Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Ventral Kök Stimulation için eğik Omurilik Dilimleri hazırlanması

9.5K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/54525

⸱

13 Ekim 2016

 , 
1Centre National de la Recherche Scientifique (UMR 8119), Centre de Neurophysique, Physiologie et Pathologie, Université Paris Descartes

Bu makalede

Özet

Biz genç farelerde omurilik eğik dilim nasıl hazırlanacağını göstermektedir. Bu preparat, ventral köklerin uyarılması için izin verir.

Özet

omurilik dilimleri gelen elektrofizyolojik kayıtlar ağ özelliklerine hücresel soruları geniş bir yelpazede araştırmak için değerli bir tekniktir olduğu kanıtlanmıştır. Biz genç farelerde (- P11 P2) spinal kord canlı eğik dilim nasıl hazırlanacağını göstermektedir. Bu hazırlıkta, motor nöronlar aksonları omuriliğin ventral köklerin çıkan korur. Bu akson uyarılması omurilik içinde motornöron Somas ve heyecan verici motor nöron teminatlar istila geri yayılan aksiyon potansiyelleri ortaya çıkarır. antidromik aksiyon potansiyellerinin kaydedilmesi diğer kimlik yöntemlerini aşan motonöron kimliğini, karakterize ivedi, kesin ve zarif bir yoldur. Ayrıca, motor nöron teminatları uyarıcı gibi diğer motor nöronlar veya R omurilik içindeki motor nöronlar teminat hedeflerini, heyecanlandırmak için basit ve güvenilir bir yoldurhücreleri enshaw. Bu protokol, ventral kök uyarılmasından kaynaklanan, motor nöron Somas olarak Renshaw hücre uyarma gelen antidromik kayıtları sunuyoruz.

Giriş

Tarihsel olarak, keskin elektrodu kullanılarak motonöron kayıtları kedi, sıçan 1 ya da fareler 2 izole edilmiş bir bütün omurilik büyük hayvanlarda in vivo olarak gerçekleştirilmiştir. somas gerekli sızdırmazlık olarak motor nöron doğrudan erişim için çağrıda 1980'li yıllarda patch-kelepçe kayıt tekniğinin ortaya çıkması, görsel rehberliği altında elde edilecek. Böylece, omurilik dilim hazırlık kolayca 1990'ların başından bu yana 3 elde edilmiştir. Ancak, erken dilim hazırlık genellikle ventral köklerinin uyarılması için izin vermedi. Bizim bildiğimiz kadarıyla, sadece iki çalışma enine dilim ventral köklerin başarılı uyarılması bildirilmiştir ve hiçbiri fareler 4,5 elde edilmiştir.

motonöron havuzu ventral kök kalkan aksonlar elinde bulundurduğu - (P11 P2) Bu yazıda yenidoğan farelerin canlı omurilik dilim elde etmek için bir teknik sunuyoruz. delikral kök stimülasyon aynı ventral kök çıkan motonöron havuz mis geri antidromik aksiyon potansiyelini tetikler. Aynı zamanda motor nöron teminat hedefleri, diğer motor nöronlar 6-10 ve Renshaw hücreleri 11-13 heyecanlandırıyor. Sadece motor nöronlar ventral kökleri kendi aksonlar aşağı göndermek yana, motor nöronlar 10 belirlemek physiologicaly için basit ve kesin yolu olarak antidromik aksiyon potansiyelleri kayıt kullanın.

Motonöron kimliğini doğrulamak için potansiyel olmayan kapsayıcı veya yanıltıcı elektrofizyolojik ve morfolojik kriterler kullanılarak ek olarak, omurilik motor nöronlar üzerinde son çalışmalar da post hoc sıkıcı ve zaman alıcı Renklendirmeler 16 dayanmıştır. Bu tanımlama genellikle kaydedilen bir hücre numunesi üzerinde gerçekleştirilmiştir. Diğer kimlik stratejileri motor nöronlar endojen floresan ifade ettiği fare hatları güveniyor 17-19. Çalışma zaten transgenik fare hattı kullanarak gerektiriyorsa işaretleyici ifade hala değişken veya Ancak, genetik olarak kodlanmış işaretlerini kullanarak genç yaşta zor olabilir. Seçenek olarak ise, antidromik aksiyon potansiyeli kayıtları hücre kayıt başlangıcından itibaren tüm fareler üzerinde rutin olarak gerçekleştirilebilir. Kedi, sıçan ve fare bozulmamış omurilik hazırlıkları üzerinde çalışan deneyci, güvenilir 1950 1,2,20,21 beri böyle tanımlama teknikleri kullandık. Optimal koşullarda, biz kaydedilen motor nöronlar neredeyse tüm antidromik aksiyon potansiyelleri ortaya çıkarmak için başardık.

Ayrıca, ventral kök stimülasyon güvenilir diğer motor nöronlar 22,23 ya da hedef uyarmak için kullanılabilir. Renshaw hücreleri 10,24,25. Burada motonöron mis gelen antidromik aksiyon potansiyeli kayıtlarında şeklinde ventral kök stimülasyon uygulamaları yanı sıra, Renshaw hücre uyarma sunulmuştur.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Deneyler Avrupa direktiflerine (86/609 / CEE ve 2010-63-UE) ve Fransız mevzuatına uygun olarak yapıldı ve Paris Descartes Üniversitesi etik kurul tarafından onaylandı.

1. Omurilik Dilim Hazırlık

  1. Aşağıdaki günlük çözümler ya da bir gün önceden hazırlayın. Bir gecede devam ederse,% 95 O 2 ve% 5 CO 2 ile kabarcık ve sıkıca kapalı şişelerde buzdolabında tutun.
    1. Düşük Na yapay serebrospinal sıvı (ACSF) + Hazırlama: 3 mM KCI, 1 mM NaH 2 PO 4, 230 mM sakaroz, 26 mM NaHCO 3, 0.8 mM CaCl2, 8 mM MgCI2, 25 mM glükoz, 0.4 mM askorbik asit, 1 mM Na-kynurenate, 2 mM Na-piruvat. % 95 O2 ve% 5 CO2 (pH 7.4) Kabarcık. Na-kynurenate genellikle çözünmesi zor olduğundan, malzeme tabloda listelenen satın almak için emin olun.
    2. K-glukonat Solu hazırlanmasıtion KOH ile pH 7.4'e ayarlanmış 130 mM K-glukonat, 15 mM KCI, 0.05 mM EGTA, 20 mM HEPES, 25 mM glükoz, 1 mM Na-kynurenate, 2 mM Na-piruvat,.
    3. ACSF hazırlayın: 130 mM NaCI, 2.5 mM KCI, 2 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 1 mM NaH 2 PO 4, 26 mM NaHCO 3, 25 mM glükoz, 0.4 mM askorbik asit, 2 mM Na-piruvat. % 95 O2 ve% 5 CO2 (pH 7.4) Kabarcık.
    4. diseksiyon başlamadan önce, K-glukonat çözeltisi 80 ml% 2 agar çözülür ve 60 ° C 'de sıcak tutun.
  2. intrakardiyak perfüzyon
    1. yaş P2 P11 kadar, dişi ve erkek farenin bu hazırlık gerçekleştirin.
    2. 25 mM sodyum pentobarbital (50 mg / kg), 0.1 ml intraperitoneal enjeksiyonu ile fare anestezisi.
    3. iğneler veya bant kullanılarak, silikon ile dolu büyük bir petri sırtında fare hareketsiz. Diseksiyon mikroskop kullanındiseksiyon geri kalanı için e.
    4. sternum ucu Holding, göğüs kaldırın ve ince makas kullanarak diyafram kesti. Sonra kalp maruz kaburga ile keserek her iki tarafta kutuyu açın.
    5. 27G iğne ile sol ventrikül delme önce sağ atrium kesin.
    6. Buz gibi soğuk düşük Na + ACSF serpmek. 30 saniye sonra, düşük Na + ACSF atrium dışarı akan görülmelidir. sodyum düşük miktarda spiking hücreleri önlemek ve diseksiyon sırasında hücresel ölüm azaltır.
    7. Kan boşaltılır karaciğer sarı olana kadar mikroskop altında kalbinde iğne basılı tutun.
  3. Omurilik diseksiyonu
    1. hayvan başını kesmek ve mide üzerine koydu.
    2. Hızla arkasına (Şekil 1A1) cilt kaldırın. İki kesim omuzları ve göğüs kafesini (Şekil 1A2) aşağı gidiyor olun. Sonra l olarak kablosunu kesiphayvan alt kısmından kaburga başlangıcı ile gezilebilen omurga izole etmek üzere kaudal bölümünde olduğu gibi mümkün olan akış. Yine hayvan çevirmek ve hala kaburga bağlı iç organ kaldırın.
    3. Başka vertebral sütun transfer daha küçük silikon dolu petri ve dorsal yüzü yukarı (Şekil 1A) tutmak için 4 böcek işaretçilerine kullanın.
    4. Sırt tarafında bir laminektomi gerçekleştirerek, ve rostral sonunda (Şekil 1B) den omurilik teşhir ederken Sürekli (yaklaşık 4 ° C'de) carbogen-kabarmış ACSF ile hayvan serpmek. Bunu yapmak için, kemik ve omurilik arasındaki ince makas ucu yerleştirin ve beyaz maddeden uzak kalmak için emin olun, rostral ucundan azar azar kemiği kesti. Her iki tarafta alternatif kemik bant zaten kesilmiş (Şekil 1B1) uzak tutmak için cımbız kullanarak.
    5. en küçük kullanılabilir yaylı makas ve cımbız kullanarak, dura kaldırın ve kesmemakasla omurilik zarar vermemek amacıyla her iki tarafta duranın gevşek kısmını tutarken. postero-kaudal ekseni boyunca kesin.
      NOT: Dura yarı saydam sürekli zardır; Bu yaşta pia mater çok kırılgan ve diseksiyon ve dilimleme (Şekil 1B2) sırasında ayrı gelecektir.
    6. Dura kaldırılan kullanımı kez künt cam veya plastik uç hafifçe yarım kesilmiş omurga oluşturduğu oluğun sol tarafındaki kabloyu itin ve rostral taraftan başlayarak, sağ tarafta ventral ve dorsal kökleri kesmek için onlar (en azından birkaç mm Şekil 1B2) kordon girmek yerden uzak.
    7. her zaman rostral gelen kaudal gidiyor, sol tarafta işlemi tekrarlayın. solak, sol taraftan başlamak ve daha sonra sağ tarafa hareket ettirin.
  4. Agar gömme
    1. Vertebral kolon dışına kablosunu Kayma. aşağı pin küçük bir böcek pin kullanındorsal kordon yukarı yüzey ve ince zarın herhangi bir parçası hala ona bağlı (Şekil 1C1) çıkarın.
    2. Temizlenmiş sonra, her iki ucu (Şekil 1C2) kırpın. Kablosunu işlemek ve yönünü not kord ön kısmında bir bükülmüş böcek pin yerleştirin (Şekil 1C2 ok). Daha sonra, bir buz-soğuğu K-glukonat çözeltisine omurilik aktarın.
      Not: Bu çözüm BOS hücre içi kompozisyon taklit ve motor nöronlar 26 kesilecektir kez ozmotik şok ölen hücrelerini engeller.
    3. Omurilik hücre içi çözelti içinde olduğunda, kuru banyo üzerinden agar ile beher almak ve bir buz ve su karışımı üzerine soğuma.
    4. sıcaklık ölçüm sırasında karıştırmaya devam edin. Sıcaklık 38 ° ulaştığında böcek pimi tutarak, omurilik batırmak ve aşağı rostral tarafı yerleştirin C. Omurilik st olarak olduğundan emin olunraight mümkün olduğunca uzak kaudal kısmı, duvarlar hafifçe yukarı doğru (Şekil 1D1).
    5. Agar olabildiğince hızlı bir şekilde katılaşmasına izin buz ve su karışımı içinde beher bırakın. Emin kordon mümkün (Şekil 1D1) gibi düz olduğu yerde kalır ve emin olun.
  5. Dilimleme
    1. Sertleştikten sonra, (Şekil 1D2 ok) bloğun tabanı kablosunun bel kısmı ile 35 ° 'lik açıyla olduğu bir şekilde omuriliği ihtiva eden agar kesti. Dorsal yüzey tabanı (Şekil 1D2) uzağa dönük olmalıdır.
      Not: Bu çıktıkları ventral köklerine motornöron havuzları sürekliliğini korumak için prosedür kritik bir adımdır.
    2. siyanoakrilat yapıştırıcı kullanarak vibratome odasına blok Tutkal. K-glukonat solüsyonu içinde daldırın ve korumak için slushed dondurulmuş K-glukonat çözüm ekleyinbanyo (2 ° C'nin altında) soğutulmuş.
    3. (Onun eğrilik ve büyük çaplı tarafından tanımlanabilir) bel bölgesinde 400 mikron kalınlığında dilimler - 350 kesin. kendi doğru yönde (1.4.1 bakınız.) 'de, ventral yüzeyi dorsalden kesip dilimler sürekli daha rostral yapmak için bıçak kullanın. Tipik olarak, 2 mm veya daha fazla uzanan ventral kökleri ile 4-5 uygun dilimler vardır. 10 ° açı, 70 Hz titreşim frekansı ve dilimleme 10 mm / dk hızı: Aşağıdaki parametreleri kullanın.
  6. kuluçka
    1. 34 ° C'de ACSF dilimleri aktarın. Yaklaşık 30 dakika sonra, oda sıcaklığına kadar soğumaya dilimleri ve kayıt oturumunu başlatmak.

figure-protocol-1
Şekil 1. Diseksiyon
A1:. Dorsal kolon maruz arka derinin çıkarılması A2:. Omuzlar ve kaburga kesme dorsal kolon B1 serbest: silikon dolu petri üzerine tutturulmuş Omurga sütunu (yukarı sırt tarafı, sol kaudal tarafı) B2:. Maruz kalan ve disseke omurilik ile aynı C1:. Omurilik izole . (rostral tarafı sol) C2: yerleştirilmeye hazır Omurilik (yukarı ventral tarafta, sol rostral tarafı). Rostral tarafında küçük böcek pin Not D1:.. Agar beher Omurilik (rostral tarafı dow, dip bakan ventral tarafı) D2: gömülü omurilik ile Kes agar bloğu. 35 ° açısı bloğunun taban ve lomber genişleme (Ok) ile omurilik formları unutmayın. Ölçek çubukları 1 cm. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.

2. Odası'na Slice Yerleştirme

NOT: Ventral kökleri, değişken bir alana yayılır.

  1. 40 peşin 170 um arasında değişen uç çapları çeşitli pipetler bir kutu hazırlayın. Emme pipetler hazırlamak uzun konik birçok pipetler hazırlamak. Bir elmas bıçak kullanarak, farklı pozisyonlarda bir kesim yapmak. Sonra bir mikroskop altında, cımbız ile ucu vurarak kırmak.
  2. Kayıt mikroskop odasına çıkarın ve bir mikroskop altında yerleştirin.
  3. bir emme stimülasyon elektrodu monte edilmesi için yeterli uzunlukta (2 mm veya daha fazla) bir ventral kök içeren bir dilim seçin. Ventral kökleri ile dilim yukarı (Şekil 2A) doğru yönünü seçin ve dilim (Şekil 2B) etrafında agar geri kalanını terk ederken ince ventral kökleri etrafında agar kesti.
    NOT: Agar dilim daha sıkı olduğundan, bu dilimin çapa konuları ağar ziyade böylece dilim ve dinlenmek için izin verecektirnchor dokuya zarar vermez. Dilimin çapa ipler (Şekil 2C kırmızı ile gösterilen) motonöron havuzu üzerinde olduğundan emin olun.
  4. mikroskop üzerine geri bölmesini monte sürekli 1 bir oranda ACSF kayıt odasına serpmek - oda sıcaklığında, 2 ml / dakika. Cam pipet ACSF ile doldurulur ve bir şırıngaya bağlanmış kullanarak, ventral kök (Şekil 2C ok) bir emmeye. ventral kök iyi hareketini elde etmek için, pipet ucu ventral kök etrafında sıkı olması gerekmektedir. Bir kutup uyarıcı elektrot ve (yama-sıkma elektrot referans bağlı veya) banyosunda diğeri olmalıdır.
  5. Istenen hücre tipi yama-kelepçe kayıt ulaşmak ve previsouly 10 açıklandığı gibi ventral kök stimülasyon etkisi kaydedin.
    1. Burada, veri toplama için bir amplifikatör kullanın. 3 kHz tam hücre kayıtları Filtre. 10 kHz Digitize. curre köprü direnci telafint-kelepçe modu.

figure-protocol-2
Şekil 2. Ventral Kök Hazırlık
A: ventral kök yukarı bakacak şekilde agar gömülü Lomber spinal kord dilim B:.. Agar C kurtulmuş ventral kökleri ile Lomber spinal kord dilim: sıkıca (ok) ventral kökleri etrafında yerleştirilmiş bir uyarıcı elektrot ile Lomber spinal kord dilim . Fare muhabiri R26 Tom 17. Ölçek çubukları 1 mm çapraz chrna2-Cre fare 28 kırmızı floresan ifade Renshaw hücreleri konumunu not alın. Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Antidromic Eylem Potansiyelleri Kullanarak Motonöron Kimlik Onayı

Hücre hedefleme

Motor nöronlar Karın boynuzuna (Şekil 2C kırmızı görünür) bulunur. ventral kök oluşturan akson demeti başlayın ve paket tamamen dağılır ve bir (20 mikron üzerinde, uzun soma ekseni) büyük hücreler görmeye başlayana kadar gidebilir. 4 M? ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bir, güvenilir, kapsamlı ve belirli bir şekilde tek bir omurga segmentinde motornöron havuzları ve Renshaw hücreleri tek taraflı uyarılması için izin verir çünkü omurilik eğik dilimleme önemlidir. Ayrıca, kaydedilen motor nöronlar, hızlı, zarif ve olmayan belirsiz tanımlanmasına izin verir. Sonra, diğer dilim hazırlama yöntemlerine göre bu tekniğin avantajlarını vurgulamak olacaktır, ve sonra biz bu yordamı gerçekleştirirken önlemek için en yaygın tuzaklar stres olacak.

Enine kesitlerle çalı...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yoktur.

Teşekkürler

Yazarlar fotoğraf çekmek onların yardım için Marin Manuel ve Olivia Goldman-Szwajkajzer teşekkür ederim. Yazarlar ayrıca yazının redaksiyon için Arjun Masukar ve Tobias Bock teşekkür ederiz. Mali destekler la Recherche (HYPER-MND, ANR-2010-BLAN-1429-1401) dökün Agence Nationale tarafından sağlanan, NIH-NINDS (R01NS077863), Thierry Latrán Vakfı (OHEX Projesi), miyopati Fransız derneği ( hibe sayısı 16026) ve Hedef ALS minnetle kabul vardır. Felix Leroy Ecole Normale Supérieure Cachan'da bir "contrat Doktora" layık görüldü.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Na-kinürenatABCAMab120256diğer markalardan daha iyi çözünür
KClSigmaP3911
NaH2< / sub>PO4< / sub>SigmaP5655
sükroz SigmaS9378
NaHCO3 SigmaS6014
CaCl2 G BiosciencesR040
MgCl2 Kalite Biyolojik351-033-721
glikoz ve nbsp;SigmaG5767
askorbik asit SigmaA5960
Na-piruvat SigmaP2250
K-glukonat SigmaP1847
EGTA ve nbsp;SigmaE3889
HEPES SigmaH4034
NaClSigmaS9888
AgarSigmaA9799
QX-314AlomoneQ150
Mg-ATPSigmaA9187
CsOHSigma232041
Na-GTPSigma51120
glukonik asitSigmaG1951
Sezyum hidroksit çözeltisiSigma232041
KOHSigmaP5958
Vannas Yaylı Makas - 2.5mm FST15000-08sadece dura'yı kesmek için kullanılır, kemikleri keserse zarar görebilir
StimülatörA-M Sistemleriİzole Nabız Stimülatörü Model 2100
VibratomCampdenTitreşimli Mikrotom 7000 - Model 7000SMZ-2

Kaynaklar

  1. Brooks, C. M., Downman, C. B., Eccles, J. C. After-potentials and excitability of spinal motoneurones following antidromic activation. J Neurophysiol. 13 (1), 9-38 (1950).
  2. Bories, C., Amendola, J., Lamotte d'Incamps, B., Durand, J. Early electrophysiological abnormalities in lumbar motoneurons in a transgenic mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Eur J Neurosci. 25 (2), 451-459 (2007).
  3. Takahashi, T. Membrane currents in visually identified motoneurones of neonatal rat spinal cord. J Physiol. 423, 27-46 (1990).
  4. Hori, N., Tan, Y., Strominger, N. L., Carpenter, D. O. Intracellular activity of rat spinal cord motoneurons in slices. J Neurosci Methods. 112 (2), 185-191 (2001).
  5. Arai, Y., Mentis, G. Z., Wu, J. Y., O'Donovan, M. J. Ventrolateral origin of each cycle of rhythmic activity generated by the spinal cord of the chick embryo. PLoS One. 2 (5), e417(2007).
  6. Cullheim, S., Lipsenthal, L., Burke, R. E. Direct monosynaptic contacts between type-identified alpha-motoneurons in the cat. Brain Res. 308 (1), 196-199 (1984).
  7. Cullheim, S., Kellerth, J. O., Conradi, S. Evidence for direct synaptic interconnections between cat spinal alpha-motoneurons via the recurrent axon collaterals: a morphological study using intracellular injection of horseradish peroxidase. Brain Res. 132 (1), 1-10 (1977).
  8. Gogan, P., Gueritaud, J. P., Horcholle-Bossavit, G., Tyc-Dumont, S. Direct excitatory interactions between spinal motoneurones of the cat. J Physiol. 272 (3), 755-767 (1977).
  9. Ichinose, T., Miyata, Y. Recurrent excitation of motoneurons in the isolated spinal cord of newborn rats detected by whole-cell recording. Neurosci Res. 31 (3), 179-187 (1998).
  10. Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. Four excitatory postsynaptic ionotropic receptors coactivated at the motoneuron-Renshaw cell synapse. J Neurosci. 28 (52), 14121-14131 (2008).
  11. Renshaw, B. Central effects of centripetal impulses in axons of spinal ventral roots. J Neurophysiol. 9, 191-204 (1946).
  12. Renshaw, B. Interaction of nerve impulses in the gray matter as a mechanism in central inhibition. Fed Proc. 5 (1 Pt 2), 86(1946).
  13. Renshaw, B. Observations on interaction of nerve impulses in the gray matter and on the nature of central inhibition). Am J Physiol. 146, 443-448 (1946).
  14. Pambo-Pambo, A., Durand, J., Gueritaud, J. P. Early excitability changes in lumbar motoneurons of transgenic SOD1G85R and SOD1G(93A-Low) mice. J Neurophysiol. 102 (6), 3627-3642 (2009).
  15. Quinlan, K. A., Schuster, J. E., Fu, R., Siddique, T., Heckman, C. J. Altered postnatal maturation of electrical properties in spinal motoneurons in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. J Physiol. 589 (Pt 9), 2245-2260 (2011).
  16. Martin, E., Cazenave, W., Cattaert, D., Branchereau, P. Embryonic alteration of motoneuronal morphology induces hyperexcitability in the mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Neurobiol Dis. 54, 116-126 (2013).
  17. Hadzipasic, M., et al. Selective degeneration of a physiological subtype of spinal motor neuron in mice with SOD1-linked ALS. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (47), 16883-16888 (2014).
  18. Wichterle, H., Lieberam, I., Porter, J. A., Jessell, T. M. Directed differentiation of embryonic stem cells into motor neurons. Cell. 110 (3), 385-397 (2002).
  19. Tallini, Y. N., et al. BAC transgenic mice express enhanced green fluorescent protein in central and peripheral cholinergic neurons. Physiol Genomics. 27 (3), 391-397 (2006).
  20. Manuel, M., et al. Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons. J Neurosci. 29 (36), 11246-11256 (2009).
  21. Obeidat, A. Z., Nardelli, P., Powers, R. K., Cope, T. C. Modulation of motoneuron firing by recurrent inhibition in the adult rat in vivo. J Neurophysiol. 112 (9), 2302-2315 (2014).
  22. Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Imhoff-Manuel, R. D., Zytnicki, D. Early intrinsic hyperexcitability does not contribute to motoneuron degeneration in amyotrophic lateral sclerosis. Elife. 3, (2014).
  23. Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Zytnicki, D. Potassium currents dynamically set the recruitment and firing properties of F-type motoneurons in neonatal mice. J Neurophysiol. 114 (3), 1963-1973 (2015).
  24. Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. Subunit composition and kinetics of the Renshaw cell heteromeric nicotinic receptors. Biochem Pharmacol. 86 (8), 1114-1121 (2013).
  25. Lamotte d'Incamps, B., Krejci, E., Ascher, P. Mechanisms shaping the slow nicotinic synaptic current at the motoneuron-renshaw cell synapse. J Neurosci. 32 (24), 8413-8423 (2012).
  26. Dugue, G. P., Dumoulin, A., Triller, A., Dieudonne, S. Target-dependent use of co-released inhibitory transmitters at central synapses. J Neurosci. 25 (28), 6490-6498 (2005).
  27. Mentis, G. Z., Siembab, V. C., Zerda, R., O'Donovan, M. J., Alvarez, F. J. Primary afferent synapses on developing and adult Renshaw cells. J Neurosci. 26 (51), 13297-13310 (2006).
  28. Perry, S., et al. Firing properties of Renshaw cells defined by Chrna2 are modulated by hyperpolarizing and small conductance ion currents Ih and ISK. Eur J Neurosci. 41 (7), 889-900 (2015).
  29. Thurbon, D., Luscher, H. R., Hofstetter, T., Redman, S. J. Passive electrical properties of ventral horn neurons in rat spinal cord slices. J Neurophysiol. 79 (5), 2485-2502 (1998).
  30. Zengel, J. E., Reid, S. A., Sypert, G. W., Munson, J. B. Membrane electrical properties and prediction of motor-unit type of medial gastrocnemius motoneurons in the cat. J Neurophysiol. 53 (5), 1323-1344 (1985).
  31. Cooper, S., Sherington, C. S. Gower's tract and spinal border cells. Brain. 63, 123-124 (1940).
  32. Morin, F., Schwartz, H. G., O'Leary, J. L. Experimental study of the spinothalamic and related tracts. Acta Psychiatr Neurol Scand. 26 (3-4), 371-396 (1951).
  33. Sengul, G., Fu, Y., Yu, Y., Paxinos, G. Spinal cord projections to the cerebellum in the mouse. Brain Struct Funct. 220 (5), 2997-3009 (2015).
  34. Russier, M., Carlier, E., Ankri, N., Fronzaroli, L., Debanne, D. A-, T-, and H-type currents shape intrinsic firing of developing rat abducens motoneurons. J Physiol. 549 (Pt 1), 21-36 (2003).
  35. Dourado, M., Sargent, P. B. Properties of nicotinic receptors underlying Renshaw cell excitation by alpha-motor neurons in neonatal rat spinal cord). J Neurophysiol. 87 (6), 3117-3125 (2002).
  36. Mitra, P., Brownstone, R. M. An in vitro spinal cord slice preparation for recording from lumbar motoneurons of the adult mouse. J Neurophysiol. 107 (2), 728-741 (2012).
  37. Rothman, S. M. The neurotoxicity of excitatory amino acids is produced by passive chloride influx. J Neurosci. 5 (6), 1483-1489 (1985).
  38. Olney, J. W., Price, M. T., Samson, L., Labruyere, J. The role of specific ions in glutamate neurotoxicity. Neurosci Lett. 65 (1), 65-71 (1986).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

E ik Kesit Haz rlamaMoton ron Tan mlamaRenshaw H cresi EksitasyonuAntidromik Kay tElektrofizyolojik Kay tlarVibratom ile Kesit AlmaAgar G mme Tekni iD k Sodyumlu ACSF Perf zyonu
Ventral Kök Stimulation için eğik Omurilik Dilimleri hazırlanması
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.