Dev siliyer Stentor coeruleus, tek hücrelerde rejenerasyon ve yara iyileşmesini incelemek için klasik bir sistemdir. Stentor hücrelerini aynı anda düşük ve yüksek büyütmede görüntüleyerek, yaralama öncesinde, sırasında ve sonrasında sitoplazmik akışları ölçmek mümkündür.
Yöntem makalesi
Tek hücreli Yara Şifa sırasında Sitoplazmik Akışı görselleştirme Stentor coeruleus
Bu makalede
Özet
Özet
Yara iyileşmesi genellikle tüm dokular düzeyinde ele alınsa da, çoğu durumda tek tek hücreler kendi içlerindeki yaraları iyileştirebilir ve hücresel içerik dışarı sızmadan önce kırık hücre zarını onarabilir. Hücrelerin bir milimetreden daha büyük olabildiği dev tek hücreli organizma Stentor coeruleus, tek hücrelerde yara iyileşmesini incelemek için klasik bir model organizma olmuştur. Stentor hücreleri, canlılık kaybı olmadan ikiye bölünebilir ve hatta birlikte kesilip aşılanabilir. Ancak kesmeye karşı bu yüksek tolerans, sitoplazmanın neden sadece kesimin boyutundan dışarı akmadığı sorusunu gündeme getiriyor. Burada, Stentor hücrelerini kesmek için bir yöntem sunarken, aynı anda kesimin yakınındaki sitoplazmanın hareketini yüksek uzamsal ve zamansal çözünürlükte görüntülüyoruz. Yöntemimizin anahtarı, ameliyatın, yüksek NA lensli ters çevrilmiş bir mikroskop kullanılarak aynı anda yüksek çözünürlükte aşağıdan görüntülenen bir odaya odaklanan bir diseksiyon mikroskobu altında gerçekleştirildiği bir "çift katlı" mikroskop konfigürasyonu kullanmaktır. Bu kurulum, sitoplazmanın yüksek çözünürlüklü izlenmesine izin verirken, cerrahi prosedür üzerinde yüksek düzeyde kontrol sağlar.
Giriş
Rejenerasyon ve yara iyileşmesi, mekanizmaları aktif araştırma alanları olarak kalan önemli biyolojik süreçlerdir. Nitekim yaraları iyileştirme ve hasarlı parçaları yeniden oluşturma yeteneği, canlıları cansız nesnelerden ayıran özelliklerden biridir. Normalde, rejenerasyona, kök hücrelerin hasar görmüş veya kopmuş bir hayvan parçasını yeniden inşa etmek için gereken çeşitli hücre tiplerine farklılaşmasının aracılık ettiği düşünülürken, yara iyileşmesi, sağlam bir epiteli yeniden inşa etmek için bir yarayı istila eden yeni hücreler açısından görülür. Bu nedenle, her iki sürece de tek tek hücrelerin kolektifleri aracılık ediyor gibi görünmektedir ve bu nedenle özünde çok hücreli süreçler gibi görünmektedir. Bu nedenle, tek tek hücrelerin bazı durumlarda yaraları onarabilmesi ve kaybedilen bileşenleri yeniden oluşturabilmesi potansiyel olarak şaşırtıcıdır1. Tek hücreler içindeki yara iyileşmesi, aktin-miyozin, çanta ipi, yara etrafında kasılma ve ekzositotik veziküllerin1-3'ün hızlı füzyonu ile zar yaması dahil olmak üzere birden fazla yolu içerebilir. Her ne kadar birçok hücre tipi bir dereceye kadar yara iyileşmesi4-6 yeteneğine sahip olsa da, belki de en dramatik örnek, Şekil 1'de gösterilen dev siliyer Stentor coeruelus7'dir. Bireysel Stentor hücreleri 1 mm uzunluğundadır ve kirpik sıraları ile kaplıdır. Stentör hücreler koni şeklinde, bir ucunda binlerce kirpikten oluşan ağız içi bir aparat, diğer ucunda ise dar tutunma hızlı bir yapıdadır. Stentor, rejenerasyonu incelemek için klasik bir model organizmaydı çünkü hücrenin herhangi bir kısmı kesilirse, yeniden üretebilirdi7. Örneğin, klasik bir deney dizisinde, Thomas Hunt Morgan8, bir Stentor hücresinin ikiye bölünebileceğini ve her bir yarının normal orantılı bir hücreyibirkaç saat içinde 8 oluşturacağını gösterdi. Stentor'da rejenerasyondan sorumlu moleküler yollar tamamen bilinmemektedir.
Stentor hücrelerinin bir rejenerasyon modeli sistemi olarak hizmet etme yeteneği, bu hücrelerin kesildikten sonra kendilerini iyileştirme konusundaki inanılmaz yeteneklerine dayanır. Bir Stentor hücresinin sitoplazması, hücre kesildiğinde neden dışarı sızmaz? Yara iyileşmesi, hücre korteksinin hemen kasılmasına bağlı değildir, çünkü iki Stentor hücresi almak, onları kesmek ve daha sonra iki kesilmiş hücreyi çeşitli konfigürasyonlarda bir araya getirmek mümkündür7. Bu tür aşılama deneyleri sırasında, iki hücrenin sitoplazması, hücreler birbirine itildiğinde kaynaştığı için açıkta kalmalıdır. Her nasılsa, sitoplazma aşılamaya izin verecek kadar çevredeki ortama maruz kalır, ancak yine de hücreden dışarı akmaz. Stentor'un sitoplazması, plazma zarında büyük bir delik açılsa bile dışarı akamayacak kadar elastik mi? Hücreler, sitoplazmanın dışarı akmasını önlemek için bir yaranın etrafındaki lokal olarak sitoplazmanın viskozitesini arttırır mı? Sitoplazma, oldukça karmaşık bir aktif materyal9-11'dir ve Stentor yara iyileşme yanıtı, tek hücreli yara iyileşmesi sırasında sitoplazmik akışları ve mekaniği incelemek için eşsiz bir fırsatı temsil eder. Bununla birlikte, Stentor'da yarayı indüklemek için cerrahi yöntemlerin kullanılması teknik bir zorluk teşkil etmektedir. Konvansiyonel cerrahi paradigma olan cam iğneler kullanılarak 1 mm uzunluğundaki bir hücreyi kesmek için düşük büyütme ile uzun çalışma mesafesi ile ameliyat etmek gerekir. Bu görüntüleme koşulları altında, sitoplazmanın akışını izlemek mümkün değildir ve belirlenebilecek tek şey sitoplazmanın hücre içinde kalıp kalmadığıdır. Sormak istediğimiz asıl soru, kesme ve iyileşme sırasında sitoplazmanın hareketinin ve viskozitesinin nasıl değişebileceğidir. Bu, yüksek çözünürlüklü görüntüleme gerektirir. Burada, Tartar'ın Stentor7'yi kesme protokolünün bir uyarlamasını sunuyoruz, bu da kesimin tüm hücreyi görmek için daha düşük büyütmeli optikler altında yapılmasına izin verirken aynı zamanda yüksek çözünürlükte sitoplazma akışını gözlemliyor ve bu sistemin tek hücreli yara iyileşmesi mekanizmalarını keşfetmek için bir platform olarak kullanılmasına izin veriyor
.Protokol
1. Hücre Kültürü ve Toplama
- Stentor coeruleus hücrelerini ya Tartar7 tarafından tarif edildiği gibi doğal havuzlardan ya da ticari bir tedarikçiden alın (bkz Reaktifler).
- 0.75 mM Na2CO3, 0.15 mM KHCO3, 0.15 mM NaNO3, 0.15 mM KH2PO4, 0.15 mM MgSO4, 0.5 mM CaCl2 içeren Tartar7 ve De Terra12 tarafından tarif edilen tariflerden uyarlanan Modifiye Stentor Ortamında (MSM) karanlıkta 20 ºC'de büyüyerek kültürleri koruyun, ve 1.47 mM NaCl.
- Ortama canlı av ekleyerek MSM ortamını bir karbon kaynağı ile destekleyin. Standart kültür yöntemlerini kullanarak Chlamydomonas reinhardtii TAP besiyeri kültürlerini büyütün13. Beslenmeden önce, MSM'de Chlamydomonas hücrelerini yıkayın. Haftada 2-3 kez 300 ml Stentor kültürleri ~ 3 x 107 Chlamydomonas hücresi besleyin.
- Bir pipet kullanarak ameliyat için Stentor hücrelerini toplayın. Stentor genellikle kültür kabının dibine ve yanlarına tutunur ve bu nedenle hücreleri toplamak için, hücreler ayrılmaya ve serbestçe yüzmeye başlayana kadar bir pipet ucundan hava köpürterek kültürü çalkalar.
- Hücrelerin kesilmesini önlemek için geniş delikli bir uçla donatılmış bir pipet kullanarak yüzme hücrelerini yakalayın.
- Toplanan hücreleri taze MSM'de yıkayın.
2. Mikrocerrahi için Aletlerin Hazırlanması
- Uçları erimeye başlayana kadar iki cam karıştırma çubuğunu bir Bunsen brülörü veya başka bir alev üzerinde tutun.
- Erimiş camın kaynaşması için iki çubuğun uçlarını birbirine dokundurun.
- İki çubuk arasında küçük bir erimiş cam damlası oluşturduktan sonra, bunları alevden çıkarın, 1-2 saniye soğumaya bırakın ve ardından temiz bir mola vermek için ayırın. İdeal olarak, cam soğudukça cam ince teller halinde dışarı çekilecek ve düzgün bir şekilde kırılacak ve bu da ucunda ince uçlu yaklaşık 1-2 cm uzunluğunda bir iğne ile sonuçlanacaktır (Şekil 2).
- Ortaya çıkan iğne yetersiz kalırsa, uçlar cam atıklarına ayrılabilir ve çubuklar yeniden kullanılabilir.
3. Mikrocerrahi ve gözlem için hücre montajı (Normal cerrahi)
- Vazelin ile kaplanmış ve bir cam lamel üzerine bastırılmış kare bir lastik damga kullanarak kare bir Vazelin duvarlı oda hazırlayın.
- Vazelin karesine %2 Metil Selüloz içeren MSM ekleyin.
- Lameli plastik bir adaptöre yerleştirin, bu da lamellerin standart bir slayt tutuculu bir mikroskop üzerine yerleştirilmesini sağlar (Şekil 3).
- Stentor hücrelerinin hareketliliğini engellemek için adım 1.6'dan yıkanmış hücreleri MSM artı metil selüloza ekleyin, böylece ameliyat sırasında yerinde kalırlar.
- Metil selülozdaki hücreleri, eşit aralıklarla yerleştirilecek ve görüntüleme sırasında odakta olacak şekilde lamel yüzeyine yeterince yakın itilecek şekilde düzenleyin.
4. Canlı Stentor Olarak Yara İyileşmesinin Yüksek Çözünürlüklü Görüntülenmesi
Bir Stentor hücresini düşük büyütme altında cerrahi olarak keserken aynı anda yüksek çözünürlükte görüntülemek için, ters çevrilmiş dürbünün mercek kafasına bağlı bir diseksiyon dürbünü ile bir "çift katlı" mikroskop oluşturun, böylece ters çevrilmiş dürbün slaydın altından odaklanırken slaydın üst kısmına odaklanır.
- Ters çevrilmiş dürbün üzerine bir slayt koyun (Zeiss Axiovert 200M veya Olympus IX80 kullanın).
- Diseksiyon mikroskobu gövdesini standından çıkarın ve slaydın düşük büyütmede görüntülenmesini sağlamak için diseksiyon dürbünü yerleştirmek için ters çevrilmiş mikroskop merceğinin üzerindeki yaklaşık konumu belirleyin.
- Bir karton kutuyu, ters çevrilmiş dürbün mercek kafası ile diseksiyon dürbünü arasındaki istenen boşlukla aynı kalınlığa sahip olacak şekilde değiştirin, ardından deney tamamlandığında kolayca çıkarılabilen laboratuvar bandı kullanarak ters çevrilmiş dürbün içine bantlayın. Kutunun kalınlığını, ters çevrilmiş mikroskobun mercek kafasının tam konfigürasyonuna ve diseksiyon mikroskobunun boyutuna göre ayarlayın, böylece numune, takıldıktan sonra diseksiyon kapsamını hareket ettirmeye gerek kalmadan görüş alanında olacaktır.
- Diseksiyon dürbününü kutuya karşı tutarak, slayt odaklanana kadar hareket ettirin, ardından laboratuvar bandı kullanarak kutuya tekrar bantlayın. Son konfigürasyon Şekil 4'te gösterilmiştir.
- DIC optiği ve 20X hava objektif lensi kullanarak ters çevrilmiş dürbün aracılığıyla hücreleri görüntüleyin. Mikrocerrahiyi yukarıdan gerçekleştirmek için yeterli alan sağlamak için uzun çalışma mesafeli bir DIC kondansatörü kullanın.
- 512 x 512 CCD kamera kullanarak saniyede 2 görüntü hızında görüntü elde edin.
- İlk sitoplazmik akış modelini yakalamak ve yara ve yara iyileşme sürecinin tüm aşamalarını gözlemlemek için hücreleri kesmeye başlamadan önce edinime başlayın.
- Rejenerasyon süreci boyunca sitoplazmik hareketleri görselleştirmek ve ölçmek için hücre normal görünümüne ve/veya aktif motiliteye geri döndüğünde edinimi sonlandırın.
5. Yara İyileşmesi Sırasında Sitoplazmik Akışın Analiz Edilmesi
Parçacık görüntü hızı (PIV) kullanarak sitoplazmik akışı ölçün. Bu teknik, akışkanlar dinamiği çalışmasında rutindir ve akışkanda ayrı ayrı izlenebilir parçacıkların yokluğunda akış alanları oluşturabilir. PIV, iletilen ışık mikroskobu14 ile hücre altı veziküllerin ve sitoplazmada görülebilen diğer özelliklerin görüntülenmesine dayalı olarak sitoplazma akışlarını ölçmek için kullanılmıştır.
- PIV için bir MATLAB paketi olan PIVLab'ı http://pivlab.blogspot.com/ web sitesinden indirin.
- Her video dizisi için tiff görüntü yığınını MATLAB içindeki PIV programına yükleyin.
- Ham verilerin Stantor gövdesi dışındaki bölgelerini maskelemek için her görüntü yığını için manuel olarak bir maske oluşturun.
- PIVLab'ı hızlı Fourier dönüşümü ayarını ve her karedeki pikselleri daha büyük kare piksellere bölecek olan 64 x 64 piksellik bir bölme boyutunu kullanacak şekilde ayarlayın.
- Her karedeki pikseller ile bir sonraki karedeki yakındaki pikseller arasındaki çapraz korelasyonları hesaplamak için PIVLab'ı çalıştırın ve ham verilerimizle aynı zaman çözünürlüğüne sahip olan her bir gruplanmış pikselde merkezlenmiş zamana bağlı bir akış vektörü elde edin.
- Kesmeden önce ve yara iyileşmesi sırasında Stentor ile alınan veriler arasında karşılaştırma yapmak için akış çizgileri oluşturmak için elde edilen vektör alanı çıktısının zaman ortalamalarını hesaplayın ve akış hızlarının histogramlarını hesaplayın (akış gücünü incelemek için) ve belirli bir pikselde zaman içindeki hız değişimini hesaplayın (akış dalgalanmalarını incelemek için).
- Stentor ikiye bölünmüş ve sitoplazma çevredeki tampona gözle görülür şekilde sızmış görüntü dizileri için, ortalama akış hızını hücre dışı sitoplazma kabarcığının tabanının kesit alanı ile çarparak hücre gövdesine toplam sitoplazma akışını hesaplayın.
Sonuçlar
Yukarıda açıklanan protokoller kullanılarak, Stentor sitoplazmasının hem kesilmeden önce hem de kesildikten sonra dikkat çekici şekilde dinamik olduğu saptanmıştır. Video 1, kesilmemiş hücrelerde mevcut olan kapsamlı sitoplazma akışını göstermektedir. Stentor'un kesilmeye karşı hayatta kalma yeteneğinin sitoplazmanın sertleşmesi veya jelleşmesiyle ilgili olacağına dair başlangıçtaki beklentimizin aksine, Stentor hücreleri sitoplazmayı hücre dışına çıkaracak kadar şiddetli bir şekilde kesildiğinde, sitoplazma oldukça dinamik kalmaya devam eder ve oldukça yönlendirilmiş bir biçimde hücre içine geri akmayı başarır (Video 2).
Yara iyileşmesi sırasında daha önce tahmin edilmeyen düzeyde bir sitoplazmik hareketin gösterilmesinin yanı sıra, analizdeki görüntüleme çözünürlüğü, parçacık görüntü hız ölçümü (particle image velocimetry) kullanılarak akış hızlarının miktarının belirlenmesi için kullanılabilir. Bu tür ölçümler yapabilme yeteneği, kimyasal inhibitörlerin etkisinin titizlikle test edilmesine olanak sağlayacaktır.
Şekil 1. Canlı bir Stentor hücresinin morfolojisi. Prosedür 1.3'te açıklandığı gibi Chlamydomonas ile beslenmiş, besin vakuollerinin içinde yeşil materyal olarak görülen canlı bir Stentor hücresinin karanlık alan görüntüsü. Hücrenin beslendiği oral aparat, görüntünün üst kısmında bir siliya halkası olarak görülmektedir.
Daha büyük görüntüyüye görüntülemek için buraya tıklayın.
Şekil 2. Cerrahi için cam iğnenin hazırlanması. (A) İğne, katı bir cam çubuğun ucundan çekilmektedir. (B) İğne ucunun, cerrahi için gerekli olan uzunluk ve keskinliği gösteren yüksek büyütmeli görünümü.
Daha büyük resmi görüntülemek için buraya tıklayın.
Şekil 3. Mikrocerrahi için özel lamaç tutucu. Optimal görüntüleme koşulları sağlanırken cerrahi için açık erişime izin vermek amacıyla hücreler, kalın bir cam lam yerine bir lamaç üzerine yerleştirilir. Lamaçla uyumlu olması için mikroskop tablasına yerleştirilebilen plastik bir tutucu, 3D yazıcı kullanılarak üretilebilir. Tutucu, standart bir mikroskop lamı ile aynı boyutlara sahipken, ortadaki çukurluk lamaç boyutlarıyla eşleşmektedir. Bir köşedeki delik, lamaçların tutucudan kolayca çıkarılmasını sağlar.
Daha büyük resmi görüntülemek için buraya tıklayın.
Şekil 4. Çift katlı mikroskop konfigürasyonu. Bir stereo mikroskop başlığı, ters mikroskobun oküler başlığının üzerine monte edilmiştir. Laboratuvar bandı, cihazın deney tamamlandığında hızla monte edilmesine ve sökülmesine olanak tanır.
Daha büyük resmi görüntülemek için buraya tıklayın.
Video 1. Canlı Stentor hücresinde gözlemlenen sitoplazmik akış örneği. Hücre, karanlık alan optikleriyle 10X objektif kullanılarak saniyede 2 kare hızında görüntülenmiştir.
Video 2. Ibir ... görüntülemesi Stentor hücrenin bir cam iğne ile kesildiği ve parçalandığı an. Kesme işleminden sonra, sitoplazmanın önemli bir miktarı ana hücre gövdesinden dışarı çekilmiştir; ancak sitoplazma hızla hücreye geri akar.
Tartışma
Bu yöntemin en önemli uygulaması, Stentor'da yara iyileşmesi sırasında sitoplazmik akışı düzenleyen moleküler yolakların belirlenmesinde kullanılması olacaktır. Motor proteinlerinin yanı sıra hücre iskeletinin bileşenlerini de hedef alan çok çeşitli kimyasal inhibitörler mevcuttur. Kalsiyum sinyali inhibitörleri de muhtemel adaylar olacaktır. Stres altında hücreden salınımı tetiklenen mavi pigment Stentorin'i içeren pigment granüllerini (ekstrozomlar) çıkarmak veya azaltmak ve Stentorin'in ekzositotik salınımının yakındaki sitoplazmanın akışını nasıl etkileyebileceğini sormak da ilgi çekici olacaktır. Pigment, kesmeden hemen önce yapılabilecek basit bir ağartma işlemi15 kullanılarak tükenebilir. Hücrelerin birer birer kesilmesi ve görüntülenmesi gerektiğinden, yara iyileşme testini paralel bir şekilde gerçekleştirmenin basit bir yolu yok gibi görünmektedir. Böylece, tek bir mikroskop kullanarak, hücreler üzerinde kabaca 0,5 saatte 1 oranında işlem yapmak ve ölçmek mümkün olacaktır, böylece tek bir çalışma günü boyunca, süreç üzerinde istatistiksel olarak anlamlı bir etkiye sahip olup olmadığını belirlemek için tek bir bileşik için yeterli veri noktası elde etmek mümkün olacaktır. Yöntem bu nedenle hiçbir şekilde yüksek verim olmasa da, dikkatlice seçilmiş birkaç hedef yola özgü seçilmiş bir dizi aday bileşiği taramak kesinlikle mümkün olacaktır.
Mevcut yaklaşımın önemli bir sınırlaması, çift katlı mikroskobun montajı için nispeten kaba bir yöntemdir. Görüntüleme için kullanılan ters çevrilmiş mikroskobun, diğer çalışanların başka amaçlar için kullanması gereken genel kullanımlı bir araç olduğunu varsayarsak, önemli bir husus, aparatın sökülüp yeniden monte edilebilme kolaylığıdır. Laboratuvar bandı kullanan mevcut yöntem gerçekten hızlı ve kolay bir şekilde sökülebilse de, her seferinde montaj sırasında kullanıcı tarafından dikkatli bir şekilde hizalanmasını gerektirir. Bu nedenle önemli bir değişiklik, ters çevrilmiş dürbünün göz merceği kafası ve diseksiyon dürbününün gövdesi için yuvalara sahip özelleştirilmiş bir çıkarılabilir tutucu oluşturmak olacaktır. Bunun modern 3D yazıcı teknolojisi kullanılarak üretilmesi kolay olmalıdır.
Yaklaşımın ikinci bir sınırlaması, akış belirteçleri olarak hücre içi organellerin DIC görüntülemesine güvenilmesidir. Mikroskopta gözlenen bu organellerin kimliği şu anda bilinmediğinden, boyutlarını veya diğer hücresel bileşenlerle potansiyel etkileşimlerini bilmek mümkün değildir. Bu nedenle, floresan boncuklar gibi dışsal izleyicileri enjekte etmek ve bunları akışı izlemek için kullanmak avantajlı olabilir. Ancak bu, deney yapılmadan önce fazladan bir adım - mikroenjeksiyon - gerektirecek ve böylece tahlili daha da yavaşlatacaktır.
Son önemli sınırlama, veri toplama için tek bir görüntü düzlemine güvenmektir. Bu testin birincil önemi, sadece bir yaranın iyileşip iyileşmediğini sormanın ötesine geçmesi ve akış modelinin ayrıntılı analizinin elde edilmesine izin vermesidir. Bu bakımdan görüntülemenin üç boyutlu görüntülemeye genişletilmesi son derece önemli olacaktır. Mevcut yöntem tek bir odak düzlemini görüntüler ve bu nedenle PIV analizi yapıldığında sonuç, tam üç boyutlu akış alanı boyunca bir dilimdir. Bu bilgilendirici ama eksik. Her zaman adımında 3 boyutlu görüntüler elde ederek, tamamen üç boyutlu bir akış alanı elde etmek mümkün olmalıdır. Bu, sitoplazmanın yara bölgesinin hemen yakınında tam olarak nasıl hareket ettiğini gözlemlemek için özellikle kritik olacaktır.
Açıklamalar
Yazarlar, rekabet eden hiçbir finansal çıkarları olmadığını beyan ederler.
Teşekkürler
Bu çalışma NIH hibesi R01 GM090305 (WFM) tarafından desteklenmiştir. Burada açıklanan prosedür, 2012 yazında Deniz Biyolojisi Laboratuvarı Fizyoloji Kursunda geliştirilmiştir ve öğrencilere, eğitmenlere ve kurs yöneticilerine birçok yararlı ve teşvik edici tartışma için teşekkür ederiz.
Malzemeler
| Ad | Şirket | Katalog numarası | Yorumlar |
|---|---|---|---|
| Stentor coeruleus canlı kültür | Carolina Biyolojik | 131598 | |
| Metil Selüloz, 1.500 cP | Sigma | M0387 | |
EKİPMAN : | |||
| Malzeme Adı | Firma | Katalog Numarası | |
| Yumuşak cam karıştırma çubuğu 5 inç uzunluğunda | Fisher Scientific | 11-380A | |
| Kültür Kabı 4.5 in 250 ml cam | Carolina Biological | 741004 | |
| IX81 ters mikroskop | Olympus | ||
| Axiovert 200M ters mikroskop | Zeiss | ||
| Stemi 2000 Stereo Mikroskop | Zeiss | ||
| Evolve 512 x 512 EMCCD kamera | Fotometri | ||
| Planı Apo 20X objektif | Olympus | UPLSAPO |
Kaynaklar
- Sonnemann, K. J., Bement, W. M. Wound repair: toward understanding and integration of single-cell and multicellular wound responses. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 27, 237-264 (2011).
- Idone, V., Tam, C., Andrews, N. W. Two-way traffic on the road to plasma membrane repair. Trends Cell Biol. 18 (11), 552-559 (2008).
- Reddy, A., Caler, E. V., Andrews, N. W. Plasma membrane repair is mediated by Ca2+-regulated exocytosis of lysosomes. Cell. 106 (2), 157-169 (2001).
- Foissner, I., Wastenays, G. O. The characean internodal cell as a model system for studying wound healing. J. Microsc. 247 (1), 10-12 (2012).
- Bement, W. M., Mandato, C. A., Kirsch, M. N. Wound-induced assembly and closure of an actomyosin purse string in Xenopus oocytes. Curr. Biol. 9 (11), 579-587 (1999).
- Kim, H. G., Klotchkova, T. A., Kang, Y. M. Life without a cell membrane: regeneration of protoplasts from disintegrated cells of the marine green alga Bryopsis plumosa. J. Cell Sci. 114 (11), 2009-2014 (2001).
- Tartar, V. The Biology of Stentor. , Pergamon Press. 434 (1961).
- Morgan, T. H. Regeneration of proportionate structures in Stentor. Biol. Bull. 2 (6), 311-328 (1901).
- Heidemann, S. R., Wirtz, D. Towards a regional approach to cell mechanics. Trends Cell Biol. 14 (4), 160-166 (2004).
- Kasza, K. E., Rowat, A. C., Liu, J., Angelini, T. E., Brangwynne, C. P., Koenderinck, G. H., Weitz, D. A. The cell as a material. Curr. Opin. Cell Biol. 19 (1), 101-107 (2007).
- Mitchison, T. J., Charras, G. T., Mahadevan, L. Implications of a poroelastic cytoplasm for the dynamics of animal cell shape. Sem. Cell Dev. Biol. 19 (3), 215-223 (2008).
- De Terra, N. Culture of Stentor coeruleus on Colpidium campylum. J. Eukar. Microbiol. 13 (3), 491-492 (1966).
- Harris, E. H. The Chlamydomonas Sourcebok. 1, (2009).
- Vallotton, P., Ponti, A., Waterman-Storer, C. M., Salmon, E. D., Danuser, G. Recovery, visualization, and analysis of actin and tubulin polymer flow in live cells: a fluorescent speckle microscopy study. Biophys. J. 85 (2), 1289-1306 (2003).
- Miyake, A., Harumoto, T., Iio, H. Defence function of pigment granules in Stentor coeruleus. Eur. J. Protistol. 37 (1), 7-88 (2001).
Yeniden basım ve izinler
