Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Akut Solunum Sıkıntısı Sendromunun Porcine Modelinde Yoğun Bakım Ünitesi Tipi Cihazla Halojenli Ajan Doğumu

2.7K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/61644

⸱

24 Eylül 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Perioperative Medicine, CHU Clermont-Ferrand, 2GReD, CNRS, INSERM, Université Clermont Auvergne, 3GRC 29, AP-HP, DMU DREAM, Department of Anesthesiology and Critical Care, Pitié-Salpêtrière Hospital, Sorbonne University, 4Department of Biochemistry and Molecular Genetics, CHU Clermont-Ferrand, 5Division of Allergy, Pulmonary, and Critical Care Medicine, Vanderbilt University Medical Center

Bu makalede

Özet

Solunan yoğun bakım sedasyonu için kullanılan bir cihaz aracılığıyla halojenli ajanlar, izofluran ve sevofluran ile sedasyon alan domuz yavrularında hidroklorik asit kaynaklı akut solunum sıkıntısı sendromu (ARDS) modelini tarif ediyoruz. Bu model, halojenli ajanların akciğer yaralanması ve onarımı üzerindeki biyolojik mekanizmalarını araştırmak için kullanılabilir.

Özet

Akut solunum sıkıntısı sendromu (ARDS), kritik durumdaki hastalarda hipoksimik solunum yetmezliği ve ölümün yaygın bir nedenidir ve etkili tedaviler bulmak için acil bir ihtiyaç vardır. Preklinik çalışmalar, solunan halojenli ajanların ARDS'nin hayvan modellerinde yararlı etkileri olabileceğini göstermiştir. Modern yoğun bakım ünitesi (yoğun bakım) ventilatörleri kullanılarak halojenli ajanların uygulanması için yeni cihazların geliştirilmesi, halojenli ajanların yoğun bakım hastalarına dağıtılmasını önemli ölçüde basitleştirmiştir. Önceki deneysel ve klinik araştırmalar, ARDS sırasında yaygın alveolar hasarın iki patofizyolojik simgesi olan akciğer alveyolar epitel hasarı ve iltihabı için sevofluran veya izofluran gibi halojenli uçucu maddelerin potansiyel faydalarını önerdiğinden, halojenli ajanların akciğer hasarı ve onarımı üzerindeki etkilerinin mekanizmalarını anlamak için bir hayvan modeli tasarladık. Genel anestezi, trakeal entübasyon ve mekanik ventilasyonun başlatılmasından sonra, hidroklorik asidin intratrakial aşılaması yoluyla domuz yavrularında ARDS indüklendi. Daha sonra, domuz yavruları yoğun bakım tipi bir cihaz kullanılarak solunan sevofluran veya izofluran ile yatıştırıldı ve hayvanlar 4 saatlik bir süre boyunca akciğer koruyucu mekanik havalandırma ile havalandırıldı. Çalışma süresi boyunca arteriyel oksijenasyonu, alveoler-kılcal zarın geçirgenliğini, alveolar sıvı klirensini ve akciğer iltihabını değerlendirmek için kan ve alveolar örnekler toplandı. Deney boyunca mekanik havalandırma parametreleri de toplandı. Bu model, değiştirilmiş alveoler-kılcal geçirgenlik ile arteriyel oksijenasyonda belirgin bir azalmaya neden olsa da, tekrarlanabilir ve hızlı bir başlangıç, zaman içinde iyi stabilite ve ölümcül komplikasyonlar ile karakterizedir.

Klinik ARDS'nin fizyolojik, biyolojik ve patolojik özelliklerinin çoğunu yeniden üreten bir asit aspirasyonu modeli geliştirdik ve solunan yoğun bakım sedasyonu için kullanılan cihazlar aracılığıyla teslim edilen halojenli ajanların potansiyel akciğer koruyucu etkilerini daha iyi anlamamıza yardımcı olacaktır.

Giriş

Akut solunum sıkıntısı sendromu (ARDS), kritik durumdaki hastalarda hipoksimik solunum yetmezliği ve ölümün yaygın bir nedenidir1. Hem yaygın alveolar epitel hem de endotel yaralanmaları ile karakterizedir, bu da geçirgenliğin ve pulmoner ödemin artmasına, alveolar sıvı boşluğunda (AFC) ve kötüleşen solunum sıkıntısı2 .'yeyol açan. Alveolar ödem ve ARDS'den iyileşmenin emiliminin bozulmaması için alveoller yoluyla epitel sıvı taşınması gerekir, bu da AFC'yi geliştiren bir tedavinin yararlı olabileceğini düşündürür3,4. Akciğer koruyucu ventilasyon ve intravenöz sıvı tedavisi için kısıtlayıcı bir strateji sonuçları iyileştirmede yararlı olduğunu kanıtlamış olsa da2,5, hala yüksek mortalite ve morbidite ile ilişkilidir6. Bu nedenle, sendrom için etkili tedaviler geliştirmek ve bu tür tedavilerin işe yarayabileceği kesin mekanizmaları daha iyi anlamak için acil bir ihtiyaç vardır.

Izofluran veya sevofluran gibi halojenli anestezikler ameliyathanede genel anestezi için yaygın olarak kullanılmaktadır. Sevoflurane, göğüs cerrahisi uygulanan hastaların akciğerlerinde iltihaplanma azalması ve ARDS7gibi ameliyat sonrası akciğer komplikasyonlarında azalma ile ilişkilidir. Kalp cerrahisi sonrası hastaların meta-analizinde de benzer sonuçlar bulunmuştur8. Halojenli uçucular ayrıca bronkodilatör etkiye sahiptir9,10 ve belki de kalp 8 , 11 ve böbrekler12,13 ,14gibi birkaç organı koruyan bazı özellikler. Son zamanlarda, yoğun bakım ünitesinde (yoğun bakım) yatıştırıcı olarak solunan anesteziklerin klinik kullanımına olan ilgi artmaktadır. Hem hayvan hem de insan çalışmaları karaciğerin uzun süreli iskemisinden önce halojenli ajanlarla ön tedavinin koruyucu etkilerini destekler15, beyin16veya kalp11. Halojenli ajanlar ayrıca, dokularda az birikme nedeniyle hızlı bir etki başlangıcı ve hızlı ofset de dahil olmak üzere kritik durumdaki hastaların sedasyonu için diğer intravenöz ajanlara göre potansiyel farmakokinetik ve farmakodinamik avantajlara sahiptir. Solunan halojenli ajanlar, kalp cerrahisi uygulanan hastalarda intravenöz sedasyon ile karşılaştırıldığında entübasyon sürelerini azaltır17. Çeşitli çalışmalar yoğun bakım hastalarının sedasyonunda halojenli ajanların güvenliğini ve etkinliğini destekler18,19,20. ARDS'nin deneysel modellerinde, solunan sevofluran gaz değişimini geliştirir21,22, alveoler ödemiazaltır 21,22ve hem pulmoner hem de sistemik iltihabı azaltır23. Isoflurane ayrıca, alveolar-kılcal bariyerin bütünlüğünü koruyarak, muhtemelen anahtar sıkı bir kavşak proteini24 , 25,26'nınifadesini modüle ederek yaralanmadan sonra akciğer onarımını iyileştirmez. Ek olarak, isofluran ile kültürlenmiş ve tedavi edilen fare makrofajları nötrofiller üzerinde izofluran27ile tedavi edilmeyen makrofajlardan daha iyi fagositik etkilere sahipti.

Bununla birlikte, uçucu anesteziklerin akciğer koruyucu özelliklerini oluşturan kesin biyolojik yollar ve mekanizmalar bugüne kadar büyük ölçüde bilinmemektedir ve daha fazla araştırma gerektirir18. Sevoflurane'nin akciğer hasarı üzerindeki kesin etkilerini araştırmak ve deneysel kanıtların hastalara çevrilip çevrilmediğini doğrulamak için ek çalışmalar da garanti edilmektedir. Ekibimizden yapılan ilk randomize kontrol çalışması, ARDS'li hastalarda solunan sevofluranenin tedavisinin, ileri gligasyon uç ürünleri (sRAGE) için plazma ve alveolar çözünür reseptörler tarafından değerlendirildiği gibi, oksijenasyon iyileşmesi ve hem pro-enflamatuar sitokinlerin hem de akciğer epitel yaralanma belirteçlerinin seviyelerinin azalması ile ilişkili olduğunu buldu28 . SRAGE artık alveolar tip 1 hücre yaralanmasının bir belirteci ve alveolar iltihabın önemli bir aracısı olarak kabul edilir, bu sonuçlar sevoflurane'nin akciğer alveoler epitel yaralanması21,29,30üzerinde bazı yararlı etkileri olduğunu düşündürebilir.

Solunan yoğun bakım sedasyonu için halojenli ajanların kullanılması için uzun zamandır ameliyathane anestezi ventilatörleri ve gaz buharlaştırıcıların yoğun bakıma alınması gerekmektedir. O zamandan beri, modern kritik bakım ventilatörleri ile kullanıma uygun anestezik reflektörler, yoğun bakım31'deözel kullanım için geliştirilmiştir. Bu cihazlar, solunum devresinin Y parçası ile endotrakeal tüp arasına yerleştirilmiş modifiye ısı ve nem değişim filtrelerine sahiptir. Halojenli ajanların kullanılmasına izin verirler, izofluran ve sevofluran en sık kullanılandır ve belirli bir şırıng pompası tarafından teslim edilen bir sıvı maddenin serbest bırakıldığı gözenekli bir polipropilen evaporatör çubuğundan oluşurlar. Halojenli ajan, cihazın içerdiği yansıtıcı bir ortam tarafından sona erme sırasında emilir ve bir sonraki ilham sırasında serbest bırakılır ve süresi dolan halojenli ajanın yaklaşık% 90'ının devridaimine izin verir31,32. Son zamanlarda, cihazın minyatürleştirilmiş bir versiyonu 50 mL'lik bir enstrümantal ölü alanla geliştirildi, bu da ARDS hastalarında ultra koruyucu ventilasyon sırasında kullanım için daha da uygun hale getirdi, 200 mL31kadar düşük gelgit hacimleri . Böyle minyatürleştirilmiş bir cihaz, ARDS'nin deneysel bir domuz yavrusu modelinde hiç çalışılmamıştır.

Önceki araştırmalar ARDS sırasında akciğer alveolar inflamasyonu ve yaralanmasında halojenli uçucuların umut verici rollerini desteklediğinden, halojenli ajanların akciğer hasarı üzerindeki etkilerinin mekanizmalarının çevirisel bir anlayışını elde etmek için deneysel bir hayvan modeli tasarladık ve33 , 34,35. Bu çalışmada, bir ICU tipi cihaz olan anestezik koruma cihazının minyatürleştirilmiş versiyonu kullanılarak solunan sedasyonun teslim edilebildiği domuz yavrularında hidroklorik asit (HCl) kaynaklı ARDS modeli geliştirdik. ARDS'nin bu büyük hayvan modeli, solunan halojenli ajanların potansiyel akciğer koruyucu etkilerini daha iyi anlamamızı sağlamak için kullanılabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Çalışma protokolü, preclinicaltrials.eu'a(Klinik öncesi kayıt tanımlayıcısı PCTE0000129) kaydedilmeden önce Fransız Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche Hayvan Etik Komitesi (onay numarası 01505.03) tarafından onaylandı. Tüm prosedürler Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, Fransa'da Hayvan Araştırmaları: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE) yönergelerine uygun olarakgerçekleştirildi 36.

1. Hayvan hazırlama ve anestezi

  1. Domuz yavrusu modu
    1. Deneysel protokolün, 3R ilkeleri (değiştirme, azaltma ve iyileştirme) ve ulusal/uluslararası düzenlemeler de dahil olmak üzere hayvan deneyleri yönergeleriyle tutarlı olduğundan emin olun.
    2. Protokole başlamadan önce ilgili kurumda deney hayvanlarının bakımı ve kullanımı için etik kuruldan onay alın.
    3. Erkek beyaz landrace domuz yavrusu kullanın (2-4 aylık; 10-15 kg ağırlığında).
    4. Domuz yavrularını intramüsküler azaperon kullanarak premedikasyondan sonra supine pozisyonuna yerleştirin (1.2.2'de açıklanmıştır).
  2. Anestezi indüksiyonu
    1. Suya ücretsiz erişime izin verirken hayvanların bir gece boyunca yiyecek bulundurmasını kısıtlayın.
    2. Kulağın arkasında kas içi azaperon (2 mg.kg-1)kullanarak domuz yavrusuna anksiyylitik premedikasyon uygular.
    3. Medial ve lateral aturiküler damarı tanımlamak için domuz yavrusunun auriküler tabanının yumuşak dokularına bir parmak basıncı uygulayın.
    4. Domuz yavrusu medial veya lateral auriküler damarına periferik intravenöz 22 G kateter yerleştirin. Kateterle cilt boyunca 45° sığ bir açıyla takip edin ve kateterden kan görünene kadar ilerleyin.
    5. İntravenöz propofol (3 mg.kg-1)ve sufentanil (0.3 μ g.kg-1) ile genel anesteziyeneden olur 37. Pedal refleksine yanıt vermeyerek anestezinin derinliğini kontrol edin.
  3. Trakeal entübasyon38,39
    1. Laringoskopu 4 numara düz Miller laringoskop bıçağı kullanarak hazırlayın.
    2. Laringoskopu farengeal boşluğa geçirin ve dili laringoskop bıçağıyla bastırın, epiglottileri görünür hale getirin.
    3. Orotrakeal entübasyondan önce domuz yavrusunun larenks açıklığı görselleştirin.
    4. 6 mm iç çaplı manşetli endotrakeal tüp takın.
    5. Endotrakeal tüp manşetini şişirerek 20–30 cmH2O civarında bir manşet basıncına ulaşın.
    6. Endotrakeal tüpü mikropore cerrahi bantla domuz yavrusunun burnuna sabitleyin.
    7. Ventilatöre bağlanın ve bölüm 3'te açıklanan ayarları izleyerek mekanik havalandırmayı başlatın.
  4. Sedasyon bakımı
    1. Asit kaynaklı akciğer hasarından önce propofol (5 mg.kg -1 .h-1)sürekli intravenöz infüzyonu ile anesteziyi koruyun. Halojenli ajanlar başladığında propofol infüzyonu durdurulacaktır.
    2. Ağrı yönetimi için sürekli intravenöz remifentanil infüzyonu (10–20 μ g.kg−1.h−1 = 0,15–0,33 μ g.kg−1,dk−1)ekleyin.
    3. Nöromüsküler bir blokaj için sürekli intravenöz cisatracurium infüzyonu(0.2 mg.kg -1.h-1)ekleyin.
    4. Domuz yavrusu vücut sıcaklığını ılık battaniyeler kullanarak yaklaşık 38 °C'de tutun.
    5. Harici bir monitör kullanarak elektrokardiyogram aktivitesini, periferik oksijen doygunluğunu (SpO2)ve arteriyel basıncı sürekli izleyin.
  5. Ameliyat
    1. 3 lümenli kateter (7 Fransızca, 16 cm) takmak için sağ iç juguler damarın cerrahi maruziyetini ve Seldinger yöntemini kullanarak merkezi venöz erişim ekleyin.
      1. Boynun ventral yönünde, nefes borusundan 2 cm yanal olmak üzere bir kese orta çizgi kesisi yapın. Dokuları parçalamak için cerrahi tokmaklar kullanın.
      2. İç juguler damarı lokalize edin (yaklaşık 1-2 cm derinliğinde, iç şahdamarına yanal) ve iğneyi (18 G, 6,35 cm) kullanarak kraniosaudal yön yönlendirmeli bir delinme yapın.
      3. Elle, "J" kılavuz telini (0,81 mm çapında, 60 cm) iğneden geçirin. İğneyi yavaşça çıkarın ve "J" kılavuz tel boyunca iç juguler damara üç çizgili bir venöz kateteri hızla yerleştirin. Venöz kateteri yerinde tutarken "J" kılavuz telini çıkarın.
      4. Havayı farklı çizgilerden çıkarmak için venöz kateterin her satırından kan apire edin ve üç hattı durulamak için 5 mL tuzlu su çözeltisi (% 0.9 NaCl) ile yıkayın.
      5. Sürekli Lembert desenini takiben cildi 3.0 emilemez dikiş ipliği ile dikin ve merkezi venöz kateterin her yanal perforasyonunda tek bir dikiş ve üçlü düğüm ile kateteri cilde sabitle.
    2. Sağ femoral arterin cerrahi maruziyeti yoluyla bir arter hattı yerleştirin ve termodilüyon kateterini (3-5 Fransızca, 20 cm) yerleştirmek için Seldinger yöntemini kullanın.
      1. Domuz yavrusunun sağ ön ayak kısmını uzatmaya yerleştirin.
      2. Domuz yavrusu sağ kasık bölgesinde bir kese kesi yapın. Deri altı ve kas dokularını parçalamak için cerrahi tokmaklar kullanın.
      3. Femoral nabzı (yaklaşık 3-4 cm derinliğinde) palpe ederek sağ uyluk atardamarını lokalize edin ve iğneyi (19 G, 54 mm) kullanarak kaudokranial yön yönelimli bir delinme yapın.
      4. "J" kılavuz telini iğneden geçirin. İğneyi yavaşça çıkarın ve kılavuz tel boyunca femoral artere hızlı bir şekilde bir arter kateteri yerleştirin. Kateteri yerinde tutarken kılavuz teli çıkarın.
      5. Havayı arteriyel kateterden çıkarın ve hattı durulamak için tuzlu su çözeltisi ile yıkayın.
      6. Sürekli Lembert desenini takiben 3.0 emilemez dikiş ipliği ile cildi dikin ve kateteri tek bir dikiş ve arteriyel kateterin her yanal delinmesinde üçlü düğümlerle cilde sabitle.
      7. Seri kan örneklerinin alınmasına ve sürekli hemodinamik izlemeye (arteriyel basınç, kardiyak indeks ve vücut ağırlığına indekslenmiş olarak ekstravasküler akciğer suyu) bir darbe konturu kardiyak çıkış monitörü cihazı ile izin vermek için kateteri arteriyel hat borularına takın.

2. Asit kaynaklı akut akciğer yaralanması

DİkKAT: Asidin cilde veya gözlere temas etme riskini önlemek için bu adım sırasında eldiven ve gözlük kullanın)

  1. 0,05 M ve pH 1,4'te 100 mL HCl yapın.
  2. Sternumun son bölümünün anatomik dönüm noktasını kullanarak, endotrakeal tüpün ucu ile domuz yavrusunun karinası arasındaki mesafeyi ölçün.
  3. Ch14 emiş kateterinde siyah bir kalemle bu mesafeyi işaretleyin.
  4. Emiş kateterini endotrakeal tüpten siyah simge yapıya kadar yerleştirin.
  5. Emme kateterinden 3 dakikadan fazla 4 mL.kg-1 (vücut ağırlığı) asit aşılayın.
  6. Emme kateterini çıkarın.

3. Mekanik havalandırma

  1. Yoğun bakım ventilatöründe hacim kontrollü ventilasyon kullanın.
  2. 6 mL.kg-1gelgit hacmi , 5 cmH2O pozitif uç ekspiratuar basınç (PEEP) ve% 40'lık ilham verici bir oksijen fraksiyonu (FiO2)kullanın.
  3. 35 ila 45 mmHg arasındaki son gelgit karbondioksitini korumak için solunum hızını ayarlayın.
    NOT: Önceki çalışmalara dayanarak37,40,41, akciğer hasarı arteriyel oksijen gerilimi (PaO2)-to-FiO 2 oranı taban çizgisine göre%25'e düştüğünde, hava yolu HCl aşılamasından yaklaşık 1 saat sonra tespit edilir.

4. Halojenli anestezikler

NOT: Asit kaynaklı akciğer hasarı elde edildikten sonra halojenli anestezikler (sevofluran veya izofluran) kullanarak sedasyona başlayın. Propofol kullanılarak intravenöz sedasyon daha sonra kesilmelidir.

  1. Şırınnanın doldurulması (Şekil 1A): Üretici tarafından sağlanan dolum adaptörünü halojenli ajanın 250 mL şişesine ve 60 mL şırınna dolum adaptörüne takın. Şişeyi ters çevirin ve pistonu iterek ve çekerek şırınnayı doldurun. Şişeyi dik çevirin ve şırınnayı çıkarın.
  2. Atma ( Şekil1B)
    1. Halojenli hidrokarbon anestezik gazları gidermek için kullanılan kömür filtresini solunum cihazına yakın bir yere yerleştirin.
    2. Koruyucu kapağı kömür filtresinden çıkarın.
    3. Kömür filtresini, esnek bir tüple ventilatörün ekspiratör vanasına bağlayın.
  3. Anestezik koruma cihazını (solunan yoğun bakım sedasyonu için kullanılan cihaz) (Şekil 1C) aşağıda açıklandığı gibi kullanın.
    1. İyonomer membran kurutucu hattını anestezik koruma cihazının gaz örnekleme portuna bağlayın.
    2. Gaz örnekleme hattının bir tarafını iyonomer membran kurutucu hattına bağlayın.
    3. Gaz örnekleme hattının diğer tarafını gaz analizörüne bağlayın.
    4. Anestezik koruma cihazını solunum devresinin Y parçası ile endotrakeal tüp arasına yerleştirin.
    5. Anestezik koruma cihazının siyah tarafının yukarıda olduğundan ve domuz yavrusuna doğru eğimli olduğundan emin olun.
  4. Anestezik koruma cihazı aracılığıyla solunan sedasyon sunun (Şekil 2).
    1. Özel şırındıcı şırınna pompasına yerleştirin.
    2. Anestezik ajan hattını şırınna bağlayın.
    3. Ajan hattını, halojenli ajanın 1,5 mL'lik bir bolusu ile astarla.
    4. mL.h-1'deki ilk pompa oranını (isoflurane ve sevoflurane'nin ilk şırıngır pompa oranı ayarları sırasıyla 3 ve 5 mL /s'dir) hedeflenen süresi dolmuş sevofluran fraksiyonu (FEsevo) veya süresi dolmuş izofluran fraksiyonu (FEiso) değerine, gaz analizöründe gösterildiği gibi uyarlayın.
    5. Gaz analizörünün sıfırdan büyük bir FEsevo %–FEiso % veya eşdeğer minimum alveolar konsantrasyon değeri görüntülediğinden emin olun. Gerekirse, halojenli maddenin 0,3 mL'lik ek bir bolus verin.
    6. Dakika hacmine ve hedeflenen konsantrasyona bağlı olarak belirli bir konsantrasyona ulaşmak için gerekli şırıngır pompa oranını uyarlamak, genel olarak, isoflurane 42 ve sevoflurane 28 , 43 için% 0.2–% 0.7 ve% 0.5 - 1.4' lük süresi dolmuş fraksiyonlarla ilişkili olan 2–7 mL.h-1 ve4–10mL.h -1oranları ile.
    7. Deney sırasında, halojenli ajanların sırasıyla 0.8–1.1 ve 0.5-0.8 hedefleri ileFE sevo ve FEiso hedefleri ile yönetimine devam edin.

5. Ölçümler

  1. Izleme
    1. Harici monitör tarafından ölçülen farklı parametreleri toplayın: kalp atış hızı, kan basıncı ve periferik oksijen doygunluğu.
    2. Ventilatör tarafından ölçülen parametreleri kaydedin: gelgit hacmi, solunum hızı, set PEEP, otomatik PEEP (ventilatöre 5 sn ekspir tutma manevrası uygulayarak), solunum sisteminin uyumu, hava yolu direnci, inspiratuar plato basıncı (ventilatöre 2 sn'lik bir inspiratör tutma manevrası uygulayarak), en yüksek inspiratuar basınç ve sürüş basıncı.
    3. Ventilatöre entegre edilmişse Azot Yıkama Girişi/Yıkama yöntemini kullanarak akciğer fonksiyonel artık kapasitesini hesaplayın.
    4. Akciğerlerin ekstravasküler su hacmini, kardiyak indeksi ve sistemik vasküler direnci ölçmek için daha önce femoral artere yerleştirilen termal göstergeyi kullanın.
  2. Net AFC oranını ölçmek için seyreltilmemiş pulmoner ödem sıvısı örneklemesi.
    1. Endotrakeal tüpten distal bronşlarda sıkışmış bir konuma yumuşak bir 14 Fr emiş kateteri yerleştirin.
    2. Hafif emiş uygulayarak ödem sıvısını bir emme tuzağına örnekle.
    3. Tüm numuneleri 4 °C'de 240 x g'da, soğutmalı bir santrifüjde 10 dakika santrifüj edin.
    4. Süpernatantları toplayın.
      NOT: Seyreltilmemiş pulmoner ödem sıvısında toplam protein konsantrasyonu kolorimetrik bir yöntemle ölçülür. Ödem sıvısının alveolar alandan alınma oranı protein alma oranından çok daha hızlı olduğundan, net AFC oranı Yüzde AFC = 100 × [1 - (ilk ödem proteini/nihai ödem toplam proteini)] olarak hesaplandı ve daha sonra %/h37olarak bildirildi. Seyreltilmemiş pulmoner ödem sıvısı örnekleri, daha önce açıklandığı gibi, hayvanlardan taban çizgisi ve 4 saat sonra toplanır34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini bronkoalveolar lavaj örneklemesi.
    1. Endotrakeal tüpten distal bir bronşta sıkışmış bir konuma yumuşak bir 14 Fr emiş kateteri yerleştirin.
    2. Emme kateterine% 0.9 sodyum klorür çözeltisinin 50 mL'sini aşıla.
    3. Sıvıyı derhal bir emme tuzağına örnekle.
    4. Mini bronkoalveolar lavajı toplayın.
      NOT: Mini BAL'daki toplam protein konsantrasyonu kolorimetrik bir yöntemle ölçülür ve örneğin TNF-α, IL-6, IL-1β ve IL-18 gibi proinflamatuar sitokin seviyeleri multipleks immünoassay yöntemi kullanılarak ölçülür. Asit kaynaklı akciğer hasarından 4 saat sonra numuneler toplanır.
  4. Kan gazı analizi
    1. Arteriyel kan gazlarını arteriyel çizgiden 3 mL BD Preset şırınna ile BD Luer-Lok ucu taban çizgisinde toplayın. Hemen bir bakım noktası kan gazı analizörü kullanarakPaO2 /FiO2 , PaCO2, pH, serum laktat ve serum kreatinin ölçün.
    2. Asit aşılamadan sonra 4 saat boyunca bu adımı her saat tekrarlayın.
  5. Akciğer örneklemesi
    1. Deneyin sonunda (asit kaynaklı akciğer hasarından 4 saat sonra) domuz yavrularını intravenöz pentobarbital(150 mg.kg -1)enjeksiyonu ile kurban edin.
    2. Tüm akciğerleri parçalara ayrıştırın ve çıkarın. Alkol acetified formalin ile düzeltin.
    3. Parafin içine gömün ve 10 μm kalınlığında dilimleyin.
    4. Hematoksilin ve eozin ile leke.
      NOT: Akciğer hasarının histolojik kanıtları standartlaştırılmış histoloji yaralanma skoru50kullanılarak değerlendirilebilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu deney için 25 domuz yavrusu uyuşturuldu ve iki gruba ayrıldı: tedavi edilmeyen grupta (SHAM grubu) 12 domuz yavrusu ve asitle yaralanan grupta (HCl grubu) 13 domuz yavrusu. Deney bitmeden önce hiçbir domuz yavrusu ölmedi. Varyansın iki yönlü tekrarlanan ölçüm analizi (RM-ANOVA), HCl kaynaklı ARDS'nin PaO2/ FiO 2 üzerindeki zararlı etkisi ile grup etkileşimine göre önemli bir zaman (P < 10−4) ve ARDS olmayan sahte hayvanlara kıyasla(Şekil 3). 4 saatlik m...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu makalede, anestezik koruma cihazı kullanılarak teslim edilen sevofluran veya izofluran gibi halojenli uçucu maddelerin akciğer koruyucu etkilerini araştırmak için domuz yavrularında HCl'nin intratrakial olarak aşılanmasıyla indüklenen ARDS'nin tekrarlanabilir deneysel bir modeli açıklanmaktadır.

Bu çalışmanın birincil amacı, uçucu ajanların yoğun bakım hastalarında kullanılanlar gibi anestezik koruma cihazı tarafından teslim edilebileceği deneysel bir ARDS modeli geliştirmekti. Halojenli aj...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Yazarlar Gred, Université Clermont Auvergne ve Centre International de Chirurgie Endoscopique (hepsi Clermont-Ferrand, Fransa'da) personeline teşekkür etmek istiyor.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Trakeal entübasyon
Endotrakeal tüp 6-mmCovidien18860
Hayvan hazırlığı
Santral venöz kateter 3 lümenli kateter (7 Fransız - 16 cm)OkCV-12703
Nabız konturu kardiyak çıkış monitörü PiCCO kateter (3-5 Fransız - 20 cm)Getinge Pulsion Medical Systemkateteri
Sıcak battaniyeler WarmTouch5300MedTronic5300
İzleme
Harici monitör IntelliVue MP40PhillipsMNT 142
Bakım noktası kan gazı analizörü Epoc® Kan Analiz SistemiSiemens20093
Nabız konturu kardiyak çıkış monitörü PiCCO Cihazı PulsioFlex MonitörGetinge Pulsion Tıbbi SistemPulsioFlex
mekanik ventilasyon< / güçlü>
ventilatör Müh; m Bakım İstasyonuGeneral ElectricsEngströ m
Halojenli anestezikler
Anaconda ŞırıngaSedanaMedical26022
Anestezik koruyucu cihaz AnaConDa-SSedanaMedical26050
Kömür filtresi FlurAbsorbSedanaMedical26096
Dolum AdaptörleriSedanaMedical26042
İyonomer membran kurutma hattı NafionSedanaMedical26053
Ürünler
PropofolMylan66617123
IsofluranVirbacQN01AB06
CisatracuriumMylan
PentobarbitalPanPharma68942457
SevofluraneAbbvieN01AB08
SufentanilMylan62404996
69252651

Kaynaklar

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31(2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213(2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373(2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208(2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857(2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412(2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227(2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919(2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610(2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), Pt 1 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59(2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503(2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218(2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18(2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , CRC Press. (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554(2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

YİT Ventilatör CihazıHidroklorik Asit InstilasyonuMekanik VentilasyonSevofluran Uygulamasıİzofluran UygulamasıAlveolar Sıvı TemizlenmesiKan Gazı Analizi
Akut Solunum Sıkıntısı Sendromunun Porcine Modelinde Yoğun Bakım Ünitesi Tipi Cihazla Halojenli Ajan Doğumu
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.