Bu çalışmada, ayrıntılı bir ışık mikroskobik tekniği, ultrastrüktürel analiz için bir elektron mikroskobik yöntemle birlikte CPEC kirpiklerin ex vivo hareketinin gerçek zamanlı gözlemi ve analizi için optimize edilmiştir.
Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.
Yöntem makalesi
Koroid Pleksus Epitel Hücreleri Silier Hareketi Gözlem
Bu makalede
Özet
Özet
Koroid pleksus, beynin ventriküler duvarında bulunur ve ana işlevinin beyin omurilik sıvısı üretimi olduğuna inanılır. Koroid pleksus dokusunun yüzeyini kaplayan koroid pleksus epitel hücreleri (CPEC'ler) çok sayıda benzersiz kirpik barındırır, ancak bu kirpiklerin işlevlerinin çoğu araştırılmayı beklemektedir. CPEC kirpiklerin işlevini, özellikle motilitelerine atıfta bulunarak ortaya çıkarmak için, embriyonik, perinatal ve postnatal dönemlerde siliyer motiliteyi izlemek için bir ex vivo gözlem sistemi geliştirilmiştir. Koroid pleksus, beyin ventrikülünden diseke edildi ve diferansiyel girişim kontrast optikleri ile donatılmış video ile geliştirilmiş kontrast mikroskobu altında izlendi. Bu koşul altında, CPEC kirpiklerin hareketli profillerini birkaç saat boyunca ex vivo olarak analiz etmek için basit ve kantitatif bir yöntem geliştirilmiştir. Daha sonra, kirpiklerin morfolojik olgunluğu ile motilite arasındaki ilişkiyi aydınlatmak için tarama elektron mikroskobu ile gelişim sırasında kirpiklerin morfolojik değişiklikleri gözlendi. İlginç bir şekilde, bu yöntem, doğum sonrası gün (P) 2'de zirve yapan kirpiklerin sayısı ve uzunluğundaki değişiklikleri tanımlayabilirken, dayak sıklığı P10'da maksimuma ulaştı ve ardından P14'te ani bir durma izledi. Bu teknikler siliaların çeşitli dokulardaki fonksiyonlarının aydınlatılmasını sağlayacaktır. İlgili teknikler önceki bir raporda1 yayınlanmış olsa da, mevcut çalışma CPEC kirpiklerin ex vivo motilitesini ve morfolojisini gözlemlemek için ayrıntılı tekniklere odaklanmaktadır.
Giriş
Kirpikler, çoğu omurgalı hücresinin yüzeyindeki kıl benzeri çıkıntılardır ve siliyopatiler 2-4 olarak adlandırılan bir hastalık sınıfı nedeniyle tıp araştırmacıları tarafından dikkat çekmiştir. Organelin her yerde ekspresyonuna rağmen, motilite ve biyosensitasyon dahil olmak üzere çok çeşitli siliyer fonksiyonlar bildirilmiştir. Örneğin, mukoepitelyal yüzeydeki hareketli kirpikler, mukus5'i ve epitel kalıntılarını yolların çıkışına taşır, böylece epitel yüzeyini temizleyerek hastalığı önler. Ayrıca, erken gelişim dönemlerinde ve embriyonik aşamalarda, kirpikler kök hücrelerin6 çoğalmasını düzenler ve omurgalı gövdesinin7 sol-sağ asimetrisinin belirlenmesinde rol oynar.
Koroid pleksus epitel hücreleri (CPEC'ler), beyindeki koroid pleksus dokusunun yüzeyini kaplayan nöroepitel hücrelerinin türevleridir ve beyin omurilik sıvısı (BOS) üretimi ile intrakraniyal ortamın homeostazının korunmasında önemli roller oynar. Daha önce, CPEC'lerin, özellikle kirpikler8 üzerinde yoğunlaşan G-proteinine bağlı reseptörler aracılığıyla BOS üretimini düzenleyen çoklu hareketsiz kirpiklere sahip olduğu gösterilmiştir. Bu kirpikler hareketsiz hareketsiz kirpikler olarak kabul edilmesine rağmen, bazı CPEC kirpiklerin yenidoğan döneminde geçici hareketlilik sergilediği keşfedilmiştir1. Bu bulgu oldukça önemliydi, çünkü hareketsiz kirpiklerin gelişimin başlangıcından itibaren mutlaka hareketsiz olmadığını ve muhtemelen belirli fizyolojik taleplere ve işlevlere yanıt olarak belirli zaman pencerelerinde geçici hareketlilik gösterebileceğini ortaya koydu9. CPEC kirpiklerin hareketli doğasını tam olarak tanımlamak için, CPEC kirpiklere özgü kinetik profillerin analizini kapsayan bir ex vivo gözlem sistemi geliştirmek gerekir.
Motilite ile ilgili olarak, birkaç teknik rapor, trakeal epitel5,10'un motil kirpikleri, konvansiyonel motil kirpikler12 ve nodal kirpikler13 olarak adlandırılan hareketli tek hücreli kamçı11'in gözlemlerini tanımlamış olsa da, koroid pleksus gibi nispeten dalgalı yapılara uygulanabilen ayrıntılı analitik yöntemler şimdiye kadar iyi belgelenmemiştir. Ayrıca, pahalı yüksek hızlı kameraların vazgeçilmez olduğu CPEC'lerin siliyer hareketini analiz etmek için yüksek bir zaman çözünürlüğü gereklidir. Bu gerekliliği aşmak ve çeşitli hücre tiplerinin siliyer motilitesinin izlenmesini basitleştirmek için, düşük maliyetli, yüksek hızlı bir kamera tanıtılmış ve özellikle her bir siliumun hareket hızını ve modelini tanımlamak için hareketli kirpiklerin motilitesini kaydetmek için kolay erişilebilir ve kullanışlı bir yöntem geliştirilmiştir1. Ayrıca, motilitenin ayrıntılı analizini kolaylaştırmak için orijinal görüntü analiz yazılımı "TI Workbench" kullanılmıştır. Toplu olarak, bu yöntem, çok çeşitli silyum araştırmalarında benimsenebilecek bağıntılı taramalı elektron mikroskobu (SEM) ile birlikte siliyer hareketi analiz etmek için yeni bir özlü strateji sağlar.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Protokol
protokoller ve Deney hayvanlarının kullanımı Yamanashi ve Waseda Üniversitesi Üniversitesi'nde kurumsal hayvan bakımı ve kullanımı komiteleri tarafından onaylandı. Hayvan bakımı, kurumsal prensiplere uygun olarak gerçekleştirildi.
1. CPEC Hazırlık
- Aşağıdaki cihazlar ve malzemeleri hazırlayın: alttan aydınlatma iletilmesi tercihen bir stereo mikroskop; saatçi forseps bir çift (Dumont # 3 ya da # 4), alev sterilize düz işletim makas, alev sterilize; 20 ml buz gibi soğuk Leibovitz L-15 ihtiva eden ortam, iki steril 10 cm'lik plastik tabaklar; 2 ml RT Leibovitz L-15 orta içeren 35 mm cam alt yemekler; % 70 etanol içeren 100 ml'lik bir beher; yenidoğan fare yavrular.
- Kısaca% 70 etanol içinde bir yenidoğan fare batırmak ve işletim makas kullanarak kafaları kesilmek suretiyle hızla euthanize.
- Steril 10 cm di buz Leibovitz L-15 orta derhal baş koyunsh.
- Beyin maruz kafatası açmak kesip, saatçi forseps çifti kullanarak calvaria cildi çıkarın ve ardından tüm beyni izole etmek için kranial sinirler kesilir.
- Buz soğukluğunda Leibovitz L-15 ortamı içeren yeni bir çanak beyin aktarın ve beyin tam ortam içinde daldırılır emin, stereo bir mikroskop altında dikkate alınmalıdır.
- Yukarı bakacak şekilde beynin dorsal yönünü ayarlayın ve koku ampuller (sağ-elli kişilik) 03:00 konumundaki ikamet böylece beyin yönlendirmek. Sol elinde forseps ile yavaşça beyin tutun.
- İnce diseksiyon forseps (Dumont # 3 ya da # 4) sağ elinde kullanarak, beyin uzunlamasına fissür boyunca, serebral hemisfer bağlayan korpus kallosum ve parankiminde altında kesti.
- Nazikçe yan taraflarına serebral hemisferlerin itin ve enine serebral fissür maruz kalmaktadır.
- Th dışarı kısma hemisferlerin ayırınhemisfer ve talamus arasındaki e parankim.
- Yavaşça lamina affixa ile hipokampus yan tarafına bağlı olduğu yanal ventriküler koroid pleksus çekin.
- Taze Leibovitz L-15 orta içeren 35 mm cam alt çanak izole koroid pleksus aktarın ve ağırlığı (Malzeme Listesi) yavaşça yerine doku tutun kaplaması.
CPEC Cilia 2. Canlı Görüntüleme
- 400 nm ve daha uzun 700 nm ve bu nötr yoğunluk (ND) filtreleri (% 25 ve% 6) daha kısa ışık ışık yolu eklenir engellemek için uygun ultraviyole (UV) ve anlaşıldığı (IR) kesim filtresi (ler) Onay ters mikroskop.
- Kabaca gözle objektif lens odağını ayarlayın ve merkez ve odak Köhler aydınlatma uyacak, böylece daha sonra yoğuşturucuyu ayarlayın. Uygun bir diferansiyel girişim kontrast kaydedin (DIC) prizma, li bir DIC elemanı, hem de analiz ve polarize elemanlarght yolu DIC optik uymak.
- Doku yüzeyinin yapısı en tanınabilir şekilde DIC prizma pozisyonu ile görüş kontrastını ayarlayın. Hedef hücrelerin her kirpikler hareketli iseniz, hareketli kirpikler net bir görünüm nedeniyle hareket gözle elde edilemez.
- Video kamera ışık yolu değiştirin ve ışık gücünü artırmak için ND filtreleri kaldırabilirsiniz.
- Görünümü ve odak alanını ayarlamak için mod odaklama kamerayı kullanın. Hangi video görüntüleri monitörde gerçek zamanlı olarak gösterilir, odaklama sırasında, hareketli kirpikler net bir görünüm mevcut değildir.
- İstenilen süre (dakika saniye) 0,1 msn bir pozlama süresi ile 200 Hz kamerayı kullanın. Görüntü yığınının kazanılmasından sonra, tek kare net siliyer yapıları gösterecektir. Siliyer kenarları bulanık ise, kare hızını artırmak ya da daha kısa bir pozlama süresi kullanın.
- Leibovitz içinde ötenazi sonra 25-60 dakika içinde CPEC kirpikler hareketini kaydedinL-15 ortamı.
Silier Hareketinin Analizi 3.
- El ile bilgisayar monitöründe her cilium kalıplarını yenerek izleyebilirsiniz. Her cilium yörünge bilgisi için monte edilen fare işaretçisi, her karede Mark silier ucu pozisyonları. Ya daha fazla analiz için diğer daha genel uygulamalara aynı yazılımı veya ihracat kullanarak yörünge bilgileri analiz. Bu analiz, aşama verimi Tartışma tarif edilmektedir.
- Gözle hareket iki mod, geri ve ileri-veya dönme içine yörüngeleri sınıflandırır.
- Aşağıdaki formülü kullanarak siliyer dayak frekansı (CBF) hesaplayın: [CBF = (saniyedeki kare sayısı) / (Tek beat için kare ortalama sayısı)], bir siliyer ucu hareket şemasında elde edilebilir 14, (Şekil 3 ). Aynı hücrede başka kirpikler, her ciliu hareketi engelleyebilir, çünkü, birden fazla siliyer çırpma döngüsü için bu hesaplama tekrarlayınm, düzensizlik ile sonuçlanır.
- Tek bir hücrenin içinde eksenleri yenerek ciliary açısal tekdüzelik analiz etmek, her yörünge (Şekil 4) için dayak açısı θ tanımlar. Geri ve ileri-yörüngeleri için, düz bir çizgi kirpikler ucu pozisyonlarını uygun ve satır x -Axis ile yapar açı olarak θ tanımlar. Rotasyonel yörüngeleri, bir elips pozisyonları uygun ve elipsin büyük eksen x -Axis ile yapar açı olarak θ tanımlar. Fitingin ayrıntıları Örnek Sonuçlar bölümünde tarif edilmektedir.
- Her yörüngenin kantitatif açıklaması için, genelleştirilmiş boy oranı AR hesaplayın. Kısaca, göre yörünge döndürme - θ ve X boyunca dağılımının genişliğine arasındaki oran olarak AR tanımlar - ve y -axes (Şekil 4B). Detaylar Temsilcisi Sonuçlar bölümünde gösterilen ve yorumlama vardır, Önemi ve parametre sınırlama Tartışma açıklanmıştır.
SEM 4. Numune Hazırlama
Not: SEM kapsamlı bir şekilde CPECs üzerinde kirpikler durumunu değerlendirmek için önemli bir yöntemdir. SEM için örnekler hazırlamak için, standart bir prosedür daha önce 15 hafif değişiklikler kullanılmaktadır bildirdi.
- Beyin dokusu kesme önce, bir polietilen bir kap ile 5 ml'lik bir cam şişe içinde fiksatif hazırlar. sabitleyici% 2 paraformaldehid, 0.1 M fosfat tampon maddesi, pH 7.4 içinde% 2.5 glutaraldehid (yarım Karnovsky çözeltisi 16) oluşur.
- 1. adımda anlatıldığı gibi beyin doku parçalara ayır.
- Kısaca, yeni bir tabağına Hank dengeli tuz çözeltisi (HBSS) ile izole edilmiş doku yıkayın ve daha sonra oda sıcaklığında 1 saat boyunca bir cam şişe içinde sabitleyici doku tamir. Tek kullanımlık transferi pipetler kullanın ve örnekleri ge koluntly. HBSS içinde durulama sonra, doku yapışkan hale gelir.
- Sabitleyici çözeltisi içine örnekleri aktarmak için yavaş bir damlacık olarak transfer pipeti doku ihtiva eden bir çözelti, az miktarda dışarı atılması ve sabitleştirici ekleyin.
- Tespit edildikten sonra, Fiksatif atmak ve fosfat tamponu ile üç kez doku durulayın.
- Kalan aldehit yıkamak için% 10 sukroz çözeltisi doku daldırın. Aldehitlerin tamamen ortadan kaldırılmasını sağlamak 10 dakika boyunca çözelti içinde numune sokmak ve daha sonra, taze,% 10 sakaroz ile iki kez tekrarlayın. Bu adım, daha sonraki kademelerde, uygun post-fiksasyon elde etmek için önemlidir.
- 30 dakika boyunca fosfat tamponu içinde% 1 ozmiyum tetroksit çözeltisi içinde doku daldırın ve sonrası sabitleme için buz üzerine yerleştirin. Numune rengine göre osmification derecesini Yargıç: aldehitler tamamen kaldırıldığında, örnek siyahtır.
- Çift damıtılmış ile yoğun sonradan tespit doku örnekleri yıkayınd suyu birkaç kez.
- Kademeli derişimlerde etanol içine daldırma ile örnekleri kurutmak, genellikle,% 65,% 75,% 85,% 95,% 99 ve% 100, 10 dakika her biri için. Yeni satın alınan şişe% 99.5 etanol içine moleküler elekler koyarak susuz etanol elde edilir. Susuz etanol ile üç kez dehidratasyon tekrarlayın.
- 10 dakika boyunca, izoamil asetat, kritik nokta kurutma için bir ikame reaktifine susuz numuneler. İki kez bu adımı yineleyin. Bu reaktif hızla buharlaşır ve örnek yüzey gerilimi tarafından imha sonuçlanan kuru olabilir. Bu nedenle, tamamen kurumasını örnek yok.
- Izoamil asetat nihai değişimi hemen sonra, çözücünün büyük bir kısmının çıkarılması, alüminyum folyo ile açık cam şişe kaydırmak ve kuru buz üzerinde şişe yerleştirin. Sıvı karbon dioksit, kritik nokta kurutma şişenin içine kolay akar, böylece bir iğne ya da ince forseps kullanılarak, şişenin ağzını kapsayan folyo çok delik açmak. Sonraki adıma geçinolabildiğince çabuk.
- Bu adımda, kurutma odasına isoamil asetat taşınmasını en aza indirmek, ancak numune tamamen kritik nokta kurutmadan önce kurumaya izin vermeyin. Buna ek olarak, şişe üzerindeki don oluşumunu önlemek için gereğinden uzun bir süre boyunca kuru buz üzerinde örnek bırakmaz.
- Çıkarmadan su dokusunda bulunan iken doku yüzey yapısı bozulmadan kalır sağlayan kritik nokta kurutucu içine doku örnekleri içeren folyo sarılı cam şişeleri aktarın. Kritik nokta kurutma işletim ile ilgili detaylı bilgiler üreticinin talimatlarına elde edilebilir.
- Dikkatle mekanik zararı en aza indirmek için bir kürdan kullanarak örnekleri taşıyınız. Elde edilen kurutulmuş doku örnekleri kırılgandır. Bir iyon püskürtmeye kullanarak altın paladyum metal taslakları ve ceket örnekleri monte edin.
SEM ile 5. Gözlem
- SEM ile gözlemleyin ve bir dijital kamera ile görüntüleri kaydedebilirsiniztaramalı elektron mikroskobu ile donatılmış.
- Analiz için bir bilgisayara dijital görüntü verilerini aktarın.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Sonuçlar
Iş akışının bir bakış cihazları görüntü dahil olmak üzere Şekil 1 'de gösterilmiştir.
CPECs Canlı hareket gözlemleri
Film 1 Bir perinatal fare izole CPECs bir film gösterir ve Film 2 Film 1 görüntüleri genişletilmiş bir görünümünü gösterir. Bireysel siliyer ipuçları filmlerde kıyasla hareketsiz görüntülerde daha az net olduğunu belirtmek gerekir. 2 gösterileri Şekil Film 1 ve...
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Tartışma
Bu yöntemin Perspektifler
Burada açıklanan teknik daha önce yayınlanmış yöntemlere göre silya daha ayrıntılı bir analiz sağlamak olmamasına rağmen, bu tekniğin önemi kolayca siliyer hareketlilik ex vivo her türlü tarama uygulanabilir sistem ve maliyet etkinliği, sadeliği bulunur. Özellikle, TI Workbench gözlemlemek ve daha kolay siliyer hareketliliğini analiz araştırmacıları sağlayan basit ve kullanıcı dostu bir arayüz sağlar. Etkili otomatik izleme yöntemleri, video geliştirilmiş k...
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Açıklamalar
Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarlarını olduğunu beyan ederim. Bu yazıda izole koroid pleksus dokularda kirpikler hareketliliğini gözlemlemek için detaylı metodoloji raporlama amaçlamaktadır. Bilimsel yenilikler önceki çalışmalarda 1,8 olarak bildirilmiştir.
Teşekkürler
Bu çalışma, Özel Üniversiteler için bir Proje tarafından desteklenmiştir: Japonya Eğitim, Kültür, Spor, Bilim ve Teknoloji Bakanlığı'ndan (MEXT) (T.I.) eşleştirme fonu sübvansiyonu ve MEXT'TEN (S.T. ve K.N.) Bilimsel Araştırma Hibeleri (C).
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Malzemeler
| Ad | Şirket | Katalog numarası | Yorumlar |
|---|---|---|---|
| Gerekli reaktifler | |||
| canlı hücre görüntüleme için | |||
| ethanol | Wako Kimyasalları | 057-00456 | |
| Leibovitz L-15 orta | Yaşam Teknolojileri | 11415-064 | |
| SEM hazırlığı için | |||
| etanol | Wako Kimyasalları | 057-00456 | |
| Hank'in dengeli tuz çözeltisi | Life Technologies | 14170112 | |
| paraformaldehit | Merck | 1040051000 | |
| glutaraldehit | Nacalai tesque | 17003-05 | |
| izoamil asetat | Nacalai tesque | 02710-95 | |
| Moleküler Elekler 4A 1/8 | hazırlanması için | Wako Chemicals | 130-08655 |
| Sigma-Aldrich | D1408 | ||
| fosfat tamponu, 0.1 M | 100 ml yapmak için 19.0 ml 0.1 karıştırın; M NaH2PO4 ve 81.0 ml 0.1 M Na2HPO4 | ||
| >monosodyum fosfat (dihidrat) | Nacalai tesque | 31718-15 | |
| disodyum fosfat (susuz) | Nacalai tesque | 31801-05 | |
| suclose | Nacalai tesque | 30406-25 | |
| osmiyum tetroksit | Nisshin EM | 300 | |
| kuru buz | |||
| [header] | |||
| Diseksiyon için alet ve malzemeler | |||
| hem canlı görüntüleme hem de SEM hazırlığı için | |||
| stereo mikroskop | Olympus | SZX7 | |
| düz kağıt havlu | |||
| Φ 10 cm plastik tabak | |||
| 100 ml beher | |||
| düz çalıştırma makası | Sansyo | S-2B | |
| saatçi forseps | Dumont | No.DU-3 veya -4, INOX | |
| canlı hücre görüntüleme için | |||
| >cam alt çanak | Matsunami Cam | D110300 | |
| SEM hazırlığı için | |||
| alüminyum folyo | |||
| 5 ml polietilen kapaklı cam şişe | Nichiden Rika-Glass | PS-5A | |
| transfer pipeti | Samco Scientific | SM251-1S | transferi için |
| kürdan | |||
| altın-paladyum | Hitachi | ile numune transferi iyon püskürtme için kürdanE-1030 | |
| kritik nokta kurutucu | Hitachi | HCP-2 | |
| [header] | |||
| Mikroskobik ekipman ve malzemeler | |||
| canlı hücre görüntüleme için | |||
| ters mikroskop | Olympus | IX81 | |
| 100 W cıva yumru muhafazası ve güç kaynağı | Olympus | U-ULH ve BH2-RFL-T3 | |
| 100 W cıva lambası | Ushio | USH103D | |
| DIC kondansatör, n.a. 0.55 | Olympus | IX-LWUCD | |
| elektrikli deklanşör | Vincent Associates | VS35S22M1R3-24 ve VMM-D1 | manuel deklanşör kullanılabilir. |
| Bant geçiren filtre (400-700 nm, & Phi; 45&nbşk; mm) | Koshin Kagaku | C10-110621-1 | |
| ND filtresi (Φ 45 mm) | Olympus | 45ND6, 45ND25 | 25 ve %6 ND filtre kombinasyonu, |
| DIC elemanlı objektif lensi (suya daldırma) | Olympus | UApo 40XW/340, n.a., 1.15 ile IX-DPAO40 | |
| yüksek hızlı video kamera | Allied Vision Technologies | GE680 | ≥ 200 Hz kare hızı ve 1 msn pozlama süresi |
| görüntü elde etme / analiz yazılımı | yüksek kare hızlarında çekim yapabilen | TI Workbench | yazılımı |
| Kamera kontrolü / analizi için PC | Apple | Mac Pro | |
| titreşim izolasyon masası | Meiritsu Seiki | AD0806 | |
| doku ağırlığı | Warner Instruments | dilim ankraj kitleri | U şeklinde sıkılmış naylon ağ ile yapılabilir, ezilmiş & Phi; 0.5 mm platin tel. |
| kapak camı (doku için alternatif ağırlık) | üzerine yapılan | matsunami | Doku ağırlığı olarak bir kapak camı kullanılabilir. |
| SEM/strong>< | |||
| çevrilmiş mikroskop | Olympus | IX81 | |
| taramalı elektron mikroskobu | JEOL | JSM-6510 |
Kaynaklar
- Nonami, Y., Narita, K., Nakamura, H., Inoue, T., Takeda, S. Developmental changes in ciliary motility on choroid plexus epithelial cells during the perinatal period. Cytoskeleton. 70 (12), 797-803 (2013).
- Bisgrove, B. W., Yost, H. J. The roles of cilia in developmental disorders and disease. Development. 133 (21), 4131-4143 (2006).
- Fliegauf, M., Benzing, T., Omran, H. When cilia go bad: cilia defects and ciliopathies. Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 8 (11), 880-893 (2007).
- Oh, E. C., Katsanis, N. Cilia in vertebrate development and disease. Development. 139 (3), 443-448 (2012).
- Shah, A. S., Ben-Shahar, Y., Moninger, T. O., Kline, J. N., Welsh, M. J. Motile cilia of human airway epithelia are chemosensory. Science(New York, N.Y). 325 (5944), 1131-1134 (2009).
- Kiprilov, E. N., et al. Human embryonic stem cells in culture possess primary cilia with hedgehog signaling machinery). The Journal of Cell Biology. 180 (5), 897-904 (2008).
- Hirokawa, N., Tanaka, Y., Okada, Y., Takeda, S. Nodal flow and the generation of left-right asymmetry. Cell. 125 (1), 33-45 (2006).
- Narita, K., Kozuka-Hata, H., et al. Proteomic analysis of multiple primary cilia reveals a novel mode of ciliary development in mammals. Biology Open. 1 (8), 815-825 (2012).
- Takeda, S., Narita, K. Structure and function of vertebrate cilia, towards a new taxonomy. Differentiation; Research in Biological Diversity. 83 (2), S4-S11 (2012).
- Ikegami, K., Sato, S., Nakamura, K., Ostrowski, L. E., Setou, M. Tubulin polyglutamylation is essential for airway ciliary function through the regulation of beating asymmetry. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (23), 10490-10495 (2010).
- Foster, K. W. Analysis of the ciliary/flagellar beating of Chlamydomonas. Methods in Cell Biology. 91, 173-239 (2009).
- Lechtreck, K. -F., Sanderson, M. J., Witman, G. B. High-speed digital imaging of ependymal cilia in the murine brain. Methods in Cell Biology. 91, 255-264 (2009).
- Okada, Y., Hirokawa, N. Observation of nodal cilia movement and measurement of nodal flow. Methods in Cell Biology. 91, 265-285 (2009).
- Chilvers, M. A., Rutman, A., O’Callaghan, C. Ciliary beat pattern is associated with specific ultrastructural defects in primary ciliary dyskinesia. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 112 (3), 518-524 (2003).
- Takeda, S., et al. Left-right asymmetry and kinesin superfamily protein KIF3A: new insights in determination of laterality and mesoderm induction by kif3A-/- mice analysis. The Journal of Cell Biology. 145 (4), 825-836 (1999).
- Karnovsky, M. J. A formaldehyde-glutaraldehyde fixative of high osmolarity for use in electron microscopy. The Journal of Cell Biology. 27, 137-138A (1965).
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Yeniden basım ve izinler
