Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Sıçan Cremaster'ın Muscle arteriyollerde Hücre-serbest Katman Görselleştirme ve

6.1K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/54550

⸱

19 Ekim 2016

 ,  ,  ,  , 
1NUS Graduate School for Integrative Sciences and Engineering, National University of Singapore, 2Department of Biomedical Engineering, National University of Singapore, 3Department of Surgery, National University of Singapore

Bu makalede

Özet

Bu çalışma, in vivo hücresiz tabakanın görselleştirilmesi için sıçan kremaster kasının cerrahi hazırlığını göstermektedir. Bu çalışmada, hücresiz katman genişliği ölçümünün doğruluğunu etkileyen önemli faktörler tartışılmıştır.

Özet

Hücresiz tabaka, mikrodamar akışında kırmızı kan hücrelerinden yoksun olan parietal plazma tabakası olarak tanımlanır. İn vivo hücresiz tabaka genişliğinin ve uzay-zamansal varyasyonlarının ölçümü, mikrosirkülasyondaki hemodinamiğin kapsamlı bir şekilde anlaşılmasını sağlayabilir. Bu çalışmada, in vivo olarak arteriyollerdeki hücresiz katman genişliklerini ölçmek için yüksek hızlı bir video kamera ile birleştirilmiş intravital mikroskobik bir sistem kullandık. Sprague-Dawley sıçanlarının kremaster kası, kan akışını görselleştirmek için cerrahi olarak dıştan çıkarıldı. Görüntü işlemeyi ve hücresiz katman genişliğinin analizini otomatikleştirmek için özel olarak oluşturulmuş bir görüntüleme komut dosyası da geliştirildi. Bu yaklaşım, uzay-zamansal varyasyonların önceki manuel ölçümlerden daha tutarlı bir şekilde ölçülmesini sağlar. Bununla birlikte, ölçümün doğruluğu kısmen mavi bir filtrenin kullanılmasına ve uygun bir eşikleme algoritmasının seçilmesine bağlıdır. Özellikle, mavi filtre kullanılarak ve kullanılmadan elde edilen görüntülerin kontrastını ve kalitesini değerlendirdik. Ek olarak, beş farklı görüntü histogram tabanlı eşikleme algoritmasını (Otsu, minimum, modlar arası, yinelemeli seçim ve bulanık entropik eşikleme) karşılaştırdık ve hücresiz katman genişliğinin belirlenmesindeki farklılıkları gösterdik.

Giriş

İn vivo hayvan çalışmaları, insan fizyolojisini ve patolojisini anlamak için temel bilime alet olur. Özellikle, in vivo mikrohemodinamik çalışmalar, kanın anormal reolojik koşulları tarafından değiştirilen mikro dolaşım fonksiyonlarının potansiyel bozulmasını aydınlatabilir. Daha önce yapılan bir dizi mikrohemodinamik çalışma1, mikrovasküler kan akışını görselleştirmek için sıçan cremaster kas modelini kullanmıştır. Cremaster kası, testisleri çevreleyen ince bir çizgili kas tabakasıdır. Böylece, kastaki kan akışı, cerrahi maruziyet yoluyla trans-aydınlatma mikroskobu ile görüntülenebilir. Bu, herhangi bir floresan veya kontrast madde kullanmadan in vivo kan akışı görüntülerini elde etmemizi sağlar. Ek olarak, abdominal aort tıkanıklığı2 ile yukarı akış kan akımı azaltılarak kas ağının tüm kan perfüzyonu kontrol edilebilir. Bu avantajlar nedeniyle, cremaster kas modeli, mikro damarlarda hücresiz tabaka (CFL) oluşumunu araştırmak için yaygın olarak kullanılmaktadır1,3.

CFL genişliği, mikrodolaşım fonksiyonlarının düzenlenmesindeki önemli rolleri nedeniyle büyük ilgi gören mikrosirkülasyonda belirgin bir hemodinamik parametredir. CFL, kırmızı kan hücrelerinin (RBC'ler) akış merkezi4'e doğru kayma kaynaklı enine içe göçü ile oluşur. Sonuç olarak, bu göç, damar duvarlarının yakınındaki RBC'lerin tükenmesine yol açar ve sonunda hücresiz bir plazma tabakası ile sonuçlanır. Buna göre, parietal CFL doğal olarak RBC çekirdeğinden dokulara oksijen (O2) verilmesine ve RBC'ler5,6 tarafından nitrik oksidin (NO) temizlenmesine karşı bir difüzyon bariyeri haline gelir. Ek olarak, NO üretimi, CFL genişliği7,8'in dinamik varyasyonları ile de modüle edilebilir. Bu nedenle, mikrosirkülasyondaki kan akışını daha iyi anlamak için CFL'nin hem gaz taşınmasındaki hem de mikrosirkülasyondaki homeostazın düzenlenmesindeki rollerinin tam olarak tespit edilmesi gerekir. Son çalışmalar, CFL'nin mikrosirkülasyon9-12'deki hemodinamik ve gaz taşıma fonksiyonları arasında köprü kurmaya odaklanmıştır. Ayrıca, ayrı bir çalışma seti, RBC agregasyonundaki patolojik yükselmenin CFL oluşumunu nasıl modüle ettiğini ve bunun dokulardaO2 ve NO biyoyararlanımı üzerindeki etkisini de araştırmıştır13,14.

CFL'nin rolleri, CFL genişliğinin damar çapına göreceli boyutunun belirgin olduğu mikrosirkülasyonda daha önemli hale gelir. Bu, in vivo kan akışında CFL'yi ölçmek için etkili bir yaklaşım gerektirir. Özellikle, görüntü elde etme ve görüntü analizi, CFL genişlik ölçümünün doğruluğunu belirleyen iki temel bileşendir. Doku kan akışının başarılı bir şekilde görselleştirilmesinden önce, hayvan modelinin uygun bir cerrahi hazırlığı yapılmalıdır. Ek olarak, çoğunlukla insan hatalarından kaynaklanan geleneksel manuel ölçümlerin sınırlamalarının üstesinden gelmek için uygun bir görüntü analiz tekniğine ihtiyaç vardır15,16. Optik enstrümantasyondaki gelişmeler ve dijital görüntü işleme için bilgi işlem gücüyle, CFL genişliği17-19'un daha doğru ve tutarlı bir ölçümünü elde etmek artık mümkün. Bununla birlikte, görüntü tabanlı olan bu ölçümlerin doğruluğu, yine de sonuçta görüntülerin kalitesine bağlıdır.

Bu nedenle, bu çalışma in vivo CFL genişliğinin ölçümünü etkileyen faktörleri araştırmaktadır. Özellikle, sıçan kremaster kasının arteriyollerindeki CFL genişliğinin ölçümleri için cerrahi hazırlığı ve dijital görüntü analizini göstermeye odaklandık.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu çalışma Singapur Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (onaylanan protokole hayır. R15-0225) Ulusal Üniversitesi ile uyumludur.

Hayvan Modeli 1. Cerrahi Hazırlık

  1. Gemi kanülasyonlar
    1. Erkek bir Sprague-Dawley sıçanları anestezi - ağırlığında (6 7 haftalık), (203 ± 20) intraperitonal yoluyla ketamin (37.5 mg / ml) ve ksilazin (5 mg / ml) kokteyli ile gr (ip) enjeksiyonu (2 ml / kg) . İğneyi tekrarlamak ya da enjeksiyondan sonra şırınga çıkarmayın.
    2. hayvana anestezi yapıldıktan sonra (kıstırma ayak ile teyit), 37 ° C de vücut ısısını korumak için bir ısıtma pedi üzerine yerleştirin. Yavaşça skapula, ön serviks, alt karın, medial arka bacak ve skrotal kese saç tıraş. Yavaşça yapışkanlı kağıt bantlar kullanarak bacakları dizginlemek.
    3. Mikrodiseksiyon makas ve açılı forseps ile izlerken kullanarak tüm cerrahi prosedürleri gerçekleştirinBir stereomikroskop. Ameliyat sırasında yaralanmayı önlemek için delinmeye karşı dayanıklı bir tepsiye tüm keskin cerrahi aletler yerleştirin.
    4. kesi yapmadan önce tüm cerrahi siteleri alternatif iyot ve% 70 alkol ile 3 kez fırçalayın. 30 IU / ml heparin tuzlu su çözeltisi ile tüm kateterler yıkayın.
    5. Sağ juguler ven üzerinde cerrahi makas kullanarak skapula üzerinde 1,5 cm orta hat cilt kesi - 1 yapın. juguler ven ortaya çıkarmak için künt diseksiyon ile fasya ayırın ve bir polietilen tüp (PE-50) 5-0 ipek sütür kullanılarak heparin tuzlu su ile dolu olan cannulate. Yan anestezi infüze gerektiğinde (1/3 başlangıç ​​dozunun 1/2, damar içine (IV)) cerrahi ve deney süresince.
    6. havayolu açıklığını korumak için trakeostomi gerçekleştirin. anterior servikal bölgede 1,5 cm kesi - 1 yapın. yerine kateteri sabitlemek için 2-0 ipek dikişlerle bir polietilen tüp (PE-205) kullanılarak trakea cannulate.
    7. Kan basıncını izlemekFemoral arter kanülasyonu yoluyla. arka bacak sol medial yüzeyi 1.5 cm'lik kesi - 1 yapın. künt diseksiyon ile femoral arter ayırın. heparin tuz çözeltisi 5-0 ipek sütür kullanılarak doldurulmuş bir polietilen boru (PE-10), femoral arter kanüle.
  2. Cremaster kas Hazırlama ve Akış Görselleştirme
    1. bunu genişletmek için skrotal kese apeks yoluyla 5-0 ipek sütür yerleştirin. skrotal kese ventral yüzeyi boyunca bir kesi yapmak. maruz kas, düzenli sıcak izotonik solüsyonu (pH 7.4 37 ° C) uygulanır.
    2. dikkatle ve iyice bağ dokuları çevreleyen pamuk uçlu aplikatör kullanarak kaldırın.
    3. cremaster kas apeks yoluyla 5-0 ipek sütür yerleştirin. aynı uzunluktaki iki parçaya dikiş kesin ve her iki tarafta bir düğüm. İki düğüm arasındaki kas kesin ve hafifçe dikiş çekerek özelleştirilmiş şeffaf pleksiglas platformu üzerine germek. düzeltmekmavi yapışma ile platform üzerine sütür sonu.
      NOT: bağ dokuları çevreleyen iyice çıkarılması optimum görüntü kontrastını elde önemlidir.
    4. 5 ila 6 tespitler yapılana kadar adımı tekrarlayın 1.2.3. Dikkatle yüksek sıcaklık koter kullanılarak Epididimden cremaster kasını çıkarın. doku kaybını önlemek için maruz kas sıcak izotonik Superfuse.
      1. gazlı katlanmış parçalar ile cremaster kasını Surround. polivinil film ile maruz kas örtün. Film ile gazlı bez parçaları su daldırma mikroskop objektif (Şekil 1A) için sıcak izotonik çözüm tutmak için sığ bir havza oluşturur.
    5. Intravital mikroskobu (Şekil 1C) hayvan sahneye hayvan aktarın. Sürekli basıncı izleme (Şekil 1E) için fizyolojik bir veri toplama sistemine arteriyel kanülasyon bağlayın.
    6. kas temperat korumakHayvan platforma (Şekil 1B) altındaki bağlı bir ısıtma elemanı ile 35 ° C 'de ure. Isıtma elemanı (Şekil 1D) güç kontrolörü negatif geribildirim sağlamak için kas yanında bir sıcaklık probu yerleştirin.
    7. 15 dk çevre ile dengelenmesi için sahnede hayvan bırakın.
    8. 40X su daldırma objektif ve uzun çalışma kondansatör ile bir intravital mikroskop altında kan akışını gözünüzde canlandırın.
    9. dallanmamış arteriolden RBC çekirdek arasında net bir görüntü odak ve kontrast dayalı (<60 mikron) seçin, CFL ve damar duvarları, sırayla kan damarı çap düzleminde mikroskop odaklanmak. dikey damar duvarını hizalamak için mikroskop üzerine monte kamera döndürün.
    10. 1 saniye 3000 / sn kare hızında yüksek hızlı video kamera kullanılarak kan akışını kaydedin. görüntü kalitesini korumak için sıkıştırılmamış 8-bit gri tonlama AVI biçimi olarak kaydedilen video kaydedin.
      NOT: / Sn 3.000 kare en az kayıt hızı flüoresan ölçümü fizyolojik arteriolar akış koşulları altında en az bir defa her RBC ile gerçekleştirilebilir sağlamak için önerilir.
    11. Eritrosit ve plazma arasındaki kontrastı arttırmak için 510 nm - 310 394 nm ve spektral bandpass dalga boyunda tepe şanzıman ile mavi filtre kullanın.
      NOT: mikroskobik ışık kaynağı (100 W halojen lamba) mavi filtreden geçen ışık spektrumu herhangi bir potansiyel doku hasarı önlemek için düşük ışık yoğunluğu olduğundan emin olun.
    12. Deneyin sonunda, pentobarbital sodyum, aşırı dozda hayvan euthanize.

2. Görüntü Analizi

  1. Flüoresan genişliği ölçümü için Ön işleme
    1. MATLAB açın ve 'CFL_pre.m' dosyasını çalıştırın. (Bu ve diğer MATLAB dosyaları bulunabilirip "> Yan MATLAB Arşivi.)
    2. analiz etmek, video dosyasını seçmek için 'Açık dosya' tıklayın.
    3. dikey damar duvarları hizalamak için 'rotasyon' sürgüsünü ayarlayın.
      NOT: Kullanıcılar 'Izgara On' radyo düğmesini seçerek damar uyum için yardımcı ızgara çizgileri görüntüler ve 'Zoom' kaydırıcıyı kaydırarak görüntüyü yakınlaştırma düzeyini ayarlayabilirsiniz.
    4. damar uyumu onaylamak için 'Onayla Düzenlenmesi' butonuna tıklayın.
    5. Faiz (ROI) bölgeyi tanımlamak için 'Set ROI ekine' butonuna tıklayın. hizalanmış görüntü bir pop-up penceresi görüntülenir. görüntü üzerinde dikdörtgen hedefi ayarlayın ve çift ROI onaylamak için tıklayın. Görüntünün kırpma gerekli değilse bu adımı atlayın.
      NOT: Sadece gemiden CFL genişliği analiz etmek ROI tek bir gemi bulunmaktadır. Gerekirse, orijinal forma görüntüyü geri yüklemek için 'Reset Resim' düğmesine tıklayın.
    6. Tıkla9; '(bmp' biçiminde ardışık bit haritası görüntüleri 8-bit gri tonlama) içine tüm düzenlenmiş video kareleri ayıklamak için düğmeye 'Images ayıklayın. çıkarılan görüntüler seçilen video dosyası ile aynı adı taşıyan klasörde bulunabilir.
  2. Flüoresan genişliğinin ölçümü
    1. MATLAB açın ve 'CFL_measure.m' dosyasını çalıştırın.
    2. çıkarılan görüntüleri içeren klasörü seçmek için 'Klasör seç' seçeneğini tıklayın.
    3. görüntüleri içeren klasöre tıklayın ve 'Klasör seç' seçeneğini tıklayın. klasördeki ilk görüntü karesi yüklenen ve 'Resim Histogram' panelinde gri yoğunluk Histogram ile birlikte, 'Gri tonlama görüntü' panelinde gösterilir.
    4. analizi, aksi takdirde ilk görüntü karesi seçilecektir gerçekleştirmek için liste kutusundan istenen görüntü çerçevesini seçin.
    5. yerde belirlenir görüntüde, iç damar duvarını tanımlamak için 'Gemi Duvarlar Bul' tıklayın neredekaranlıktan ışık yoğunluğu profil tepe transit iki piksel üzerinde ışık.
    6. 'Tuz ve biber' gürültüyü azaltmak için görüntüye medyan filtre uygulamak için 'Medyan Filtre' kontrol edin.
    7. görüntü kontrastını arttırmak için dijital görüntü yoğunlukları ayarlamak için 'Otomatik Kontrast' kontrol edin.
    8. τ üzerinde gri düzeyleri (CFL) ve τ altında gri düzeyleri (RBC çekirdek) siyah pikseller beyaz piksel - iki sınıfa gri düzeyleri böler otomatik olarak bir eşik değeri (τ) belirleyen liste kutusunda bir eşik algoritmasını seçin.
      NOT: Otomatik-eşikleme algoritması hiçbiri uygun bir görüntü eşikleme sağlıyorsa alternatif bir yöntem olarak, manuel eşikleme kullanın. 'Elle' radyo düğmesini tıklayın ve manuel eşikleme değeri tanımlamak için kaydırma çubuğunu ayarlayın.
    9. (Çözünürlük, CFL genişlikleri mekansal değişimini ölçen 'piksel çözünürlük' kutusuna piksel çözünürlüğünü girmek içinBu deney düzeneği ile 0.42 mm / piksel) idi.
    10. CFL genişlikleri mekansal değişimi elde etmek için 'Hesapla' düğmesine tıklayın. bir tablo formatında CFL genişliği veri vermek için 'İhracat .csv tıklayın.
    11. kare hızı bilgilerini, geminin boyunca belirli bir analiz hattında CFL genişlikleri zamansal değişimini ölçen 'Temporal Varyasyonu' radyo düğmesini tıklayın ve girmek için (bu deney düzeneği kullanılan kare hızını 3000 kare / sn idi).
    12. sırasıyla, 'Frame başlat' ve 'Son Frame' kutulara ilk kareyi ve analiz için görüntülerin son karesini girin.
    13. 'Analiz Line' kaydırma çubuğunu kaydırarak geminin boyunca analiz hattının pozisyonunu seçin. 'Grayscale görüntü' ve 'İkili görüntü' hem gösterilmiştir analiz hattının, konumunu onaylayın.
    14. CFL genişlikleri zamansal değişimini elde etmek için 'hesapla' tıklayın. click 'İhracat .csv' bir tablo formatında CFL genişliği veri vermek için.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

In vivo CFL görselleştirme hayvanın cerrahi hazırlıkları büyük ölçüde bağlıdır. Aşırı kan kaybı ya da genişletilmiş cerrahi süresi şok ve kan akımı sapmaları hayvan tabi olabilir. bir ısıtma yastığı yanı sıra cerrahi ve deney sırasında özelleştirilmiş bir platformu kullanarak doku sıcaklığı bakım da sıçan fizyolojik koşulları sağlamak için önemlidir. mikroskop sistemi bir 100 W halojen lamba kullanarak, hiç bir farkedilebilir doku hasarı da deneyin sonunda gözlemlenmiştir.

Ş...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

CFL genişlik ölçüm mikrosirkülasyonun hemodinamik daha iyi anlaşılması için önemlidir. Özel olarak, flüoresan genişlikleri ölçümü mezenterik 6'da gerçekleştirilmiştir, 24 ve serebral 25 mikrodolaşımını spinotrapezius. In vivo flüoresan genişlikleri geleneksel ölçüm kaydedilen video çerçevelerinin elle muayene ile tahminlerine sınırlandırılmıştır. Manuel ölçümler görsel RBC çekirdek ve damar duvarlarının 15,16 sınırlarını belirleme önce birkaç ardışık video kareler...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir rakip mali çıkar beyan etmemektedir.

Teşekkürler

Bu çalışma Ulusal Tıbbi Araştırma Konseyi (NMRC)/Kooperatif Temel Araştırma Hibesi (CBRG)/0078/2014 tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
İntravital mikroskopOlympusBX51WIEkipmanları
Yüksek hızlı kameraPhotron1024PCIEkipmanları
Mavi filtreHOYAB390
Ekipmanları Basınç sensörü ve biopac sistemiBiopac sistemiTSD104A, MP100Ekipmanı
Sıcaklık kontrolörüShimadenSR 1Ekipmanları
Plazma Lyte ABaxterNDC: 0338-022137 ° C'de sıcak; Kullanmadan önce C su banyosu
Tuzlu Suya %0.9Braun
Heparin (5.000 IU/ml)LEO
PE-10 polietilen tüpBecton Dickinson427400.024"OD x .011" ID 
PE-50 polietilen tüpBecton Dickinson427411.038" OD x .023" ID
PE-205 polietilen tüpBecton Dickinson427446.082" OD x .062" ID
2-0 emilmeyen ipek sütürDeknatel113-S
5-0 emilmeyen ipek sütürDeknatel106-S
Su sirkülasyonlu ısıtma yastığıGaymar
Su banyosuFisher Scientific Isotemp205
Ekipmanları Steril Pamuklu Gazlı Bez ve nbsp;Fisher Scientific22-415-468
Pamuk uçlu aplikatörlerFisher Scientific23-400-124
Dumont ForsepsKent ScientificINS14188Cerrahi alet
Mikro Diseksiyon forsepsKent ScientificINS15915Cerrahi alet
İris forseps 1 x 2 dişKent ScientificINS15917Cerrahi
Enstrüman Damar kanülasyon forsepsKent ScientificINS500377Cerrahi alet
Mikro makasKent ScientificINS14177Cerrahi alet
İris makasKent ScientificINS14225Cerrahi alet
Damar klipsiKent ScientificINS14120Cerrahi alet
İkizler koter sistemiBraintree ScientificGEM 5917Cerrahi alet

Kaynaklar

  1. Kim, S., Kong, R. L., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. Temporal and spatial variations of cell-free layer width in arterioles. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293 (3), H1526-H1535 (2007).
  2. Ong, P. K., Namgung, B., Johnson, P. C., Kim, S. Effect of erythrocyte aggregation and flow rate on cell-free layer formation in arterioles. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298 (6), H1870-H1878 (2010).
  3. Namgung, B., Kim, S. Effect of uneven red cell influx on formation of cell-free layer in small venules. Microvasc Res. 92, 19-24 (2014).
  4. Goldsmith, H. L. The Microcirculatory Society. Eugene M. Landis Award Lecture. The Microrheology of Human-Blood. Microvasc Res. 31 (2), 121-142 (1986).
  5. Buerk, D. G. Can We Model Nitric Oxide Biotransport? A Survey of Mathematical Models for a Simple Diatomic Molecule with Surprisingly Complex Biological Activities. Annu Rev Biomed Eng. 3 (1), 109-143 (2001).
  6. Tateishi, N., Suzuki, Y., Soutani, M., Maeda, N. Flow dynamics of erythrocytes in microvessels of isolated rabbit mesentery: cell-free layer and flow resistance. J Biomech. 27 (9), 1119-1125 (1994).
  7. Ong, P. K., Cho, S., Namgung, B., Kim, S. Effects of cell-free layer formation on NO/O2 bioavailability in small arterioles. Microvasc Res. 83 (2), 168-177 (2012).
  8. Ong, P. K., Jain, S., Kim, S. Modulation of NO bioavailability by temporal variation of the cell-free layer width in small arterioles. Ann Biomed Eng. 39 (3), 1012-1023 (2011).
  9. Park, S. W., Intaglietta, M., Tartakovsky, D. M. Impact of stochastic fluctuations in the cell free layer on nitric oxide bioavailability. Front Comput Neurosci. 9, 131(2015).
  10. Ng, Y. C., Namgung, B., Kim, S. Two-dimensional transient model for prediction of arteriolar NO/O2 modulation by spatiotemporal variations in cell-free layer width. Microvasc Res. 97, 88-97 (2015).
  11. Sriram, K., et al. The effect of small changes in hematocrit on nitric oxide transport in arterioles. Antioxid Redox Sign. 14 (2), 175-185 (2011).
  12. Hightower, C. M., et al. Integration of cardiovascular regulation by the blood/endothelium cell-free layer. Wiley Interdiscip Rev Syst Biol Med. 3 (4), 458-470 (2011).
  13. Ng, Y. C., Namgung, B., Leo, H. L., Kim, S. Erythrocyte aggregation may promote uneven spatial distribution of NO/O in the downstream vessel of arteriolar bifurcations. J Biomech. , (2015).
  14. Ong, P. K., Jain, S., Kim, S. Temporal variations of the cell-free layer width may enhance NO bioavailability in small arterioles: Effects of erythrocyte aggregation. Microvasc Res. 81 (3), 303-312 (2011).
  15. Maeda, N. Erythrocyte rheology in microcirculation. Jpn J Physiol. 46 (1), Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8743714 1-14 (1996).
  16. Soutani, M., Suzuki, Y., Tateishi, N., Maeda, N. Quantitative Evaluation of Flow Dynamics of Erythrocytes in Microvessels - Influence of Erythrocyte Aggregation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 268 (5), Available from: http://ajpheart.physiology.org/content/268/5/H1959 H1959-H1965 (1995).
  17. Kim, S., Kong, R. L., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. A computer-based method for determination of the cell-free layer width in microcirculation. Microcirculation. 13 (3), 199-207 (2006).
  18. Soutani, M., Suzuki, Y., Tateishi, N., Maeda, N. Quantitative Evaluation of Flow Dynamics of Erythrocytes in Microvessels. Influence of Erythrocyte Aggregation. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 268 (5), H1959-H1965 (1995).
  19. Namgung, B., et al. A comparative study of histogram-based thresholding methods for the determination of cell-free layer width in small blood vessels. Physiol Meas. 31 (9), N61-N70 (2010).
  20. Ong, P. K., et al. An automated method for cell-free layer width determination in small arterioles. Physiol Meas. 32 (3), N1-N12 (2011).
  21. Otsu, N. A Threshold Selection Method from Gray-Level Histograms. IEEE Trans. Syst., Man, Cybern. 9 (1), 62-66 (1979).
  22. Prewitt, J. M., Mendelsohn, M. L. The analysis of cell images. Ann N Y Acad Sci. 128 (3), 1035-1053 (1966).
  23. Ridler, T. W., Calvard, S. Picture Thresholding Using an Iterative Selection Method. IEEE Trans. Syst., Man, Cybern. 8 (8), 630-632 (1978).
  24. Shanbhag, A. G. Utilization of Information Measure as a Means of Image Thresholding. Cvgip-Graph Model Im. 56 (5), 414-419 (1994).
  25. Bishop, J. J., Popel, A. S., Intaglietta, M., Johnson, P. C. Effects of erythrocyte aggregation and venous network geometry on red blood cell axial migration. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 281 (2), H939-H950 (2001).
  26. Yamaguchi, S., Yamakawa, T., Niimi, H. Cell-free plasma layer in cerebral microvessels. Biorheology. 29 (2-3), 251-260 (1992).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

İntravital MikroskopiYüksek Hızlı Video KamerasıGörüntü EşiklemeMavi FiltreZamansal VaryasyonMekansal VaryasyonMedyan Filtre
Sıçan Cremaster'ın Muscle arteriyollerde Hücre-serbest Katman Görselleştirme ve
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.