Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Intramiyokardiyal Hücre Teslimat: Mürin Hearts Gözlemler

13.4K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/51064

⸱

24 Ocak 2014

 ,  ,  , 
1Magdi Yacoub Institute, Imperial College London, 2National Heart and Lung Institute, Imperial College London, 3Australian Regenerative Medicine Institute, Monash University

Bu makalede

Özet

Hipertansiyon ya da miyokart enfarktüsü gibi kalp-damar hastalıkları, kemirgen modellerinde intramiyokardiyal hücre dağıtım yaygın rejeneratif çalışmalarda farklı hücre tiplerinin terapötik potansiyelini test etmek için kullanılır. Bu nedenle, ayrıntılı bir açıklama ve bu cerrahi işlemin açık bir görselleştirme küçük kemirgenler kardiyovasküler hücre tedavi analizlerin sınırlarını ve avantajlarını tanımlamak için yardımcı olacaktır.

Özet

Önceki çalışmalar, hücre teslim sitokinler ve kardiyak doku revaskülarizasyon ve hücre sağ kalımı arttırmak faktörlerin salınımı ile kardiyak fonksiyon düzelmesini teşvik ettiğini gösterdi. Buna ek olarak, bundan başka gözlemler kardiyak kök hücreler, mezenkimal kök hücreleri ve cardiospheres gibi belirli kök hücreler, kardiyomiyositler, yumuşak kas hücreleri ve endotel hücrelerine diferansiyel çevredeki miyokard içinde entegre yeteneğine sahip olduğunu ortaya koydu.

Burada, güvenli bir immüno-farelerin sol ventrikül duvar içine kontraktil olmayan hücreler sağlamak için malzeme ve yöntemler sunar. Bu mikrocerrahi prosedürün belirgin adımlar anestezi ve analjezi enjeksiyon, entübasyon, göğüs açık ve steril 30-gauge iğne ve hassas bir mikrolitre şırınga ile hücrelerin kalp ve teslim maruz kesi içerir.

Kalp hasat, embeddi oluşan doku işlemeng, kesit ve histolojik boyama intramiyokardiyal hücre enjeksiyonu küçük bir epikardiyal alanında hasar, hem de ventrikül duvarında ürettiğini göstermiştir. Kontraktil olmayan immün hücreler, farelerin miyokard duvarına muhafaza edildi ve kalp basıncı ve mekanik yükten koruma muhtemel fibrotik doku tabakasıyla çevrili edilmiştir.

Giriş

Çeşitli hücre dağıtım protokoller, insan hastalarda, bu deneysel prosedürün verimliliği, etkinlik ve güvenlik çeviri amacıyla kalp ve damar hastalıkları, murin ve sıçan modellerinde test edilmiştir. Sıçan kalbi 3 antegrad ve retrograd 4 intrakoroner hücre infüzyonu olarak da kullanılabilir ise küçük bir kemirgen kalplerde, intrakardiyak, hücre dağıtım, hücre teslim 1,2 en uygun yöntemdir. Her iki yöntem sınırları ve avantajları var. İntrakoroner yolla hücre teslim küresel cep yayılmasını 3 teşvik doğrudan kas içine enjeksiyon üzerinde teorik avantajları vardır, ama aynı zamanda koroner emboli, 3,5 neden riski vardır. Intramiyokardiyal teslim Sınırlamalar mekanik yaralanma, akut inflamasyon, ve miyokard hasarı 6,7 ile ilişkilidir. İnsanlarda, kalp onarım için hücreler, endokardiyal veya cerrahi epikardiyal yoluyla intrakardiyak enjeksiyonu ile teslim ediliryaklaşım ya da İntrakoroner arter yol 8 ile. Transvasküler yollardan enjeksiyon akut enfarktüs ve reperfüzyon miyokardiyumda hastalarda uygundur, ancak toplam örtme ya etkilenen topraklarının 9 damarlar içinde yoksul akış durumunda mümkün olmayabilir. Transendocardial veya transepicardial enjeksiyon ile ventriküler duvarın içine direkt enjeksiyon, hastanın sağlık durumu ile ilgili olarak teknik olarak mümkün değildir. Gerçekten de, bu transepicardial enjeksiyon için bir açık göğüs cerrahi gereklidir ve transendocardial için uygun bir işemik ya da yaralı miyokard 9 siteleri ayırt etmek için gerekli olan her bir hasta için bir elektrofizyolojik eşleme yaklaşımlar her ne kadar bu teknik, 10,11 güvenli olduğu gösterilmiştir.

Önemlisi, hücre tedavisi çalışmalarında nakledilen iyi hücrenin seçimi halen araştırılmaktadır. Kısa vadeli analizleri (4 hafta) gösterdi ki cardiospheres olarak tanımlanan kardiyak kök hücre enjeksiyonu 12 veya kemik iliğinden 13 yan nüfus hücreleri yara boyutu ve hücre ölümünü azaltarak enfarktüsteki kemirgen 14 ve sıçan 15 modellerinde kardiyak fonksiyonel iyileşme kaynaklı. Immünosupresyonun olmadan bir sıçan miyokard enfarktüsü modelinde cardiospheres arasında allojenik transplantasyon kardiyak rejenerasyon terfi, güvenli bulundu, ve endojen tamir mekanizmalarının 15 uyarılması ile kalp fonksiyonları geliştirildi. Kalbinde Lin-/c-kit + yetişkin projenitör hücrelerin in vitro ve in vivo olarak kendini yenileyen, klonojenik ve multipotent olduğu gösterilmiştir ve bir işemik sıçan kalbi enjekte edildiğinde yaralı miyokard duvar 16 arasında büyük bir kısmı yeniden kurulmuş ve vardı iletken ve orta ölçekli koroner arterleri 17 oluşturmak için yeteneği. Bu umut veren veriler faz yakıtlı I ve II, insanlarda klinik çalışmalar: otolog ve allojeneik mezenkimal kök hücreler (MSC) 18 enjeksiyonu, 19, cardiospheresYa da c-Kit pozitif kardiyak kök hücreler (CSC) iskemik insan gönlünde her 20 uzun dönemli çalışmalarda kalp fonksiyonunda yararlı etkileri olduğunu göstermiştir. Bununla birlikte, geniş kapsamlı, uzun süreli izlem ve retrospektif meta-analiz kök hücre tedavisi değil, öngörülemeyen sonuçları 21 bir dizi ile diğerleri, bazı hastalar için önemli fayda sağladığını göstermiştir. Bu sınırlamalar, her birey ve her bir hastalık için hücre teslimat özel protokoller tasarımını gerektirecek olasıdır.

Fare ve sıçan modellerinde, uzun vadeli çalışmalar hücre enjeksiyonu ayrıca kalp fonksiyonunu (12 ay) düzelmedi ortaya koymuştur. Gerçekten de, insan embriyonik kök hücre türetilmiş kardiyomiyositler (HESC-CM) greft ölçüde fibrotik doku 22,23 tabakasıyla ana miyokardiyumundan izole edilmiştir. Benzer sonuçlar Enfarktüslü farelerin 24 kalbine iskelet miyoblastların intramiyokardiyal naklinden sonra gözlenmiştir. Furthermo, yeniden enfarktüslü kalp fonksiyonunu korumak için allojeneik MSC nin uzun vadeli yeteneği farklılaşması 25 sonra bir imünojenik durumuna bir immunoprivileged geçiş ile sınırlı kalmıştır.

Dikkate yukarıda özetlenen sorunlar ve beklentileri dikkate alarak, biz farelerde intramiyokardiyal enjeksiyon yoluyla hücreleri sunmak için burada nasıl göstereceğim. Biz kardiyomyosit kasılma özelliğinin olmadan hücrelerin konak miyokardın ile bağlı ve ince fibrotik bariyer ile kaynaşmış bir kütle oluşturmak olmadığını gözlemlemek. Bazı durumlarda bu sonuç avantajlı olabilir, aşağıdaki analiz hücre nakli de işlevsel olarak bağlantılı miyokard yapıları oluşturmak için modüle edilebilir anlamak için yararlı olabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm hayvan çalışmaları, uluslararası (Avrupa Parlamentosu Direktifi 2010/63/EU Sayılı) ve ulusal (UK Home Office, Act 1986) düzenlemelerine uygun olarak yapılmıştır. Burada açıklanan prosedürler İngiltere lisans otoriteleri altında çalışma planımızın bir parçası olan ve kayıt amacıyla alınan olmamıştır.

1.. Hücreler hazırlanması

Bu protokol, gösterim amacıyla, belirli bir hücre çizgisi (insan embriyonik böbrek HEK293 hücreleri) hazırlanmasını tarif etmektedir. Hücre-özel protokoller büyüyen ve sonunda belirli bir hücre soyları içine pluripotent veya yetişkin kök hücreleri farklılaştırarak için istihdam edilmelidir.

  1. DMEM ortamı,% 1 sodyum piruvat, 2 mM glutamin,% 1 antibiyotik Pen / Strep ve% 10 Fetal Sığır Serumu (FBS) ihtiva eden (yüksek glukoz, 4500 mg / L) içinde hücreler büyür. Bir 10 cm plaka normalde 01:03 de bölünmüş olmalıdır ve medya her iki günde bir, taze desteklenmiştir.
  2. Tryps ile hafif hücre tedavisi01:01 tarif edildiği gibi DMEM ortamı içinde tekrar süspansiyon ve 1x.
  3. Bir hemositometre odasında hücreleri saymak ve ayrı bir tüpe 3 x 10 6 hücre toplamak.
  4. 5 dakika boyunca 100 g bir sallanan kepçeli rotor içinde santrifüjleyin.
  5. Süpernatantı atın ve steril fosfat tamponu 2x ile hücre pelet yıkayın.
  6. Immüno-farelerin sol ventrikül içine enjeksiyon için 10 6/50 ul bir konsantrasyonda PBS 1x süspanse edin.

2. Cerrahi öncesi Koşullar

  1. Her ameliyat öncesi, sıcaklık kontrollü bir izolatör steril gıda pelet ve su (Tablo 1, 22 ° C) ile immüno-fareler (NOD.CB17-Prkdscid/JHliHSD) koruyun.
  2. Laminer akış kaputu altında immüno farelerin ameliyat. % 70 Etanol ile çalışma alanı temizleyin ve cerrahi aletleri (forseps ve makas) otoklav.
  3. Cerrahi ve kurtarma için ısıtma pedleri açın. Isıtma yastıkları önemlidirsırasında meydana gelen vücut sıcaklığının azalma ve post-cerrahi engellemek için.
  4. Kurtarma ısıtma yastığı temiz ve Otoklavlanmış kafes yerleştirin.
  5. Izolatör steril bir otoklava torbaya ameliyat odasına orijinal kafeslerde fareler taşıyın.
  6. Fare tartılır ve vücut ağırlığına göre enjekte deri altından (sc) ve medetomidin fare anestezi için% 0.9 steril tuzlu su çözeltisi içinde seyreltilmiş ketamin hidroklorür ihtiva eden bir çözelti, hem de (kas dinlenmek medetomidin 1 mg / kg ketamin hidroklorid 75 mg / kg).
  7. Tam anestezi ne zaman (1-2 dakika içinde uyarıldıktan sonra hiçbir ayak tutam refleks) kafesinden fareyi çıkarın
  8. Göğsünün sol tarafında epilasyon kremi ve boğaz alanı uygulayın. Zaman (yaklaşık 2-5 dakika) uygun bir miktar sonra, bir su-ıslak doku ile gevşek tüyleri silin.
  9. Bir yatar pozisyonda ameliyat panelde fare yerleştirin. Itibarencerrahın bakış açısı konumu, dikey kuyruk aşağı kafa kadardır.
  10. Arka bacak, deri altından içine steril tuzlu su çözeltisi (buprenorfin) seyreltilmiş 0.1-0.2 ug / g analjezik enjekte çözüm ve bir pamuk uçlu aplikatör kullanarak aseptik çözüm povidon iyot ile traş alanı kapsamaktadır.
  11. Boğaz alanında mikroskobu (2.5X nesnel) odaklanın.

3. Cerrahi Koşullar

  1. Künt makas biraz krikoid kıkırdak altında yaklaşık 0.5-1 cm uzunluğunda bir orta hat ventral cilt kesi yapmak ile. Tükürük bezleri görselleştirmek için bağ dokusu cilt ayırmak.
  2. Aynı anda forcep ve manyetik göğüs ekartör ile her bir parçası hafifçe yana çekerek doğal orta hat bölünmesi tükürük bezleri bölmek ve trakea maruz.
  3. Gırtlak maruz tarafına hafifçe dil çekin. Dikkatlice trakea içine entübasyon tüpü kaydırın. Tüp ucu görüntülenen l yoluyla görülebilirarynx ve nefes borusu. Tüp içinde, ancak açıkça görünür değilse önemlisi, bu yemek borusu bulunmaktadır. Çıkarın ve tüp ucunun konumunu değiştirmek.
  4. Havalandırma makineye hortumunu. 200 ul ve 150 vuruş / dak inme ses seviyesini ayarlayın. Bir bant ile ameliyat panelde havalandırma hortumu sabitleyin.
  5. Sol göğüs alana 1.5 cm uzunluğunda cilt kesi - künt makas ve forseps, 1 baş dikey kuyruk yapmak.
  6. Kesiler yapmadan bağ doku / kas tabakaları ve majör ve minör göğüs kaslarının cildi gevşetin.
  7. Aşağıdaki gibi, üçüncü ve dördüncü kaburgalar arasındaki torakotomi yapın:
    1. Kısma ve küçük, yuvarlak forseps ile kazıyarak interkostal kas tabakası delebilir.
    2. Interkostal kas tabakası delikli sonra, maksimum göğüs boşluğu açmak için göğüs retraktör yerleştirin. Onun üstündeki kulak kepçesi (atrium) ile sol ventrikül (LV) üst ve orta parçalarışimdi görünür.
  8. Hücreleri ile hassas bir şırınga hazırlayın. Şırınga her bir enjeksiyon için 10 ul hacim içinde bir miktar vermek için gerekir. Şırınganın ucunda bir 30 G iğne Dökme.
  9. Maruz iğnenin açık ucu dahil olmak üzere, sadece 1 mm bırakarak iğne bant (bir introcan-W 20 G), küçük plastik bir kanül ile tespit edin. Bu, tüm sol ventrikül duvarı delme ve sol karıncık boşluğuna hücreleri enjekte gelen iğne engelleyecektir.
  10. (Her enjeksiyon enjekte edilen 106 hücre toplam 10 ul sunacak) 5X amaç yardımıyla, bu büyütme sol karıncık da görselleştirmek ve 5 farklı yerlerde, sol ventrikül duvar hücreleri enjekte edilir. Enjeksiyon başarılı olursa, beyaz bir alan ve hücrelerin büyük geri iletim yokluğu (enjeksiyon başarılı değilse, hayvan fonksiyonel analiz dışında olacaktır) görünür olacaktır.
  11. Ekartörünü çıkarın. Göğüs duvarı b kapatıny 6-0 ipek sütür iki dikiş ile iki ayrılmış kaburga iliştirilen.
  12. Göğüs kasları ve PBS 1x içinde boğulmuş bir ucu pamuklu cildi nemlendirmek ve yavaşça geri forseps ile orijinal konumuna kas koymak.
  13. 6-0 ipek sütür 3-4 dikiş ile cilt kapatın. Cilt kapatmak için 2-3 dikiş ile boğaz kesi dikin.
  14. Anestetik etkileri dönmek için atipamezol (1 mg / kg nihai konsantrasyon) enjekte edilir.
  15. Fare özerk solunum başladığında kısa sürede, trakea tüpü çıkarmak ve sağ tarafı üzerine fare koymak. Fare dakika içinde kurtarmak bekleniyor.
  16. Fare açmak ve yürümek, bir saat için sıcak kurtarma kafesi (kapalı süzülür üstüne küçük IVC kafes) yerleştirmek için başlar.
  17. Kontrollü ısıtmalı kutu (37 ° C), gece boyunca hayvanlar bırakın.
  18. Ameliyat sonrası ilk 2 gün boyunca toparlanmayı desteklemek için su ve pelet gıda ile bir çanak doldurun.

4. Post-cerrahi Analizleri

Aşağıdaki gibi hücreleri ve 10 kontrol enjekte değil kalpleri ile enjekte On kalpleri histolojik analiz edilmektedir:

  1. 1 hafta enjeksiyonu (Şekil 1 ve 3) 'den sonra aşılanmış hücre analizi yapın.
    1. Izofluran doz aşımı ile ötenazi sonra, doku düzeltmek için% 4 paraformaldehid (PFA) 20 ml ile kalpleri serpmek. (% 70-100 den) etanol yüzdeleri artan ve parafin bloklar gömmek de sabit doku dehydrate.
    2. Bölüm morfolojik analizler için hematoksilin ve eosin ile 5 um ve leke bir mikrotom ile parafine kalpler.
    3. Masson Trichrom leke kullanarak bağ dokusu gözünüzde canlandırın.
    4. Bir slayt tarayıcı mikroskop (Şekil 1A, 2A, 3A, 3B, 3C ve) altında görüntüleri analiz ve dijital slayt tarayıcı mikroskobu (Figu kullanarak kısa eksen görünümde tüm kalp görselleştirmekres 1B ve 1C).
  2. Yukarıdaki analizler, ksilen içinde kalp dokuları deparaffinize sonra, etanol içinde yüzde azaltmada örnekler daldırarak (% 100 su için) ve Taramalı Elektron Mikroskobu (SEM) için proses aşağıdaki gibi göre rehidrate:
    1. 1 saat boyunca 0.1 M fosfat tamponu içinde% 1 tannik asit ile deparafinize blokları inkübe edin.
    2. (25-100% 'dan itibaren) etanol yüzdesi artan örnekleri kurutmak.
    3. HMDS (heksametildisilazan) ile Kuru örnekleri.
    4. Acheson Gümüş dağı ve altın-paladyum ile kaplamak onlara ile Stubbs üzerinde örnekleri monte edin.
    5. Analitik bir taramalı elektron mikroskobu (Şekil 2B) View örnekler.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Biz, ince uzun kardiyomiyositlerde (Şekil 1A) ile karşılaştırıldığında bir parke taşı şekli ile (Şekil 1) en farklı morfoloji ile kalp hücrelerden ayırt edilebilir HEK293 hücreleri, enjekte edildi. HEK293 hücreleri nedeniyle artan nükleer içeriği (Şekil 1A) muhtemel kardiyomiyositlerin (pembe renkli), karşılaştırıldığında hematoksilen boya (mavi renk) daha reaktif edildi. Bundan başka, ana doku enjekte hücreleri ayırt etmek için, HEK293 hücreleri, enjeksiyondan önce, 2 ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu yazıda, kemirgen kalbimizde hücrelerin intramiyokardiyal enjeksiyon gerçekleştirmek için nasıl göstermiştir. Bu metodolojinin bir kanıtı olarak, biz HEK293 hücreleri kullanılmıştır. Bu HEK293 hücreleri herhangi bir hücre tedavisi çalışmada kullanılan ve bu nedenle bu yazının bulguları bir tedavi yaklaşımı doğrudan çeviri için uygun değillerdir olduğunu vurgulamak önemlidir. Bununla birlikte, HEK293 hücreleri kasılma hücreleri değildir ve diğer hücre tiplerinde transdifferentiate yok olması, bu teslim edilecek hücrele...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Teşekkürler

Biz mikroskopi analizi ve kardiyak onarım, Teknisyenlerin ve hayvan tesis Yöneticisi ilgili projelerinin desteklenmesi için Magdi Yacoub Enstitüsü (Myi) teşekkür ederim. Bu çalışma İngiliz Kalp Vakfı (BHF), Proje hibe PG/10/019 tarafından desteklenmiştir. MPS myi ve BHF tarafından desteklenmektedir. TP Bir BHF-Araştırma Mükemmellik üyesidir. NR bir NH & MRC Avustralya üyesidir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
İzolatörPfi sistemleriTeklif gerekli
Isıtma YastığıVeteriner Teknik ÇözümleriHE006Küçük hayvanlar için
MedetomidinUlusal Veterinerlik ServisiVeteriner reçetesi gereklidir
Ketamin hidroklorürUlusal Veterinerlik ServisiVeteriner reçetesi gereklidir
AtipamezolUlusal Veterinerlik ServisiVeteriner reçetesi gereklidir
Epilasyon kremiticari mağazalar
BuprenorfinNVSVeteriner reçetesi gereklidir
Leica MZFLIII mikroskopLeicaModel S6ESalıncak kolu standı ile TS0
Hamamatsu Nanozoomer dijital slayt tarayıcıHamamatsuRS serisi
Taramalı Elektron MikroskobuJeolJSM-6610
Künt makasFST14084-09
MiniventHarvard Aparatı73-0043Küçük Y adaptörü (73-0027) ve entübasyon kanülü (73-2844) dahil
ForsepsFST11052-10
Geri çekme sistemiFST18200-20200 g'a kadar olan hayvanlar için kit
30 G 12 mm; ½ inçBBraunA210İnce sarı Mikrolitre
şırıngaESSLAB81201Ayrıca bir Hamilton tekrarlayan dağıtıcı PB 600-1 içerir Katalog numarası 83700
6-0 İpek sütürEthiconW1614T

Kaynaklar

  1. Menasche, P., et al. Myoblast transplantation for heart failure. Lancet. 357, 279-280 (2001).
  2. Taylor, D. A., et al. Regenerating functional myocardium: improved performance after skeletal myoblast transplantation. Nat. Med. 4, 929-933 (1998).
  3. Suzuki, K., et al. Cell transplantation for the treatment of acute myocardial infarction using vascular endothelial growth factor-expressing skeletal myoblasts. Circulation. 104, 207-212 (2001).
  4. Suzuki, K., et al. Targeted cell delivery into infarcted rat hearts by retrograde intracoronary infusion: distribution, dynamics, and influence on cardiac function. Circulation. 110, 225-230 (2004).
  5. Robinson, S. W., et al. Arterial delivery of genetically labelled skeletal myoblasts to the murine heart: long-term survival and phenotypic modification of implanted myoblasts. Cell Transplant. 5, 77-91 (1996).
  6. Muller-Ehmsen, J., et al. Survival and development of neonatal rat cardiomyocytes transplanted into adult myocardium. J. Mol. Cell Cardiol. 34, 107-116 (2002).
  7. Reinecke, H., Zhang, M., Bartosek, T., Murry, C. E. Survival, integration, and differentiation of cardiomyocyte grafts: a study in normal and injured rat hearts. Circulation. 100, 193-202 (1999).
  8. Dimmeler, S., Zeiher, A. M., Schneider, M. D. Unchain my heart: the scientific foundations of cardiac repair. J. Clin. Invest. 115, 572-583 (2005).
  9. Oettgen, P., Boyle, A. J., Schulman, S. P., Hare, J. M. Cardiac Stem Cell Therapy. Need for Optimization of Efficacy and Safety Monitoring. Circulation. 114, 353-358 (2006).
  10. Krause, K., et al. Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study. Heart. 95, 1145-1152 (2009).
  11. Rodrigo, S. F., et al. Intramyocardial injection of bone marrow mononuclear cells in chronic myocardial ischemia patients after previous placebo injection improves myocardial perfusion and anginal symptoms: an intra-patient comparison. Am. Heart J. 164, 771-778 (2012).
  12. Smith, R. R., et al. Regenerative potential of cardiosphere-derived cells expanded from percutaneous endomyocardial biopsy specimens. Circulation. 115, 896-908 (2007).
  13. Sadek, H. A., Martin, C. M., Latif, S. S., Garry, M. G., Garry, D. J. Bone-marrow-derived side population cells for myocardial regeneration. J. Cardiovasc. Transl. Res. 2, 173-181 (2009).
  14. Messina, E., et al. Isolation and expansion of adult cardiac stem cells from human and murine heart. Circ Res. 95, 911-921 (2004).
  15. Malliaras, K., et al. Safety and efficacy of allogeneic cell therapy in infarcted rats transplanted with mismatched cardiosphere-derived cells. Circulation. , 125-1100 (2012).
  16. Beltrami, A. P., et al. Adult cardiac stem cells are multipotent and support myocardial regeneration. Cell. 114, 763-776 (2003).
  17. Bearzi, C., et al. Identification of a coronary vascular progenitor cell in the human heart. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 15885-15890 (2009).
  18. Hare, J. M., et al. Comparison of allogeneic vs autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells delivered by transendocardial injection in patients with ischemic cardiomyopathy: the POSEIDON randomized trial. JAMA. 308, 2369-2379 (2012).
  19. Makkar, R. R., et al. Intracoronary cardiosphere-derived cells for heart regeneration after myocardial infarction (CADUCEUS): a prospective, randomised phase 1 trial. Lancet. 379, 895-904 (2012).
  20. Bolli, R., et al. Cardiac stem cells in patients with ischaemic cardiomyopathy (SCIPIO): initial results of a randomised phase 1 trial. Lancet. 378, 1847-1857 (2011).
  21. Brunt, K. R., Weisel, R. D., Li, R. K. Stem cells and regenerative medicine - future perspectives. Can. J. Physiol. Pharmacol. 90, 327-335 (2012).
  22. Laflamme, M. A., et al. Cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells in pro-survival factors enhance function of infarcted rat hearts. Nat. Biotechnol. 25, 1015-1024 (2007).
  23. van Laake, L. W., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes survive and mature in the mouse heart and transiently improve function after myocardial infarction. Stem Cell Res. 1, 9-24 (2007).
  24. Leobon, B., et al. Myoblasts transplanted into rat infarcted myocardium are functionally isolated from their host. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100, 7808-7811 (2003).
  25. Huang, X. P., et al. Differentiation of allogeneic mesenchymal stem cells induces immunogenicity and limits their long-term benefits for myocardial repair. Circulation. 122, 2419-2429 (2010).
  26. Reinecke, H., Poppa, V., Murry, C. E. Skeletal muscle stem cells do not transdifferentiate into cardiomyocytes after cardiac grafting. J. Mol. Cell Cardiol. 34, 241-249 (2002).
  27. Springer, M. L., et al. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 289, 1307-1314 (2005).
  28. Hamdi, H., et al. Cell delivery: intramyocardial injections or epicardial deposition? A head-to-head comparison. Ann. Thorac. Surg. 87, 1196-1203 (2009).
  29. Terrovitis, J. V., Smith, R. R., Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ. Res. 106, 479-494 (2008).
  30. Kehat, I., et al. Electromechanical integration of cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells. Nat. Biotechnol. 22, 1282-1289 (2004).
  31. van Laake, L. W., et al. Improvement of mouse cardiac function by hESC-derived cardiomyocytes correlates with vascularity but not graft size. Stem Cell Res. 3, 106-112 (2009).
  32. Fernandes, S., et al. Autologous myoblast transplantation after myocardial infarction increases the inducibility of ventricular arrhythmias. Cardiovasc. Res. 69, 348-358 (2006).
  33. Scherschel, J. A., Soonpaa, M. H., Srour, E. F., Field, L. J., Rubart, M. Adult bone marrow-derived cells do not acquire functional attributes of cardiomyocytes when transplanted into peri-infarct myocardium. Mol. Ther. 16, 1129-1137 (2008).
  34. Wei, F., et al. Mesenchymal stem cells neither fully acquire the electrophysiological properties of mature cardiomyocytes nor promote ventricular arrhythmias in infarcted rats. Basic Res Cardiol. 107, 274 (2012).
  35. Fukushima, S., et al. Direct intramyocardial but not intracoronary injection of bone marrow cells induces ventricular arrhythmias in a rat chronic ischemic heart failure model. Circulation. 115, 2254-2261 (2007).
  36. Bartunek, J., et al. Intracoronary injection of CD133-positive enriched bone marrow progenitor cells promotes cardiac recovery after recent myocardial infarction: feasibility and safety. Circulation. 112, 178-183 (2005).
  37. Britten, M. B., et al. Infarct remodeling after intracoronary progenitor cell treatment in patients with acute myocardial infarction (TOPCARE-AMI): mechanistic insights from serial contrast-enhanced magnetic resonance imaging. Circulation. 108, 2212-2218 (2003).
  38. Smits, P. C., et al. Catheter-based intramyocardial injection of autologous skeletal myoblasts as a primary treatment of ischemic heart failure: clinical experience with six-month follow-up. J. Am. Coll. Cardiol. 42, 2063-2069 (2003).
  39. Kang, H. J., et al. Effects of intracoronary infusion of peripheral blood stem-cells mobilised with granulocyte-colony stimulating factor on left ventricular systolic function and restenosis after coronary stenting in myocardial infarction: the MAGIC cell randomised clinical trial. Lancet. 363, 751-756 (2004).
  40. Fernandez-Aviles, F., et al. Experimental and clinical regenerative capability of human bone marrow cells after myocardial infarction. Circ. Res. 95, 742-748 (2004).
  41. Vulliet, P. R., Greeley, M., Halloran, S. M., MacDonald, K. A., Kittleson, M. D. Intra-coronary arterial injection of mesenchymal stromal cells and microinfarction in dogs. Lancet. 363, 783-784 (2004).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Murin Kalp EnjeksiyonuTorakotomi ProsedürüHücre İzleme DPIHistolojik BoyamaTaramalı Elektron Mikroskobuİmmünodepleter FarelerSol Ventrikül DuvarıFibrotik Doku Oluşumuİğne Enjeksiyon Tekniği
Intramiyokardiyal Hücre Teslimat: Mürin Hearts Gözlemler
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.