Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Telafi Akciğer Büyüme Fare Pnömonektomi Modeli

13.2K görüntülenme

DOI:

10.3791/52294

17 Aralık 2014

Bu makalede

Özet

Fare pnömonektomisi, kompansatuar akciğer büyümesinin yaygın olarak kullanılan bir modelidir. Bu prosedür, altta yatan mekanizmaları aydınlatmak için soy izleme veya transgenik fare modelleri ile birlikte kullanılabilir.

Özet

İnsanlarda, yaralı akciğerin bozulmuş onarımı ve yeniden şekillenmesi, sonuçta sakatlığa veya ölüme yol açabilecek bir dizi akut ve kronik akciğer bozukluğuna katkıda bulunur. Akciğer onarımı ve rejenerasyonu ile ilgili yaralanmaya dayalı hayvan modelleri, yaralanmaya özgü tepkilerle sınırlıdır, bu da yaralanma yanıtı ve yaralanma çözünürlüğü ile ilgili değişiklikleri akciğer onarımı ve akciğer rejenerasyonu ile ilgili değişikliklerden ayırt etmeyi zorlaştırır. Bununla birlikte, bu onarım ve rejenerasyon sinyal yolaklarını tanımlamak için hayvan modellerinin kullanılması, akciğer hasarını takiben pulmoner fonksiyonu iyileştirmeyi amaçlayan yeni tedavilerin geliştirilmesi için kritik öneme sahiptir. Fare pnömonektomi modeli, alveoler reseptasyon mekanizmalarını daha net bir şekilde tanımlamak için bu onarım ve rejenerasyon sinyallerini izole etmek için kompansatuar akciğer büyümesini kullanır. Burada, fare pnömonektomisi ve sahte pnömonektomi yapma tekniğimizi açıklıyoruz. Bu teknik, akciğer onarımı ve rejenerasyonunun moleküler ve hücresel mekanizmasını tanımlamak için soy izleme veya diğer transgenik fare modelleri ile birlikte kullanılabilir.

Giriş

akciğerin başlıca fonksiyonu, bir organizmaya ve atmosfer arasındaki oksijen ve karbon dioksit değişimi sağlamaktır. İnsanlarda, doğumsal ve edinsel koşulları bir dizi bozulmuş akciğer fonksiyonu ile sonuçlanan azalmış akciğer yüzey alanına yol açar. Yani, akciğer - örneğin inhale kortikosteroidler, bronkodilatör, ek oksijen, ve kronik mekanik ventilasyon gibi tedavilerin bir ev sahibi engelli akciğer fonksiyonu 1-3 sonuçlarını hafifletmek için kullanılmasına rağmen, bu koşullar için ideal bir tedavi fonksiyonel akciğer dokusunun yeniden büyümesini teşvik ediyorum yenilenmesi.

Memeli doku rejenerasyonu iyi belgelenmiştir. Afrika Dikenli Fare skar oluşumu 4 olmaksızın cildin geniş alanlar yeniden yapabilirsiniz. İnsanlarda distal falanks yaralanma veya ampütasyon 5-7 aşağıdaki yeniden yapabilirsiniz. Aşağıdaki pnömonektomi (PNX), telafi akciğer büyümesi yapmak, 9 fare, sıçan 8 oluşurgs 10, ve 11 insanlarda. Tanım olarak, telafi akciğer büyümesi ilişkili mikrosirkülasyon 12 genişlemesi ile bu genişlemiş hava sahasındaki mevcut hava sahasındaki değil sadece genişleme, ancak yeniden bölümlenmenin içerir. Gen ifadesi analizi bu modeli akciğer gelişimi 13 sinyalizasyon olaylar birçok özetlediği olduğunu göstermiştir. Dört hafta, fare PNX sonra, alveol yüzey alanının ve sahte işlemden geçirilmiş hayvan 14 edilene eşdeğerdir. Bu yazıda, fare pNX ve sahte PNX prosedürlerini açıklar.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

NOT: Hayvan kullanım bildirimi: Bu çalışmada tüm işlemler onay ve Cincinnati Çocuk Hastanesi Kurumsal Hayvan Kullanımı ve Bakımı Komitesi (IACUC) yönergeleri takip gerçekleştirilmiştir. Sekiz hafta yaşında C57BL / 6J erkek fareleri, Jackson Laboratories'den (Bar Harbor, ME) elde edilir ve kullanımdan önce bir hafta boyunca ortama alışmaları sağlandı. Cerrahi kadar, hayvanlar patojen madde içermeyen bir yere yerleştirilmesi ve otoklavlanmıştır yemi ve süzüldü suyu ad libdium sağlandı. Her fare kafesi özel hava ve su ile sağlanan ve odalar 12 saat gece-gündüz döngüsü tutuldu. Cerrahi işlemden sonra, fareler, süzüldü üstleri ile kafeslerde muhafaza otoklavlanmış yemi farelere istenildiği kadar mesafede, ve bir su şişesinden su süzüldü sağlandı.

Araçların 1. Hazırlık

  1. Ataç ve işaretçilerine kullanılarak 6 cilt Ekartörleri olun. Büküm kağıt pim Shanks üzerine ataç doğruldu, lbir ucunda bir 5 cm'lik tek bir çelik tel eave ve telin ucunda tek bir 0.5 cm'lik bir "U" şekilli bir kancayı olun.
  2. Plastik wrap kullanarak bazı 15 x 15 cm kare cerrahi perdeler olun. Fare başına bir pansuman hazırlayın. Her şal arasında bir kağıt kule koyun.
  3. 12 x 12 inç mantar fayans, gazlı bez ve pamuklu çubuklar bir yığını ile birlikte tüm cerrahi aletler sterilize.

2. Fare Hazırlama

  1. % 2 izofluran ile anestezi neden olur. Hayvan tartılır.
  2. Özel cerrahi hazırlık alanında elektrik tıraş sol toraks ve boyun alanı tıraş.
  3. Farenin gözlerine yapay gözyaşı merhemi bir damla uygulayın.
  4. Klorheksidin ve izopropil alkol ile boyun ve sol toraks arındırın. Iki kez daha tekrarlayın.

3. Fare Oro-trakeal entübasyon ve Mekanik Ventilasyon

  1. Steril olmayan bir cerrahi teknisyen yerde önceden ısıtılmış cerrahi alanında fare sırtüstü var.
  2. Pençe tutam yanıt eksikliği belgeleyerek anestezi derinliği onaylayın.
  3. Cerrahi kıyafetleri, maske, şapka ve ellerini yıkama ve donning sonra, steril cerrahi eldiven yok.
  4. Dökümlü ve aseptik teknik kullanılarak sonra, gırtlak maruz ön orta boyun üzerinde 1 cm'lik dikey kesi yapmak. Hafif kavisli, tırtıklı 10 cm forseps ile kayış kasları geri çekin ve düz makas ucu ile kayış kasları yayarak gırtlak ve trakea maruz.
  5. Oral orta trakea (Şekil 1A) içine 22 G künt uçlu angiocatheter yerleştirin ve görsel yerleştirme (Şekil 1B) onaylayın. Anestezi koruyun ve kemirgen ventilatör ile (inme başına 225 ul; min başına 200 Stokes)% 1-3 izofluran kullanarak havalandırın. 15 cm H2O bir basınç sınırını ayrılmadan

4. Fare Pnömonektomi

  1. Farenin arka bakacak sağ lateral dekübit pozisyonunda fare LayOperatör (sol taraf yukarı). Steril örtü olarak kendi kendine kapanan plastik wrap kullanın. Drape ile kesme, 4. ve 5. interkostal aralıktan kaburga 2 cm uzunluğunda kesilmiş paralel hale getirmek için künt uçlu kavisli makas kullanın. Kör uç kavisli makas yerleştirin ve alttaki kaburga ve interkostal kasların uzak cildi teşrih.
  2. Bir kare 1.5 x 1.5 cm cerrahi pencere (Şekil 2A) maruz dört toplayıcıları ile cildi geri çekin. Mantar kuruluna Ekartörleri sabitleyin.
  3. Kavisli bir forseps kullanarak kaburga aşağı incelemek ve göğüs boşluğu girmek için kavisli bir forseps bir ucunu kullanın.
  4. Künt ucu mikro-makas kullanarak, göğüs boşluğu girmek için alt bıçak kullanın. Ters yönde kaburga ve tekrarı arasında 0,5 cm'lik kesi yapmak.
  5. Kalan iki Ekartörleri kullanarak, ön-arka eksen ve mantar pano (Şekil 2B) Retraktörler güvenli olarak toraks açın.
  6. (Şekil 3A, B) maruz kadar sol elinde kavisli künt uçlu forseps kullanarak li> torakotomi ile yanal ve inferior sol akciğer üst kısmını sol akciğer kavramak ve yerinden.
  7. Avuç aplikatör ve avuç (Şekil 3C) uzak işaret kavisli ucu gövdesi ile sağ elinde yüklü titanyum vasküler mikroklip aplikatör Holding, sol arka yönü eğrilik boyunca toraks içine aplikatör ucu kaydırın Akciğer ve bronşları sol ve pulmoner arter (Şekil 3D) klip.
  8. Aplikatör çıkarın ama geri sol akciğer tutun. Sağ eli ile künt ucu mikro-makas kavrayın ve klibe bronşları ve pulmoner arter distalinde kesilir ve sol akciğer (Şekil 3E) çıkarın.
  9. Kaburga Ekartörleri çıkarın.
  10. İncisi aşağı cilt 1 cm kadar çimdik kavisli künt forseps kullanındeğil, diyafram seviyesinden ve deri yoluyla ve sol göğüs boşluğunda (Şekil 4A, B) 24 G angiocatheter yerleştirin.
  11. Göğüs boşluğu kapatmak için 4 th yaklaşık iki kesintiye sütür ve 5 inci kaburga yerleştirmek için 5-0 prolen sütür kullanın.
  12. Cilt Ekartörleri çıkarın. Kesi uzunluğu boyunca cildi yaklaştığı ve cilt kapalı tutkal forseps iki takım kullanın.
  13. Angiocatheter 3 ml'lik luer-lock şırınga bağlayın ve nazik vakum uygulayarak ve angiocatheter çekerek artık havayı çıkartın.
  14. Boyun kesi daha önce olduğu gibi forseps iki takım kullanılarak kapalı Tutkal.

5. Fare Sham Pnömonektomi

  1. "Fare Pnömonektomi" protokolde belirtildiği gibi sol akciğer Açığa. Sol göğüs boşluğuna hava girmesini sağlamak için kavisli künt forseps ile göğüs kafesini kaldırın (Şekil 5A, B).
  2. Sol tho içine 24 G angiocatheter yerleştirinSol akciğerin kesmemeye özen yukarıdaki gibi Toraks boşluğu.
  3. 5-0 prolen sütür kullanarak ve akciğer (Şekil 5C) delinme dikkatli olmak, 3. / 4 th içine dikiş materyali iki uzunlukları ve 5. / 6. kaburga aralar (Şekil 5D) yerleştirin. Sol akciğer herniasyonu risklerini azaltmak için ipe önce dikiş materyali her iki uzunlukları yerleştirin. İki kesintiye dikiş (Şekil 5E) yapmak için sütür materyali bağlayın.
  4. Torasik kesi üzerindeki deriyi Tutkal, angiocatheter ile artık havayı kaldırmak ve yukarıdaki gibi boyun kesi tutkal.

6. Resüsitasyon, Analjezi ve Kurtarma

  1. Izofluran kapatın ve buprenorfın 0.1 mg / kg yönetmek ve serum fizyolojik subkutan 0.5 ml.
  2. Spontan solunum frekanslarında devam zaman, endotrakeal tüp kaldırmak.
  3. Tekrar ayaktan kadar fareyi gözlemleyin. Tipik resum YürüyüşEndotrakeal tüp çıkarılmasından sonra birkaç dakika es.
  4. / N O kurtarmak için bir 27 ° C inkübatör (nemlendirilmiş,% 25 oksijen) fare yerleştirin.
    NOT: Biz ameliyat sonrası ilk 24 saat için kafes katta su ile ıslatılmış yem birkaç topakları yerleştirin.
  5. Ameliyat sonrası, günde iki kez, üç gün boyunca intraperitonal enjeksiyon ile buprenorfin, 0.1 mg / kg uygulayın. Hayvanları tutarken cerrahi siteyi açmak için özen gösterin.

7. Fare İzleme

  1. Ameliyat sonrası 1, 3, 5 ve 7 gün sonra fareler tartılır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

. Hem PNX ve sahte pnömonektomi için% 100 - pNX ve Sham fare ağırlıkları bir arsa Şekil 6'da verilmiştir Bizim ellerde, hayatta sürekli 95. Sağ akciğer-yetişir yeniden bu model ve beklenen zaman ders, biz Gibney ark. 15 ve Wang ve ark yazmaları okuyucuyu bakın nasıl açıklamaları için. 14

Birkaç ortak tuzaklar başarıyla fare PNX ve fare sahte pnömonektomi prosedürleri gerçekleştirmek için kaçınılmalıdır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Biz bugüne kadar bildirilen fare PNX ve fare sahte PNX prosedürleri en detaylı açıklamasını sağladı. Biz prosedürü öğrenme araştırmacılar sık ​​karşılaştıkları ortak tuzaklar birkaç okuyucu farkında yaptık, ve biz bu tuzaklar karşısında azaltmak için laboratuvar tarafından geliştirilen çeşitli teknikler belirttiğimiz. Bu modeli kullanan diğer laboratuvarlar diğer bir teknik değişiklikler geliştirilen veya farklı enstrümanlar kullanmak olabilir. Teknikleri farklılıkları değerlendirirken, bireysel araştırmacılar bu farklı...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yoktur.

Teşekkürler

Yazarlar, yardımları için Cincinnati Çocuk Hastanesi Veterinerlik Hizmetleri Bölümü'ne teşekkür eder. Bu el yazması Ulusal Sağlık Enstitüleri K12 HD028827 tarafından desteklenmiştir. Anna Perl, PhD, yazarlara bu cerrahi prosedürü öğretti.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
6 inç Vasküler klips aplikatörüTeleflex Medical (WECK)137062
Horizon küçük titanyum kırmızı klipsTeleflex Medical (WECK)1201
Dar desen 12 cm kavisli forsepsGüzel Bilim Araçları11003-12
Kavisli tırtıklı 10 cm Graefe forsepsGüzel Bilim Araçları11052-10
Castroviejo iğne tutucuGüzel Bilim Aletleri12565-14
Düz 9 cm Şaşılık makası (kör uç)İnce Bilim Aletleri14075-09
Düz 8,5 cm sertleştirilmiş ince makasGüzel Bilim Aletleri14090-09
Düz, künt uçlu Cohan-Vannas yaylı makasGüzel Bilim Aletleri15000-12
Cilt tutkalıTutkal32046
22 G Anjiyokateter
24 G Anjiyokateter
3 ml Luer kilitli şırınga
4 Kısa ekartör
2 Uzun ekartör
5-0 Kavisli kesme iğnesi üzerinde ProleneEthicon8698G
0.5 ml 27 G iğne
Normal tuzlu
Buprenorfin
Press-n-Seal wrapGlad Products Company
12 x 12 inç Mantar pano yığınıOfis Deposu
%70 Etanol
Betadine
Fare ventilatörüHugo Sachs ElektronnikMinivent Type 845
Isofluran buharlaştırıcıOHMEDAExcel 210 SE
Yapay gözyaşı merhemiPuralubeNDC: 17033-211-38
üzerinde şırınga

Kaynaklar

  1. Strueby, L., Thebaud, B. Advances in bronchopulmonary dysplasia. Expert review of respiratory medicine. , (2014).
  2. Donn, S. M., Sinha, S. K. Recent advances in the understanding and management of bronchopulmonary dysplasia. Seminars in fetal & neonatal medicine. 14, 332(2009).
  3. Molen, T., Miravitlles, M., Kocks, J. W. COPD management: role of symptom assessment in routine clinical practice. International journal of chronic obstructive pulmonary disease. 8, 461-471 (2013).
  4. Seifert, A. W., et al. Skin shedding and tissue regeneration in African spiny mice (Acomys). Nature. 489, 561-565 (2012).
  5. Vidal, P., Dickson, M. G. Regeneration of the distal phalanx. A case report. Journal of hand surgery. 18, 230-233 (1993).
  6. Potter, P. C., Levine, M. H. Bone Regeneration Following Chronic Suppurative Osteitis of the Distal Phalanx. Annals of surgery. 80, 728-729 (1924).
  7. McKim, L. H. Regeneration of the Distal Phalanx. Canadian Medical Association journal. 26, 549-550 (1932).
  8. Brown, L. M., Rannels, S. R., Rannels, D. E. Implications of post-pneumonectomy compensatory lung growth in pulmonary physiology and disease. Respir Res. 2, 340-347 (2001).
  9. Holder, N. Regeneration and compensatory growth. British medical bulletin. 37, 227-232 (1981).
  10. Hsia, C. C. Lessons from a canine model of compensatory lung growth. Curr Top Dev Biol. 64, 17-32 (2004).
  11. Butler, J. P., et al. Evidence for adult lung growth in humans. N Engl J Med. 367, 244-247 (2012).
  12. Konerding, M. A., et al. Spatial dependence of alveolar angiogenesis in post-pneumonectomy lung growth. Angiogenesis. 15, 23-32 (2012).
  13. Kho, A. T., Liu, K., Visner, G., Martin, T., Boudreault, F. Identification of dedifferentiation and redevelopment phases during postpneumonectomy lung growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, 542-554 (2013).
  14. Wang, W., Nguyen, N. M., Guo, J., Longitudinal Woods, J. C. Noninvasive Monitoring of Compensatory Lung Growth in Mice after Pneumonectomy via (3)He and (1)H Magnetic Resonance Imaging. Am J Respir Cell Mol Biol. 49, 697-703 (2013).
  15. Gibney, B. C., et al. Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging. EJNMMI research. 2, 48(2012).
  16. Rawlins, E. L., Perl, A. K. The a'MAZE'ing world of lung-specific transgenic mice. Am J Respir Cell Mol Biol. 46, 269-282 (2012).
  17. Ochs, M., Muhlfeld, C. Quantitative microscopy of the lung: a problem-based approach. Part 1: basic principles of lung stereology. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L15-22 (2013).
  18. Ysasi, A. B., et al. Effect of unilateral diaphragmatic paralysis on postpneumonectomy lung growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L439-445 (2013).
  19. Dane, D. M., Yilmaz, C., Estrera, A. S., Hsia, C. C. Separating in vivo mechanical stimuli for postpneumonectomy compensation: physiological assessment. Journal of applied physiology. 114, 99-106 (2013).
  20. Mortola, J. P., Magnante, D., Saetta, M. Expiratory pattern of newborn mammals. Journal of applied physiology. 58, 528-533 (1985).
  21. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. Journal of applied physiology. 106, 984-987 (2009).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Torakotomi Prosed rAkci er RejenerasyonuAlveoler Re reseksiyonCerrahi Teknikam TorakotomiSoy Hatt zlemeTransgenik ModellerAlveoler B y me