Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

İnme Sonrası Beyne Hidrojel Biyomalzeme İskelelerinin Enjeksiyonu

5.4K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/61450

⸱

1 Ekim 2020

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Duke University, 2Department of Neurology, University of California Los Angeles, 3Department of Neurology, Duke University, 4Department of Dermatology, Duke University

Bu makalede

Özet

İnme, minimal tedavi seçenekleri olan ve kaybedilen beyin dokusunu yenilemek için mevcut klinik tedavinin olmadığı küresel bir sorundur. Burada kemirgenlerin motor korteksinde hassas fototropotik inme oluşturma yöntemlerini ve daha sonra inmeden sonra doku yenilenmesi üzerindeki etkilerini incelemek için hidrojel biyomalzemelerin enjeksiyonunu açıklıyoruz.

Özet

İnme, amerika birleşik devletleri'nde engelliliğin ve beşinci önde gelen ölüm nedeninin başındadır. Tüm inmelerin yaklaşık % 87'si iskemik inmelerdir ve beyne kan sağlayan bir damarın ani tıkanma olarak tanımlanır. Tıkanmaya dakikalar kala hücreler ölmeye başlar ve onarılamaz doku hasarına neden olarak ortaya çıkan hücrelerdir. Mevcut terapötik tedaviler, reperfüzyona izin vermek ve daha ciddi beyin hasarını önlemek için pıhtı giderme veya lizise odaklanır. Geçici beyin plastisitesi zamanla hasarlı dokunun bir kısmını kurtarsa da, hastaların önemli bir kısmı asla çözülmeyecek nörolojik eksikliklerle baş başa kalır. İnmenin neden olduğu nörolojik açıkları tedavi etmek için terapötik seçeneklerin eksikliği vardır ve bu artan hasta popülasyonunun tedavisi için yeni stratejiler geliştirilmesi gerektiğini vurgular. Enjekte edilebilir biyomalzemeler şu anda aktif ajanların veya kök hücrelerin teslimi yoluyla beyin plastisitesini artırmak ve endojen onarımı iyileştirmek için tasarlanmıştır. Bu yaklaşımları test etmek için bir yöntem, bir kemirgen inme modeli kullanmak, biyomalzemeyi inme çekirdeğine enjekte etmek ve onarımı değerlendirmektir. İnme sonrası doğru tedavi için inme çekirdeğinin kesin yerini bilmek zorunludur, bu nedenle enjeksiyondan önce görüntüleme ihtiyacını önlemek için öngörülebilir bir inme konumu ile sonuçlanan bir inme modeli tercih edilir. Aşağıdaki protokol, fototropotik inmenin nasıl teşvik edeceğini, bir hidrojenin kontrollü ve hassas bir şekilde nasıl enjekte edeceğini ve biyomalzemeyi sağlam tutarken beynin nasıl çıkarılacağını ve kriyoseksiyon yapılacağını kapsayacaktır. Ek olarak, bu aynı hidrojel malzemelerin kök hücrelerin birlikte teslimi için nasıl kullanılabileceğini vurgulayacağız. Bu protokol, inme çekirdeğine diğer enjekte edilebilir biyomalzemelerin kullanımına genelleştirilebilir.

Giriş

İnme, amerika Birleşik Devletleri'nde engelliliğin önde gelen nedeni ve beşinci ölüm nedenidir1. Tüm inmelerin yaklaşık% 87'si iskemiktir, geri kalan% 13'ünün çoğunluğu hemorajik2 'dir. İskemik inme, bir arterdeki kan akışının çevre dokuya tıkanması olarak tanımlanır. Bu tıkanıklık, hayatta kalan hastalarda sıklıkla kalıcı sakatlığa yol açan oksijen yoksunluğu ve sonraki nekroz ile sonuçlanır. İnme ölüm oranında bir azalma olsa da3, yaygınlığının 2030 yılına kadar 3,4 milyon kişiye çıkması bekleniyor4. Engelli hayatta kalanlardaki bu artış ve buna bağlı olarak ekonomik yük, sinirsel onarım mekanizmalarına odaklanan inme araştırmaları için bir itmeye yol açmıştır. İnmenin ardından, nekrotik bölgenin genişlemesini önleyen bir yara izi oluşumuna yol açan enflamatuar bir dönem vardır. Nekrotik çekirdeği çevreleyen bölge "peri-enfarktüs" olarak ad altındadır ve artan anjiogenez, nörogenez ve aksonal filizlenmeyi içeren bu bölgedeki plastisitenin hayvan modellerinde ve insanlarda gözlenen iyileşme ile doğrudan bağlantılı olduğuna dair güçlü bir kanıt vardır5. İnmeden sonraki karmaşık etkileşimleri düzgün bir şekilde kopyalayabilen in vitro modeller olmadığından, inme araştırmaları için hayvan modelleri gereklidir.

İskemik inme üretmek için kullanılabilecek birkaç in vivo model vardır. Farelerde kullanılan en yaygın modellerden biri, distal veya proksimal (intra-arteriyel filament yoluyla) tıkanıklık yoluyla orta serebral arter tıkanıklığı veya MCAo'dur. Filament MCAo (fMCAo) olarak da bilinen proksimal model, tipik olarak, faktör sayısına bağlı olarak, serebral yarımkürenin% 5 ila% 50'sini kapsayan büyük iskemik inmelerle sonuçlanır6. Bu modellerde, bir dikiş veya filament iç şahdamarından orta serebral arterin (MCA) tabanına ilerletilir ve belirli bir süre yerinde tutulur. Geçici veya kalıcı hale getirilebilen bu tıkanıklık yöntemi, striatum merkezli bir enfarktüs üretir ve korteksin aşırıya bulaştırılmasını içerebilir veya içermeyebilir6. Elde edilen kontur boyutu oldukça değişkendir ve her farede prosedürün etkinliğini doğrulamak için lazer doppler gibi görüntüleme teknikleri gereklidir. 30 dakikadan uzun süren intra-arteriyel veya intra-luminal filament tıkanıklığı, boyut aralığının daha büyük ucunda vuruşlar üretir. Bazı araştırmacılar, önemli deneysel odaklanma ve laboratuvar doğrulaması gerektiren daha kısa filament tıkanma sürelerine odaklanmıştır7. Farelerdeki Filament MCAo modelleri, insan inme vakalarında görüldüğü gibi hücre ölümünün, iskemik ilerlemenin ve peri-enfarktüs bölgesinin oluşumunun benzer aşamalarını izler; bununla birlikte, daha büyük inmeler, daha az yaygın, daha az tedavi edilebilir insan inmeleri olan malign serebral enfarktüslerin hastalık durumuna daha yakından benzer6. Bu arada distal MCA tıkanıklığı daha ilgili bir ameliyat ve kraniektomi gerektirir. Bu modelde, MCA'nın beynin yüzeyi boyunca uzanan distal kısmı doğrudan bir dikiş bağı veya koterizasyon ile tıkanır. Tekniğin bazı varyasyonlarında, şahdamarları tek taraflı veya geçici olarak çift taraflı olarak tıkanır. Distal MCAo'nun bir yararı, filament modelinden daha az değişken boyutta kortikal tabanlı bir inme üretmesidir. Bununla birlikte, distal model, fMCAo6ile de ilgili bir endişe olan dış şahdamarının (ECA) transeksiyon nedeniyle daha zayıf davranışsal çıktı üretir.

Daha az invaziv olmasıyla bilinen alternatif bir kontur modeli fototropombotik (PT) modeldir. PT modeli iyi tanımlanmış bir iskemi yeri ile sonuçlanır ve yüksek sağkalım oranı8ile ilişkilidir. Teknik, intraperitoneal olarak enjekte edilen ve intravasküler foto-oksidasyona izin veren ışığa duyarlı bir boyaya dayanır, sadece istenen dokuyu bir ışık veya lazerle ışınlayarak9. Eksitasyondan sonra, ışınlanan bölgede trombosit toplama ve pıhtı oluşumunu aktive eden endotel hasarına neden olan oksijen radikalleri oluşur8,9. Strok boyutu ve konumu üzerindeki sıkı kontrolün yanı sıra PT modelinin yüksek tekrarlanabilirliği, biyomalzemelerin incelenmesi için idealdir. Lazer ve stereotaksik koordinatlar kullanılarak hassasiyet mümkün olsa da, bu modeli birkaç çalışma için daha az ideal hale getirebilecek bazı dezavantajlar vardır. fMCAo modelinin aksine, PT kontur modeli yeniden çürütülemez. Bu nedenle, reperfüzyondan sonraki hasarlara veya reperfüzyonu takip eden mekanizmalara özgü nöroprotektif ajanların araştırılması için malzemeler burada yararlı olmayacaktır8. Ek olarak, PT modelinin mikrovasküler hakareti nedeniyle nispeten küçük iskemik penumbra görülür. Bunun yerine, insan inmesi için karakteristik olmayan lokal vazojenik ödem oluşur, bu da bu modeli peri-enfarktüs alanı6,8'eodaklanan preklinik ilaç çalışmaları için istenmeyen hale getirir.

İnmede biyomalzeme stratejilerinin genel amacı ya biyoaktif ajanlar sunmak ya da beyin dokusu büyümesi için hücre dışı bir matris olarak hareket etmektir. Yöntemlerimizi kullanarak araştıracağımız bir strateji, birçok mevcut hücre tedavilerinin verildiği peri-enfarktüs dokusunun aksine, hidrojel'i doğrudan inme çekirdeğine teslim etmektir10. Bu yaklaşımın gerekçesi, çekirdekte bulunan nekrotik dokuya doğumun çevredeki sağlıklı veya iyileşen dokuyu bozmaktan kaçınacağıdır. Biyomalzemeye dahil olan herhangi bir aktif ajanın difüzyonunun çekirdekten peri-enfarktüse ulaşabileceğini varsayıyoruz, özellikle hidrojel biyomalzemelerin teslimatının glial skarın kalınlığını azalttığını bulduğumuz için11. Peri-enfarktüs bölgesinin inmeden sonra nöroplastisite gösterdiği ve çekici bir hedef haline getirdiği için bu önemlidir. Ayrıca, inme çekirdeğine bir taşıyıcı matrisin teslimi, yeni dokunun oluşumuna rehberlik etmek için anjiyojenik12 veya nörojenik13 faktörle ve doğum için hücrelerle yüklenebilir14. Hücre teslimi bir matris kullanılarak büyük ölçüde geliştirilmiştir, çünkü hücreleri teslimat sırasında mevcut olan sert enjeksiyon kuvvetlerinden ve yerel ortamdan korur, ayrıca farklılaşmayı ve engraftment15'iteşvik eder.

Bu enjekte edilebilir terapötik biyomalzemeler inme uygulamalarında klinik öneme sahiptir, çünkü şu anda inmeden sonra nöronal iyileşmeyi uyaran tıbbi tedaviler yoktur. İyileşmede yer alan altta yatan sinir devreleri inme çekirdeğine bitişik beyin dokusunda yatmaktadır16İnme çekirdeğinin kendisi canlı sinir dokusundan yoksundur. Nekrotik inme çekirdeğine biyomalzeme verilmesinin, büyüme faktörlerinin depo salınımı 13 , büyümedeki dokunun uyarılması ve iyileşen beyin dokusu gelişiminin teşviki11 , 12, immün yanıtların değiştirilmesi17ve kök hücre türevi terapötiklerin verilmesi14, 18. Bununla birlikte, bu uygulamaların olasılığını etkili bir şekilde incelemek için, inmeyi teşvik etmek ve biyomalzeme enjekte etmek için tutarlı ve tekrarlanabilir bir yönteme ihtiyaç vardır. PT kontur modeli, konturun yönü ve konumu üzerinde hassas kontrol sağlayan teknikler kullanır. Stereotaksik cihaza bağlı bir lazer yönlendirmelere rehberlik eder ve stereotaksik cihazlara bağlı pompalar, ek görüntüleme formlarına gerek kalmadan malzemenin enjeksiyon oranını kontrol eder. Bu nedenle, farelerin motor kortekslerinde PT inme yapma ve inme çekirdeğine biyomalzeme enjekte etme yöntemlerini tanımlamayı seçtik. Burada, ilave hücre veya büyüme faktörü olmadan enjeksiyon için biyomalzeme olarak mikro gözenekli tavlanmış parçacık (MAP) hidrojelleri kullanıyoruz. Ek olarak, beynin sağlam biyomalzeme ile nasıl başarılı bir şekilde alınacağını açıklıyoruz ve inme sonucunu biyomalzeme enjeksiyonu ile ve enjeksiyonu olmadan analiz etmek için kullanılan immün entrika testlerini tartışıyoruz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Deneyler Duke Üniversitesi ve Kaliforniya Los Angeles Üniversitesi'nde IUCAC'ye uygun olarak gerçekleştirildi. Bu çalışmada 8 ila 12 haftalık erkek C57Bl/6J fareler kullanılmıştır. Hayvanlar kontrollü sıcaklık (22 ± 2 °C) altında, 12 saat açık-karanlık döngü süresi ve peletlenmiş yiyecek ve su reklam libitum erişimi ile yerleştirildi. Analjezi ve sedasyon protokolleri IUCAC tarafından onaylanmış olarak tanımlanır, ancak diğer laboratuvarlarda kullanılan protokollerden farklı olabilir.

Hayvanlar, sağkalım ameliyatının bir sonucu olarak aşırı huzursuzluk, seslendirme (kontrol edilemeyen ağrıyı gösteren), kendi kendine travma, hareket kabiliyetinde azalma veya bozulma, dermal enfeksiyonun fiziksel belirtileri, iştahsızlık ve/veya kilo kaybı %10-15'ten büyük yaşarlarsa erken ötenazi yapılabilir. Beyinde doğal olarak meydana gelen bir polimerden oluştuğu için jelin enjeksiyonundan beklenen bir yan etki yoktur. Hayvanlar hafta sonları ve tatiller de dahil olmak üzere her gün izlenmeli ve her gün ağır basmalıdır. Laboratuvarımızdan ve diğerlerinden yapılan çalışmalarda, bu küçük kortikal veya subkortikal inmelerden sonra tımar, vücut ağırlığı kaybı veya yoksunluk belirtileri / belirtileri veya farelerde kronik stres eksikliğine rastlanmamaktadır. Hayvanlar yerel kafa yarası enfeksiyonu belirtisi gösteriyorsa ötenazi yapılmalıdır. Hayvanlar ayrıca kötü tımar, yara durumu ve hayvanlar arasındaki kavga kanıtları (sırt yaraları) için de izlenmelidir. Kavga veya yara dehiscence kanıtı varsa, hayvanlar önce veteriner hekimlere temas ettikten sonra tedavi edilmelidir. Bu genellikle suda antibiyotik ve / veya lokal topikal antibiyotik uygulamasını içerir. Bu önlemler şifa üretemezse, hayvanlar ötenazi yapılmalıdır.

1. Malzeme ve aletlerin hazırlanması

  1. Ameliyattan önce fototropotik boya hazırlayın. 2 mL mikrosantrifüj tüpüne 15 mg Rose Bengal tartın.
    DİkKAT: Gül Bengal ciddi göz hasarına/tahrişe neden olabilir.
    1. 10 mg/mL çalışma konsantrasyonu yapmak için Rose Bengal'i 1,5 mL steril filtreli 1x PBS'de çözün.
    2. Boyanın tamamen çözüldüğünü gösteren kümeler görünmeyene kadar tüpü girdaplayın, daha sonra daha fazla kullanıma kadar folyoya örtün.
      NOT: Gerekli boya miktarı fare sayısına bağlı olacaktır. Boya, 20 g fare için 10 μL/ g, örneğin 200 μL konsantrasyonda intraperitoneally IP enjekte edilir.
  2. Anestezi sırasında fare gövdesi sıcaklığını korumak için ısıtma yastığını açın (37 °C).
  3. Otoklavlı makas, tokalar, pamuk, veteriner göz merhemi, cerrahi yapıştırıcı veya dikiş malzemesi, mavi veya siyah cerrahi işaretleyici ve steril alkol ve beta iyot mendilleri hazırlayın. Sterilize matkap ucu kafaları ile kemik matkap hazırlayın.
  4. Fare cerrahisi arasındaki aletlerin sterilizasyonuna izin vermek için boncuk sterilizasyonunu 160 °C'ye açın. Hidratlı bir çalışma alanının bakımında daha sonra kullanmak için 50 mL konik bir steril salin tüpü veya 1x PBS çözeltisi ayırın.
  5. Lazeri stereotaksik cihaza takın. Lazer güvenlik gözlükleri takarak, lazerin gücünü ölçün (mW).
    DİkKAT: İşlemde lazer açıldığında lazer güvenlik gözlüklerini kullanın.
    1. Lazer güç çıkışı 10 mW okuyana kadar lazer konsolundaki akımı lazer üretim talimatlarını izleyerek ayarlayın ve akımı ana ekran konsolunda önceden ayarlanmış olarak ayarlayın. Ardından, lazer çıkış gücünün 40 mW okuduğu başka bir ön ayar oluşturmak için akımı tekrar ayarlayın. Şimdi lazeri bir sonraki kullanıma kadar kapatın.
      NOT: 10 mW, kullanmadan önce lazeri yönlendirmek için kullanılacaktır.
  6. Ameliyattan sonra fareler için temiz bir kafes hazırlayın. Daha sonra, fareyi spontan hareket durana ve solunumu yavaş, sabit bir hıza gelene kadar uyuşturmak için% 4'lük bir izofluran konsantrasyonu ile indüksiyon odasına yerleştirin.
  7. Uyuduktan sonra, ne kadar Rose Bengal boyası enjekte edeceğini belirlemek için fareyi tartın. Ardından, fareyi% 1,5 bakım izofluran konsantrasyonu ile stereotaksik cihaza aktarın ve sabitleyin.
    NOT: Artan izofluran konsantrasyonları damarları genişletebilir ve fareler arasında yeterli tıkanıklığı veya sürekli olarak boyutlandırılmış vuruşları önleyebilir.
  8. Her iki göze veteriner gözü merhem uygulayın.
    NOT: İşlem boyunca nefes almayı ve sıcaklığı izleyin ve farenin hiçbir şey hissetmemesini sağlamak için zaman zaman parmakları kıstırın.

2. Fototropombotik inme modeli9

  1. Farenin kafasındaki kürkü tıraş edin ve bir alkol mendili ve ardından beta iyot mendili kullanarak bölgeyi aseptik olarak hazırlayın. Üç kez tekrarlayın.
    NOT: Gerekirse, tüm beta iyotları temizlemek için sonunda ekstra bir alkol mendili kullanın, çünkü bu da farelerin ameliyattan sonra kafatasını kaşımalarına neden olan cilt tahrişine neden olur.
  2. Küçük bir operasyon makası kullanarak, kulaklar arasında gözlere yaklaşık 1-2 cm yanal bir kesi yapın. Bunu, bir çadır oluşturmak için deriyi kanatçıklarla yukarı doğru çekerek, bir kez aşağı doğru keserek, ardından makası açıklığa sokarak ve sürekli bir orta hat kesisi oluşturarak yapın.
  3. Cildi ayırın ve bregmayı bulmak için deri kemiklerinips ile hafifçe bastırın. Bregmayı cerrahi işaretleyiciyi kullanarak bir nokta ile işaretleyin.
    NOT: Kemik parçası hareketi parietal kemiklerin ön kenarlıklarını vurgular. Bregma, frontal ve parietal kemik parçalarının bir araya geldiği merkez noktadır (Şekil 1A).
  4. Lazer güvenlik gözlükleri takarak, lazeri farenin kafatasının üzerine taşıyın, stereotaksik cihazı 90 ° açıyla sabitleyin. 10 mW'ı önceden ayarlayın ve lazeri açın.
    1. Lazerin x ve y eksenini doğrudan bregma'nın üzerine gelene kadar ayarlayın. Dijital ekran konsolundaki x ve y'yi sıfırlayın ve ardından lazeri bregmanın 1,8 mm soluna taşıyın. Şimdi lazeri kafatasına dokunmasına izin vermeden kafatasına mümkün olduğunca yaklaştır.
    2. Herhangi bir engel olmadan hareket edebileceğinden emin olmak için lazeri bregmanın 2,2 mm soluna taşıyın. Lazeri kapatın.
  5. Tek kullanımlık 29 G iğne kullanarak uygun miktarda Rose Bengal boyasını intraperitoneally (IP) enjekte edin. Boyanın sistemik olarak dolaşmasına izin vermek için hemen 7 dakika boyunca bir zamanlayıcı başlatın. Lazeri açmadan 40 mW için önceden ayarlanmışı seçin.
    NOT: İşlemden memnun kaldıktan sonra, boya farenin aseptik hazırlanmasından önce enjekte edilebilir ve zaman kazanmak için 7 dakika bitmeden bitirilebilir.
  6. Lazer güvenlik gözlüğü takarken 7 dakikalık zamanlayıcı patladığında lazeri (40 mW) açın ve 10 dakikalık bir zamanlayıcı ayarlayın.
    1. 10 dakika sonra, lazeri kapatmadan bregmanın 2,2 mm soluna hareket ettirün ve 10 dakika daha zamanlayıcı ayarlayın.
    2. İkinci 10 dakikalık zamanlayıcı patladıktan sonra lazeri tekrar 10 mW'a değiştirin ve lazeri bregmanın 2,0 mm soluna taşıyın. Bu noktayı cerrahi işaretleyiciyle işaretle. O zaman lazeri kapat.
    3. Lazeri kaldırın ve fareden uzaklaşabilmesi için 90° açıdan kilidini açın. Bu noktada, cerrahi bölge kuruysa steril salin veya PBS'yi pamukla uygulayın.
  7. Kafatasının yüzeyine dik 2,0 mm işaretinde küçük patlamalar delin.
    NOT: Çok delmemek ve beyne çarpmamak için yavaşça delmeye dikkat edin. Matkap kafatasından geçtikten sonra dirençte hafif bir düşüş / değişiklik olacaktır ve delme kanamaya neden olabilir.
    1. Fazla kanı emmek için pamuk kullanın. Deldikten sonra kafatasındaki sıyrık arterlerden bir miktar kan görmek tipiktir - aşırı kan, matkap ucunun beyne çarptığı anlamına gelir. Bu durumda, fare tanımlayıcısını kaydedin ve devam edin.
  8. Farenin yanına küçük bir mendil yerleştirin. Forseps kullanarak, yapıştırmaya hazırlanmak için cildi birbirine yakın çekin.
    NOT: Bunun yerine dikiş burada yapılabilir. Dikiş genellikle sadece 3 dikiş gerektirir.
    1. Toparlamaları kullanarak, cildin iki tarafını tutun ve birlikte ve yukarı doğru çekin. Fareye uygulamadan önce silme ucunun ucundaki büyük cerrahi yapıştırıcı damlalarını kapatın.
    2. Cerrahi yapıştırıcıyı idareli uygulayın ve cildi 10 sn forseps ile bir arada tutun. Görünür açıklıklar olmayana kadar devam edin.
      NOT: Tutkal hızlı bir şekilde çıkar - şişeyi sıkmayın. Cildi kafatasına yapıştırmaktan veya göze tutkal almaktan kaçının.
  9. Yapıştırdıktan veya dikize ettikten sonra, anesteziden kurtulmak için fareyi yeni kafese yerleştirin. Hayvanın iyileşmesi 5-10 dakika sürer ve kafesin yarısını bir ısıtma yastığı üzerinde dinlendirmeye yardımcı olur.

3. Sham vuruş operasyonu

  1. Gül Bengal boyası yerine 1x PBS veya salin enjekte etmek dışında, tüm prosedürleri bölüm 2'de yukarıda açıklanan işlemle aynı şekilde gerçekleştirin.

4. Hidrojel veya diğer biyomalzemelerin enjeksiyonu

  1. Biyomalzemelerin enjeksiyonunun kullanıcı tanımlı bir zamanda gerçekleştirilmesi. Bu deneyde inme sonrası 5- 7 gün arasında enjeksiyonlar yapıldı. 2 - 6 μL hidrojel enjekte edilir (kullanıcı tanımlı).
    1. Anestezi sırasında fare gövdesi sıcaklığını korumak için ısıtma yastığını açın (37 °C).
    2. Otoklavlı makas, toka, pamuk, veteriner göz merhemi, cerrahi tutkal veya dikiş malzemesi ile steril alkol ve beta iyot mendilleri hazırlayın. Kemik matkabı steril matkap uç başlıkları ve metal 30 G iğneli 25 μL cam Hamilton şırıngaları ile hazırlayın.
    3. Fareler arasındaki aletlerin sterilizasyonuna izin vermek için boncuk sterilizasyonunu 160 ° C'ye açın.
    4. Enjeksiyon pompalarını stereotaksik cihaza takın. Akış hızını 1 μL/dak olarak ayarlayın ve hacmi 4 μL olarak ayarlayın.
    5. Ameliyattan sonra fareler için temiz bir kafes hazırlayın.
  2. Fareyi, spontan hareket durana ve solunumu yavaş ve sabit bir hıza gelene kadar uyuşturmak için% 4'lük bir izofluran konsantrasyonu ile indüksiyon odasına yerleştirin.
    1. Uykudayken, fareyi % 1,5 bakım izofluran konsantrasyonu ile stereotaksik cihaza aktarın ve sabitleyin.
    2. Veteriner gözü merhemini her iki göze de uygulayın.
    3. Farenin kafasını yeniden büyümüş olabilecek herhangi bir kürkü tıraş edin ve bir alkol mendili ve ardından beta iyot mendili kullanarak bölgeyi aseptik olarak hazırlayın. Üç kez tekrarlayın.
      NOT: Gerekirse, cilt tahrişine neden olduğu ve farelerin ameliyattan sonra kafatasını kaşındırmalarına neden olduğu için tüm beta iyotları temizlemek için sonunda ekstra bir alkol mendili kullanın.
  3. Küçük makası ve/veya asaları kullanarak, beynin üzerindeki cildi yeniden açın. Kafatasındaki kalıntıları temizlemek için steril tuzlu su veya PBS ile pamuk kullanın. Matkaptan beyaz-sarı bir daire (kontur, Şekil 1B)ve çapak deliği görünür olacaktır. Ölü doku görünmüyorsa, muhtemelen felç oluşmaz. Çapak deliği konturun üzerinde ortalanmazsa, ortalamak için yeniden delin.
  4. Enjeksiyon pompasını farenin üzerine yönlendirin ve 90 ° 'de kilitleyin. Malzemeyi geri yüklemeden önce şırınnayı steril salin veya PBS çözeltisi ile temizleyin.
    1. Temizledikten sonra, cam şırıngayı iğne olmayacak şekilde sökün. Şırınnayı 10 μL hidrojel (veya hücreli veya hücresiz diğer biyomalzemeler) ile 25 μL pozitif deplasman pipet kullanarak geri yükleyin.
    2. Şırınd pistonu kullanarak, jeli şırınnanın önüne kadar itin. Daha sonra şırıngayı yeniden bir araya haline alıp jel iğneden gözle görülür şekilde çilene kadar itmeye devam edin.
  5. Şırındıcı pompanın üzerine yerleştirin. Şırınnanın sığması için pompanın arkasının ayarlanması gerekebilir. Akış hızını 30 μL/dk olarak ayarlayarak bunu yapın, hareket etmesi gereken yöne bağlı olarak Geri Çekme veya Enjekte Et 'i seçin ve başlat'a basın. Pompanın arkası doğru konumdayken Durdur'a vurun.
    1. Şırınnanın güvende olması için pompanın arkasını vidala. Ayarlamalar daha önce yapılmışsa, akış hızının 1 μL/dk olarak ayarlandığını ve enjekte etmek üzere ayarlandığını unutmayın.
  6. Pompayı deliğin üzerine yönlendirmek için x ve y yönünde hareket ettinin. Şırınganın iğnesi deliğin üstüne değene kadar pompayı z yönünde aşağı hareket ettinin.
  7. Dijital ekran konsolundaki z'leri sıfırlayın. Ardından şırınnayı z yönünde 0,750 mm aşağı hareket ettirin. Şırındı bükülürse veya direnç varsa, kafatası ya iyileşir ya da tamamen delinmez ve yeniden delinmesi gerekir.
  8. Hidrojelin 4 - 6 μL'lik kısmını 1 μL/dk hızında enjekte etmek için pompa konsolunda Başlat'a basın.
  9. Jelin çapraz bağlamaya başlamasına izin vermek için pompa enjekte etmeyi durdurduğunda 5 dakikalık bir zamanlayıcı ayarlayın.
  10. 5 dakika sonra, z nob'u çevirerek şırınnayı yavaşça yukarı çekin. Herhangi bir malzemenin yanlışlıkla çekildiğini veya delikten sızdırıp sızmadığını görmek için izleyin. Pompanın kilidini açın ve iğne kafatasından yeterince uzakta olduğunda fareden uzaklaştırın.
  11. Dikinler, cerrahi tutkal veya dikişler kullanarak, başın üzerindeki cildi kapatın. Fareyi temiz kafese yerleştirin ve iyileşmesini gözlemleyin. Farenin anesteziden kurtulması yaklaşık 5 - 10 dakika sürmelidir.

5. Perfüzyon ve numune toplama

  1. Fareyi izofluran kullanarak uyuşturun.
  2. Hayvanı sırtüstü pozisyonda sabitleyin ve karın boşluğunu ortanca bir kesikle açın. İsteğe bağlı olarak, daha az fiksatif ve PBS kullanmak için alçalan abdominal aortu kelepçeleyin.
  3. Diyaframı kesin ve göğüs boşluğunu açmak için göğüs kafesinin kenarlarını yukarı hareket ettirin. Sol ventrikül içine bir perfüzyon kanül yerleştirin ve sağ kulakçıkta bir açıklık kesin. 10-20 mL PBS ile veya sıvı yarı temiz çalışana kadar yavaşça perfüze etmeye başlayın.
  4. Temizlendikten sonra, başka bir 10 - 20 mL için% 4 PFA'ya geçin. Kolların sabitlenerek PFA infüze oldukça kaslanmaları sağlar. Hareket etmeyi bıraktıklarında, 30'luk daha bekle.
  5. Hayvanın kafasını koparın ve kafatasını ortaya çıkarmak için deriyi geri çekin. Künt, ince tokalar kullanarak, beyni açığa çıkarmak için kafatasının parçalarını dikkatlice çıkarın. Kafatasını inme bölgesinin üstünden çıkarırken özel dikkat edilmesi gerekir. Kafatasını kesmeye yardımcı olmak için burada küçük cerrahi makas kullanılabilir. En büyük zorluk, kafatası çıkarılırken jelin kafatasına yapışıp beyinden çıkmasıdır.
  6. Beyin ayrıldıktan sonra, bir gecede % 4 PFA'nın 10 - 15 mL'sine yerleştirin (24 saatten uzun değil).
  7. Ertesi gün beyinleri PFA'dan %30 sakkaroza taşıyın. Beyin dibe battıktan sonra (yaklaşık 2 - 3 gün) kriyoseksiyona hazırdır. Bu noktada depolama için de bırakılabilir.

6. Kriyoseksiyon ve boyama

  1. Beyni sakkarozdan çıkar ve cam bir kaydırağın üzerine yerleştir. Bir aynaya monte edilecek düz bir kısım oluşturmak için beynin arka kısmını jiletle kesin.
    1. En uygun kesme sıcaklığı bileşiği (OCT) bir dollop chuck yerleştirin, ve sonra beyni yerleştirin, düz tarafı aşağı, OCT chuck üzerine.
      NOT: OCT, bölümleme sırasında malzemenin beyinden ayrılmasını önlemeye yardımcı olmak için beyni tamamen kapsayacak şekilde eklenebilir.
  2. 10 jelatin kaplı slayt boyunca 30 μm kalınlığında bölümlerde -20 °C'de bir kriyostat üzerinde beyinleri seri olarak kesin. Hidrojel kaybetmemeyi sağlarken dikkatli olun. Bu kısım zorsa, beynin üstüne jelin üzerine biraz OCT yerleştirin (Şekil 3). Bir sonraki kullanıma kadar -80 °C'de saklayın.
  3. Slaytları -80 °C'den alın ve kurumasını sağlamak için bir boyama tepsisine yerleştirin. Dondurulmamış ancak sadece bölümlenmiş slaytlar da hemen lekelenebilir.
  4. Hidrofobik bir kalem kullanarak, slayttaki beyin dilimlerinin etrafına bir daire çizin. Kurutulur, beyin dilimlerini 1x filtreli PBS ile yeniden sulandırin ve oda sıcaklığında 15 dakika boyunca bir çalkalayıcıya yerleştirin. Bu, 9 - 12 beyin bölümü ile slayt başına yaklaşık 1 mL tampon alır.
  5. Slaytları oda sıcaklığında 5 dakika boyunca 1x filtreli PBS ile yıkayın, üç kez tekrarlayın.
  6. Dansözde oda sıcaklığında %0,01 PBS-Triton X'te %10 eşek serumu ile 30 dakika ile bir saat arasında slaytları engelleyin. Bu, slayt başına yaklaşık 200 μL sürer.
  7. Primer antikoru%10 eşek serumunda% 0.01 PBS-Triton X ile bir gecede 4 °C'de bir çalkalayıcıda kuluçkaya yatırın. Doğru konsantrasyonları belirlemek için önce birincil antikorları test edin. Burada GFAP (1:400), Iba1 (1:250), Glut1 (1:500) (Şekil 4) kullanılmıştır.
  8. Ertesi gün 1x filtreli PBS ile slaytları oda sıcaklığında 5 dakika yıkayın, üç kez tekrarlayın.
  9. %0.01 PBS-Triton X ve DAPI'da %10 eşek serumunda sekonder antikor ile oda sıcaklığında laboratuvar çalkalayıcıda 2 saat kuluçkaya yatırın. 1:1,000 tüm ikinci sınıflar ve DAPI için kullanıldı.
  10. Slaytları 1x filtreli PBS ile 5 dakika yıkayın.
  11. Bölümlerin karanlıkta oda sıcaklığında kurumasını bekleyin. Bu 20 dakika ila 4 saat sürebilir; slaytları bir kurutucuya yerleştirmek işlemi hızlandırabilir.
  12. Artan alkol konsantrasyonlarında (çözelti başına 1 dk) %50, %70, %95, %100 ve %100 dehidrat kayar.
  13. 1 dakika xylene ilk banyosunda yağdan arındırın, sonra 5 dakika xylene ikinci banyo.
  14. Beyin bölümleri ksilen ile ıslanırken slaytları tek tek hızla dışarı çıkarın ve montaj ortamı ekleyin. Üzerine hızlı bir şekilde cam bir kapak kılıfı ekleyin. Görüntüleme için kullanılan slayt ve mikroskop için gereken doğru uzunlukta ve kalınlıkta bir kapak kayması kullanın.
  15. Slaytın ortasından dışa doğru bir hareketle pipet ucuyla hafifçe bastırarak kapak altlığındaki kabarcıklardan kurtulun. DPX'in oda sıcaklığında karanlıkta gece boyunca 4 saat kurumasını bekleyin.
  16. Slaytlara dökülen herhangi bir kurutulmuş montaj ortamını kazımak için bir jilet kullanın. Lens temizleyici ile slaytları silin. Slaytlar artık floresan mikroskopi ile görüntülenebilir.
    NOT: Görüntüleme tamamlanana kadar slaytı karanlıkta veya 4 °C'de saklamak en iyisidir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu yöntemin amacı inmeden sonra beyne biyomalzemelerin nasıl enjekte edildiğini göstermekti. İnme lezyonunun hem boyut hem de mekanda kontrollü bir şekilde yönlendirilmesi için gül bengal ve 520 nm lazerli fototropotik bir model kullanılmıştır. İnmeden beş gün sonra enfarktüs ameliyat sırasında(Şekil 1B)ve TTC ve görüntüleme IHC lekeli slaytlar (Şekil 2)ile görselleştirilebilir. 2x lens ile lazer çapındaki artış, inme lezyonunda 2,5 mm'nin üzerine yayılan görsel...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Burada kolayca tekrarlanabilir, minimal invaziv, kalıcı bir inme modeli gösteriyoruz ve inmeden beş gün sonra enfarktüse nasıl biyomalzeme enjekte edeceğimizi açıklıyoruz. Fototropombotik boya Rose Bengal ve stereotaksik cihaza bağlı 520 nm kolimli lazer kullanımı bize inmeyi farenin motor korteksine gelişmiş hassasiyetle konumlandırma yeteneği verir. İnmeden beş gün sonra, enfarktüsün yeri ışınlamanın merkezinde gözle görülebilir, bregma için 2.0 mm vasat yanal. Hidrojel daha sonra şırınd pompaları kullanılarak strok çe...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar, TS'nin MAP hidrojellerini ticarileştirmeye çalışan Tempo Therapeutics'in kurucusu olduğunu beyan ediyor.

Teşekkürler

Ulusal Sağlık Enstitüleri ve Ulusal Nörolojik Bozukluklar ve İnme Enstitüsü'nü finanse etmek için kabul etmek istiyoruz (R01NS079691).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 10 Normal Keçi SerumuVWR100504-028Tamponu bloke etmek için
2 katlı alkol ön pedi, Steril, OrtaMedlineMDS090735
25uL Hamilton Şırınga 702RN, iğnesizFishcer Scientific14824663Biyomalzemeleri enjekte etmek için kullanılan şırıngalar
25uL Pozitif deplasmanlı pipetGilsonM-25
2x Işın Genişletici, 400-650nmThorlabsGBE02-ALazer ışını genişletici
Ayarlanabilir Sahne PlatformuKopf Instruments901
Anti-Glikoz Taşıyıcı GLUT1 antikoru, tavşanabcamab113435
Anti-Iba1 Antikoru, keçiabcamab5076
BD Vacutainer Safety-Lok Kan Alma Setleri. 25G, 12 "Medsupply367294İçin perfüzyonlar
BKF12- Mat Siyah Alüminyum FolyoThorlabsBKF12Lazer kullanırken yansıtıcı olan her şeyi kaplamak için.
Kemik İris Mini Makas - 3-1 / 2 "Sklar cerrahi aletler64-2035
C57BL / 6 FarelerJackson Laboratuvarı0006648-12 haftalık
Kafes Montajı RobThorlabsER3-P43 "Uzun, çap 6mm, 4 paket - sterotax'a lazer takmak için
Karbon Çelik Çapaklar -0.5mm ÇapGüzel Bilim Araçları19007-05Çapak deliği oluşturmak için
Krom(III) potasyum sülfat dodekahidratVWREM1.01036.0250
Pigtailli lazerler için Kompakt KontrolThorlabsCLD1010LP
Pamuklu ÇubuklarVWR89031-288
CP 25 pipet ucuGilsonF148012
Eşek keçi önleyici IgG H & L (488)abcamab150129
Eşek Anti-tavşan IgG H & L (647)abcamab150075
Eşek Anti-sıçan IgG H & L (555)abcamab150154
EMS DPX MountantElecron Mikroskopi Bilimleri13512Slaytlar için montaj çözümü
EMS Jelatin Tozu Tip A 300 Bloom ElektronMikroskobu Bilimleri16564Jelatin kaplama slaytları için
EMS Paraformaldehit, GranülVWR100504-16245 PFA
ESD yapmak için Worstation kitiElmstatWSKK5324SBLazer
Fiber Tezgah Duvar Plakası, dişsizThorlabsHCA3ihtiyacı Lazeri Kopf miline bağlama ihtiyacı
FiberPortThorlabsPAF-X-5-AFC/APC& APC, f=4,6 mm, 350-700 nm, çap 0,75 mm
İnce Makas - düz/keskin-künt/10cmGüzel Bilim Araçları14028-10
GFAP Antikoru, sıçanThermo Fisher Scientific13-0300
Isıtma PlakasıKopf InstrumentsHP-4M
ImmEdge Hidrofobik Bariyer KalemVektör LaboratuvarlarıH-4000Boyama slaytları için
IMPAC 6 Entegre Çok Hastalı Anestezi MerkeziVetEquip901808
İyot Hazırlama PedleriMedx EsnekMED MDS093917H
Jewlers Forseps #5GFS kimyasalları46085
Lazer Güvenlik GözlükleriThorlabsLG10BAmber Lensler, %35 Görünür ışık (google'ın sürümleri de mevcuttur)
M27-1084 Güçlü LED Çift KazBoynu Birleşik KapsamLED-11C
Tıbbi USP Sınıfı OksijenHava GazıOX USP250
Miltex Adson Pansuman Forseps, Disecting dereceliIntefra MiltexV96-118
Mini Kordon / Kablosuz Küçük Hayvan DüzelticiHarvard aparatus72-6110
Mini pompa değişken akışThomas Scientific70730-064Perfüzyon pompası
Fare Beyni Matrisler, Koronal Dilimler, 1mmKent ScientificRBMA-200cTTC dilimleri için
Fare Gazı Anethesia Kafa TutucuKopf Instruments923-B
Nanojet Kontrol KutusuChemyx10050
Nanojet pompa başlığıChemxy10051etmek için stereotaksik cihaza takın
Yırtılmayan kulak çubukları 60 &Kopf Instruments922
PBS tampon pH 7.4VWR97062 338
Pigtaled lazer 520 nm, 100mW, 5G PinThorlabsLP520-MF100
Pozitif şarjlı cam slaytlarHaretaAHS90-WH
Güç enerjisi ölçerThorlabsPM100DmW lazer çıkışınızı ölçmek için kullanılır
Puralube Vet MerhemDr. Foster Smith9N-76855
Rektal Prob Farekopf AletleriRet-3-ISO
Gül Bengal Boyası %95Sigma-Aldrich330000-5G
Şaft Modifiye 8-32 dişli delik 1/2" derinlikKopf Instruments1770-02Lazeri sterotaksik cihaza bağlamak için
İnce fotodiyot güç sensörüThorlabsS130VCGüç enerjisi ile kullanılır metre
SM1-Threaed 30 mm Kafes Plakası 0.35 "kalınlığında 2 TutmaThorlabsCP02Lazer genişletici
Sol-M U-100'ü bağlamak için 1/2 birim işaretli insuline şırınga 0.5 mLVWR10002-726Gül bengal enjekte etmek için
StainTray Slayt Boyama SistemiSimport ScientificM920-2Boyama slaytları için
Sterotaxic cihazıKopf Instruments940Küçük Hayvan Stereotaksik Alet
Öğrenci Adson Forseps -1x2 dişGüzel Bilim Araçları91127-12
Öğrenci İnce Forseps - düz / geniş ShanksGüzel Bilim Araçları91113-10
Sıcaklık Kontrol CihazıKopf InstrumentsTCAT-2LV
Doku-Tek OCT bileşiğiVWR25608-930
Triton X-100VWR97063-864
Üst Braket KelepçesiKopf Instruments1770-cLazeri sterotaksik cihaza bağlamak için
Vetbond Doku Yapıştırıcı 3mLSanta Cruz Biyoteknolojisc-361931
Vogue Profesyonel ManikürcüBargin Source6400Çapaklar İçin
VWR Boncuk Sterilizatörleri VWR75999-328
Doku Tek OCT bileşikSakura4583Doku gömme için
Cihazı kurulum Biyomateryal İğnesi RN 30G PT STY 3, 0.5 inç Fishcer Scientific enjekte NC9459562

Kaynaklar

  1. National Center for Health Statistics. Health, United States, 2015: With Special Feature on Racial and Ethnic Health Disparities. , U.S. Department of Health and Human Services. Hyattsville, MD. No. 2016-123 (2016).
  2. Benjamin, E. J., et al. Heart disease and stroke statistics-2017 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 135 (10), 229(2017).
  3. Rosamond, W., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2007 update: a report from the American Heart Association Statistics Committee and Stroke Statistics Subcommittee. Circulation. 115 (5), 69(2017).
  4. Ovbiagele, B., et al. Forecasting the future of stroke in the united states: A policy statement from the American heart association and American stroke association. Stroke. 44 (8), 2361-2375 (2013).
  5. Carmichael, S. T. Themes and strategies for studying the biology of stroke recovery in the poststroke epoch. Stroke. 39 (4), (2008).
  6. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx: the journal of the American Society for Experimental NeuroTherapeutics. 2 (3), (2005).
  7. Qin, L., et al. An adaptive role for BDNF Val66Met polymorphism in motor recovery in chronic stroke. Journal of Neuroscience. 34 (7), 2493-2502 (2014).
  8. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinshnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).
  9. Talley Watts, L., Zheng, W., Garling, R. J., Frohlich, V. C., Lechleiter, J. D. Rose Bengal Photothrombosis by Confocal Optical Imaging In Vivo: A Model of Single Vessel Stroke. Journal of Visualized Experiments. (100), e52794(2015).
  10. Tuladhar, A., Payne, S. L., Scoichet, M. S. Harnessing the potential of biomaterials for brain repair after stroke. Frontiers. 5, 14(2018).
  11. Nih, L. R., Sideris, E., Carmicahel, S. T., Segura, T. Injection of microporous annealing particle (MAP) hydrogels in the stoke cavity reduces gliosis and inflammation and promotes NPC migration to the lesion. Advance Materials. 29 (32), (2017).
  12. Nih, L. R., Gojgini, S., Carmichael, S. T., Segura, T. Duel-function injectable angiogenic biomaterial for the repair of brain tissue following stroke. Nature Materials. 17, 642-651 (2018).
  13. Cook, D. J., et al. Hydrogel-delivered brain-derived neurotrophic factor promotes tissue repair and recovery after stroke. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 37, 1030-1045 (2017).
  14. Lam, J., Lowry, W. E., Carmichael, S. T., Segura, T. Delivery of iPS-NPCs to the stroke cavity within a hyaluronic acid matrix promotes the differentiation of transplanted cells. Advance Functional Materials. 24, 7053-7062 (2015).
  15. Nih, L. R., et al. Engineered HA hydrogel for stem cell transplantation in the brain: Biocompatibility data using a design of experiment approach. Data in Brief. 10, 202-209 (2016).
  16. Carmichael, S. T. The 3 Rs of Stroke Biology: Radial, Relayed, and Regenerative. Neurotherapeutics. 13, 348-359 (2016).
  17. Caicco, M. J., Cooke, M. J., Wang, Y., Tuladhar, A., Morshead, C. M., Shoichet, M. S. A hydrogel composite system for sustained epi-cortical delivery of Cyclosporin A to the brain for treatment of stroke. Journal of Controlled Release. 166 (3), 197-202 (2013).
  18. Moshayedi, P., et al. Systematic optimization of an engineered hydrogel allows for selective control of human neural stem cell survival and differentiation after transplantation in the stroke brain. Biomaterials. 105, 145-155 (2016).
  19. Lu, H., et al. Hemodynamic effects of intraoperative anesthetics administration in photothrombotic stroke model: a study using laser speckle imaging. BMC Neuroscience. 18 (10), (2017).
  20. Wiersma, A. M., Winship, I. R. Induction of Photothrombotic Stroke in the Sensorimotor Cortex of Rats and Preparation of Tissue for Analysis of Stroke Volume and Topographical Cortical Localization of Ischemic Infarct. Bio-protocol. 8 (10), (2018).
  21. Liang, H., et al. Region-specific and activity-dependent regulation of SVZ neurogenesis and recovery after stroke. PNAS. 116 (27), 13621-13630 (2019).
  22. Payne, S. L., Anandakumaran, P. N., Varga, B. V., Morshead, C. M., Nagy, A., Shoichet, M. S. In vitro maturation of human iPSC-derived neuroepithelial cells influences transplant survival in the stroke-injured rat brain. Tissue Engineering Part A. 24, 351-360 (2018).
  23. Lee, I. H., et al. Delayed epidural transplantation of human induced pluripotent stem cell-derived neural progenitors enhances functional recovery after stroke. Science Reports. 7, 1943(2017).
  24. Somaa, F. A., et al. Peptide-based scaffolds support human cortical progenitor graft integration to reduce atrophy and promote functional repair in a model of stroke. Cell Reports. 20, 1964-1977 (2017).
  25. Griffin, D. R., Weaver, W. M., Scumpia, P., Di Carlo, D., Segura, T. Accelerated wound healing by injectable microporous gel scaffolds assembled from annealed building blocks. Nature Materials. 14 (7), 737-744 (2016).
  26. Sideris, E. Y., Aaron, C. J., Carmichael, S. T., Segura, T. Hyaluronic acid particle hydrogels decrease cerebral atrophy and promote pro-reparative astrocyte/axonal infiltration in the core after ischemic stroke. bioRxiv. , (2019).
  27. Yu, H., et al. Combinated Transplantation of Neural Stem Cells and Collagen Type I Promote Functional Recovery After Cerebral Ischemia in Rats. The Anatomical Record. 293 (5), 911-917 (2010).
  28. Jin, K., et al. Transplantation of Human Neural Precursor Cells in Matrigel Scaffolding Improves Outcome from Focal Cerebral Ischemia after Delayed Postischemic Treatment in Rats. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 30 (3), 534-544 (2009).
  29. Gelderblom, M., et al. Temporal and spatial dynamics of cerebral immune cell accumulation in stroke. Stroke. 40 (5), 1849-1857 (2009).
  30. Wei, L., Erinjeri, J. P., Rovainen, C. M., Woolsey, T. A. Collateral growth and angiogenesis around cortical stroke. Stroke. 32 (9), 2179-2184 (2001).
  31. Zhang, R., et al. Activated Neural Stem Cells Contribute to Stroke-Induced Neurogenesis and Neuroblast Migration toward the Infarct Boundary in Adult Rats. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 24 (4), 441-448 (2004).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Fototrombrotik İnme ModeliBeyin Enjeksiyon Protokolüİnme Çekirdeği HedeflemeKemirgen İskemik İnmeBiyomalzeme İletim SistemiBeyin Dokusu KriyoseksiyonuKök Hücre Birlikte İletimiAkış Sitometrisi AnaliziDavranışsal İyileşme Değerlendirmesi
İnme Sonrası Beyne Hidrojel Biyomalzeme İskelelerinin Enjeksiyonu
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.