Fabricating a Kidney Cortex Extracellular Matrix-Derived Hydrogel

Harrison L. Hiraki; Ryan J. Nagao; Jonathan Himmelfarb; Ying Zheng

doi:10.3791/58314

JoVE Journal > Bioengineering

Bioengineering

Bir böbrek korteks ekstraselüler matrisi elde edilen hidrojel imalatı

Published: October 13, 2018

doi:

10.3791/58314

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Harrison L. Hiraki¹, Ryan J. Nagao², Jonathan Himmelfarb³, Ying Zheng²

¹Department of Bioengineering,University of Washington ²Department of Bioengineering, Center for Cardiovascular Biology, Institute for Stem Cell and Regenerative Medicine,University of Washington ³Department of Medicine, Kidney Research Institute,University of Washington

Summary

Burada bir iletişim kuralı yerel böbrek hücre dışı matriks (ECM) yapısal ve biyokimyasal kompozisyonu tutulacağı bir böbrek korteks ekstraselüler matrisi elde edilen hidrojel imal etmek mevcut. İmalat süreci ve uygulamaları açıklanmıştır. Son olarak, böbrek özel cep ve doku rejenerasyonu ve Biyomühendislik desteklemek için bu hidrojel kullanarak bir bakış açısı ele alınmıştır.

Abstract

Hücre dışı matriks (ECM) doku homeostazı korumak için önemli biyofiziksel ve biyokimyasal ipuçları sağlar. Vitro kültür hücre ama fizyolojik davranış hücrelerden temin için gerekli protein ve ligand kompozisyon eksikliği için geçerli sentetik hydrogels güçlü mekanik destek sunuyoruz. Bu el yazması için bir böbrek korteks hidrojel ECM kaynaklı imalat yöntemi uygun mekanik sağlamlık ve destekleyici biyokimyasal kompozisyonu ile açıklar. Hidrojel mekanik homojenizasyon ve decellularized insan böbrek korteks ECM çözücü fabrikasyon olduğunu. Matrix yerli böbrek korteks ECM protein oranları da jelleşme fizyolojik mekanik stiffnesses için izin verirken korur. Hidrojel hangi böbrek korteks kaynaklı hücreleri fizyolojik koşullar altında korunabilir substratı olarak hizmet vermektedir. Ayrıca, hidrojel kompozisyon böbrek hastalıkları gelecekteki çalışma sağlayan bir hastalıklı ortam modellemek için manipüle edilebilir.

Introduction

Hücre dışı matriks (ECM) doku homeostazı korumak için önemli biyofiziksel ve biyokimyasal ipuçları sağlar. Karmaşık moleküler kompozisyonu doku yapısal ve işlevsel özellikleri düzenler. Yapısal proteinler hücre ile mekansal farkındalık sağlamak ve yapışma ve geçiş¹için izin verir. İlişkili ligandlar hücre davranış²denetlemek için hücre yüzey reseptörleri ile etkileşim. Böbrek ECM moleküller olan kompozisyon ve yapısı değişir anatomik konumu, gelişimsel sahne ve hastalık durumu³^,⁴bağlı olarak bir bolluk içerir. ECM karmaşıklığı recapitulating böbrek kaynaklı hücreler içinde vitroeğitim önemli bir yönüdür.

ECM microenvironments çoğaltılıyor önceki girişimleri iskele recellularization yeteneğine oluşturmak için decellularizing bütün doku üzerinde odaklanmıştır. Decellularization Sodyum Lauryl Sülfat (SDS) gibi kimyasal deterjan veya non-iyonik deterjanlar ile gerçekleştirilen ve her iki bütün organ perfüzyon veya daldırma ve ajitasyon yöntemleri⁵^,⁶^,^{7 kullanır} ^,⁸^,⁹^,¹⁰^,¹¹^,¹²^,¹³. Burada sunulan iskele yerel doku ECM bulundu yapısal ve biyokimyasal ipuçları korumak; Ayrıca, recellularization donör özgü hücrelerle Rekonstrüktif Cerrahi¹⁴^,¹⁵^,da¹⁶^,¹⁷^,¹⁸^, klinik önemi vardır¹⁹. ancak, bu iskele eksikliği yapısal esneklik ve bu nedenle vitro çalışmalar için kullanılan birçok geçerli aygıtlar ile uyumsuzdur. Bu sınırlamayı aşmak için çok grup daha fazla hydrogels²⁰^,²¹^,²²^,²³^,²⁴decellularized ECM işleme. Bu hydrogels enjeksiyon kalıplama ve bioink ile uyumlu ve iskele yer hücrelerde decellularized mikrometre ölçekli kayma kısıtlamaları aşmak. Ayrıca, moleküler kompozisyonu ve yerel ECM bulundu oranları³^,²⁵korunur. Burada böbrek korteks ECM (kECM) elde edilen bir hidrojel imal etmek bir yöntemi göstermektedir.

Bu iletişim kuralının amacını microenvironment böbrek kortikal bölgesinin çoğaltır hidrojel üretmektir. Böbrek korteks doku hücresel madde kaldırmak için sürekli ajitasyon altında % 1 SDS çözümünde decellularized. SDS doku immünolojik hücresel malzeme⁶^,⁷^,⁹^,²⁶hızlı bir şekilde kaldırmak için onun yetenek nedeniyle decellularize için yaygın olarak kullanılır. KECM sonra mekanik homojenizasyon ve lyophilization⁵^,⁶^,⁹^,¹¹^,²⁶bağlıdır. Pepsin ile güçlü bir asit solubilization bir son hidrojel hisse senedi çözüm²⁰^,²⁷içinde sonuçlanır. Yapısal için önemli yerli kECM protein desteği ve sinyal iletim³^,²⁵korunur. Hidrojel da için bir büyüklük içinde yerel insan böbrek korteks²⁸^,²⁹^,³⁰gelled. Bu matris hydrogels için diğer matris proteinler karşılaştırıldığında böbrek özel hücre sendika korumak için kullanılan fizyolojik bir ortam sağlar. Ayrıca, matris kompozisyon, örneğin, kollajen eklenmesi manipüle edilebilir-ben modeli hastalığı ortamlara çalışma için böbrek fibrozis ve diğer böbrek hastalıkları³¹^,³².

Protocol

İnsan böbrek LifeCenter Derneği, Organ tedarik kuruluşlar tarafından ayarla etik yönergeleri izleyerek Kuzeybatı tarafından izole. Bu iletişim kuralı Washington Üniversitesi tarafından özetlenen hayvan bakım ve hücre kültür kuralları izler.

1. insan böbrek doku hazırlanması

Decellularization çözüm hazırlanması
1. 5000 mL kabı ve 70 x 10 mm heyecan bar sterilize.
2. 1: 1000 (ağırlık: cilt) Sodyum Lauryl Sülfat (SDS) kabı autoclaved deiyonize suyla karıştırın. Çözüm yaklaşık 200 devirde 24 h ya da SDS tamamen eriyene kadar karıştırın tabakta bırakın.
  Not: Genellikle, 2500 mL % 1 SDS çözeltisi tek insan böbreğe decellularize için yeterli olur.
3. Çözüm 500 mL steril Vakumlu filtre aktarmak ve steril yapışmalı kaplara filtre.
Böbrek dokusunun işleme
1. Yıkama ve basınçlı kap forseps, iki hemostat bir çift kıskaç, genel hizmet notu makas, iki neşter bıçak kolları, alüminyum folyo ve 36 x 9 mm heyecan bar ile kaplı bir 1000 mL kabı.
2. Underpad bir doku kültürü başlık satırı. Kabı, steril doku kültürü çanak (150 x 25 mm) ve bütün böbrek organ kapağın yerleştirin. Kabı 500 mL % 1 SDS çözeltisi ile doldurun.
  Not: İnsan böbrekler buz LifeCenter Kuzeybatı dan alınmıştır.
3. Böbrek steril doku kültürü tabak (Şekil 1A) yerleştirin. Tüm perirenal yağlı hafifçe bir neşter (Şekil 1B) ile renal kapsül çevresinde tıraş tarafından kaldırın.
4. Neşter, renal kapsül arasında böbrek sonunda üstün temel korteks doku zarar vermeden açık kırmak için yeterince derin ile sığ 8-10 cm kesi yapmak. Böbrek kapsülü iki hemostat kelepçeler (Şekil 1 c) ile korteks doku uzak soyulması tarafından kaldırın.
5. Koronal uçak boyunca böbrek böbrek (Şekil 1 d) yan tarafındaki neşter kullanarak bisect. Neşter (Şekil 1E) medullar bölgesiyle dışarı oyma tarafından iki yarıyı da dokudan korteks yalıtmak ve korteks doku 0.5 cm³ adet (Şekil 1F) zar. Herhangi bir büyük görünür gemi kaldırın.
Hücre dışı matriks yalıtım
1. Bir doku kültürü başlık, 1000 mL kabı 500 mL % 1 SDS çözeltisi ile doldurun. Doğranmış korteks doku ve heyecan bar SDS solüsyon içeren kabı yerleştirin. Autoclaved alüminyum folyo ile kabı kapağı ve yaklaşık 400 rpm doku kültürü başlık dışında bir heyecan tabak yerleştirin.
2. Korteks doku 24 h için heyecan plaka üzerinde kaldıktan sonra kabı bir doku kültürü hood getirmek ve naylon mesh ile yapılan bir 40 µm steril hücre süzgeç ekleyin. Ayrı 1000 mL kabı çamaşır suyu 200 mL ile doldurulması ve doku kültürü mahallede yerleştirin.
3. SDS Çözüm hücre süzgeç aracılığıyla çamaşır suyu içeren kabı pipet. Sadece decellularized doku ve hücre süzgeç kabı içinde kalıncaya kadar tüm SDS Çözüm pipet.
  Not: Çözüm aspirasyon sırasında kaldırıldı herhangi bir doku hücre süzgeç engelleyecektir.
4. Hücre süzgeç beher ve dolgu 500 mL taze SDS çözeltisi ile bırakın. Kabı aynı alüminyum folyo ile kapak ve daha önce aynı hızda karıştırın plaka üzerine yerleştirin.
5. Adımları 1.3.1-1.3.3 24 saatte taze SDS Çözüm ile toplam beş gün için yineleyin.
6. Durulama decellularized doku autoclaved DI suyla 3 gün toplam her 24 saat teknik takip özetlenen adımları 1.3.1-1.3.3.
7. Durulama decellularized doku hücre kültür sınıf su her 2 gün toplam 24 h ile teknik takip özetlenen adımları 1.3.1-1.3.3.
8. Adımları 1.3.1-1.3.2 tekrarlayın. (KECM bu noktadan üzerinde konik tüp kendini ayakta 30 mL anılacaktır) decellularized doku transferi ve tüm doku batık kadar hücre kültür sınıf su ile doldurun.

2. hidrojel hisse senedi çözüm imalatı

Decellularized doku mekanik işleme
1. Bir doku kültürü başlık, konik tüp içinde kECM 2 min için bir doku homogenizer ile mekanik lunaparkçı.
  Not: Homojenize kECM görünür no adet ECM ile opak bir çözüm benzemelidir.
2. Artık devam ederse tüp çevreleyen kaynar kadar kECM sıvı azot içeren konik tüp daldırın. KECM-4 ˚C adlı gecede saklayın.
Lyophilization donmuş decellularized doku
1. Biraz gaz değişimine izin ver ve tüp lyophilization makineye yerleştirmek için konik tüp kapağı gevşetin. KECM üç gündür veya ince, beyaz bir toz benzer kadar lyophilize. -4 ˚C mağazasında.
Solubilization jel ve kimyasal sindirim
1. Otoklav 20 mL mercek flakon ve kap, 15,9 x 7,9 mm heyecan bar ve ince uçlu forseps bir çift.
2. Lyophilized kECM tartmak ve HCl ve pepsin kütlesi m_pepsin nerede aşağıdaki denklemleri kullanarak bir % 3 (30 mg/mL) çözüm için kECM solubilize için gerekli pepsin kütlesi hacmi hesaplamak, m_doku kütlesi liyofilize doku ve V_HCl 0,01 N HCl hacmi.
3. Doku kültürü başlıklı domuz gastrik pepsin, 0.01 N HCl ve heyecan bar mercek şişeyi ekleyin ve tüm pepsin eriyene kadar yaklaşık 500 rpm’de heyecan tabakta bırakın. Lyophilized kECM mercek şişeyi aktarmak ve üç gün boyunca heyecan plaka yaklaşık 500 rpm çözüm bırakmaktır.

3. hidrojel jelleşme

Böbrek ECM hidrojel hazırlık
1. 1 N NaOH, medya ek (M199), x 10 ile kECM hidrojel hisse senedi çözüm karıştırılarak hidrojel jel ve Kültür medya hücre. Tüm çözümler buz üzerinde tutun.
  Not: 7,5 mg/mL konsantrasyonda son jel hücre kültürü için kullanılmıştır. 1 mL kECM jel sunulan hücre kültürü deneyleri için yeterli idi.
2. V_son oluşturulan jel hacmi nerede aşağıdaki denklemi kullanarak gerekli stok kECM hidrojel hacmi ve uygulanabilir kECM jel üretilen ses belirlemek için gerekli stok kECM hidrojel hacmi V_{hisse senedi kECM} olduğunu, C_{hisse senedi kECM} hisse senedi kECM hidrojel konsantrasyonu ise C_son final jel konsantrasyonu:
3. 1 N NaOH hacmi V_NaOH nerede aşağıdaki denklemleri kullanarak gerekli reaktifler nötralize birim belirlemek, V_{10 X} M199 hacmi 10 X medya ek ve V _{1 X} hücre kültür medya hacmi:
4. Bir doku kültürü başlık, steril bir 30 konik tüp kendini ayakta mL nötralize reaktifleri (NaOH, M199 ve hücre kültür medya) pipette. Nötralize reaktif çözüm microspatula ile karıştırın.
5. Steril 1 mL şırınga hisse senedi kECM hidrojel uygun hacmi nötralize reaktif çözüm aktarmak için kullanın. Bir microspatula kadar homojen bir renk hidrojel çözüm elde edilen karışımı yavaşça çözüm için kullanın.
  Not: yavaş yavaş ve yavaşça karıştırarak tarafından hava kabarcıkları tanıtan kaçının.
6. Hücreleri kECM hidrojel dahil etmek için kimden adım 3.1.1.3 nötralize çözüm cilt Hesaplamalarda hücre kültür ortamının (V_{1 X}) 10 µL çıkarma.
  1. Hücreleri hücre kültür medya 10 µL askıya alma. Burada #_hücreleri askıya almak için hücre sayısı anlamına gelir ve V_son oluşturulan jel hacmi aşağıdaki denklemi kullanarak askıya hücrelerinin sayısı belirleyin:
    
    Not: 300.000 hücre/mL kECM jel kullanılan hücre bölgedir.
  2. KECM hisse senedi çözüm reaktif çözüm nötralize ile karışık sonra askıya hücre çözümü 10 µL son kECM jel pipette. Hücreler eşit şekilde dağıtılır kadar çözüm bir microspatula ile karıştırın.
1 mL şırınga istenen hücre kültür aygıt kECM hidrojel ile doldurmak için kullanın.
Jel aktarma veya hücreleri kaplama önce 1 h için 37 ˚C ayarlamak izin verir.

Representative Results

Discussion

Matrisler hücre davranış yöneten önemli mekanik ve kimyasal yardımlar sağlayabilirsiniz. Sentetik hydrogels karmaşık 3 boyutlu desenlendirme destekler ancak fizyolojik matris microenvironments içinde bulunan çeşitli hücre dışı yardım sağlamak başarısız edebiliyoruz. Yerel ECM türetilmiş Hydrogels in vivo ve in vitro çalışmalar için ideal malzemelerdir. Önceki çalışmalarda decellularized ECM hydrogels kök hücre³⁵^,³⁶^,³⁷ ayırt etmek için ana bilgisayar immünolojik yanıt³³^,³⁴, önlemek için sentetik Biyomalzeme kat için kullandık ^, ³⁸, 2D ve yumuşak litografi hücre kültür³⁹^,⁴⁰^,⁴¹^,⁴²için ve 3 boyutlu baskı⁴³^, için bioinks hazırlanmasında bir substrat olarak ⁴⁴ ^, ⁴⁵ ^, ⁴⁶. ECM hydrogels hücre adezyon başlatmak ve daha fazla yayılmasını önleme ve farklılaşma²^,⁴⁷denetlemek uygun sinyal ile sağlar.

Oranları ve ECM, collagens, laminins, elastin, fibronektin ve glikozaminoglikan, gibi önemli bileşenleri bileşimi doku⁴⁸^,⁴⁹^{işlevselliğini ve anatomik konumunu son derece bağlı olan,} ⁵⁰. De ettiren veya nonnative ECM kaynaklı hydrogels kullanarak hücreleri²¹^,⁵¹^,⁵²^,⁵³^,⁵⁴uygunsuz tepkiler temin kuruldu. Böbrek, ECM kompozisyon yaygın anatomik mekanlar¹^,²arasında değişir. Bu, bu nedenle, korteks, medulla veya Deneysel kullanım için hydrogels imalatı önce papilla gibi bölgeler arasında ayırt etmek önemlidir.

Burada fabrikasyon kECM matris yerli böbrek korteks ECM protein oranları da jelleşme bir fizyolojik ilgili mekanik sertlik³^,²⁵^,²⁸^{etkinleştirme sırasında decellularization takip korur,} ²⁹^,³⁰. Serum albümin, kan plazma protein, eser miktarda büyük olasılıkla decellularization kaçtı heparin bağlama ve⁵⁵^,⁵⁶durulama nedeniyle decellularized korteks doku içinde tespit edildi. Pepsin, böbrek korteks ECM, yerel olmayan kimyasal hisse senedi kECM çözüm mevcut olsa da, sadece için % 2.5 (w/v) nihai genellikle ürünün hesapları. Ayrıca, pepsin nötralize reaktif çözüm⁵⁷eklenmesiyle devre dışı olur.

KECM hidrojel böbrek korteks özel hücreleri fizyolojik koşullar altında korunabilir substratı olarak hizmet vermektedir. Bu matris düzlemsel bir yüzeye HKMEC büyüme destekleyebilir gösterdi. Bu HKMECs sakin bir fizyolojik devlet fonksiyonel deneyleri, fenotipik ifade ve genetik ifade⁵⁸aracılığıyla belirlenen yapılmaktadır. Buna ek olarak, bu hücreleri aktive oldu ne zaman kollajen-ben böbrek fibrozis ile ilişkili bir matris bileşeni kECM hidrojel bir 1:1 oran⁵⁹eklenmiştir. Buna karşılık, ne zaman insan göbek damar endotel hücreleri kültürlü kollajen üzerinde-, onlar deneniyor yerinde, ve zaman ile karışık oldular kECM¹²harekete geçirmek. Buna göre kollajen-membran kompozisyon göbek kordonu içinde ayrılmaz bir bileşeni olduğu bilinmektedir ve patolojik devletler gibi preeklampsi³⁸^,⁶⁰altında azalır. Bu sonuçlar hücreleri ile sendika ve aynı zamanda ECM ortamın manipülasyon homeostazı nasıl etkileyebileceğini korumak için doku özel ipuçları sağlayan önemini vurgulayın.

Seviyelendirilmiş yordamdaki tüm adımları önemli ise, birkaç adım fabrikasyon hidrojel canlılığı sağlamada kritik öneme sahiptir. Decellularized korteks doku homojenizasyon derecesini tekniği veya cihazları göre değişir. En iyi doku homojenize bir teknik bulmak önemlidir. Solubilization sırasında pH 3-4 pepsin etkin olduğundan emin olmak için tutulmalıdır. Ne zaman hidrojel reaktifler nötralize ile karıştırma, jel iyice ve hava kabarcıkları giriş olmadan karışık olması gerekir. Tek tip bir karışım elde etmek zor ise, tarafsız olduğundan emin olmak için jel çözüm pH kontrol edin.

Nasıl böbrek hücreleri vitro incelenmesi için fizyolojik ilgili bir matris elde edilebilir bu yöntemde sunulan temsilcisi sonuçlar gösterilmektedir. Decellularized böbrek korteks ECM son hidrojel ürün³‘ te^,²⁵ECM protein oranları korunmuş olarak böbrek kaynaklı hücre büyümesini desteklemek için ideal bir temel malzeme sağlar. Genellikle ürün aynı zamanda fizyolojik ilgili mekanik özelliği²⁸^,²⁹^,³⁰elde edebilirsiniz. KECM hidrojel için uygun hücre-matris etkileşim sağlar ve böbrek hücreleri daha büyük fizyolojik davranışından daha kollajen temin için gösterilen-ben ne zaman düzlemsel bir yüzeye kültürlü. Ayrıca, hidrojel jelleşme daha fizyolojik ilgili bir 3 boyutlu ortamı modellemek için önce böbrek özgü hücrelerle tohumlari. KECM hidrojel bileşimi de kolayca manipüle edilebilir. Örneğin, hidrojel kollajen değişen miktarlarda karıştırma-ben jelleşme önce böbrek fibrozis³¹^,³²ilerici Birleşik taklit matrisler üretmek olabilir. Bilinen hastalıklı ECM besteleri taklit etmek için bu ECM kaynaklı hidrojel ayar daha da soruşturma garanti eder ve böbrek hastalıkları gelecekteki çalışma sağlayacaktır.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Materials

<strong>Preparation of Kidney Tissue</strong>
5000 mL Beaker	Sigma-Aldrich	Z740589
Sodium Dodecyl Sulfate (SDS)	Sigma-Aldrich	436143
Sterile H<sub>2</sub>O			Autoclaved DI H<sub>2</sub>O
Stir Bar (70 x 10 mm)	Fisher Science	14-512-128
500 mL Vacuum Filter	VWR	97066-202
Stir Plate	Sigma-Aldrich	CLS6795420D
1000 mL Beaker	Sigma-Aldrich	CLS10031L
Forceps	Sigma-Aldrich	F4642	Any similar forceps may be used
Scissor-Handle Hemostat Clamp	Sigma-Aldrich	Z168866
Dissecting Scissors	Sigma-Aldrich	Z265977
Scalpel Handle, No. 4	VWR	25859-000	Any similar scalpel handle may be used
Scalpel Blade, No. 20	VWR	25860-020	Any similar scalpel blade may be used
Stir Bar (38.1 x 9.5 mm)	Fisher Science	14-513-52
Absorbent Underpad	VWR	82020-845
Petri Dish (150 x 25 mm)	Corning	430597
Autoclavable Biohazard Bag	VWR	14220-026
Sterile Cell Strainer (40 um)	Fisher Science	22-363-547
Cell Culture Grade Water	HyClone	SH30529.03
30 mL Freestanding Tube	VWR	89012-778
<strong>Fabrication of ECM Gel</strong>
Tissue Homogenizer Machine	Polytron	PCU-20110
Freeze Dryer	Labconco	7670520
20 mL Glass Scintillation Vials and Cap	Sigma-Aldrich	V7130
Stir Bar (15.9 x 8 mm)	Fisher Science	14-513-62
Pepsin from Porcine Gastric Mucosa	Sigma-Aldrich	P7012
0.01 N HCl	Sigma-Aldrich	320331	Dilute to 0.01 N HCl with cell culuture water
<strong>Kidney ECM Gelation</strong>
1 N NaOH (Sterile)	Sigma-Aldrich	415413	Dilute to 1 N in cell culture grade water
Medium 199	Sigma-Aldrich	M4530
15 mL Conical Tube	ThermoFisher	339651
Cell Culture Media	ThermoFisher	11330.032	Dulbecco's Modified Eagle Medium: Nutrient Mixture F-12 (DMEM/F12)
Fetal Bovine Serum (FBS)	Gibco	10082147
Antibiotic-Antimycotic 100X	Life Technologies	15240-062
Insulin, Transferrin, Selenium, Sodium Pyruvate Solution (ITS-A) 100X	Life Technologies	51300-044
1 mL Syringe	Sigma-Aldrich	Z192325
Microspatula	Sigma-Aldrich	Z193208

References

Lelongt, B., Ronco, P. Role of extracellular matrix in kidney development and repair. Pediatric Nephrology. 18 (8), 731-742 (2003).
Yue, B. Biology of the Extracellular Matrix: An Overview. Journal of Glaucoma. 23, S20-S23 (2014).
Miner, J. H. Renal basement membrane components. Kidney International. 56 (6), 2016-2024 (1999).
Petrosyan, A., et al. Decellularized Renal Matrix and Regenerative Medicine of the Kidney: A Different Point of View. Tissue Engineering Part B. 22 (3), 183-192 (2016).
Caralt, M., et al. Optimization and Critical Evaluation of Decellularization Strategies to Develop Renal Extracellular Matrix Scaffolds as Biological Templates for Organ Engineering and Transplantation. American Journal of Transplantation. 15 (1), 64-75 (2015).
Nakayama, K. H., Batchelder, C. A., Lee, C. I., Tarantal, A. F. Decellularized rhesus monkey kidney as a three-dimensional scaffold for renal tissue engineering. Tissue Engineering Part A. 16 (7), 2207-2216 (2010).
Nakayama, K. H., Lee, C. C. I., Batchelder, C. A., Tarantal, A. F. Tissue Specificity of Decellularized Rhesus Monkey Kidney and Lung Scaffolds. Public Library of Science ONE. 8 (5), (2013).
Orlando, G., et al. Production and implantation of renal extracellular matrix scaffolds from porcine kidneys as a platform for renal bioengineering investigations. Annals of Surgery. 256 (2), 363-370 (2012).
Sullivan, D. C., et al. Decellularization methods of porcine kidneys for whole organ engineering using a high-throughput system. Biomaterials. 33 (31), 7756-7764 (2012).
Choi, S. H., et al. Development of a porcine renal extracellular matrix scaffold as a platform for kidney regeneration. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 103 (4), 1391-1403 (2015).
Ross, E. A., et al. Mouse stem cells seeded into decellularized rat kidney scaffolds endothelialize and remodel basement membranes. Organogenesis. 8 (2), 49-55 (2012).
Nagao, R. J., et al. Decellularized Human Kidney Cortex Hydrogels Enhance Kidney Microvascular Endothelial Cell Maturation and Quiescence. Tissue Engineering Part A. 22 (19-20), 1140-1150 (2016).
Gupta, S. K., Mishra, N. C., Dhasmana, A. Decellularization Methods for Scaffold Fabrication. Methods in Molecular Biology. , 1-10 (2017).
Hudson, T., et al. Optimized Acellular Nerve Graft is Immunologically Tolerated and Supports Regeneration. Tissue Engineering. 10 (11), 1641-1651 (2004).
Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).
Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: using nature’s platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14 (2), 213-221 (2008).
Uygun, B., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularied liver graft using decellularized liver matrix. Nature Medicine. 16 (7), 814-820 (2010).
Nagao, R. J., et al. Preservation of Capillary-beds in Rat Lung Tissue Using Optimized Chemical Decellularization. Journal of Materials Chemistry B. 1 (37), 4801-4808 (2013).
Song, J. J., et al. Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney. Nature Medicine. 19 (5), 646-651 (2013).
Freytes, D. O., Martin, J., Velankar, S. S., Lee, A. S., Badylak, S. F. Preparation and rheological characterization of a gel form of the porcine urinary bladder matrix. Biomaterials. 29 (11), 1630-1637 (2008).
Wolf, M. T., et al. A hydrogel derived from decellularized dermal extracellular matrix. Biomaterials. 33 (29), 7028-7038 (2012).
Fisher, M. B., et al. Potential of healing a transected anterior cruciate ligament with genetically modified extracellular matrix bioscaffolds in a goat model. Knee Surgery, Sports Traumatology, Arthroscopy. 20 (7), 1357-1365 (2012).
Ghuman, H., et al. ECM hydrogel for the treatment of stroke: Characterization of the host cell infiltrate. Biomaterials. 91, 166-181 (2016).
Rijal, G. The decellularized extracellular matrix in regenerative medicine. Regenerative Medicine. 12 (5), 475-477 (2017).
Lennon, R., et al. Global Analysis Reveals the Complexity of the Human Glomerular Extracellular Matrix. Journal of the American Society of Nephrology. 25 (5), 939-951 (2014).
Bonandrini, B., et al. Recellularization of Well-Preserved Acellular Kidney Scaffold Using Embryonic Stem Cells. Tissue Engineering Part A. 20 (9-10), 1486-1498 (2014).
O’Neill, J. D., Freytes, D. O., Anandappa, A. J., Oliver, J. A., Vunjak-Novakovic, G. V. The regulation of growth and metabolism of kidney stem cells with regional specificity using extracellular matrix derived from kidney. Biomaterials. 34 (38), 9830-9841 (2013).
Streitberger, K. -. J., et al. High-resolution mechanical imaging of the kidney. Journal of Biomechanics. 47 (3), 639-644 (2014).
Bensamoun, S. F., et al. Stiffness imaging of the kidney and adjacent abdominal tissues measured simultaneously using magnetic resonance elastography. Clinical Imaging. 35 (4), 284-287 (2011).
Moon, S. K., et al. Quantification of Kidney Fibrosis Using Ultrasonic Shear Wave Elastography. Journal of Ultrasound in Medicine. 34, 869-877 (2015).
Genovese, F., Manresa, A. A., Leeming, D. J., Karsdal, M. A., Boor, P. The extracellular matrix in the kidney: a source of novel non-invasive biomarkers of kidney fibrosis?. Fibrogenesis & Tissue Repair. 7 (1), (2014).
Hewitson, T. D. Fibrosis in the kidney: is a problem shared a problem halved?. Fibrogenes & Tissue Repair. 5 (1), S14 (2012).
Wolf, M. T., et al. Polypropylene surgical mesh coated with extracellular matrix mitigates the host foreign body response. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 102 (1), 234-246 (2014).
Faulk, D. M., et al. ECM hydrogel coating mitigates the chronic inflammatory response to polypropylene mesh. Biomaterials. 35 (30), 8585-8595 (2014).
Jeffords, M. E., Wu, J., Shah, M., Hong, Y., Zhang, G. Tailoring Material Properties of Cardiac Matrix Hydrogels To Induce Endothelial Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells. ACS Applied Materials & Interfaces. 7 (20), 11053-11061 (2015).
Kim, M. -. S., et al. Differential Expression of Extracellular Matrix and Adhesion Molecules in Fetal-Origin Amniotic Epithelial Cells of Preeclamptic Pregnancy. Public Library of Science ONE. 11 (5), e0156038 (2016).
Paduano, F., Marrelli, M., White, L. J., Shakesheff, K. M., Tatullo, M. Odontogenic Differentiation of Human Dental Pulp Stem Cells on Hydrogel Scaffolds Derived from Decellularized Bone Extracellular Matrix and Collagen Type I. Public Library of Science ONE. 11 (2), e0148225 (2016).
Viswanath, A., et al. Extracellular matrix-derived hydrogels for dental stem cell delivery. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 105 (1), 319-328 (2017).
Uriel, S., et al. Extraction and Assembly of Tissue-Derived Gels for Cell Culture and Tissue Engineering. Tissue Engineering Part C Methods. 15 (3), 309-321 (2009).
Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
Faust, A., et al. Urinary bladder extracellular matrix hydrogels and matrix-bound vesicles differentially regulate central nervous system neuron viability and axon growth and branching. Journal of Biomaterials Applications. 31 (9), 1277-1295 (2017).
Pouliot, R. A., et al. Development and characterization of a naturally derived lung extracellular matrix hydrogel. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 104 (8), 1922-1935 (2016).
Pati, F., et al. Printing three-dimensional tissue analogues with decellularized extracellular matrix bioink. Nature Communications. 5, 3935 (2014).
Pati, F., et al. Biomimetic 3D tissue printing for soft tissue regeneration. Biomaterials. 62, 164-175 (2015).
Wang, R. M., Christman, K. L. Decellularized myocardial matrix hydrogels: In basic research and preclinical studies. Advanced Drug Delivery Reviews. 96, 77-82 (2016).
Jang, J., et al. 3D printed complex tissue construct using stem cell-laden decellularized extracellular matrix bioinks for cardiac repair. Biomaterials. 112, 264-274 (2017).
Frantz, C., Stewart, K. M., Weaver, V. M. The extracellular matrix at a glance. Journal of Cell Science. 123 (Pt 24), 4195-4200 (2010).
Mouw, J. K., Ou, G., Weaver, V. M. Extracellular matrix assembly: a multiscale deconstruction. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 771-785 (2014).
Bonnans, C., Chou, J., Werb, Z. Remodelling the extracellular matrix in development and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (12), 786-801 (2014).
Hinderer, S., Layland, S. L., Schenke-Layland, K. ECM and ECM-like materials – Biomaterials for applications in regenerative medicine and cancer therapy. Advanced Drug Delivery Reviews. 97, 260-269 (2016).
Uriel, S., et al. The role of adipose protein derived hydrogels in adipogenesis. Biomaterials. 29 (27), 3712-3719 (2008).
Singelyn, J. M., et al. Naturally derived myocardial matrix as an injectable scaffold for cardiac tissue engineering. Biomaterials. 30 (29), 5409-5416 (2009).
Medberry, C. J., et al. Hydrogels derived from central nervous system extracellular matrix. Biomaterials. 34 (4), 1033-1040 (2013).
Loneker, A. E., Faulk, D. M., Hussey, G. S., D’Amore, A., Badylak, S. F. Solubilized liver extracellular matrix maintains primary rat hepatocyte phenotype in-vitro. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 104 (4), 957-965 (2016).
Hill, R. C., Calle, E. A., Dzieciatkowska, M., Niklason, L. E., Hansen, K. C. Quantification of extracellular matrix proteins from a rat lung scaffold to provide a molecular readout for tissue engineering. Molecular & Cellular Proteomics. 14 (4), 961-973 (2015).
Li, Q., et al. Proteomic analysis of naturally-sourced biological scaffolds. Biomaterials. 75, 37-46 (2016).
Tanaka, T., Yada, R. Y. N-terminal portion acts as an initiator of the inactivation of pepsin at neutral pH. Protein Engineering. 14 (9), 669-674 (2001).
Ligresti, G., et al. A Novel Three-Dimensional Human Peritubular Microvascular System. Journal of the American Society of Nephrology. 27 (8), 2370-2381 (2016).
Mozes, M. M., Böttinger, E. P., Jacot, T. A., Kopp, J. B. Renal expression of fibrotic matrix proteins and of transforming growth factor-beta (TGF-beta) isoforms in TGF-beta transgenic mice. Journal of the American Society of Nephrology. 10 (2), 271-280 (1999).
Romanowicz, L., Galewska, Z. Extracellular matrix remodeling of the umbilical cord in pre-eclampsia as a risk factor for fetal hypertension. Journal of Pregnancy. 2011, 542695 (2011).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite This Article

Hiraki, H. L., Nagao, R. J., Himmelfarb, J., Zheng, Y. Fabricating a Kidney Cortex Extracellular Matrix-Derived Hydrogel. J. Vis. Exp. (140), e58314, doi:10.3791/58314 (2018).