Method Article

Bir Fare Modelinde Seyrek Sistometri Uygulamasının Değerlendirilmesi

DOI:

10.3791/55588

⸱

May 20th, 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, University of Vermont, 2Department of Urology and Biomedical Laboratory, University of Southern Denmark, 3Wake Forest Institute for Regenerative Medicine, Wake Forest University, 4Institute for Clinical Medicine, Aarhus University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma serbestçe hareket eden bir fare içinde uyanık sistometri gerçekleştirmek için cerrahi prosedürleri ve deneysel teknikleri tanımlamaktadır. Buna ek olarak, optimizasyonunu ve standardizasyonunu destekleyen deneysel kanıtlar sağlar.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uyanık dolum sistometrisi, serbest hareket eden farelerde mesane fonksiyonunu değerlendirmek için uzun süre kullanılmıştır, ancak kullanılan spesifik metotlar laboratuvarlar arasında değişiklik göstermektedir. Bu çalışmanın amacı, intravezikal bir tüp yerleştirmek için kullanılan mikrocerrahi prosedürünü ve uyanık, serbestçe hareket eden bir fare içine mesane basıncının kaydedilmesi için deneysel tekniği tanımlamaktır. Buna ek olarak, deneysel veriler, ameliyatın yanı sıra tüpün tipi ve boyutu, alt idrar yolları fonksiyonlarını ve kayıt hassasiyetini nasıl etkilediğini göstermek için sunulmuştur. Boru çapının basınç kaydı üzerindeki etkisi hem polietilen hem de poliüretan boru içlerinde farklı iç çaplarla değerlendirildi. Daha sonra, her iki materyalden en iyi performans gösteren tüp cerrahi olarak erkek C57BL / 6 farelerin idrar torbasının kubbesine yerleştirildi. Ameliyattan 2, 3, 5 ve 7 gün sonra, sağlıklı, bozulmamış hayvanlarda ve hayvanlarda, on iki saatlik bir gece boyunca mikozlanma sıklığı kaydedildi. Hasatta mesanelerŞişme bulguları brüt gözlem ile değerlendirildi ve daha sonra patolojik analiz için işlendi. Mesane şişmesinin büyük ölçüde mesane fonksiyonlarını önemli ölçüde bozduğu davranışsal işeme verileri ile korele olan 2. ve 3. günlerde gözlenmiştir. 5. günde, mesane histolojisi ve işeme frekansı normalize edildi. Çalışmalarımız tarafından sağlanan literatür ve kanıtlara dayanarak, uyanık bir faredeki intravezikal basınç ve boşluk hacmini in vivo olarak kaydetmek için aşağıdaki adımları öneriyoruz: 1) Ameliyatı bir ameliyat mikroskobu ve mikrocerrahi aletler kullanarak gerçekleştirin, 2) Polietilen-10 kullanın Hareket eserlerinin en aza indirgenmesi için hortumlar ve 3) Mesane şişmesi giderildiğinde ameliyat sonrası 5. günde sistometri uygulayın.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dolum sistometrisi (YB), mesane dolumunun yavaş olması sırasında basıncın kaydedilmesi için idrar kesesine kateter yerleştirilmesini içeren bir tanı yöntemidir. İlk olarak alt idrar yolları fonksiyonlarını değerlendirmek için klinik bir tanı yöntemi olarak 1927'de tanıtılan, yaygın olarak kullanılmaya devam edilmiştir. 1 Araştırma uygulamalarında FC, sağlıklı ve hasta hayvan modellerinde mesane fonksiyonunu test etmek ve farmakolojik ajanların etkilerini incelemek için kullanılabilir. Kemirgen hayvan modelleri alt üriner sistem fonksiyonlarını araştırmak için yaygın olarak kullanılmaktadır. 2 Bu memeliler grubunda, FC ilk kez sıçanlarda kullanılmak üzere geliştirildi. 3 Burada, tüpü idrar torbasına yerleştirme ve FC'yi gerçekleştirme metodolojisi, birçok araştırmacı tarafından kabul edilebilir tekrarlanabilirlik seviyesinde tanımlanmış ve kullanılmıştır. Transgenik ve nakavt edilen suşların varlığı fareleri sayısız araştırma alanı için değerli bir türe dönüştürür,Alt idrar yolları disfonksiyonu da dahil olmak üzere. Fare sistometrisinin gerçekleştirilmesi için kullanılan metodoloji, laboratuvarlar arasında gözle görülebilir şekilde değişmekte ve sonuçların karşılaştırılmasını zorlaştırmaktadır. 5

Ekz vivo modellerle karşılaştırıldığında, FC düşük idrar yolu anatomisini korur ve mikrovasküler siklüsün depolanması ve boşaltma aşamaları sırasında mesane ve çıkışı arasında eşgüdümlü işlevin değerlendirilmesini sağlar. Önceki araştırmalar, yaygın olarak kullanılan sayısız anestezik maddenin kasılmasını baskıladığını göstermektedir. İdrar kesesi düz kası büzülmesini (üretan, a-kloraloz, ketamin ve ksilazin) koruyan, hayvanın mikroplaşmasına izin veren ajanlar, fonksiyonel mesane kapasitesini hala önemli ölçüde azaltacak ve nörotransmisyonu bastıracak ajanlar. 6 , 7 , 8 , 9 Teknik olarak daha zorlu olmasına rağmen, FC awAmatör hayvan ameliyatı refleksinin fonksiyonel bütünlüğünü korur.

Alt üriner sistem fonksiyonu post-operatif mesane duvarında şişme, ağrı ve rahatsızlıktan kaynaklanan stres ve çevresel etkiler gibi birçok faktörden etkilenir. Tüp implantasyonunda doku hasarını en aza indirgeyen bir cerrahi teknik kullanılarak ve tüp hareketini azaltan kayıt yöntemleri ile aynı anda hayvanın serbest dolaşımına izin verilmesi, doğru ve tekrarlanabilir kayıtlar elde etmek için gereklidir.

Eğer yeterince gerçekleştirilirse, in vivo Serbest hareket eden hayvanlardaki FC, fizyolojik mesane fonksiyonunu güvenilir bir şekilde yansıtan veriler sağlayabilir. Serbest hareket eden hayvanlarda 10 FC aşağıdaki parametreler hakkında bilgi sağlayabilir; Bazal veya baseline basınç: İki meme arasındaki minimum basınç. Ara geçiş basıncı: İki meme arasındaki ortalama basınç. Eşik basıncı: İntravezikal basınç immİyileşmeden önce iyice. Maksimum basınç: Bir miksiyon devri sırasında maksimum mesane basıncı. Spontan aktivite (veya ortalama intermiktürasyon titreşim basıncı): Müdahale basıncı eksi bazal basınç. Boşaltma kasılmaları: Dolum aşamasında intravezikal basıncın artması, sıvının serbest bırakılmasına bağlı değildir. Mesane uyumluluğu: Mesane kapasitesi, eşik basıncının eksi bazal basınca bölünmesiyle bölünür. Mikstürasyon frekansı: Birim zamanındaki mikrodalga sayısı. Ara geçiş aralığı: İki maksimum işeme basıncı arasındaki süre. Mesane kapasitesi: Verilen hacim, miksiyon sayısına bölünür. Bu parametrelerin ve standart terminolojinin ayrıntılı bir açıklaması daha önce yayınlanmıştır. 11

FC sürekli veya tek devirli intravezikal infüzyon yöntemi kullanılarak yapılabilir. Sürekli sistometri, birden fazla mikstürasyon siklusunun kaydedilmesine ve temsili verilerin seçilmesine izin verirTekrarlanabilirlik üzerine. Mesane kapasitesinin ölçülmesindeki doğruluğu, bilinmeyen artık hacim nedeniyle sınırlıdır. Buna ek olarak, serbest ambulasyon yapan farelerde küçük boşluklu hacimlerin (gerilme ve cinsiyet 30 ila 184 μL arasında değişen oranlarda) toplanması zor. Boşalmış hacmi kaydetmek için bu yöntemi kullanmak, anestezi uygulanmış bir preparatla karşılaştırıldığında daha az doğrudur, ancak anestezinin mesane fonksiyonundaki baskılayıcı etkilerini önlemesi açısından daha üstüntür. Mesane kapasitesini değerlendirmek için tek devirli sistometri kullanılmalıdır. Bu yöntemde, mesane, infüzyon öncesinde aspirasyon yoluyla boşaltılır ve kapasite, infüzyon oranının zamanla maksimum basınca çarpımı olarak hesaplanır.

Küçük kemirgenlerde sistometri yapma tekniği yayınlanmış olmasına rağmen, bir sıçanda gerçekleştirilen ameliyatı tarif etmiş ve fare sistometrisinin üretan anestezi altında yapılması önerilmiştir. 10 Bu iletişimin amacı tHem idrar torbasının kubbe içine intravezikal bir tüp yerleştirmek için kullanılan mikrocerrahi teknikler hem de sürekli mesane doldurma ve idiyesizlik sırasında uyanık bir şekilde hareket eden farede in vivo alt idrar yolları fonksiyonunu kaydetmek için kullanılan deney düzeneğini tanımlar. Buna ek olarak, tüpün uzunluğu, çapı ve malzemesinin yanı sıra vivo FC'yi gerçekleştirmek için kullanılan metodolojinin kaydı nasıl etkilediğini belirlemek için deneyler gerçekleştirildi. Bu deneysel protokol daha önce yayınlanmış teknikleri özetler ve deneysel sonuçlara dayanan bir takım değişiklikler önermektedir.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hayvanlar, kurumsal kurallara göre Vermont Üniversitesi Hayvan Bakım Tesisinde barındırıldı. Tüm hayvan deneyleri, laboratuvar hayvanlarının bakımı ve kullanımı için Ulusal Sağlık Enstitüleri kılavuzuna uygun olarak yürütülmüştür.

1. İntravezikal Boru İmplantasyonu

  1. Cerrahi işlem için hortum ve aletlerin hazırlanması
    1. Kateterin implantasyona sokulması için 7 cm'lik bir PE10 tüpünü kesin.
    2. PE10 tüpünün bir ucunda, ucun açık ateşe doğru yavaş yavaş ilerleyerek bir parlama oluşturun.
      NOT: Ateş geliştikçe tüpü çabucak çekin.
    3. PE10 tüpünün dışındaki alevli ucundan 4.5, 5 ve 5.5 cm'lik bir tutkal tabancasındaki düşük ısı ayarını kullanarak üç damla çok amaçlı sıcak tutkal uygulayın. Bunlar, tüpün hayvan sırtında sabitlenmesine yardımcı olacaktır. ( Şekil 1 )
    4. Boruyu% 70 oranında ıslatarak sterilize edin.Etanol ile yıkayın ve daha sonra steril% 0.9 NaCl ile yıkayın. Sisteme hava kabarcığı girmesini önlemek için tüp dolu halde bırakılmalıdır.
    5. PE10 kateteri ucunu, 30 gauge iğneyi göbeğe ayırarak, proksimal ucun yanına manuel olarak manipüle ederek 30 gauge fiş oluşturun. Sonuna bir damla sıcak tutkal uygulayın. Contanın su geçirmez olduğundan emin olun. ( Şekil 2 )
    6. Aşağıdaki iki mikro cerrahi aleti kullanın: İki çift Dumont # 7 eğri mikroforceps, iki çift Dumont # 5 kavisli mikroforceps, 21 G iğne, ultra ince düz hemostat, mikro makas, küçük diseksiyon makası ve mikro iğne tutucu.
    7. Prosedürü başlatmadan önce tüm aletleri sterilize edin.
  2. Hayvanın hazırlanması
    1. Hayvanı anestezi ettikten sonra önce karnın alt yarısını tıraş edin, sonra hayvanı eğilip tıraş edin ve üst sırttaki alanı% 70 alkolle temizleyip betadinle temizleyin. Kurumayı önlemek için gözlere veteriner merhemi uygulayın. Ardından, scapulae'ler arasında 1,5 cm'lik bir cilt insizyonu yapmak için steril örtülerle kaplı bir ısıtma yastığı (37 ° C) üzerinde hayvan sırtını yerleştirmek için düz, künt bir makas çifti ve Dumont # 7 eğri mikro-forseps çifti kullanın.
    2. Sonunda karnı alkol ve betadin ile temizleyin.
  3. Ameliyat prosedürü
    NOT: 3.15X ila 20X aralığında büyütme ile tüm cerrahi işlemleri mikroskop altında gerçekleştirin. Hayvanı steril örtüye yerleştirdikten sonra steril eldiven koyun. Tüm ameliyat boyunca steril prosedürleri kullanmaya devam edin.
    1. Hayvan bir indüksiyon kutusu yerleştirin ve bir oksijen taşıyıcı (1 L / dakika) ile% 2 inhale izofluran kullanarak anestezi. Hayvan kafasını bir burun konisine yerleştirerek ve oksijen taşıyıcılı (% 1 L / dakika)% 2 inhale izofluran kullanarak prosedür boyunca anestezi uygulayın. Negatif aldıktan sonra ameliyatı başlatınToe-pinch testinden ative yanıt.
    2. Deriden 1.5 cm daha düşük, orta hatlı karın kesi yapmak için düz kör makas ve çift Dumont # 7 eğri mikro-forseps kullanın. Ardından, kubbeyi ve idrar torbasının üst yarısını ortaya çıkarmak için linea alba ve kas boyunca fascia aracılığıyla uygun bir kesi oluşturun. Bir çift Dumont # 7 kavisli mikro-forseps kullanarak her doku katmanına yukarı çekiş uygulayarak mesaneye zarar vermekten kaçının. Sıcak fizyolojik tuzlu su damlaları ekleyerek kurutmadan karın iç organını tutun.
    3. Boynunun ağzındaki kesiğe erişmek için hayvanı yana çevirin. İnsizyona rağmen dar bir hemostatı subkütan yönde itin. Deri altı kanalı arkadan başlamalı ve yana doğru ilerlemelidir.
    4. Aletin ucu göğüs kafesinin alt kısmına eriştiğinde, ucu orta hatta ve karın içine doğru çevirin (karın duvarındaki kasları deldiğinde hafif bir pop olacaktır). İğne, kas tabakası altındaki karın kesisine maruz kalana kadar hemostatı ilerletmeye devam edin. ( Şekil 3 )
    5. Hortumun "alevsiz" ucunu hemostatla tutun ve borunun ucunu boynun arka kısmındaki kesiğin içinden çekerek yavaşça aleti geri çekin. Hortumun alevlenen ucunu, mesanenin kubbesinin hemen üzerinde olacak şekilde ayarlayın.
    6. 6-0 monofilament sütürden (absorbe edilemeyen) gevşek bir bağ oluşturun ve mesane kubbesinin üzerine yerleştirin. Bu kravat tüpün mesaneye sabitlenmesi için daha sonra kullanılacaktır.
    7. Karın ve mesanenin arkasında küçük bir tüysüz doku yerleştirin ve stabilize etmeye ve yükseltmeye yardımcı olun.
    8. PE10 kateterinin alevli ucunu mesaneye sokmaya hazırlayın.
      1. Hakim olmayan elinde mesanenin kubbesini Dumont # 7 eğri mikroforce ile tutun ve kateter mesaneye yerleşene kadar tutun.
      2. 21 metrelik bir iğne kullanın tO kubbenin tepesinde bir sistotomi yapın. Kateterin delikten kolaylıkla geçebildiğinden emin olmak için nazikçe sistotomiyi kapalı kavitili # 5 kavisli mikroflepses çifti ile muayene edin.
      3. Mesane kubbesini egemen olmayan elinde tutmaya devam ederken, PE10 kateterinin alevlenen ucunu mesaneye yerleştirin (parlamayı, mesane boynuna aşağı itin, böylece emniyete alınmaz).
      4. 6-0 monofilament sütürü, mesanenin kubbesi etrafına bağlayın ve hortumun önüne yerleştirilen bağ ile bağlayın. Mesane kapasitesini yapay olarak azaltmaktan kaçınmak için dikiş makinesini mümkün olduğunca yukarı doğru bağladığınızdan emin olun. ( Şekil 4 )
      5. Alternatif olarak, kateteri aşağıdaki gibi bir çanta dize dikişi kullanarak sabitleyin. 6-0 monofilament kullanarak mesanenin kubbesinde gevşek bir çanta dikiş dikişi yapın. Sistotomi yapmak ve kateteri takmak için 1.3.8.1 - 1.3.8.3 adımlarını takip edin. Torbayı, cüzdan dikiş dikişini bağlayarak sabitleyin. ( Şekil 5 )
    9. Tüpün distal ucuna 30-gauge iğne ile 0.5 mL'lik bir insülin şırınga takarak mesanedeki tüpün açıklığını ve mühürünü test edin. Üretra deliğinde bir damla görünene kadar mesaneyi 0.1-0.2 mL% 0.9 NaCl ile yavaşça doldurun, daha sonra mesaneyi aspirasyonla boşaltın. Mesanenin doldurulup boşaltılması önemlidir.
    10. Kubbe sızıntısı olmazsa, mesaneyi bir çift kavisli mikro-forseps ile tutun ve ateş parmakları mesane kubbesinin içine yaslanana kadar hortumu hafifçe çekin.
    11. Kapanmadan önce küçük doku rulolarını çıkarın ve mesanenin normal konumunda olduğundan emin olun.
    12. Karın duvarını iki kat halinde (kas ve deri) 6-0 koşu sütürüyle kapatın. Rektus abdominis kasının anterior abdominal fasya kenarlarını dikenleyerek (rektus kılıfının ön duvarı) yaklaşık olarak bulunması tercih edilir.
    13. Hayvanlardaki tüpleri emniyet altına almak için, nazikçe roHayvanı karnına yatırın. Metal ankrajın subkütan kısmını interkapüler kesi içine sokun. ( Şekil 12 ) Tüpü sabitlemek için bir 6-0 dikiş kullanın ve dikey bir şilte dikişiyle onları çevreleyerek tutturun.
    14. Tüpün dışarı çıkmasını önlemek için cildin üstünde ve altında bir tutkal baloncuğu kalmasını sağlayın. Tüp cildin yaklaşık 2 cm üzerinde kesilir.
    15. İdrarın dışarı sızmasını önlemek için, 30 gauge fişini (adım 1.1.5) tüpün sonuna hafifçe yerleştirin.
  4. Hidrasyon için 0.5 mL% 0.9 NaCl subkutanöz enjekte edin. Ameliyattan hemen sonra ameliyat sonrası analjezi uygulayın ve 48 saat boyunca koruyun.
    1. Hayvanı bir kızılötesi lamba altında bulunan kafese geri koyun. Hayvan kafesin etrafında rahatça dolaşana kadar sürekli gözlem altında tutun.
  5. Hayvanı günlük olarak izleyin ve kayıttan önce 5 gün boyunca iyileşmesine izin verin.

2. Uyanık KistOmetri Kayıt

  1. Kayıt programının hazırlanması, basınç transdüseri ve infüzyon pompası.
    1. Hayvana anestezi vermeden önce, infüzyon pompasını, basınç transdüserini ve PE50 tüpünü kullanarak 22 G'lik döndürmeyi birbirine bağlayın. ( Şekil 6 )
    2. Sistem basıncını ayarlamak ve kayıt için hazırlanmak için bir bilgisayarda kayıt programını açın (bir örnek için malzeme tablosuna bakın). Kalibrasyon ve kayıt sırasında aynı ayarları kullandığınızdan emin olun.
      1. 10 - 15 mL oda sıcaklığında% 0.9 NaCl içeren 20 mL'lik bir şırınga doldurun ve infüzyon pompasına yükleyin. Pompayı, 0,6 mL / saat'lik bir hızla infüze edecek şekilde programlayın.
      2. Basınç dönüştürücüyü hayvan mesanesi ya da kayıt kafesinin alt kısmı ile aynı yükseklikte sabitleyin.
      3. 22-mastar maki- neyi basınç transdüserinin sonuna takın (PE50 - hortum - basınç transdüseri döndürmek için)
        NOT: Döndürme, tüpün bükülmesini veya kıvrılmasını önlemek için kullanılırHayvan hareket ediyor.
      4. Şırınga pompasını sistemde% 0.9 NaCl'yi boşaltmak için ileri alın. Kalibre etmeden önce tüm hava kabarcıklarını kaldırdığınızdan emin olun.
      5. Kayıt programı çalışıyorken basıncı kalibre etmek için bir cetvel kullanın (cm / H 2 O). PE50 bağlantısının ucunu 0 ile 30 cm arasında yavaşça hareket ettirin. Gerekirse sıfır ayarlayın.
        NOT: 0-cm işareti, kayıt kafesi ve basınç transdüseri tabanı ile aynı yükseklikte olmalıdır.
    3. Kayıt kafesinin merkezine 22-mastar çevirme askısını durdurun. Kafes tabanı, idrarın, kafesin altına yerleştirilmiş denge toplama cihazına düşmesine izin verdiğinden emin olun. Farenin yüksekliğini ayarlayın, böylece fare, boruyu zorlamadan veya gererek kafesin etrafında özgürce hareket edebilir. ( Şekil 7 )
    4. İşiniz bittiğinde, sistemin ve harici PE50 tüplerinin% 0.9 NaCl ile dolu olduğundan emin olun ve tüm hava kabarcığı çıkarın.
  2. HazırlıkHayvanın kayıt için aranması
    1. Hayvanı% 2 inhale izofluran ile anestezi altına alınız ve karnının üzerine koyunuz. 30-gauge fişini çıkartın ve PE10 tüpünü (mesane kateteri) PE50 bağlantısının ucuna kaydırın. Su geçirmez bir mühür oluşturmak için sıcak tutkal kullanınız.
    2. Anestezi kapatın ve hayvanı, idrarın doğrudan analitik bir terazinin üzerine yerleştirilen bir toplama cihazına düşmesine izin verecek şekilde paralel tel zemin ile kayıt kasasına yerleştirin. ( Şekil 7 )
    3. Hayvan kafesteyken kayıt işlemine başlayın, ancak içeri sokmaya başlamayın. Anesteziden tamamen kurtarılana kadar hayvanı izleyin. Mesane basıncı stabilize olduktan sonra 0,6 mL / saat'lik bir oranda% 0.9 NaCl verilir.
      NOT: Herhangi bir değişiklik yapılırken kayıt programında not alın. Enfüzyon başladığında, durduğunda veya düzensizliklerin ortaya çıktığı zaman bir kayıt olması önemlidir.
    4. Sistemi sızdırmazlık açısından kontrol edin ve hayvanın kolay erişime sahip olduğundan emin olunYiyecek ve suya.
    5. Üç tekrarlanabilir miksiyon döngüsü elde edilinceye kadar sessiz bir odada kayıt işlemine devam edin.
      NOT: Hayvan, kayıt boyunca tamamen rahatsız edilmemelidir. Tercihen, davranış gözlemlemek için uzaktan video izleme kullanın.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tüp oklüzyonu esnasında sistem içerisindeki basınç artışı ve düşüşü tutarlılığında tüp malzemesi ve çapları arasında anlamlı bir fark bulunmadı. Mesane duvarında şişme posttravezikal tüp implantasyonu hem polietilen (PE) hem de poliüretan (PU) materyalleri için önemlidir. 2. günde, ciddi submukozal şişme gelişti. Mesanenin yarı kesitini işgal etti, bu da lümenin tıkanmasına neden oldu. 5. günde, ödemin tamamen çözülmesi, submukozal bölgeleri muskularis'i kısmen işgal eden inflamatuar hüc...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

İntravezikal hortumun optimum materyali ve boyutu

Basınçlı kayıtlarda boru çapının etki tayini için, farklı mikroakışkan tüpleri test ettik; PE50 (0,58 mm ID), poliüretan PU027 (0,4 mm ID), PE25 (0,46 mm ID) ve PE10 (0,28 mm ID). Her tüp için basınç, tüpü 0 ila 30 cm arasında dikey olarak hızlı bir şekilde hareket ettirirken 1 mL / saat hızla infüzyon pompası ile kaydedildi. Başlangıçtaki in vivo deneyler, PE50 tüpünü kullanmayı denedi, ancak fare mesanesine kıyasla hortumun boyutu nedeniyle ba...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yoktur.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma, Vermont Üniversitesi Cerrahi Bölümü, Danimarka Bağımsız Araştırma Konseyi ve Odense Üniversite Hastanesi tarafından finanse edilmiştir.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Polietilen (PE) 10 boruInstechBTPE-1030G konektörlere/fişlere uyar
Polietilen (PE) 50 boruInstechBTPE-5022G konektörlere/fişlere uyar
22 G tek kanallı paslanmaz çelik dönerInstech375/22
Yüksek Karbonlu Çelik Yardımcı Uzatma Yayı (9/64" OD)Grainger1NAH1PE50 borularını korur - Boyuna kesme
22 G konektörInstechSP22/12
Yutaoz Profesyonel Hot Melt Yapıştırıcı Tutkal TabancasıYutaozDüşük sıcaklık ayarı kullanın (100 &�; C) - Ayarlanabilir sıcaklık aralığına sahip herhangi bir sıcakta eriyen tutkal tabancası çalışacaktır
Surebonder DT-2010 çok amaçlı tutkalçubuğu SurebonderHerhangi bir çok amaçlı sıcak tutkal işe yarayacaktır
Dumont #5 kavisli mikroforsepsDünya Hassas Aletler500232
Dumont #7 kavisli mikroforsepsDünya Hassas Aletler14188
Mini diseksiyon makası - düzWorld Precision Instruments503240
Mikro sivrisinek forseps (12,5 cm)World Precision Instruments500451
Diseksiyon makası - düzWorld Precision Instruments14393
Castroviejo İğne TutucuWorld Precision Instruments503258
İzofluran, USPPhoenix%2, 1 L/dk akış hızı
Buprenorfin0.05 mg/kg
%0.9 Sodyum Klorür İrrigasyon, USPBaxter
6-0 Ethilon siyah monofilament, emilmeyen sütürEthiconMesane bağı
6-0 Vicryl menekşe örgülü, emilebilir sütürEthiconKas sütürü, koşu
6-0 Prolene mavisi monofilament, emilmeyen sütürEthiconDeri sütürü, dikey şilte, gömülü kesintili
KD Legato 210 infüze / çekme pompasıKD Scientific1.5 mL / saat
Tek kullanımlık basınç dönüştürücüDigitimerNL108T2
Basınç AmplifikatörüDigitimerNL108A
Power1401-3 veri toplama arayüzüDigitimer
Spike2 Cambridge Electronic Design LimitedPC basınç kayıt yazılımı
Leica MZ6 cerrahi ameliyat mikroskobu (3.2 - 20X)Leica MicrosystemsBüyütme

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Perez, L. M., Webster, G. D. The History of Urodynamics. Neurourol Urodyn. 11 (1), 1-21 (1992).
  2. Fry, C. H., et al. Animal models and their use in understanding lower urinary tract dysfunction. Neurourol Urodyn. 29 (4), 603-608 (2010).
  3. Maggi, C. A., Santicioli, P., Meli, A. The nonstop transvesical cystometrogram in urethane-anesthetized rats: a simple procedure for quantitative studies on the various phases of urinary bladder voiding cycle. J Pharmacol Methods. 15 (2), 157-167 (1986).
  4. Malmgren, A., et al. Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction. J Urol. 137 (6), 1291-1294 (1987).
  5. Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction. J Urol. 164 (4), 1385-1389 (2000).
  6. Chang, H. Y., Havton, L. A. Differential effects of urethane and isoflurane on external urethral sphincter electromyography and cystometry in rats. Am J Physiol Renal Physiol. 295 (4), F1248-F1253 (2008).
  7. Matsuura, S., Downie, J. W. Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat. Neurourol Urodyn. 19 (1), 87-99 (2000).
  8. DePaul, M. A., Lin, C. Y., Silver, J., Lee, Y. S. Peripheral Nerve Transplantation Combined with Acidic Fibroblast Growth Factor and Chondroitinase Induces Regeneration and Improves Urinary Function in Complete Spinal Cord Transected Adult Mice. PLoS One. 10 (10), e0139335(2015).
  9. Kadekawa, K., et al. Characterization of bladder and external urethral activity in mice with or without spinal cord injury--a comparison study with rats. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 310 (8), R752-R758 (2016).
  10. Uvin, P., et al. The use of cystometry in small rodents: a study of bladder chemosensation. J Vis Exp. (66), (2012).
  11. Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. Rodent models for urodynamic investigation. Neurourol Urodyn. 30 (5), 636-646 (2011).
  12. Smith, P. P., Kuchel, G. A. Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse. Neurourol Urodyn. 29 (7), 1344-1349 (2010).
  13. Aizawa, N., Homma, Y., Igawa, Y. Influence of High Fat Diet Feeding for 20 Weeks on Lower Urinary Tract Function in Mice. Low Urin Tract Symptoms. 5 (2), 101-108 (2013).
  14. Bjorling, D. E., et al. Evaluation of voiding assays in mice: impact of genetic strains and sex. Am J Physiol Renal Physiol. 308 (12), F1369-F1378 (2015).
  15. Morikawa, K., et al. Effects of various drugs on bladder function in conscious rats. Jpn J Pharmacol. 50 (4), 369-376 (1989).
  16. Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics. Am J Physiol. 251 (6 Pt 2), R1177-R1185 (1986).
  17. Cornelissen, L. L., Misajet, B., Brooks, D. P., Hicks, A. Influence of genetic background and gender on bladder function in the mouse. Auton Neurosci. 140 (1-2), 53-58 (2008).
  18. Lemack, G. E., Zimmern, P. E., Vazquez, D., Connell, J. D., Lin, V. K. Altered response to partial bladder outlet obstruction in mice lacking inducible nitric oxide synthase. J Urol. 163 (6), 1981-1987 (2000).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Awake CystometryMouse ModelIntravesical TubeMicrosurgical ProcedureBladder Pressure RecordingPolyethylene 10 TubingPost Operative Day 5Urinary BladderLower Urinary TractFilling Cystometry

Related Articles