Yöntem makalesi

Conjunktiva'dan Hücreleri İzole Etmek ve Fenotip Hedeflemek İçin İnvaziv Olmayan Bir Yöntem

14.4K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/55591

⸱

5 Temmuz 2017

 ,  ,  ,  , 
1Lee Kong Chian School of Medicine, Nanyang Technological University, 2Singapore Eye Research Institute, 3Singapore National Eye Center, 4Duke-NUS Medical School, 5Yong Loo Lin School of Medicine

Bu makalede

Özet

Maruz kalan normal oküler yüzey kornea ve konjonktivadan oluşur. Konjunktiva içerisinde epitel hücreleri, goblet hücreleri ve immün hücreler bulunur. Burada, non-invaziv bir izlenim sitolojisi yöntemi, konjonktivadaki bağışıklık hücrelerini analiz etmek için bir impresyon sitolojisi cihazı ve akış sitometrisi kullanılarak tarif edilmiştir.

Özet

Geleneksel olarak oküler yüzey sitolojisi, spatula teknolojisi ve fırça teknolojisi gibi teknikler ile incelenir. Bu tekniklerle ilgili problem, göz yüzeyinde travmatik lezyonlara neden olabilir; bunlar skarlasmaya, gözkapağı deformitesine, limbal kök hücre yetersizliğine kadar ilerleyebilir ve bazı durumlarda hastaya büyük rahatsızlık verirler. Bu klinik problemleri önlemek için kuru göz hastalığının ve daha sonra neoplazinin, atopik hastalığın, vernal keratokonjonktivitin ve keratokonjonktivit sicca'nın teşhisinde izlenim sitolojisi (IC) geliştirildi. Tipik olarak, klinisyenler elle filtre kağıdını istenilen şekillere kesip oküler yüzeyine uygularlar. Burada, piyasada satılan bir tıbbi cihaz kullanılarak IC'yi nasıl yürütüleceğini anlatacağız. Bu teknik burada flow sitometri ile imünofenotiplendirme ile izah edilmektedir. Bu teknik, daha az manuel elleçleme gerektirir ve göz yüzeyine daha az zarar verir.

Giriş

Etkileyici sitoloji (IC) ilk kez 1977'de Thatcher ve arkadaşları tarafından gerçekleştirildi . O sırada kazıma, sürünme veya pipetleme gibi diğer teknikler yerine konjonktival hücreleri toplamak için bir plastik izlenim diski kullandılar. Mevcut IC tekniği bulbarı ve palpebral konjunktivayı izole etmek ve konjunktival hücrelerin en yüzeysel katmanını toplamak için bir emici filtre kağıdı 2 kullanmaktadır. Farklılaşmanın nihai aşamasına ulaşan bu hücreler sürekli gözyaşı dökülür 3 . IC örneklerinde üç ana hücre popülasyonu bulunur: epitel hücreleri 4 , goblet hücreleri 3 , 5 ve mukozal ilişkili lenfoid doku, yani epitel ile ilişkili efektör T hücreleri veya dendritik hücreler 6 . IC sam'taki oküler yüzey hücreleriMikroskopi, bağışıklık lekelenmesi ve ters transkriptaz polimeraz zincir reaksiyonu (RT-PCR) ile analiz edilebilir 7 . Akım sitometri, son zamanlarda IC membran 8 kazınarak toplanan bağışıklık hücrelerini analiz etmek için kullanılmıştır. İlginç bir şekilde, IC 6 , 9 , keratokonjonktivitis sikka, vitamin A eksikliği, klinik antipsikoid, atopik hastalık, üstün limbik keratokonjonktivit, vernal keratokonjonktivit ve epitelyal skuamöz metaplazi de dahil olmak üzere birçok oküler yüzey hastalıklarını değerlendirmek için kullanılmıştır. IC, göz teması lenslerinin etkisini değerlendirmek, oküler yüzey mikroplarını tespit etmek ve longitudinal çalışmalarında terapötik etkinlik ve terapötik girişimlerin hoşgörüsünü test etmek için kullanılmıştır. 10 , 11 , 12 .

Tıbbi cihaz (EyePrim) bir çeşit poliAkış sitometrisi (OSIC-akışı) ile oküler impresyon sitolojisi tekniği için daha önce onaylanmış olan ve hastalığın progresyonunu ve tedaviye cevabı izlemek için uzunlamasına örneklemeyi kullanma fırsatlarını açan, 0.2 μm membran olan, eter-sülfon (PES) 0.2-μm membran Mukoza pemfigoidinde ilerleyici konjonktiva fibrozu için varsayılan hastalık markörleri olarak tanımlanan intraepitelyal lökositlerin analizi) 13 . Erken araştırmacılar, manuel izlenim gerektiren otoklavlanmış PES filtreleri kullandı. Sonuç olarak, verim değişkendir ve kullanıcı bağımlıdır. Bu tıbbi cihazın avantajı kullanım kolaylığı, standardize edilmiş basınç (Pa veya N / m 2 ) ve tekrarlanabilirlik, tekrarlanabilirlik ve tutarlı hücresel iyileşmeyi mümkün kılmaktadır. Bu teknik, cerrahi dışı, kolay uygulanabilen ve hızlı olduğu için, ayakta tedavi gören bir klinikte faydalıdır. Bu, 93/42 / CEE, CE 0499 (SNCH) direktifine göre Sınıf I (steril) tıbbi bir cihazdır. Sadece gerektirirGöz yüzeyinin bütünlüğünü sağlayan prosedür sırasında topikal anestezi uygulanması. IC'den sonra, hücreler akış sitometrisi için derhal işlenebilir. Ayrıca, oftalmoloji teknisyenleri ve hemşirelerinin göz yüzeyini örneklemek üzere eğitilmesi mümkündür.

IC'nin diğer tekniklerden daha iyi olmasına rağmen, birçok zorluk bulunmaktadır. Örneğin, örnekleme alanından ve bulbar konjunktivasındaki bölgesel farklardan dolayı IC'nin konumuna bağlı olarak değişiklik olabilir. Bir başka değişim kaynağı, IC sırasında farklı basınç miktarlarının uygulanmasından kaynaklanmaktadır. Diğer metodolojik konular hücre işlemesinin standartlaştırılmasını içerir: sabitleme süresi ve yöntemi ile örnek alınan malzemenin kararlılığını etkileyebilecek olası depolama şartları.

Bu tekniğin genel amacı, oküler izlenim örneklerinin izole edilmesi için bir yöntem geliştirmektir.T kullanımı kolaydır, invaziv değildir ve klinik örneklerin immünolojik karakterizasyonuna uygulanabilir.

Protokol

Bu çalışmada kullanılan tüm göz örnekleri, SingHealth Merkezileştirilmiş Kurumsal Değerlendirme Kurulu ve Singapur'da Nanyang Teknoloji Üniversitesi Kurumsal Değerlendirme Kurulu tarafından onaylanan Singapur Ulusal Göz Merkezi'ndeki Kuru Göz Kliniğinden toplanmıştır.

NOT: Deneklere IC uygulanmadan önce enflamasyonun derecesini ve gözyaşı disfonksiyonunun ciddiyetini değerlendirmek için klinik testler yapılmıştır. Klinik testler , teşhis aleti, Schirmer testi 17 , Göz Hastalıklarında Standart Hasta Değerlendirme (SPEED) anketi 18 ve kornea ile değerlendirilen , invaziv olmayan gözyaşı parçalanma zamanı (NI-TBUT) 14 ve konjunktival kızarıklık (hiperemi) Boyama 19 .

1. Oküler Örneklerin IC ile Toplanması

  1. Klinik durumun belirlenmesinden sonra, anestezi uygulayın1 - 2 damla topikal anestezi, proparakain hidroklorür, üstün bulbar konjunktiva ve alt forniks uygulayarak katılımcının gözleri. Anesteziklerin sarılma hissi aşınması için 4-5 dakika bekleyin.
  2. Nazal ve temporal bulbar konjunktiva örneklerini iki izlenim sitolojisi cihazı ile toplayın.
    NOT: İki gösterim örneğinin toplanması için bir aygıt kullanılır. Burada dört izlenim zarının toplanması için iki cihaz kullanıldı.
    1. Gösterge sitolojisi cihazını konjonktiva üzerine teğetsel olarak konumlandırın. Basma düğmesine yavaşça basın ve 2 - 3 saniye tutun.
      NOT: Cihaz membranla birlikte gelir. Düğmeye basıldıktan sonra basınç otomatik olarak serbest bırakılır. Basıncı tahliye etmek ve cihazı çıkarmak yalnızca birkaç saniye alır.
  3. Memeyi, 1 mL kültür ortamı içeren bir mikrosantrifüj tüpüne bırakın (Roswell Park Memorial Enstitüsü orta (RPMI) +% 10 fetal sığır serumu(FBS) +% 1 Penisilin-Streptomisin (Pen Strep)) ile yapıldı.
  4. 10 uL pipet ucu ile yaklaşık 1 dakika boyunca sürekli kazıyarak cihaz membranından hücreleri izole edin.
    NOT: Membranın yüzeyi pürüzlü hale geldiğinde sıyırma tamamlanmıştır. Her zarın hücre sayıları değişkendir (100-500 hücre / membran). Örnekleri 2-3 saat içinde işleyin.

2. Akım Sitometri ile İmmünofenotip Hücreleri

  1. Ortamı çıkarmak için oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 400 xg'de hücreleri santrifüjleyin. Akış sitometresi boyama tamponu (fosfat tamponlu salin (PBS) +% 0.05 sığır serum albümini (BSA)) ile hücre peletini tekrar süspansiyon haline getirin.
  2. CD3 parlak menekşe (BV) 510 (UCHT1), CD4 allofikosiyanin-H7 (APC-H7) (SK3), CCR7 fitoeritrin (PE) -A, CD45RO PE-siyanin 7 (PE- Cy7) -A ve canlı / ölü hücre işareti 7-ADD) oda sıcaklığında 20-30 dakika boyuncaKaranlık. Üreticinin protokolüne göre stoktan doğrudan antikor kullanın.
    NOT: Antikor konsantrasyonu için, 2.5 uL CD3-BV510, 1.25 uL CD4-APC-H7, CD45RO-PE-Cy7, 7-AAD ve 10 uL CCR7-PE kullanın. Farklı antikor konsantrasyonlarını titre etmek için periferik kan mononükleer hücreleri (PBMC'ler) kullanın. Titrasyon için üreticinin protokolünde belirtilen antikor konsantrasyonunu alın ve önerilen konsantrasyonun yarısı ve dörtte birini kullanın. Diğer florokrom kanallarına dökülmesini önlemek için minimum antikor yoğunluğunu kullanın. Belirtilen antikor konsantrasyonlarında berrak sinyaller gözlemlendi. Tazminat, başlangıçta Williams ve ark.'nda belirtilen protokole göre PBMC'lerin test edilmesiyle gerçekleştirildi. Test için, PBMC'ler burada kullanılan aynı antikor seti ile inkübe edildi ve tekli ve çoklu antikor lekelerini karşılaştırarak telafi edildi.
  3. Kuluçka döneminden sonraOda sıcaklığında 5 dakika 450 xg'de tüp içine 1 mL boyama tamponu ekleyin, iyice karıştırın ve santrifüjleyin. Hücreleri 200 uL boyama tamponuna tekrar süspanse edin.
  4. Örnekleri bir akış sitometresi makinesinde çalıştırın.
    1. Verileri elde etmeden önce, üreticinin talimatlarına göre farklı günlerde veri edinimini normalleştirmek için sitometre kurulum ve izleme (CS & T) boncukları ile akış sitometresi kanal gerilimlerini kalibre edin.
      1. Flow sitometri veri toplama yazılımını açın, "Set up & QC" düğmesini tıklayın, doğru CS & T boncuk parti numarasını seçin, boncukları yükleyin ve daha sonra "Start" düğmesine tıklayın.
    2. Makineye numuneleri yüklemeden önce tüpü hafifçe vurarak hücreleri tekrar süspanse edin. Veri toplama yazılımını açın ve "Önizleme" yi tıklayın. Eşik oranı istikrarlı olduğunda, "Acquire" düğmesini tıklayın. Örnek düzeyini izleyin ve örnekler tükendiğinde "Durdur" u tıklayın.
      NOT: Örnek başına 10.000 olay elde edin.
    3. 10.000 etkinlik edintikten sonra, çalışma sayfasında bir SSC-A ve FSC-A nokta çizelgesi oluşturun.
      1. "Poligon Kapısı" düğmesini tıklayın ve enkaz hariç tutmak için FSC-A değeri> 5 x 10 4 olan tüm olayların üzerine bir kapı (bu P1) çizin. Yeni bir nokta çizelgesi oluşturmak için "Nokta arsa oluştur" düğmesine tıklayın, nokta lekesini sağ tıklatın, "Plot Editörü" penceresini açmak için "Özellikler" i seçin ve "P1" i seçin. P1 nokta çizelgesinin x ekseni üzerinde FSC-A'yı tıklayın, CD3-BV510 olarak değiştirin. CD3 + popülasyonunu seçmek için bir '' Poligon Kapısı '' çizin ve '' P2 '' olarak adlandırın.
      2. Yeni bir nokta çizelgesi oluşturmak için "Nokta arsa oluştur" düğmesini tıklayın, nokta lekesini sağ tıklatın, "Plot Editörü" penceresini açmak için "Özellikler" i seçin. P2 nokta grafiğinin x-ekseni üzerinde FSC-A'yı tıklayın ve 7-AAD değerine değiştirin. 7-AAD nüfusu için bir '' Poligon Kapısı '' çizin ve '' P3 '' ü seçin. P3 burada CD3 +Canlı hücreler.
      3. Yeni bir nokta çizelgesi oluşturmak için "Nokta arsa oluştur" düğmesini tıklayın, nokta lekesini sağ tıklatın, "Plot Editörü" penceresini açmak için "Özellikler" i seçin. P3 nokta çizelgesinin y ekseni üzerinde x ekseninde CD3-BV510'u, CD4-APCH7'yi tıklayın. Çeyreğin üst ve alt taraflarında Dikdörtgen Kapılar çizin ve sırasıyla '' P4 '' ve '' P5 '' i seçin. P4 canlı CD3 + CD4 + ve P5 canlı CD3 + CD4 - T hücreleridir.
      4. Yeni bir nokta çizelgesi oluşturmak için "Nokta arsa oluştur" düğmesini tıklayın, nokta lekesini sağ tıklatın, "Plot Editörü" penceresini açmak için "Özellikler" i seçin. CD45RO PE-Cy7'i x-ekseni ve CCR7-PE'yi hem P4 hem de P5 parsellerinin y ekseni üzerine tıklayın. Bu nokta çizelgesinde '' Dört Kapı '' çizin.
        NOT: Burada sol üst taraf, sağ üst sağ, sol sağ ve sol alt kadranlar naif, merkezi bellek (T CM ), eFfector bellek (T EM ), terminal diferansiye efektör bellek (T EPRA) T hücreleri.

Sonuçlar

IC bu klinik cihazla oküler yüzeyini sağlam tutarken oküler yüzey immün hücrelerini izole etmemize izin veriyordu. Şekil 1 , IC'nin nasıl yapıldığını açıklamaktadır. Numunelerin toplandığı yerden gözün farklı yerleri işaretlenmiştir. Şekil 2 , 10 sağlıklı kontrolten toplanan akış sitometrisinin temsili sonuçlarını göstermektedir. Geçiş için canlı ve ölü hücreleri ayırt etmek için SSC ve 7-AAD kullanın. 7-AAD - hücreler canlı hücreler olarak tanımlanır. Bu canlı hücreler ayrıca CD3 + ve CD4 + markörleri ile karakterize edilir. Dahası, CD4 + ve CD4 - popülasyonları, her biri, Cyc7 ve CD45RO markörleri ile Naif, T EM , T CM ve T EPRA olarak da karakterize edildi. CD3 + T hücreleri arasında efektör bellek T hücreleri insan oküler yüzeyinde baskındır. Daha önceki eSonuç olarak, CD8 + hafıza hücrelerinin konjonktival epitel T hücrelerindeki sağlıklı bireyler arasındaki en büyük popülasyon olduğu gösterilmiştir20. Şekil 3 , CD4 + ve CD8 + efektör bellek T hücrelerinin (T EM ve T EPRA ) incelenen 10 sağlıklı kontrol grubunda insan oküler yüzeyinin ana alt kümesidir. Şekilde belirtilen her bir popülasyon, işaretleyici fenotip ve isimlerle (Naïve, T CM , T EM , T EPRA ) bildirilir. Kırmızı renkli rakamlar nüfus yüzdesini ifade etmektedir. Bu şekildeki veriler ortalama ± SEM

figure-results-1
Şekil 1: Gösterim Sitolojisi Cihazı Tarafından Oküler Yüzeyden IC Örneklerinin Toplanması. Numuneler temporal ampulden toplandıAr bölgesi gösterilmiştir.

figure-results-2
Şekil 2: Akış Sitometrisini Kullanan Nokta Plot Grafiği. Canlı 7-AAD hücreleri seçildi. CD3 + hücreleri ilk kez kapatıldı ve daha sonra bu popülasyon CD4 + ve CD4 - alt gruplarına kapatıldı. Naif (CCR7 + CD45RO - ), santral bellek (CCR7 + CD45RO + ) ve efektör belleğin (CCR7 - CD45RO + ; CCR7 - CD45RO - ) altkümelerinin oranları CCR7 ve CD45RO belirteçleri yardımıyla belirlendi. Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.

figure-results-3
FŞekil 3: Sağlıklı İnsan Oküler Yüzeyinin CD4 + ve CD8 + T Hücrelerinde Bağışıklık Hücresi Alt Tipleri. Sağlıklı insan kontrollerinde konjonktival CD4 + ve CD8 + naif, merkezi bellek (T CM ) ve efektör bellek (T EM ve T EPRA ) altkümelerinin dağılımı; Her bir veri noktası, gösterilen ayrı bir bireysel ortalama ± SEM'i temsil eder. Nüfusun yüzdesi, nüfusların her birinin altına kırmızı olarak işaretlenmiştir. Nüfusun toplam yüzdesi% 98'dir, çünkü CD4 + T EPRA popülasyonu bahsedilen dağılım çizgisine dahil edilmemiştir (Bose ve diğerleri 21'den modifiye edilmiştir). Bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen tıklayınız.

Tartışma

Bu, kazıma, sürünme, pipetleme veya emici filtre kağıdı 1 , 2 gibi geleneksel tekniklerle karşılaştırıldığında nispeten hızlı bağışıklık profillemesi için ayakta tedavi kliniklerinde kullanılabilen, kolay, hızlı ve daha az invaziv bir tekniktir. Bu tekniğin bir varyantı araştırma ayarları 22'de zaten kullanılmaktadır . Önerilen yöntemin ileride uygulanması, göz hastalıkları, özellikle immünofotasyon yapılması gereken klinik araştırmalardaki hasta sınıflandırması içindir.

Bu teknikle büyük bir sorun, izlenim toplama ve sıyırma işleminden sonra alınan nispeten az bağışıklık hücresidir. Kişi başına dört izlenimden elde edilen CD3 + T hücrelerinin toplam sayısı ~ 500 - 1,000 hücre arasında değişiyordu. Oküler numuneler, daha fazla hücre kaybını önlemek için akış sitometrisi analizinden önce en az sayıda yıkandıs. Protokol içerisinde kalan kritik adımlar ve zorluklar, göz numunelerinin etkin bir şekilde toplanması ve daha yüksek hücre sayıları elde etmek için zarın uygun şekilde kazınmasıdır. Bununla birlikte, bu kısıtlamanın herhangi bir bağışıklık fenotipine yönelmesi muhtemel değildir. Hücrelerin verimini en üst düzeye çıkarmak için burada yapılan sorun giderme, antikorların inkübasyonundan önce ve öncesinde yıkama adımlarının sayısını azaltmaktır.

IC'yi kullanmak için başka sınırlamalar da vardır. Steven Johnson sendromunda olduğu gibi ciddi keratinize veya fibroz oküler yüzeye sahip hastalarda, hücresel verim bu çalışmadaki verimden daha düşük olabilir. Örnekler aynı gün içinde analiz edilmek yerine saklanırsa bağışıklık hücrelerinin oranı değişebilir. Bazı hücre tiplerinin diğerlerine oranla depolamaya karşı daha dirençli olup olmadığını öngörmek zordur. Önceki çalışmalar, konjunktiva epitel hücrelerinde 23 yüksek HLA-DR ekspresyon seviyeleri bildirmiştir, bu nedenle inter-HLA-DR ve spesifik bağışıklık hücresi seviyeleri arasındaki korelasyonun değerlendirilmesi yönündeki düşünceler. Bağışıklık hücreleri aynı zamanda kemokinlerin ekspresyon seviyesiyle ilişkili olabilir. Bu konular gelecekteki çalışmalarla ele alınmalıdır.

Açıklamalar

Yazarlar rakip mali çıkarlar beyan etmiyor.

Teşekkürler

Yazarlar, teknik adımlarla yardım için Nandini Nallappan ve Sharon Yeo'ya teşekkür etmek istiyorlar. Çalışma, Lee Kong Chian Tıp Fakültesi, Nanyang Teknoloji Üniversitesi ve Singapur Sağlık Bakanlığı Ulusal Tıp Araştırma Konseyi (NMRC) tarafından LT'ye (NMRC / CSA / CSA) verilen Kıdemli Klinisyen Bilim İnsanı Ödülü ile KGC'ye bir Start-Up Grant tarafından finanse edildi. 045/2012) ve NMRC'den bir hibe ile Ulusal Sağlık Yenilik Merkezi tarafından KGC ve LT'ye (NHIC-12D-1409007) uygulanmıştır.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Reaktifler< / güçlü>
anti-insan CD3 BV510BD Biosciences563109
anti-insan CD4 APCH7BD Biosciences641398
anti-insan CD45RO PECy7BD Biosciences337168
7-AAD çözümüBD Biosciences555816
anti-insan CCR7 PEBD Biosciences552176
PippetesEppendorfNA
Lokal AnesteziAlcaineNA
Floresein sodyum çözeltisiBausch & Lomb UK LimitedNA
strong>NameCompanyKatalog NumarasıComments
Equipments
Keratograph 5MOculusNA
Yarık lamba BioMicroscopeHaag StreitBM900
EyePrimOpia TechnologiesNA
FACS AyetBD BioSciencesNA
strong>NameCompanyKatalog NumarasıComments
Softwares
GraphPad 6.0PrismNA
FACSVerse analiz yazılımıBDNA
<<

Kaynaklar

  1. Thatcher, R. W., Darougar, S., Jones, B. R. Conjunctival impression cytology. Arch Ophthalmol. 95 (4), 678-681 (1977).
  2. Egbert, P. R., Lauber, S., Maurice, D. M. A simple conjunctival biopsy. Am J Ophthalmol. 84 (6), 798-801 (1977).
  3. Baudouin, C. The pathology of dry eye. Surv Ophthalmol. 45, Suppl 2. S211-S220 (2001).
  4. Nelson, J. D., Wright, J. C. Conjunctival goblet cell densities in ocular surface disease. Arch Ophthalmol. 102 (7), 1049-1051 (1984).
  5. Brignole, F., et al. Expression of Fas-Fas ligand antigens and apoptotic marker APO2.7 by the human conjunctival epithelium. Positive correlation with class II HLA DR expression in inflammatory ocular surface disorders. Exp Eye Res. 67 (6), 687-697 (1998).
  6. Knop, E., Knop, N. The role of eye-associated lymphoid tissue in corneal immune protection. J Anat. 206 (3), 271-285 (2005).
  7. Lopez-Miguel, A., Gutierrez-Gutierrez, S., Garcia-Vazquez, C., Enriquez-de-Salamanca, A. RNA Collection From Human Conjunctival Epithelial Cells Obtained With a New Device for Impression Cytology. Cornea. 36 (1), 59-63 (2017).
  8. Tomlins, P., Roy, P., Cunow, J., Rauz, S. Assessment of the EyePRIM Device for Conjunctival impression for Flow Cytometry. Invest Opthalm Vis Sci. 54, 5430-5430 (2013).
  9. Barros Jde, N., Almeida, S. R., Lowen, M. S., Cunha, M. C., Gomes, J. A. Impression cytology in the evaluation of ocular surface tumors: review article. Arq Bras Oftalmol. 78 (2), 126-132 (2015).
  10. Calonge, M., et al. Impression cytology of the ocular surface: a review. Exp Eye Res. 78 (3), 457-472 (2004).
  11. Haller-Schober, E. M., et al. Evaluating an impression cytology grading system (IC score) in patients with dry eye syndrome. Eye (Lond). 20 (8), 927-933 (2006).
  12. Singh, R., Joseph, A., Umapathy, T., Tint, N. L., Dua, H. S. Impression cytology of the ocular surface. Br J Ophthalmol. 89 (12), 1655-1659 (2005).
  13. Williams, G. P., et al. Conjunctival Neutrophils Predict Progressive Scarring in Ocular Mucous Membrane Pemphigoid. Invest Ophthalmol Vis Sci. 57 (13), 5457-5469 (2016).
  14. Best, N., Drury, L., Wolffsohn, J. S. Clinical evaluation of the Oculus Keratograph. Cont Lens Anterior Eye. 35 (4), 171-174 (2012).
  15. Downie, L. E., Keller, P. R., Vingrys, A. J. Assessing ocular bulbar redness: a comparison of methods. Ophthalmic Physiol Opt. 36 (2), 132-139 (2016).
  16. Amparo, F., Wang, H., Emami-Naeini, P., Karimian, P., Dana, R. The Ocular Redness Index: a novel automated method for measuring ocular injection. Investigative ophthalmology & visual science. 54 (7), 4821-4826 (2013).
  17. Shapiro, A., Merin, S. Schirmer test and break-up time of tear film in normal subjects. American journal of ophthalmology. 88 (4), 752-757 (1979).
  18. Finis, D., Pischel, N., Konig, C., Hayajneh, J., Borrelli, M., Schrader, S., Geerling, G. Comparison of the OSDI and SPEED questionnaires for the evaluation of dry eye disease in clinical routine. Ophthalmologe. 111 (11), 1050-1056 (2014).
  19. Behrens, A. Dysfunctional tear syndrome: a Delphi approach to treatment recommendations. Cornea. 25 (8), 900-907 (2006).
  20. Williams, G. P., Pachino, A., Long, H. M., Rauz, S., Curnow, S. J. Cytokine production and antigen recognition by human mucosal homing conjunctival effector memory CD8+ T cells. Invest Opthalmol Vis Sci. 55 (12), 8523-8530 (2014).
  21. Bose, T., Lee, R., Hou, A., Louis, T., Chandy, K. G. Tissue resident memory T cells in the human conjunctiva and immune signatures in human dry eye disease. Sci Rep. 7, 45312(2017).
  22. Williams, G. P., et al. The dominant human conjunctival epithelial CD8alphabeta+ T cell population is maintained with age but the number of CD4+ T cells increases. Age (Dordr). 34 (6), 1517-1528 (2012).
  23. Mrugacz, M., Zak, J., Bakunowicz-Lazarczyk, A., Wysocka, J., Minarowska, A. Flow cytometric analysis of HLA-DR antigen in conjunctival epithelial cells of patients with cystic fibrosis. Eye (Lond). 21 (8), 1062-1066 (2007).

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

İzlenim SitolojisiOküler Yüzey HücreleriHücre FenotiplemeAkış Sitometrisiİmmün Hücre İzolasyonuKonjonktival HücrelerNon-invaziv ÖrneklemeBellek T HücreleriOküler İnflamasyonYüzey Sitolojisi
Conjunktiva'dan Hücreleri İzole Etmek ve Fenotip Hedeflemek İçin İnvaziv Olmayan Bir Yöntem
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.