronMikroskobu Bilimleri17985

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hu, P., McLachlan, E. M. Selective reactions of cutaneous and muscle afferent neurons to peripheral nerve transection in rats. J. Neurosci. 23, 10559-10567 (2003).
  2. Wang, H. J., et al. Endogenous reactive oxygen species modulates voltage-gated sodium channels in dorsal root ganglia of rats. J. Appl. Physiol. 110, 1439-1447 (2011).
  3. Köbbert, C., et al. Current concepts in neuroanatomical tracing. Prog. Neurobiol. 62, 327-351 (2000).
  4. Matsubayashi, Y., Iwai, L., Kawasaki, H. Fluorescent double-labeling with carbocyanine neuronal tracing and immunohistochemistry using a cholesterol-specific detergent digitonin. J. Neurosci. Methods. 174, 71-81 (2008).
  5. Ikeda, S. R., Schofield, G. G., Weight, F. F. Na+ and Ca2+ currents of acutely isolated adult rat nodose ganglion cells. J. Neurophysiol. 55, 527-539 (1986).
  6. Yarotskyy, V., Elmslie, K. S. Roscovitine Inhibits CaV3.1 (T-Type) Channels by Preferentially Affecting Closed-State Inactivation. J. Pharmacol. Exp.Ther. 340, 463-472 (2012).
  7. Ganapathi, S. B., Kester, M., Elmslie, K. S. State-dependent block of HERG potassium channels by R-roscovitine: implications for cancer therapy. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 296, 701-710 (2009).
  8. Jones, S. W. Neuromethods Vol. 14 Neurophysiological Techniques: Basic Methods and Concepts. Baker, G. B., Vanderwolf, C. H., Boulton, A. A. , The Humann Press, Inc. 143-192 (1990).
  9. Penner, R. Single-Channel Recording. Sakmann, B., Neher, E. rwin 1, Plenum Press. 3-30 (1995).
  10. Marty, A. aN., Erwin, Single-Channel Recording. Sakmann, B., Neher, E. rwin 2, Plenum Press. 31-52 (1995).
  11. Ramachandra, R., McGrew, S. Y., Baxter, J. C., Kiveric, E., Elmslie, K. S. Tetrodotoxin-resistant voltage-dependent sodium (NaV) channels in identified muscle afferent neurons. J. Neurophysiol. , (2012).
  12. Ramachandra, R., McGrew, S. Y., Baxter, J. C., Howard, J. R., Elmslie, K. S. NaV1.8 channels are expressed in large, as well as small, diameter sensory afferent neurons. Channels. 7, 0-1 (2013).
  13. Smith, S. A., Mitchell, J. H., Garry, M. G. The mammalian exercise pressor reflex in health and disease. Exp. Physiol. 91, 89-102 (2006).
  14. Honig, M. G., Hume, R. I. Dil and diO: versatile fluorescent dyes for neuronal labelling and pathway tracing. Trends Neurosci. 12, 333-335 (1989).
  15. von Bartheld, C. S., Cunningham, D. E., Rubel, E. W. Neuronal tracing with DiI: decalcification, cryosectioning, and photoconversion for light and electron microscopic analysis. J. Histochem. Cytochem. 38, 725-733 (1990).
  16. Fuller, B. C., Sumner, A. D., Kutzler, M. A., Ruiz-Velasco, V. A novel approach employing ultrasound guidance for percutaneous cardiac muscle injection to retrograde label rat stellate ganglion neurons. Neurosci. Lett. 363, 252-256 (2004).
  17. Takahashi, Y., Nakajima, Y. Dermatomes in the rat limbs as determined by antidromic stimulation of sensory C-fibers in spinal nerves. Pain. 67, 197-202 (1996).
  18. Zhou, W., Jones, S. W. Surface charge and calcium channel saturation in bullfrog sympathetic neurons. J Gen Physiol. 105, 441-462 (1995).
  19. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391, 85-100 (1981).
  20. Margas, W., Mahmoud, S., Ruiz-Velasco, V. Muscarinic Acetylcholine Receptor Modulation of Mu ({micro}) Opioid Receptors in Adult Rat Sphenopalatine Ganglion Neurons. J. Neurophysiol. 103, 172-182 (2010).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Duyusal N ronlarDorsal K k GanglionlarRetrograd aretlemeYama Kenetleme Elektrofizyolojisimm nositokimyayon Kanal EkspresyonuDiI EnjeksiyonuKas AfferentleriDRG zolasyonuFloresan Mikroskopi

İlgili makaleler