Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Drosophila melanogaster endokrin bozulma test yöntemleri

9.6K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/59535

⸱

3 Temmuz 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Biosciences and BioResources, National Research Council of Italy (CNR), 2Institute of Research on Terrestrial Ecosystems (IRET), National Research Council of Italy (CNR), 3Department of Biology, UniNa "Federico II"

Bu makalede

Özet

Endokrin parçalayıcı kimyasalları (EDCs), organizmalar ve doğal ortamlar için ciddi bir sorun oluşturmaktadır. Drosophila melanogaster EDC efektleri içinde vivo çalışmak için ideal bir model temsil eder. Burada, Drosophila endokrin bozulması araştırmak için yöntemler mevcut, fitabet üzerinde EDC etkileri ele, fertilite, gelişimsel zamanlama, ve sinek ömrü.

Özet

Son yıllarda tüm organizmaların ve çevrenin endokrin parçalayıcı kimyasalları (EDCs) olarak bilinen hormon benzeri kimyasallara maruz kaldığı kanıtlar büyüyor. Bu kimyasallar endokrin sistemlerin normal dengesini değiştirebilir ve olumsuz etkilere yol açabilir, hem de insan nüfusunda hormonal bozuklukların artan sayıda ya da rahatsız edici büyüme ve yaban hayatı türlerinde üreme azalır. Bazı EDCs için, onların kullanımı üzerinde belgelenen sağlık etkileri ve kısıtlamalar vardır. Ancak, çoğu için, bu anlamda hala bilimsel bir kanıt yoktur. Tam organizmada bir kimyasal potansiyel endokrin etkilerini doğrulamak için, biz uygun model sistemlerinde test etmek gerekir, yanı sıra meyve sinek, Drosophila melanogaster. Burada Drosophila endokrin bozulma çalışması için ayrıntılı in vivo protokolleri rapor, uzallık/fertilite üzerinde EDC etkileri ele, gelişimsel zamanlama, ve sinek ömrü. Son birkaç yılda, bu Drosophila yaşam özelliklerini 17-α-ethinylestradiol (EE2), Bisfenol A (BPA) ve Bisfenol AF (BPA F) maruz kalma etkilerini araştırmak için kullandık. Tamamen, bu tüm Drosophila yaşam aşamalarını kapsanan ve tüm hormon aracılı süreçlerde endokrin bozulması değerlendirmek mümkün hale gösteriyor. Gelişimsel/fertilite ve gelişim zamanlamaları, sırasıyla, sinek üreme performansı ve gelişim aşamalarında EDC etkisini ölçmek için yararlıdır. Son olarak, ömrü tahlil yetişkinler için kronik EDC pozlama dahil ve onların survivorship ölçülen. Ancak, bu yaşam özellikleri de dikkatle kontrol edilmesi gereken birkaç deneysel faktörler tarafından etkilenebilir. Yani, bu iş, biz bu süreçlerin doğru sonucu için optimize ettik prosedürleri bir dizi öneririz. Bu yöntemler, bilim adamlarının herhangi EDC için veya Drosophila farklı EDCs bir karışımı için endokrin bozulma kurmak için izin, ancak etki için sorumlu endokrin mekanizması tanımlamak için, daha fazla denemeler gerekli olabilir.

Giriş

İnsan faaliyetleri çevreye büyük miktarda kimyasallar, organizmalar için ciddi bir sorun ve doğal ekosistemler1için temsil serbest edilmiştir. Bu kirleticilerin, yaklaşık 1.000 farklı kimyasallar endokrin sistemlerin normal dengesini değiştirebilir tahmin edilmektedir; Bu özelliğe göre, endokrin bozma kimyasalları (EDCs) olarak sınıflandırılır. Özellikle, endokrin Society tarafından son tanımına dayanarak, EDCs "bir eksojen kimyasal, ya da kimyasallar karışımı, hormon eylem herhangi bir yönü ile müdahale edebilir"2. Son üç yıl içinde, EDCs üreme ve hayvanların ve bitkilerin gelişimini etkileyebilir bilimsel kanıtlar büyüyen olmuştur3,4,5,6,7, 8' den itibaren. Ayrıca, EDC pozlama kanser, obezite, diyabet, tiroid hastalıkları, ve davranışsal bozukluklar da dahil olmak üzere bazı insan hastalıkları, artan prevalansı ile ilgili olmuştur9,10,11.

EDC genel mekanizmaları

Moleküler özelliklerinedeniyle, EDCs hormonlar veya hormon öncüleri gibi davranır3,4,5,6,7,8,9, 10,11,12. Bu anlamda, onlar bir hormon reseptörü bağlamak ve hormon aktivitesini taklit ederek ya da endojen hormonları bağlama bloke ederek endokrin sistemlerini bozabilir. İlk durumda, reseptör bağladıktan sonra, doğal hormon yapacağını olarak etkinleştirebilirsiniz. Diğer durumda, reseptör EDC bağlayıcı doğal hormon bağlama önler, bu nedenle reseptör bloke edilir ve artık aktif olabilir, doğal hormonu varlığında bile3. Sonuç olarak, EDCs, homeostasis, üreme, gelişim ve/veya davranışlarının bakımından sorumlu endojen hormonların sentezlenmesi, salgılanması, taşınması, metabolizması veya periferik etkisi gibi çeşitli süreçleri etkileyebilir organizma. Reseptör bağlayıcı eylem şimdiye kadar EDCs için açıklanan tek yolu değildir. Şimdi onlar da enzimatik yolların koaktijen veya corepressors işe tarafından ya da gen ifadesi deregülasyonu epigenetik işaretçileri değiştirerek hareket edebilir açıktır10,11,12,13 ,14, sadece mevcut nesil için değil, aynı zamanda nesiller sağlık için8gelmek için sonuçları ile.

Drosophila hormonları

Seçilen EDCs potansiyel etkileri yaygın olarak incelenmiştir, hem yaban hayatı türleri ve çeşitli model sistemlerde hangi endokrin mekanizmaları makul iyi bilinmektedir. Omurgasızlar için, büyüme, geliştirme ve üreme etkileyen endokrin sistemler yaygın olarak çeşitli nedenlerden dolayı böcekler ile karakterize edilmiştir, biyolojik araştırma alanında geniş kullanımı içeren, ekonomik önemi, ve son olarak böcek böceklerin hormon sistemi ile özellikle müdahale edebilmek için insektisit gelişimi.

Özellikle, böcekler arasında, meyve sinek D. melanogaster EDCs potansiyel endokrin etkilerini değerlendirmek için çok güçlü bir model sistemi olduğu kanıtlanmıştır. D. melanogaster, hem de omurgalı olarak, hormonlar tüm yaşam döngüsü boyunca önemli bir rol oynamaktadır. Bu organizmada, üç ana hormonal sistem vardır, hangi steroid hormonu içeren 20-hidroxyecdysone (20E)15,16, seskuiterpenoid Juvenil hormonu (JH)17, ve nörofobik ve peptid/protein hormon18. Bu üçüncü grup birçok peptitler daha son zamanlarda keşfedilen ancak açıkça fizyolojik ve davranışsal süreçler, uzun ömürlü, homeostasis, metabolizma, üreme, bellek ve Lokomotor kontrol gibi çok çeşitli yer oluşur. 20E kolesterol türevi steroid hormonları estradiol gibi homolog, JH retinoik asit ile bazı benzerlik paylaşırken; ikisi de Drosophila19,20daha iyi bilinen hormonlar vardır. Onların dengesi kalıp ve Metamorphosis koordine hayati, yanı sıra, üreme, ömür ve davranış21gibi çeşitli postdevelopmental süreçleri kontrol etmek, böylece endokrin test etmek için farklı olanaklar sunan Drosophila 'da bozulma. Dahası, ecdysteroid hormonları ve JHs, böceklerde gelişimsel ve üreme endokrin aracılı süreçlere müdahale etmek için geliştirilen, sözde üçüncü nesil böcek öldürücülerin ana hedefleridir. Agonisti veya bu kimyasalların eylem antagonisti modu iyi bilinmektedir ve böylece onlar büyüme, üreme, ve böcek gelişimi üzerinde potansiyel EDCs etkilerini değerlendirmek için referans standartları olarak hizmet verebilir22. Örneğin, sivrisinekler ve diğer su böcekler23,24kontrol yaygın olarak kullanılan Methoprene, bir JH agonist olarak çalışır ve 20E kaynaklı gen transkripsiyon ve Metamorphosis bastırır.

Hormonlara ek olarak, Drosophila 'daki nükleer reseptör (NR) süper ailesi de bilinmektedir; hormon bağımlı gelişimsel yolların kontrol edilmesi, üreme ve Fizyoloji25' in yanı sıra evrimsel olarak gerçekleştirilen 18 transkripsiyon faktöründen oluşur. Bu hormon NRs tüm altı NR süper aile alt türlerine aittir, nörotransmisyon katılan olanlar dahil olmak üzere26, retinoik asit NRS için iki, ve steroid NRS için bu, omurates Içinde, EDCs temel hedeflerinden birini temsil27.

EDCs okumak için bir model sistemi olarak Drosophila

Şu anda, moleküler özellikleri temelinde, dünya çapında çeşitli çevre kurumları endokrin sistemleri farklı insan yapımı kimyasallara müdahale potansiyeline atanıyor. EDCs çevre ve organizmalar için küresel ve her yerde bir sorun olduğu göz önüne alındığında, bu alanda araştırma genel amacı onların hastalık yükünü azaltmak, yanı sıra onların olumsuz etkilerinden yaşayan organizmaları korumak için. Bir kimyasalın potansiyel endokrin etkileri hakkında anlayış derinleştirmek için, It in vivo test etmek gereklidir. Bu amaçla, D. melanogaster geçerli bir model sistemi temsil eder. Bugüne kadar, meyve sinek çeşitli çevresel EDCs etkilerini değerlendirmek için in vivo modeli olarak yaygın olarak kullanılmıştır; Bu birkaç EDCs maruz olduğu bildirilmiştir, örneğin Dibutil ftalat (DBP)28, Bisfenol A (BPA), 4-nonylphenol (4-NP), 4-tert-octylphenol (4-tert-op)29, metilparaben (MP)30, etilparaben (EP)31, 32, bis-(2-etilhekil) FTALAT (dehp)33ve 17-α-ethinylestradiol (EE2)34, omurga modellerinde olduğu gibi metabolizma ve endokrin fonksiyonları etkiler. Çeşitli nedenlerle bu araştırma alanında bir model olarak kullanımına yol açmıştır. Endokrin sistemlerinin mükemmel bir bilgi ötesinde, daha fazla avantaj, kısa yaşam döngüsü, düşük maliyetli, kolayca manipulable genom, araştırma uzun bir geçmişi ve çeşitli teknik olanaklar (bkz: FlyBase Web sitesi, http://flybase.org/). D. melanogaster Ayrıca çevre faktörleri8 ' e transjenerasyonel etkileri ve nüfus yanıtlarını kolayca incelemek için güçlü bir model sağlar ve yüksek hayvanlarda in vivo çalışmalar için ilgili etik sorunları önler. Buna ek olarak, meyve sinek, Drosophila EDC için mümkün kılan insanlar ile gen koruma yüksek derecede hisse öngörü veya insan sağlığı için bu kimyasalların potansiyel etkilerini düşündürmektedir yardımcı olduğunu söylüyor. İnsan sağlığı etkileri hakkında anlayış genişleyen yanı sıra, Drosophila, biyolojik çeşitlilik kaybı ve çevresel bozulma gibi çevreye EDC maruz kalma riskleri değerlendirmek için yardımcı olabilir. Son olarak, meyve sinek test edilecek maddeye herhangi bir varyasyon niteliği için kontrol altında tutulabilir faktörler potansiyel olarak gelişimi, üreme ve ömrünü etkileyen laboratuvarlarda kullanılan ek avantajı sunar.

Bu akılda, biz, bazı Drosophila hormonal özellikleri üzerinde EDC etkilerini belirlemek için basit ve sağlam Fitness deneyleri optimize edilmiştir, gibi özlülik/fertilite, gelişimsel zamanlama, ve yetişkin ömrü. Bu çeşitli EDCs23,24,25,26,27için yaygın olarak kullanılmıştır. Özellikle, biz sentetik östrojene maruz kalma etkilerini değerlendirmek için aşağıdaki protokolleri kullandık EE234 ve BPA ve Bisfenol için AF (BPA F) (yayımlanmamış veriler). Bu protokoller, bir defada belirli bir EDC etkilerini araştırmak için kolayca değiştirilebilir, hem de D. melanogasterbirden fazla EDCs kombine etkileri.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1. gıda hazırlama

  1. Stok bakım ve larva büyüme için,% 3 toz Maya,% 10 sakaroz,% 9 önceden pişmiş mısır unu, 0,4% agar, daha sonra Mısır unu Orta (cm) denilen içeren bir Mısır yemeği ortamı kullanın.
    1. 100 mL musluk suyu içine Maya 30 g koyun, bir kaynatma getirmek ve 15 dakika boyunca kaynatın izin.
    2. Ayrı olarak, Mix iyi 90 g önceden pişmiş mısır unu, 100 g şeker ve 4 g agar içine 900 mL musluk suyu.
    3. Bir kaynatma çözümü getirmek, ısı düşük ve sürekli karıştırma 5 dakika pişirin.
    4. 5 dakika sonra, sıcak Maya solüsyonu ekleyin ve başka bir 15 dk için kaynamaya.
    5. Isı kaynağını kapatın ve çözümün yaklaşık 60 °C ' ye kadar soğumasını bekleyin.
    6. Ekle 5 mL/L 10% metil 4-hidroxybenzoat etanol, iyice karıştırın ve 10 dakika oturup izin.
      Not: Metil 4-hidroxybenzoate miktarına dikkat edin, yüksek konsantrasyon fungisit larvaları için ölümcül olabilir verilen.
    7. Orta şişeleri/şişeler içine dağıtmak: 8 mL her sinek şişesine (25 mm x 95 mm), 3 mL her sinek şişesine (22 mm x 63 mm) ve 60 mL her sinek şişesi (250 mL) içine.
    8. Loks ile örtüsü şişeleri ve onları oda sıcaklığında kuru izin (RT) 24 saat önce depolama.
    9. Kullanılan agar miktarını ve/veya soğutma/kurutma sürelerini değiştirerek CM 'nin deneysel olarak doğru tutarlılık ve hidrasyon kalibrasyonu yapın.
      Not: takılı olmayan, kutulu ve sarılmış şişeler 4 °C ' de yaklaşık 15 gün boyunca stabildir.
  2. Drosophila yetişkinler için,% 10 tozlu Maya,% 10 sakaroz,% 2 agar, daha sonra yetişkin Orta (AM) denilen içeren bir orta kullanın.
    1. Mix 10 g toz Maya, 10 g sucrose, 2 g agar içine 100 mL distile su.
    2. Bu karışımı bir kaynatma iki kez getirin, 3 dakika aralığı ile, ya da agar çözünür kadar, bir mikrodalga kullanarak.
    3. Çözelti 60 °C ' ye kadar soğuduktan sonra, etanol içinde% 10 metil 4-hidroxybenzoat 5 mL/L ekleyin, iyice karıştırın ve şişeleri (şişe başına 10 mL) dağıtın.
    4. Örtmek ile şişeler ve onları RT 24 saat depolama önce kuru izin.
      Not: takılı olmayan, kutulu ve sarılmış şişeler 4 °c ' de yaklaşık 15 gün boyunca stabildir.
  3. Doğum/fertilite tahlil için, Drosophila domates suyu-Mısır yemeği orta kullanın.
    1. 70 ml sıcak Mısır unu Gıda 100 ml kabı içine dökün ve 30 ml domates suyu (30% v/v) ekleyin.
    2. Küçük şişeler içinde bir gıda işlemci ve pipet 3 mL ile iyice karıştırın.
    3. Loks ile örtüsü şişeleri ve onları RT 24 saat önce depolama için kurumasına izin.
      Not: takılı olmayan, kutulu ve sarılmış şişeler 4 °c ' de yaklaşık 15 gün boyunca stabildir.
  4. Embriyo koleksiyonu için,% 3 Agar,% 30 domates sosu ve% 3 şeker içeren agar plakaları kullanın.
    Not: plakaları orta dökme zaman kabarcıklar yapmak için dikkatli olun.

2. Drosophila EDC dozajı

  1. Seçilen EDC 'nin uygun solvent içinde çözülmesini uygun bir stok solüsyonu hazırlayın. EE2 (moleküler ağırlık 296,403) için, 1,48 g 'yi 10 mL% 100 etanol içinde çözülür ve 0,5 M 'lik bir stok çözümü yapmak ve-80 °C ' de saklamak.
    Dikkat: EDCs çevresel kirletici olarak kabul edilir ve önlemler onları ele alınmalıdır.
  2. 100 mM 'Lik bir çözüm elde etmek için EE2 stok çözümünü suda% 10 etanol içinde (v/v) seyreltin. En düşük konsantrasyonla başlayan ve her bir tedavi grubu için aynı son solvent konsantrasyonunu kullanarak CM gıdalarına sonraki dilüsyonları (0,1 mm, 0,5 mM ve 1 mM) yapın. Kontrol şişeleri için tek başına solvent aynı hacim kullanın.
    Not: mümkün olduğunca düşük solvent son konsantrasyonu tutmak için tavsiye edilir, etanol son konsantrasyonu sinek gıda% 2 geçmemelidir akılda taşıyan.
  3. Eklenmeden önce cornmeal tabanlı Gıda için seçilen EDC doğru seyreltme içeren çözüm ekleyin, bir gıda işlemcisi ile iyice karıştırın, şişeler içine 10 mL dağıtmak, pamuk gazlı bez ile kapak ve RT kuru izin 16 h kullanmadan önce.
    Not: bu ortamı hazırlanmasından hemen sonra kullanın.
  4. Yetişkin yetiştirme için, EE2 (0,1 mM) istenilen konsantrasyon elde etmek için, farklı çalışma EE2 çözümleri (10 mM, 50 mM ve 100 mM, sırasıyla) su içinde% 10 etanol (v/v) ve tabaka 100 μL, yüzeyi üzerine hazırlamak , 0,5 mM ve 1 mM). Kontrol için tek başına solvent aynı hacim kullanın.
    Not: alternatif olarak, bir 50 ml konik tüp küçük bir miktar için seçilen EDC doğru seyreltme içeren çözüm eklemek, iyice Vortex ve şişeleri yüzeyine 1 ml tabakalaşmak.
    1. Pamuk gazlı bez ile kapak şişeleri, RT içinde 12-16 h için yumuşak ajitasyon altında kuruma izin ve onları hemen kullanın.
      Not: ortam nemi bağlı olduğu için kurutma işlemi deneysel olarak ayarlanması gerekir.
  5. Tahlil besleme için, seçilen EDC (EE2 0,1 mm, 0,5 mm ve 1 mm) ve bir boyama gıda (örneğin, kırmızı boya No. 40 at 1 mg/ml) doğru seyreltme içeren her iki çözüm ekleyin, bir gıda işlemcisi ile güçlü bir şekilde Mix önce cm için35 ve sonra duruş e içine şişeleri.

3. yükselen sinekler

  1. Laboratuvarda birkaç nesil tarafından tutulan Oregon R gibi sağlam bir izogenik gerinim kullanın.
  2. Bir nemlendirici, sıcaklık kontrollü kuluçka, doğal 12 h ışık ile sinekler tutun: 12 h Dark fotoperiyodun 25 °c cm gıda içeren şişeler.
  3. Her tahlil, RT at şişeleri kullanın.

4. besleme tahlil

Not: Bu tahlil orta seçilen EDC varlığı sineklerin beslenmesini etkileyebilir Eğer test etmek için tavsiye edilir.

  1. Seçilen EDC ve bir boyama gıda farklı konsantrasyonları ile tamamlayıcı CM içeren şişeleri 15 genç uçar koyun. Uçlara medya üzerinde 1 gün beslenmesine izin verin.
    Not:Örneğin, kırmızı boya no. 4035 (1 mg/ml) kullanın.
  2. Tek başına solvent ve kontrol için bir boyama gıda ile tamamlayıcı CM içeren şişeleri 15 genç uçar koyun. Uçlara medya üzerinde 1 gün beslenmesine izin verin.
  3. Eter ile sinekler her grup bireysel anestezize.
    1. Transfer her grup için bir silindirik cam konteyner (etherizer) bir huni ile açık ucuna yerleştirilen, huni üzerinde şişenin ters ve yavaşça iki konteynır dokunarak sineklerin etherizer içine düşmek yapmak için uçarak.
      Not:  Huni etherizer dışarı almak onları önleyecek.
    2. Knock aşağı nazikçe bir fare-pad gibi yumuşak bir yüzeyde etherizer dokunarak aşağı uçar ve hızlı bir eter-ıslatılmış pamuk ve gazlı bez fişi ile huni değiştirin.
    3. Uçar alta düşmek ve hareket durdurmak kadar 1 dakika bekleyin.
      Not: zaman aşmayın veya sinekler ölecek.
  4. Bir stereo mikroskop altında immobilize sinekler koymak ve kontrol grubu ile ilgili her tedavi grubu karın boyama karşılaştırın.

5. fecundity/fertilite assay

  1. Her EDC konsantrasyonu için, 3 şişe sinek hazırlamak, daha sonra ebeveyn şişeleri denilen, 8 kadın ve 4 erkek 10 mL CM/EDC gıda; kontrol için 8 dişi ve 4 erkek ile 10 mL CM gıda çözücü ile tamamlayıcı 6 şişe sinek hazırlamak. 25 °C ' de bir kuluçte arka uçar.
    Not: gelişimi sırasında larvaları aşırı kalabalık kaçının ve tedaviler arasında tutarlı larva yoğunlukları kullanmaya çalışın.
  2. 4 gün sonra, ebeveynler kaldırın ve 5 gün daha kuluçkörü içine şişeleri iade.
  3. 9. günün geç saatlerinde, tüm yeni uçlarına şişeleri çıkarın ve 18 °C gecede bir kuluçkıya şişeleri koyun.
    Not: Bu kaldırma çok dikkatle yapılmalıdır, iyi orta yüzey kontrol.
    1. 10 gün sabahı, her tedavi grubu için, hafif CO2 anestezizasyon altında, iki gruba bakire kadın ve genç erkek toplamak. Rasgele küçük alt gruplar halinde sinekler her grup (10 kadın ve şişe başına 20 erkek) taze karşılık gelen CM ile dolu bağımsız şişeleri alt bölümlere ayırın.
      1. Her ikisi de dikkatle toplama ve 18 °C ' de şişeleri bırakın 8-10 h tüm sinekleri kaldırmak için bakım alarak tekrar adım 5.3.1, her EDC konsantrasyonları için en az 30 bakire kadın ve 30 erkek elde kadar ve kontrol için en az 90 bakire kadın ve 90 erkek.
    2. Ev bu gruplar 25 °C ' de 4 gün sonrası, her iki günde bir taze karşılık gelen orta içeren yeni şişeler içine aktarılıyor.
      Not: 4 gün olgun yetişkinler olmak için sinekler için yeterli zaman, ama çok uzaklarda senescence başından itibaren.
    3. İki gün sonra kadınların şişeleri hiçbir larva vardır emin olun. Eğer onlar bakireler değildir ve atılmalıdır çünkü eğer, sinekler kullanılabilir değildir.
  4. Aşağıda açıklandığı gibi, EDC olmadan taze CM-domates Orta içeren küçük şişeleri içine 20 tek haçlar kurmak için her cinsel her cinsiyetten 20 tek sinek kullanın.
    1. Her tedavi grubu için benzersiz olarak tanıtan ve ilgili şişeleri etiket sıralı sayılar, farklı bir dizi atamak; örn. (tek başına solvent) 1 ' den 20 ' ye, Grup 2 ' den (EDC konsantrasyonu x) 20 ile 40 arasında vb.
    2. Her bir tedavi grubuna karşılık gelen farklı seriyi kaydetmek için bir doğurganlık tablo olun.
    3. Her seks için ışık CO2 altında her tedavi grubuna ait tüm sinekler anestezize ve rastgele aşağıdaki gibi aktarın.
      1. Bir solvent-tedavi dişi EDC olmadan taze CM-domates Orta içeren küçük bir şişe içine transfer ve kontrol haç için bir solvent tedavi erkek ekleyin.
        Not: koyu orta beyaz embriyolar ile kontrastı artırdığından, domates suyu hazırlık sırasında Orta olarak eklenmelidir.
      2. Bir EDC 'yi EDC olmadan taze CM-domates içeren küçük bir şişeye aktarabilir ve her tedavi için bir solvent tedavi edilen erkek ekleyebilirsiniz.
      3. Bir EDC 'yi EDC olmadan taze CM-domates Orta içeren küçük bir şişeye aktarabilir ve her tedavi için bir solvent tedavi edilen dişi ekleyebilirsiniz.
    4. 25 °C ' de tüm bu tek haç evi.
  5. Her bir çiftleşme çiftini, sonraki on gün boyunca her gün EDC olmadan taze CM-domates şişeleri içine aktarın. Her serinin çoğaltılmış şişeleri sıralı olarak etiketleyin; Örneğin 1-a, 1b, 1C...... 20A, 20B, 20C ve bu numarayı doğurganlık elektronik tablosunda bildirin.
  6. Görsel her şişe yumurta için her gün incelemek ve doğurganlık tablo üzerinde sayısını rapor.
  7. Her şişe kaydedin ve, yeni uçar ortaya çıkmaya başlar, aynı zamanda 10 gün boyunca yetişkin nesil günlük sayısını kaydedin. İlk çiftleşme 10 gün sonra, ebeveynler kaldırın.
    Not: bir veya her iki ebeveynin öldüğü Şişeyi atın; bir ya da her iki ebeveyn kaçış durumunda, analiz tüm verileri onları kaybolduğu gün kadar dahil.
  8. Toplam yumurta sayısı ve her bir tedavi grubundan yetişkin nesil günlük sayısı toplamı, on gün boyunca bir sinek ile ortalama yumurta ve yetişkin Döl üretim, ve toplam yumurta sayısı için Total Döl oranı koydu. Kontrol ile ilgili olarak her tedavi değerlerinin yüzdesi farklılıkları hesaplayın.
  9. Her bir tedavi grubu için en az 10 sinek kullanarak, her bir sinek grubu için üç bağımsız deney gerçekleştirin.
  10. Farklı grupları karşılaştırmak için istatistiksel analiz gerçekleştirin.

6. gelişimsel zamanlama

Not: Aşağıdaki iki alternatif protokolde, günde her iki pupa sayısını ve günlük yetişkin yavruların sayısını sayarak gelişimsel Zamanlama değerlendirilir.

  1. Eclosion tahlil protokolü 1
    1. Her tedavi grubu için, 10 şişe genç (< 2 gün), sağlıklı sinekler, her biri 6 kadın ve 3 erkek ile 10 mL Mısır maması gıda EDC olmadan ayarlayın.
    2. 24 saat yiyecek sinekler izin ve onları Mate izin.
    3. Hazırlamak 10 tedavi grubu başına paralel şişeler 10 mL her taze mısır maması gıda farklı EDC konsantrasyonları veya kontrol için tek başına çözücü ile tamamlayıcı. Transfer montaj ilişkili bu yeni şişeler için sinek.
      Not: her tedavi grubu için, benzersiz olarak tanımlayan ve ilgili şişeleri etiketlemek üzere farklı bir sıralı sayı dizisi atayın.
    4. Farklı seriyi kaydetmek için gelişimsel bir elektronik tablo yapın.
    5. İzin sinek 16 h için yumurta yatıyordu. Sonra ebeveyn şişeleri çıkarın.
      Not: Ebeveyn uçar diğer karşılık gelen şişeleri aktararak, adım 6.1.5 tekrar etmek için kullanılabilir.
    6. 3-4 gün boyunca 25 °c ' de ya da pupa formuna ulaşıncaya kadar şişeleri inküktir. Her gün her şişede yeni pupa sayısını saymak ve gelişimsel tablo üzerinde rapor. İki kez aynı pupa sayma önlemek için, şişenin dışında kalıcı bir marker ile her pupa sırayla bir sayı yazın.
    7. 9 günden başlayarak, günlük büyüyen yetişkinler sayısı daha fazla yetişkin ortaya çıkana kadar saymak ve gelişimsel tablo üzerinde rapor.
    8. Bu ham verilerden, ortalama larva süresini, ortalama pupa döneminin yanı sıra kontrol ile ilgili her tedavinin yüzdesi farklılıkları hesaplayın.
    9. Her bir tedavi grubu için en az 5 şişe kullanarak, her bir sinek grubu için üç bağımsız deney gerçekleştirin.
    10. Farklı grupları karşılaştırmak için istatistiksel analiz gerçekleştirin.
  2. Eclosion tahlil Protokolü 2
    1. Arka genç ve sağlıklı kadın (yaklaşık 150) ve erkek (yaklaşık 50) bir koleksiyon kafesi üzerinde uçar (malzeme tablosu) agar ile-domates Orta taze fırıncı Maya hamur ile takviye (5 ml su içinde fırıncı Maya 3 g), daha sonra 2 gün boyunca tepsi döşeme denilen 25 °C ' de.
    2. Bu 2 gün boyunca, yumurta koleksiyonuna başlamadan önce, karanlık ve sessiz bir yerde kafese eşlik etmek için uçar ve günde iki kez döşeme tepsisini değiştirin.
    3. Üçüncü gün, sabah erken döşeme tepsisini değiştirin. 1 saat sonra, bu koydu yumurta atarak, döşeme tepsisini değiştirin.
    4. 2 h için yumurta yatıyordu ve taze döşeme tepsisi ile değiştirmek için uçar izin verir.
      Not: 3 gün, iyi bir döşeme tepsisi 100-200 yumurta üretmek gerekir 2 saat.
    5. Her tedavi grubu için, ilgili EDC konsantrasyonu veya tek başına solvent ile tamamlayıcı domates mısır maması içeren 3 60 mm yemekler bir dizi hazırlamak ve gelişim zamanlaması tablo her dizi rapor. Alternatif olarak, tercih ederseniz, yemek yerine şişeleri kullanın.
    6. Hafifçe bir fırça veya prob kullanarak bir mikroskop altında yumurta almak ve her çanak/şişe içinde orta üst aktarmak. Sayım kolaylaştırmak için, döşeme tepsisinde, 10 her 5 grupta yumurta düzenlemek ve bir kerede onları bir transfer.
      Not: Yeterli embriyo elde etmek için gerekli olduğu kadar adım 6.2.4 yineleyin.
    7. 25 °C ' de tüm bu yemekleri/şişeleri ev. Ayrıca her döşeme tepsisini 25 °C ' de saklayın ve toplam yumurta sayısını Sayın.
    8. Sonra 24-30 h, bir mikroskoptan altında her çanak/şişe kontrol ve beyaz, döllenmemiş yumurta ve karanlık ölü embriyo sayısının hem sayısını saymak.
    9. 50 gelen beyaz, döllenemez yumurta sayısını çıkarın, çanak/şişe başına ' Toplam embriyo ' değeri elde etmek için transfer yumurta değeri. Embriyogenit sırasında potansiyel EDC toksik etkilerini belirlemek için karanlık ölü embriyo sayısı kullanılabilir.
    10. Eclosion assay protokol 1 6.1.6-6.1.10 adımlarını yineleyin.

7. kullanım ömrü Protokolü

  1. 8 kadın ve 4 erkek ve ev 25 °C CM (her biri 10 mL) ile 20 şişe sinek ayarlayın.
  2. 4 gün sonra sinekler ve yer şişeleri geri kuluçkörü atın.
    Not: Bu sinekler, sineklerin diğer yaş senkronize Kohortlar elde etmek için tekrar başlamak için kullanılabilir.
  3. Günün geç öğleden sonra 9, tüm yeni sinek şişeleri ve inkükörü geri şişeler çıkarın.
    Not: birkaç yetişkin Dokuzuncu gün kadar erken eclose başlamalıdır; Bu sinekler atarken erken acil dikkatsiz seçim kaçınarak, senkronize sinekler maksimum sayıda toplamak için izin verir.
  4. 16-24 h daha sonra, Yetişkin sinekleri aktarmak (1 günlük) her iki cinsiyede dört gruba 250 mL şişe içeren gıda üç farklı EDC konsantrasyonları ile tamamlayıcı ve tek başına çözücü ile. Gerekirse, ertesi gün başka bir toplu topla.
  5. 2-3 gün boyunca 25 °C ' de sinek koruyun.
    Not: gıda şişeleri transfer günü yetişkinliğin ilk gününe karşılık gelir.
  6. İki-üç gün sonra, ışık CO2 anestezizasyon altında iki gruba seks tarafından Sineklerin her kohort sıralamak. Her bir tedavi için her cinsiyet için 5 paralel şişeler üç çoğaltır kadar rasgele, şişe başına 20 bireyin bir yoğunlukta tedavi başına beş şişe içine her cinsiyetini alt bölümlere ayırın.
    Not: CO2' ye uzun pozlama süresi nedeniyle uzun ömürlü olası sağlık sorunlarını önlemek için küçük sinek gruplarıyla çalışın.
  7. Hangi ölü sineklerin sayısının önceki transferine kalan uçar sayısı çıkarılır bir yaşam tablo hazırlamak, otomatik olarak her transfer kurtulan sayısını elde etmek gibi bir şekilde.
  8. Transfer, aynı anda her 3 günde bir ilgili gıda içeren yeni şişeleri içine uçar ve ölüm kontrol.
    Not: transfer, uzun ömürlü bir süre boyunca olumsuz bir etkiye sahip olabilecek anestezi olmaksızın gerçekleşmelidir.
    1. Her transferde, sineklerin yaşını ve ölü sineklerin sayısını kaydedin.
      Not: kalan sineklerin sayısı otomatik olarak elektronik tabloda hesaplanır, ancak görsel olarak kontrol edilmesi önerilir. Yanlışlıkla hem kaçış ya da ölüm sırasında transfer dikkate alınmalıdır sinekler. İki kez ölü sinekler bu notu elektronik tabloda raporlama yeni şişe taşınan saymak için dikkatli olun.
    2. 7,8 ve 7.8.1 adımları yineleyin tüm sinekler ölür kadar.
  9. Her bir tedavi grubu için, Şekil 6' da gösterildiği gibi bir hayatta kalma eğrisi oluşturun, belirli bir zamanda bir uçun hayatta kalma olasılığını görüntülemek için.
  10. Her deney için 100 yeni eklosed sinekler kullanarak, sinek her tedavi grubu için üç bağımsız deneyler gerçekleştirin.
  11. Ortalama ömrü (her grup için tüm sineklerin ortalama hayatta kalma günleri), yarım ölüm süresi (50% mortalite ulaşmak için gereken gün süresi) ve maksimum ömrü (% 90 mortalite ulaşmak için gereken en fazla gün miktarı) rapor etmek için bir tablo hazırlayın.
  12. Kontrol grubu ile ilgili her bir tedavi grubu arasında yüzde farklılıkları hesaplayın.
  13. Farklı tedavi gruplarını karşılaştırmak için istatistiksel analizler gerçekleştirin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu bölümde, yukarıdaki protokollerin önemli adımları Basitleştirilmiş düzenleri şeklinde bildirilir. Bu sinekler tatsız bileşikler önlemek eğilimindedir göz önüne alındığında, yapılacak ilk şey assay seçilen EDC tadı etmektir. Bu bir gıda boyama karıştırma yapılabilir (örneğin, kırmızı gıda boya No. 40)35 çeşitli dozlarda veya tek başına çözücü Ile seçilen EDC ile tamamlayıcı gıda ile. Bu medyada beslenen sinekler bir stereomikoscope altında incelenir ve gıda alımı karın boyama ile tahmin edilir (...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Meyve sinek D. melanogaster yaygın olarak DBP28, BPA, 4-NP, 4-tert-op29, MP30, EP31 gibi çevresel EDCs potansiyel etkilerini araştırmak için bir In vivo model sistemi olarak istihdam edilmiştir 32, DEHP33ve EE234. Çeşitli nedenlerle bu araştırma alanında bir model olarak kullanımını açtı. Bir model sistemi olarak onun tartışmasız avant...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların ifşa etmesi gereken hiçbir şey yok.

Teşekkürler

Yazarlar teknik destek için Orsolina Petillo teşekkür ederiz. Yazarlar, bibliyografik destek için Dr. mariarosaria Aletta 'ya (CNR) teşekkür ederler. Yazar, Dr. Gustavo Damiano Mita 'ya onları EDC dünyasına takdim etmesi için teşekkür ederler. Yazarlar yardım için Leica Microsystems ve Pasquale Romano teşekkür ederiz. Bu araştırma proje PON03PE_00110_1 tarafından destekleniyordu. "Sviluppo di nanotecnologie orientate Alla rigenerazione e ricostruzione tissutale, odontoiatria/oculistica içinde implantologia e sensoristica" tanıtıldı "Sorriso"; Committente: PO FESR 2014-2020 CAMPANIA; Proje PO FESR Campania 2007-2013 "NANOTECNOLOGIE BAŞıNA Il RILASCIO CONTROLLATO DI moleküler BIO-ATTIVE NANOTECNOLOGIE".

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
17&alfa;-EtinilestilradiolSigmaE4876-1G
Agar Drosophila ortaBIOSIGMA789148
Bisfenol ASigma239658-50G
Bisfenol AFSigma90477-100MG
Mısır unuCA 'BIANCA
Dietil eterSigma
Drosophila ŞişeleriBIOSIGMA78900825 mm x 95 mm
Drosophila ŞişeleriBIOSIGMA 78900929 mm x 95 mm
Drosophila ŞişeleriKaltek18722 mm x 63 mm
Embriyo toplama kafesiEl SanatlarıAçık uçlu pleksiglas silindir (12,5 mm x 7 cm) ve diğer ucu, bir yuvanın yerleştirilmesine izin veren dikdörtgen bir tabanla kapatılmıştır. döşemek için özel tepsiler
EtanolFLUKA2860
EterizatörEl sanatlarıpamuk tapalı silindirik cam kap
Cam Şişe250 mL Şişeler
Cam ŞişelerMicrotechST 10024Düz tabanlı boru 100 x 24
El blenderi PimmyArietemutfak robotu
Anında Başarı mayasıESKAToz maya
Serme tepsisidöşemek için ortamın döküleceği pleksiglas tepsiler (11 cm x 2,6 cm)el sanatları
SIGMAH5501
Petri KabıŞahin35101660x5
Kırmızı boya no. 40SIGMA16035
LED ışıklı stereomikroskopLeicaS4E
SükrozHIMEDIAMB025
Domates sosuCirio
Metil4-hidroksibenzoat

Kaynaklar

  1. Kareiva, P. M., Marvier, M. Managing fresh water for people and nature. Conservation Science: Balancing the Needs of People and Nature. Kareiva, P. M., Marvier, M. , Roberts and Company Publishers. Greenwood Village, CO. 460-509 (2011).
  2. Zoeller, R. T., et al. Endocrine-disrupting chemicals and public health protection: a statement of principles from The Endocrine Society. Endocrinology. 153 (9), 4097-4110 (2012).
  3. Guillette, J., Gunderson, M. P. Alterations in development of reproductive and endocrine systems of wildlife populations exposed to endocrine-disrupting contaminants. Reproduction. 122, 857-864 (2001).
  4. Guillette, L. J. Endocrine disrupting contaminants-beyond the dogma. Environmental Health Perspectives. 114, 9-12 (2006).
  5. Liao, C. S., Yen, J. H., Wang, Y. S. Growth inhibition in Chinese cabbage (Brassica rapa var. chinensis) growth exposed to di-n-butyl phthalate. Journal of Hazardous Materials. 163, 625-631 (2009).
  6. Qiu, Z., Wang, L., Zhou, Q. Effects of Bisphenol A on growth, photosynthesis and chlorophyll fluorescence in above-ground organs of soybean seedlings. Chemosphere. 90, 1274-1280 (2013).
  7. Wang, S., et al. Effects of Bisphenol A, an environmental endocrine disruptor, on the endogenous hormones of plants. Environmental Science and Pollution Research. 22, 17653-17662 (2015).
  8. Quesada-Calderón, S., et al. The multigenerational effects of water contamination and endocrine disrupting chemicals on the fitness of Drosophila melanogaster. Ecology and Evolution. 7, 6519-6526 (2017).
  9. Bergman, A., Heindel, J., Jobling, S., Kidd, K., Zoeller, R. The State of the Science of Endocrine Disrupting Chemicals - 2012. , United Nations Environment Programme and the World Health Organization. (2013).
  10. Bachega, T. A. S. S., Verreschi, I. T., Frade, E. M. C., D’Abronzo, F. H., Lazaretti-Castro, M. The environmental endocrine disruptors must receive the attention of Brazilian endocrinologists. Arquivos Brasileiros de Endocrinologia & Metabologia. 55, 175-176 (2011).
  11. Schug, T. T., Janesick, A., Blumberg, B., Heindel, J. J. Endocrine disrupting chemicals and disease susceptibility. Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology. 127, 204-215 (2011).
  12. Lee, S. B., Choi, J. Effects of Bisphenol A and Ethynyl estradiol exposure on enzyme activities, growth and development in the fourth instar larvae of Chironomus riparius (Diptera, Chironomidae). Ecotoxicology and Environmental Safety. 68, 84-90 (2007).
  13. Vos, J. G., et al. Health effects of endocrine-disrupting chemicals on wildlife, with special reference to the European situation. Critical Reviews in Toxicology. 20, 71-133 (2000).
  14. Costa, E. M. F., Spritzer, P. M., Hohl, A., Bachega, T. A. S. S. Effects of endocrine disruptors in the development of the female reproductive tract. Arquivos Brasileiros de Endocrinologia & Metabologia. 58 (2), 153-161 (2014).
  15. Thummel, C. S. From embryogenesis to metamorphosis: the regulation and function of Drosophila nuclear receptor superfamily members. Cell. 83, 871-877 (1995).
  16. Schwedes, C. C., Carney, G. E. Ecdysone signaling in adult Drosophila melanogaster. Journal of Insect Physiology. 58, 293-302 (2012).
  17. Flatt, T., Kawecki, T. J. Pleiotropic effects of methoprene-tolerant (Met), a gene involved in juvenile hormone metabolism, on life history traits in Drosophila melanogaster. Genetica. 122, 141-160 (2004).
  18. Nassel, D. R., Winther, A. M. E. Drosophila neuropeptides in regulation of physiology and behavior. Progress in Neurobiology. 92, 42-104 (2010).
  19. Truman, J. W., Riddiford, L. M. Endocrine insights into the evolution of metamorphosis in insects. Annual Review of Entomology. 47, 467-500 (2002).
  20. Gáliková, M., Klepsatel, P., Senti, G., Flatt, T. Steroid hormone regulation of C. elegans and Drosophila aging and life history. Experimental Gerontology. 46, 141-147 (2011).
  21. Kozlova, T., Thummel, C. S. Steroid regulation of postembryonic development and reproduction in Drosophila. Trends in Endocrinology & Metabolism. 11, 276-280 (2000).
  22. Weltje, L. Techniques for Measuring Endocrine Disruption in Insects. Endocrine Disrupters: Hazard Testing and Assessment Methods. Matthiessen, P. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 100-115 (2013).
  23. Zou, Z., et al. Juvenile hormone and its receptor, methoprene-tolerant, control the dynamics of mosquito gene expression. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (24), E2173-E2181 (2013).
  24. Zhao, W. L., et al. Methoprene-tolerant 1 regulates gene transcription to maintain insect larval status. Journal of Molecular Endocrinology. 53 (1), 93-104 (2014).
  25. Mangelsdorf, D. J., et al. The nuclear receptor superfamily: the second decade. Cell. 83, 835-839 (1995).
  26. Bate, M., Martinez Arias, A. Hormones and Drosophila development. The Development of Drosophila melanogaster. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor. 899-939 (1993).
  27. Watts, M. M., Pascoe, D., Carroll, K. Chronic exposure to 17a-ethinylestradiol and bisphenol A-effects on development and reproduction in the freshwater invertebrate Chironomus riparius (Diptera: chironomidae). Aquatic Toxicology. 55, 113-124 (2001).
  28. Atli, E. The effects of dibutyl phthalate (DBP) on the development and fecundity of Drosophila melanogaster. Drosophila Information Service. 93, 164-171 (2010).
  29. Atli, E. The effects of three selected endocrine disrupting chemicals on the fecundity of fruit fly, Drosophila melanogaster. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology. 9, 433-437 (2013).
  30. Gu, W., Xie, D. J., Hou, X. W. Toxicity and estrogen effects of methylparaben on Drosophila melanogaster. Food Science. 30, 252-254 (2009).
  31. Liu, T., Li, Y., Zhao, X., Zhang, M., Gu, W. Ethylparaben affects lifespan, fecundity, and the expression levels of ERR, EcR and YPR in Drosophila melanogaster. Journal of Insect Physiology. 71, 1-7 (2014).
  32. Chen, Q., Pan, C., Li, Y., Zhang, M., Gu, W. The Combined Effect of Methyl- and Ethyl-Paraben on Lifespan and Preadult Development Period of Drosophila melanogaster (Diptera: Drosophilidae). Journal of Insect Science. 16 (1), 1-8 (2016).
  33. Cao, H., Wiemerslage, L., Marttila, P. S., Williams, M. J., Schioth, H. B. Bis-(2-ethylhexyl) Phthalate Increases Insulin Expression and Lipid Levels in Drosophila melanogaster. Basic & Clinical Pharmacology & Toxicology. 119, 309-316 (2016).
  34. Bovier, T. F., Rossi, S., Mita, D. G., Digilio, F. A. Effects of the synthetic estrogen 17-α-ethinylestradiol on Drosophila T melanogaster: Dose and gender dependence. Ecotoxicology and Environmental Safety. 162, 625-632 (2018).
  35. Tanimura, T., Isono, K., Takamura, T., Shimada, I. Genetic dimorphism in the taste sensitivity to trehalose in Drosophila melanogaster. Journal of Comparative Physiology. 147, 433-437 (1982).
  36. Vandenberg, L. N., et al. Hormones and endocrine-disrupting chemicals: low-dose effects and non- monotonic dose responses. Endocrine Reviews. 33, 378-455 (2012).
  37. Abolaji, A. O., Kamdem, J. P., Farombi, E. O., Rocha, J. B. T. Mini Review: Drosophila melanogaster as a Promising Model Organism in Toxicological Studies. Archives of Basic and Applied. 1, 33-38 (2013).
  38. Yesilada, E. Genotoxic Activity of Vinasse and Its Effect on Fecundity and Longevity of Drosophila melanogaster. Bulletin of Environmental Contamination and Toxicology. 63, 560-566 (1999).
  39. Atli, E., Ünlü, H. The effects of microwave frequency electromagnetic fields on the fecundity of Drosophila melanogaster. Turkish Journal of Biology. 31, 1-5 (2007).
  40. Flatt, T., Tu, M., Tatar, M. Hormonal pleiotropy and the juvenile hormone regulation of Drosophila development and life history. BioEssays. 27, 999-1010 (2005).
  41. Rand, M. D., Montgomery, S. L., Prince, L., Vorojeikina, D. Developmental Toxicity Assays Using the Drosophila Model. Current Protocols in Toxicology. 59, 1-27 (2015).
  42. Fletcher, J. C., Burtis, K. C., Hogness, D. S., Thummel, C. S. The Drosophila E74 gene is required for metamorphosis and plays a role in the polytene chromosome puffing response to ecdysone. Development. 121, 1455-1465 (1995).
  43. Giordano, E., Peluso, I., Senger, S., Furia, M. minifly, A Drosophila Gene Required for Ribosome Biogenesis. The Journal of Cell Biology. 144 (6), 1123-1133 (1999).
  44. Tower, J., Arbeitman, M. The genetics of gender and life span. The Journal of Biology. 8, 38(2009).
  45. Digilio, F. A., et al. Quality-based model for Life Sciences research guidelines. Accreditation and Quality Assurance. 21, 221-230 (2016).
  46. Sorensen, J. G., Loeschcke, V. Larval crowding in Drosophila melanogaster induces Hsp70 expression, and leads to increased adult longevity and adult thermal stress resistance. Journal of Insect Physiology. 47, 1301-1307 (2001).
  47. Linford, N. J., Bilgir, C., Ro, J., Pletcher, S. D. Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments. (71), e50068(2013).
  48. Weltje He, Y., Jasper, H. Studying aging in Drosophila. Methods. 68, 129-133 (2014).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

D l Verimi Fertilite AnaliziGeli imsel Zamanlama AnaliziYa am S resi AnaliziEDC Maruziyetireme PerformansGeli im EvreleriSa kal m E risiDeneysel Fakt rler
Drosophila melanogaster endokrin bozulma test yöntemleri
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.