Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Basınç-Hacim Döngüsü Analizi ile Belirlenen β-Adrenerjik Stimülasyona Kardiyak Yanıt

2.8K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/62057

⸱

19 Mayıs 2021

 ,  ,  ,  , 
1Pharmakologisches Institut, Ruprecht-Karls-Universität Heidelberg, 2DZHK (German Centre for Cardiovascular Research), partner site Heidelberg/Mannheim, 3Department of Internal Medicine III, University of Heidelberg, 4Department of Anesthesiology, University Hospital RWTH Aachen

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Burada, farelerdeki içsel kardiyak fonksiyonu ve β-adrenerjik rezervi belirlemek için artan intravenöz aşılanmış izoproterenol dozları altında bir kardiyak basınç hacmi döngü analizi açıklıyoruz. Basınç hacmi döngüsü ölçümleri için, pozitif uç-ekspiratör basınçlı havalandırmayı dahil ettiğimiz modifiye edilmiş bir açık göğüs yaklaşımı kullanıyoruz.

Özet

Kardiyak fonksiyonun belirlenmesi, belirli tedavilerin kalp üzerindeki etkilerini karakterize etmek için kardiyovasküler hastalıkların hayvan modellerinde sağlam bir uç nokta analizidir. Genetik manipülasyonların fizibilitesi nedeniyle fare, kardiyak fonksiyonu incelemek ve yeni potansiyel terapötik hedefler aramak için en yaygın memeli hayvan modeli haline gelmiştir. Burada, bazal koşullar sırasında basınç hacmi döngüsü ölçümleri ve analizleri kullanılarak ve artan izoproterenol konsantrasyonlarının intravenöz infüzyonu ile β-adrenerjik stimülasyon altında kardiyak fonksiyon in vivo'yu belirlemek için bir protokol açıklıyoruz. Açık göğüs ölçümleri sırasında olumsuz etkileri iyileştirmek için pozitif uç-ekspiratuar basıncı dikkate alarak havalandırma desteği ve işlem sırasında ağrının uyandırdığı kontrol edilemeyen miyokard stresini önlemek için güçlü analjezi (Buprenorfin) dahil olmak üzere rafine bir protokol sunuyoruz. Prosedürün ayrıntılı açıklaması ve olası tuzaklar hakkındaki tartışma, son derece standartlaştırılmış ve tekrarlanabilir basınç hacmi döngü analizi sağlar ve olası metodolojik önyargıyı önleyerek hayvanların deneysel kohorttan dışlanmasını azaltır.

Giriş

Kardiyovasküler hastalıklar tipik olarak kardiyak fonksiyonu etkiler. Bu konu, hayvan hastalıkları modellerinde in vivo detaylı kardiyak fonksiyonun değerlendirilmesinde önemine işaret eder. Hayvan deneyleri, üç Rs (3R) kılavuz prensibinin (Küçült/İyileştir/Değiştir) bir çerçevesi ile çevrilidir. Mevcut gelişim düzeyinde sistemik yanıtları (yani kardiyovasküler hastalıkları) içeren karmaşık patolojilerin anlaşılması durumunda, ana seçenek mevcut yöntemleri iyileştirmektir. Arıtma ayrıca, daha az değişkenlik nedeniyle gerekli hayvan sayılarının azaltılmasına yol açacak ve bu da analiz ve sonuçların gücünü artıracaktır. Ek olarak, kardiyak kontrtinaklık ölçümlerinin nörohumoral stimülasyon veya aort bandı gibi basınç aşırı yüklenmesi de dahil olmak üzere kalp hastalığının hayvan modelleri ile kombinasyonu, örneğin değiştirilmiş katekolamin / β-adrenerjik seviyeleri1,2,3,4, klinik öncesi çalışmalar için güçlü bir yöntem sağlar. Kateter bazlı yöntemin kardiyak kontrtinaks derinlemesine değerlendirilmesi için en yaygın kullanılan yaklaşım olmaya devam ettiğini göz önünde bulundurarak5, bu yaklaşımın belirli parametrelerinin değerlendirilmesi de dahil olmak üzere önceki deneyime dayanarak β-adrenerjik stimülasyon sırasında basınç hacmi döngüsü (PVL) ölçümleri ile farelerde in vivo kardiyak fonksiyonun rafine bir ölçümünü sunmayı amaçladık6, 7.

Görüntüleme veya kateter bazlı teknikler içeren kardiyak hemodinamik parametre yaklaşımlarını belirlemek için mevcuttur. Her iki seçeneğe de ilgili bilimsel soru için dikkatle düşünülmeleri gereken avantajlar ve dezavantajlar eşlik eder. Görüntüleme yaklaşımları ekokardiyografi ve manyetik rezonans görüntülemeyi (MRG); her ikisi de farelerde başarıyla kullanılmıştır. Ekokardiyografik ölçümler, farelerin yüksek kalp atış hızı için gerekli olan yüksek hızlı bir probdan yüksek başlangıç maliyetlerini içerir; nispeten basit, invaziv olmayan bir yaklaşımdır, ancak ideal olarak kardiyak yapıları tanıma ve görselleştirme deneyimi yaşaması gereken operatörler arasında değişkendir. Ayrıca doğrudan basınç ölçümü yapamayan ve boyut büyüklükleri ile akış ölçümlerinin birleşiminden hesaplamalar elde edilmektedir. Öte yandan, aynı hayvan üzerinde birkaç ölçüm yapılabilmesi ve örneğin hastalığın ilerlemesi sırasında kardiyak fonksiyonun izlenebilmesi avantajına sahiptir. Hacim ölçümü ile ilgili olarak, MRI altın standart prosedürdür, ancak ekokardiyografiye benzer şekilde, doğrudan basınç ölçümü mümkün değildir ve sadece ön yüke bağımlı parametreler elde edilebilir8. Sınırlayıcı faktörler aynı zamanda kullanılabilirlik, analiz çabası ve işletme maliyetleridir. Burada kardiyak fonksiyonu ölçmek için kateter tabanlı yöntemler, ayrıca intra kardiyak basıncın doğrudan izlenmesine ve önceden yük işe alınabilen inme çalışması (PRSW)9gibi yükten bağımsız sözleşme parametrelerinin belirlenmesine izin veren iyi bir alternatiftir. Bununla birlikte, basınç iletim kateteri ile ölçülen ventrikül hacimleri (iletkenlik tayini yoluyla) MRI'dan daha küçüktür, ancak grup farklılıkları aynı aralıkta korunur10. Güvenilir hacim değerlerini belirlemek için, PVL ölçümleri sırasında kritik bir adım olan ilgili kalibrasyon gereklidir. Hacim kalibreli cuvettelerde kan iletkenliğinin ex vivo ölçümlerini (iletkenliğin hacme dönüştürülmesi) hipertonik salin11,12'ninbolus enjeksiyonu sırasında miyokardın paralel iletkenliği için in vivo analiz ile birleştirir. Bunun ötesinde, kateterin ventrikül içinde konumlandırılması ve elektrotların ventrikülün boyuna ekseni boyunca doğru yönlendirilmeleri, kendileri tarafından üretilen çevredeki elektrik alanının algılama kabiliyeti için kritik öneme sahiptir. Hala fare kalbinin küçültülmüş boyutu ile kateterin intraventrikül yöneliminde değişikliklerle üretilen eserlerden kaçınmak mümkündür, hatta genişlemiş ventriküllerde5,10, ancak eserler β-adrenerjik stimülasyon altında gelişebilir6,13. İlan yöntemlerine ek olarak, kalibrasyon adımlarını önlemek için kabul tabanlı yöntemin geliştirilmesi ortaya çıktı, ancak burada hacim değerleri oldukça fazla tahmin edildi14,15.

Fare kardiyovasküler araştırmalarda en önemli klinik öncesi modellerden biri olduğundan ve β-kalbin adrenerjik rezervi kardiyak fizyoloji ve patolojide merkezi bir ilgi alanı olduğundan, burada β-adrenerjik stimülasyon sırasında PVL ölçümleri ile farelerde in vivo kardiyak fonksiyonu belirlemek için rafine bir protokol sunuyoruz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm hayvan deneyleri Karlsruhe Bölge Konseyi ve Heidelberg Üniversitesi yönetmeliklerine göre onaylanmış ve gerçeklendirilmiştir (AZ 35-9185.82/A-2/15, AZ 35-9185.82/A-18/15, AZ 35-9185.81/G131/15, AZ 35-9185.81/G121/17) Avrupa Parlamentosu'nun 2010/63/AB sayılı Bilimsel Amaçlarla Kullanılan Hayvanların KorunmasıNa İlişkin Direktifi'ne uygundur. Bu protokolde gösterilen veriler, vahşi tip C57Bl6/N erkek farelerden (17 ± 1,4 haftalık) türetilmiştir. Fareler, Heidelberg Tıp Fakültesi'nin hayvan tesisinde (IBF) belirtilen patojensiz koşullar altında muhafaza edildi. Fareler, 12 saatlik açık-karanlık bir döngüde, % 56-60 arasında bağıl nem, saatte 15 kat hava değişimi ve 22 ° C +/ - 2 ° C oda sıcaklığı ile yerleştirildi. Zenginleştirme olarak hayvan yatakları ve doku kağıtları ile sağlanan geleneksel kafesler tip II veya tip II'de tutuldular. Ad libitumtüketmek için standart otoklavlı gıda ve otoklavlı su mevcuttu.

1. Aletlerin ve ilaç çözeltilerinin hazırlanması

  1. Merkezi venöz kateter: Mikro tüpü (0,6 mm dış çap) ~20 cm uzunluğunda kateter tüpleri halinde kesin. Tüpün bir ucunu 23 kalibrelik bir canülün ucuna çekmek için tokalar kullanın. Uyluk damarını delebilecek keskin bir uç oluşturmak için borunun diğer ucunu çapraz olarak kesin.
  2. Endotrakeal tüp: Entübasyon tüpü için şırıng ataşmanını çıkarmak için 3 cm uzunluğunda 20 kalibrelik bir venipuntür-kavun kesin.
    1. Entübasyon tüpü ventilatör bağlantısına mükemmel uymuyorsa, parafilm havalandırma cihazının bağlı olduğu tüpün ucuna sarın. Bağlantı sabit olmalı ve kalınlaşma ile kapatılmalıdır (Şekil 1A). 20 kalibrelik venipuntür-canülün metal kılavuz pimini 2,7 cm'ye kısaltın ve entübasyon yardımı olarak kullanın. Trakeanın görselleştirilmesini kolaylaştırmak için hafif lifler de dahil olmak üzere entübasyon için rafine yaklaşımlar da iyi tanımlanmıştır, örneğin Das ve işbirlikçileri tarafından16.
  3. Entübasyon için kullanılan anestezik karışım: 200 μL heparin (1000 IU/mL) ile %0,9 NaCl 50 μL ve sudaki yağ emülsiyon bazlı bir üründen 750 μL 2 mg/mL etomidat karıştırın. Her fare için 7 μL/g vücut ağırlığı (BW) kullanın (0,1 mg/kg BW Buprenorfin 10 mg/kg BW etomidat).
  4. Kas gevşetici: 100 mg Pancuronium-bromürü 100 mL'de% 0.9 NaCl çözün. Her fare için 1,0 μL/g vücut ağırlığı (1 mg/kg BW) kullanın.
  5. İzoproterenol çözeltileri: 100 mg izoproterenolün 100 mL'lik %0,9 NaCl'de (1 μg/μL) çözün. Aşağıdaki seyreltmeleri hazırlayın (Tablo 1) ve her birini 1 mL şırıng içinde aktarın.
    1. Seyreltme 1 elde etmek için, stoku seyreltin 1:1.8. Seyreltme 2 elde etmek için, stoku 1:6 seyreltin. Seyreltme 3 elde etmek için seyreltme 1'i 1:10'a seyreltin. Son olarak, seyreltme 4'ü 1:10 seyreltme 2 ile elde edin.
  6. %15 Hipertonik NaCl (w/v): 10 mL çift damıtılmış H2O'da 1,5 g%0,9 NaCl çözün.
  7. %12,5 albümin çözeltisinin hazırlanması (w/v): 1,25 gr sığır serum albüminini %0,9 NaCl'nin 10 mL'sinde çözün. Çözeltiyi 37 °C'de 30 dakika kuluçkaya yatırın. Oda sıcaklığına kadar soğutun ve çözeltiyi 0,45 μm gözenek şırınna filtresi ile filtreleyin.
  8. Kurulumun hazırlanması: önce ısıtma plakasını değiştirin ve 39-40 °C'ye ayarlayın. Isıtma yastığına tuzlu su dolu bir şırınna yerleştirin ve basınç hacmi döngüsü (PVL) kateterini şırınna aktarın. Stabilizasyon için kullanmadan önce kateteri en az 30 dakika önceden kuluçkaya yatırın. Kullandığımız kurulum 1.4-F basınç iletim kateteri, bir kontrol ünitesi ve ilgili yazılımdan oluşur ve Şekil 1B'de grafiksel olarak açıklanmıştır ve sağlayıcı referansları Malzeme Tablosu'nda listelenmiştir.

2. Anestezi

  1. Entübasyondan 30 dakika önce buprenorfin (0.1 mg/kg BW intraperitoneally) enjekte edin.
  2. Fareyi% 2,5 izofluran ile önceden doymuş ve odanın tabanına yerleştirilmiş bir ısıtma yastığı ile önceden ısıtılmış akrilik bir cam hazneye yerleştirin.
  3. Fare uyur uyumaz (refleks eksikliği), 10 mg/kg etomidat ve heparin (1.200 IU/kg BW) içeren anestezik karışımı (7 mL/kg BW) intraperitoneal olarak enjekte edin.

3. Havalandırma

  1. Hayvanı anestezi enjeksiyonundan3-4dakika sonra entübasyon platformuna ( Şekil 1C ) aktarın. Fare, operatöre bakan sırt görünümü ile dişlerden sarkır.
  2. Dili yavaşça tostlarla kaldırın. Glottileri tanımlamak için, farenin alt çenesini ikinci tokmaklarla hafifçe kaldırın.
  3. Endotrakeal tüpü (Şekil 1A) nefes borusuna dikkatlice yerleştirin ve kılavuz çubuğu çıkarın.
  4. Hayvanı ısıtma plakasına aktarın, arkaya yerleştirin ve entübasyon tüpünü küçük hayvan solunum cihazına bağlayın.
  5. Solunum hızını 53,5 x (Gram olarak vücut ağırlığı)-0,26 [dk-1],diğerleri tarafından açıklandığı gibi12ve gelgit hacimlerini 11 ± 1 cmH2O'luken yüksek inspiratuar basınçlara ayarlayın.
  6. Farenin ekstremitelerini yapışkan şeritlerle ısıtma plakasına dikkatlice sabitleyin ve kuruluğu önlemek için her iki göze de göz merhemi uygulayın.
  7. Bir rektal sıcaklık probu yerleştirin ve çekirdek vücut sıcaklığını 37 ± 0,2 °C'de koruyun.
  8. 1 kurşunlu bir EKG takın ve anestezi derinliği ve stabilitesi için bir gösterge olarak kalp atış hızını çevrimiçi izleyin.
  9. Interdigital reflekslerin yokluğunda, kas gevşetici panküronyum-bromürün intraperitoneal olarak 1 mg / kg BW enjekte edin. Bu, PVL ölçümleri sırasında solunum yapıtlarını önler.

4. Cerrahi

  1. Genel öneriler
    1. Ameliyat sırasında, O2ile buharlaşan ~% 1.5-2 izofluran ile havalandırın. Izofluran konsantrasyonu fare zorlanması, cinsiyet, yaş ve hayvanların ağırlığı gibi değişkenlere de bağlı olabilir, ancak bireysel ve deneysel olarak belirlenmesi gerekir ve buradaki değerler C57BL6 / N fare zorlanması için referanstır. Daha da önemlisi, ventilatör operatörün izofluran solumasını önlemek için bir ekstraksiyon sistemine bağlanır.
    2. Cerrahi işlemler için stereo mikroskoptan 1,5-4x arasında bir büyütme kullanın.
      NOT: Hayvanın sağkalımsız ameliyatlara hazırlanması konusunda kurumsal/yerel rehberliğe bakın.
  2. Femoral kanülasyon
    1. Hindlimb'i% 70 etanol ile durulayın, sol kasık bölgesini inkütün ve sol femoral damarı ortaya çıkar.
    2. Epigastrik arteri ve damarı bir koterle patlatın.
    3. Femoral damarı kateter erişimine distal yerleştirilmiş bir dikişle lige edin.
    4. Femoral damarın altına bir dikiş geçirin ve delinme bölgesinin bir düğüm kranialini hazırlayın. 1 mL şırıngaya bağlı hazırlanan mikro tüple (bkz. adım 1.1) uyluk damarını delin.
    5. Damarın içindeki tüpü sabitlemek için düğümü bağlayın.
    6. Otomatik şırıng pompası ile 15 μL/dk infüzyon oranında %12,5 albümin ile desteklenmiş %0,9 NaCl infüzyonu ile sıvı kaybına karşı koyma. Ayrıca, önceden ısıtılmış% 0.9 NaCl kullanarak maruz kalan doku nemli tutun.
  3. Torakotomi
    1. Toraksı% 70 etanol ile durulayın.
    2. Ksifoid işleminin hemen altındaki cildi inklüzy edin ve pektoral kasları göğüs duvarından sert bir şekilde önps veya koter ile ayırın.
    3. Ksifoid işlemini uzunlatır ve diyafram aşağıdan tamamen görünene kadar bir koterle her iki tarafta yanal olarak hareket eden göğüs duvarını kesin.
    4. Diyaframı aşağıdan inşize edin ve kalp apeksini açığa çıkarın. Daha sonra perikardiyumups ile dikkatlice çıkarın.
    5. Daha önce açıklandığı gibi sol tarafta sınırlı bir costotomi gerçekleştirin6.
    6. Daha sonraki aşamalarda ön yük azaltma yapmak için alt kaval damarın altına bir dikiş geçirin.
    7. Kalp apeksini 25 kalibrelik bir kavunla (maksimal 4 mm) hafifçe delin. Tüm elektrotlar ventrikül içinde olana kadar kalıbını çıkarın ve PV kateterini yerleştirin.
    8. Kateterin konumunu yumuşak hareketlerle ayarlayın ve dikdörtgen şekilli döngüler elde edilene kadar döner (Şekil 2A).
    9. Önceden ısıtılmış % 0.9 NaCl kullanarak her zaman maruz kalan tüm doku nemli tutun.

5. Ölçümler

  1. Genel öneriler
    1. Ölçümler sırasında % 100 O 2 ile buharlaştırılmış ~% 1.5-2 izofluran ile havalandırın.
    2. Doz yanıt protokolünün her adımında 2 taban çizgisi ölçümünün yanı sıra 2 vena kava tıkanıklığı gerçekleştirin.
      NOT: Birinci ve ikinci vena kava tıkanıklığından sonra hem basınç hem de hacim değerlerinin ilk tıkanıklık öncesinde olduğu gibi sabit hal değerlerine dönmesi önemlidir. Bu gözlem, intraventriküler hacimdeki seri azalmalar nedeniyle kateter pozisyonundaki bir kaymayı tanımak için gereklidir. Kateter pozisyonunda bir kayma söz konusuysa, özellikle hacim değerleri kaydırılır.
  2. Parametrelerin (kalp atış hızı, inme hacmi, dP/dtmax)on-line analizini yapın ve sabit durum kardiyak fonksiyon elde edilene kadar bekleyin. C57Bl6/N farelerde burada kullanılan ayar ile beklenen parametre aralığı için lütfen yayınlanan sonuçlara bakın6.
  3. Solunum cihazını son ekspirasyon pozisyonunda durdurun ve temel parametreleri kaydedin. 3 ila 5 saniye sonra, ön yükleme bağımsız parametreler elde etmek için alt kaval damarın altındaki dikişi ön yükleme bağımsız parametreler elde etmek için alt kaval damarının altındaki sütürlerips ile kaldırarak kardiyak pre yükü azaltın (Şekil 2B). Solunum cihazını açın. Hemodinamik parametreler stabilize olana kadar ikinci tıkanıklık için en az 30 saniye bekleyin.
  4. Bazal koşullarda ölçümleri aldıktan sonra hazırlanan şırınnalara geçerek izoproterenol doz-tepkisine geçin. Burada kardiyak ön yükün değiştirilmesini önlemek için infüzyon oranı değişmeden kalır. Şırındıcı değiştirirken hava kabarcıkları demlememeye dikkat edin.
    1. Yeni sabit durum kardiyak fonksiyon elde edilene kadar en az 2 dakika bekleyin, solunum cihazını son ekspirasyon pozisyonunda durdurun ve temel parametreleri kaydedin. 3 ila 5 saniye sonra, ön yükleme bağımsız parametreler elde etmek için alt kaval damarın altındaki dikişi kaldırarak kardiyak ön yükü azaltın.
    2. İkinci tıkanıklık için en az 30 saniye bekleyin. Daha sonra bir sonraki izoproterenol konsantrasyonu ile hazırlanan şırınnaya geçmek ve taban çizgisi kayıtlarını tekrarlamak ve bağımsız parametreleri önceden yüklemek.
      NOT: Son sistolik basınç-ani yükselişi (ESPS, Şekil 2C)gibi yapılar, kateter tuzaklarından kaynaklanan izoproterenol dozajındaki artış sırasında ortaya çıkabilir. Bazal parametreler başlamadan önce ortaya çıkan eserler kateterin yeniden konumlandırılmasıyla kolayca düzeltilebilir.

6. Kalibrasyon

NOT: Kalibrasyon prosedürleri kullanılan PVL sistemine bağlı olarak değişebilir.

  1. Paralel iletkenlik kalibrasyonu
    1. İzoproterenol doz-yanıttan son ölçümden sonra femoral kanüle% 15 NaCl çözeltisi içeren bir şırıngan bağlayın. PVL çevrimiçi görselleştirme sırasında hafifçe sağa kayana kadar tüpte kalan 5 μL'lik hipertonik çözeltiyi dikkatlice demleyin. O zaman döngüler sabit duruma gelene kadar bekleyin.
    2. Solunum cihazını son kullanma tarihinde durdurun ve 2 ila 3 saniye içinde% 15 NaCl'nin 10 μL'lik bir bolusunu enjekte edin. Çevrimiçi görselleştirme sırasında PVL'nin büyük ölçüde genişleyip genişlemey olduğunu ve sağa kaydırılıp kaydırıldığını kontrol edin.
  2. Conductance-to-volume kalibrasyonu
    1. 5 dakika bekleyin, daha az değil, böylece hipertonik salin bolus tamamen seyreltilir. Daha sonra kateteri çıkarın ve 1 mL şırıngam ve 21 kalibrelik bir kanül kullanarak atan kalbin sol karıncıktan en az 600 μL kan alın. Bu noktada hayvan, derin anestezi ve analjezi altında, büyük kanama ile, havalandırmayı durdurarak ve kalbin çıkarılması ile ötenaziye tabir edilir.
    2. Kanı önceden ısıtılmış (37 °C'de bir su banyosunda) bilinen hacimli silindirlere sahip kalibrasyon cuvette içine aktarın. PV kateteri her silindire merkezi olarak yerleştirin ve iletkenliği kaydedin. Her hayvan için standart bir eğri hesaplanarak, iletkenlik birimleri mutlak hacim değerlerine dönüştürülebilir.

7. Analiz

  1. Bazal koşullar ve izoproterenol stimülasyonu altında başarılı PVL ölçümlerinden sonra, uygun bir PVL analiz yazılımı kullanarak kardiyak fonksiyonu karakterize eden parametreleri (PRSW, dP/dt, end-diyastolik basınç ve hacim, uç sistolik basınç ve hacim, gevşeme sabiti Tau gibi) görselleştirin, dijitalleştirin, hesaplayın ve ayıklayın. Standart analiz yazılımı ile daha fazla istatistiksel analiz ve grafiksel gösterimler yapılabilir.
  2. Ön yük bağımsız parametrelerinin analizi
    NOT: Bu adım için prosedürü standartlaştırmak çok önemlidir.
    1. Ön yükten bağımsız parametrelerin analizi için tüm ölçümler boyunca azalan ön yükü gösteren ilk 5-6 PVC'yi seçin (Şekil 2D). Ön yük azaltma sırasında analiz için seçilen sabit sayıda PVC, elde edilen parametrelerin ölçümleri arasındaki değişkenliği azaltacaktır.
    2. protokolün her adımındaki iki ölçümün ortalama değerini hesaplayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Basınç hacim döngüsü (PVL) ölçümü, ilaçların kardiyak farmakodinamiklerini analiz etmek ve genetiği değiştirilmiş fare modellerinin kardiyak fenotipini normal ve patolojik koşullar altında araştırmak için güçlü bir araçtır. Protokol, yetişkin fare modelinde kardiyak β-adrenerjik rezervin değerlendirilmesine izin verir. Burada, izoproterenol konsantrasyonlarını femoral ven kateteri ile aşılayarak β-adrenerjik stimülasyona kardiyak yanıta odaklanan buprenorfin (analjezik) ve panküronyum (kas gevşetici) ile birlikte izoflur...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Burada, artan β-adrenerjik stimülasyon altında farelerde in vivo kardiyak fonksiyonu analiz etmek için bir protokol sunuyoruz. Prosedür, genetiği değiştirilmiş farelerde veya müdahaleler üzerine hem kardiyak fonksiyonun temel parametrelerini hem de adrenerjik rezervi (örneğin, inotropi ve kronotropi) ele almak için kullanılabilir. Basınç hacmi döngüsü (PVL) ölçümlerinin diğer kardiyak fonksiyon belirleme araçlarına göre en belirgin avantajı içsel, yük bağımsız kardiyak fonksiyonun analizidir. Diğer tüm yöntemler (örneğin...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Çıkar çatışması ilan edilmesine gerek yok.

Teşekkürler

Manuela Ritzal, Hans-Peter Gensheimer, Christin Richter ve Interfakultäre Biomedizinische Forschungseinrichtung (IBF) ekibine uzman teknik yardım için minnettarız.

Bu çalışma DZHK (Alman Kardiyovasküler Araştırmalar Merkezi), BMBF (Alman Eğitim ve Araştırma Bakanlığı), bir Baden-Württemberg federal eyaleti Innovation fonds ve Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Alman Araştırma Vakfı) Project-ID 239283807 - TRR 152, FOR 2289 ve İşbirlikçi Araştırma Merkezi (SFB) 1118 tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
1.4F SPR-839 kateterMillar Instruments, ABD840-8111
1 ml şırıngaBeckton Dickinson, ABDREF303172
Biyo AmplifikatörCihazları, ABDFE231
Köprü-AmplifikatörCihazları, ABDFE221
Sığır Serumu AlbüminiRoth, Almanya8076.2
Buprenorfin hidroklorürBayer, Almanya4007221026402
Kalibrasyon küvetiMillar, ABD910-1049
Diferansiyel basınç dönüştürücü MPXHugo Sachs Elektronik- Harvard Aparatı, AlmanyaTip 39912
Dumont Forseps #5/45Güzel Bilim araçları A.Ş.11251-35
Dumont Forseps #7BGüzel Bilim araçları A.Ş.11270-20
Graefe ForsepsGüzel Bilim araçları A.Ş.11051-10
GraphPad PrizmaGraphPad YazılımıVer. 8.3.0
EcoLab-PE-MicotubeSmiths, ABD004/310/168-1
Etomidat LipuroBraun, Almanya2064006
ExcelMicrosoft
HeparinRatiopharm, AlmanyaR26881
Sıcak plaka ve kontrol ünitesiLabotec, AlmanyaSıcak Plaka 062
IsofluranBaxter, AlmanyaHDG9623
Isofluran BuharlaştırıcıAbbotBuharı 19.3
İzoprenalinhidroklorürSigma-Aldrich, ABDI5627
İnce Delikli Polietilen boru 0,61 mm OD, 0,28 mm İçSmiths Medical International Ltd, Birleşik KrallıkReferans 800/100/100
MiniVent fareler için ventilatörHugo Sachs Elektronik- Harvard Apparatus, AlmanyaTip 845
MPVS Ultra PVL SistemiMillar Instruments, ABD
NaClAppliChem, AlmanyaA3597
NaCl %0,9 izotonikBraun, Almanya2350748
Pankuronyum-bromürSigma-Aldrich, ABDBCBQ8230V
Perfusor 11 PlusHarvard ApparatusNr. 70-2209
Powerlab 4/35 kontrol ünitesiADInstruments, ABDPL3504
Şarj edilebilir koter setiFaromed, Almanya09-605
MakasGüzel Bilim araçları A.Ş.140094-11
Yazılım Laboratuvarı 7 ProCihazları, ABDLabChart 7.3 Pro
Standart fare mamasıLASvendi GmbH, AlmanyaRod18
Stereo mikroskopZeiss, AlmanyaStemi 508
Cerrahi sütür 8/0Suprama, AlmanyaCh.B.03120X
kanülü Venflon Pro Emniyet 20 gaugeBeckton Dickinson, ABD393224
Gemi Kanülasyon ForsepsGüzel Bilim araçları A.Ş.00574-11
Su banyosuThermo Fisher Scientific, ABD
Şırınga filtresi (Filtropur S 0.45)Sarstedt, AlmanyaReferans 83.1826
Çap Damar delme

Kaynaklar

  1. Bacmeister, L., et al. Inflammation and fibrosis in murine models of heart failure. Basic Research in Cardiology. 114 (3), 19(2019).
  2. Hartupee, J., Mann, D. L. Neurohormonal activation in heart failure with reduced ejection fraction. Nature Reviews Cardiology. 14 (1), 30-38 (2017).
  3. Hasenfuss, G. Animal models of human cardiovascular disease, heart failure and hypertrophy. Cardiovascular Research. 39 (1), 60-76 (1998).
  4. Lefkowitz, R. J., Rockman, H. A., Koch, W. J. Catecholamines, cardiac beta-adrenergic receptors, and heart failure. Circulation. 101 (14), 1634-1637 (2000).
  5. Cingolani, O. H. K. Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301, 2198-2206 (2011).
  6. Bacmeister, L., et al. Assessment of PEEP-Ventilation and the Time Point of Parallel-Conductance Determination for Pressure-Volume Analysis Under beta-Adrenergic Stimulation in Mice. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 36(2019).
  7. Segin, S., et al. Cardiomyocyte-Specific Deletion of Orai1 Reveals Its Protective Role in Angiotensin-II-Induced Pathological Cardiac Remodeling. Cells. 9 (5), (2020).
  8. Clark, J. E., Marber, M. S. Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction. Experimental Physiology. 98 (3), 614-621 (2013).
  9. Glower, D. D., et al. Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work. Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).
  10. Winter, E. M., et al. Left ventricular function in the post-infarct failing mouse heart by magnetic resonance imaging and conductance catheter: a comparative analysis. Acta Physiologica. 194 (2), 111-122 (2008).
  11. Krenz, M. Conductance, admittance, and hypertonic saline: should we take ventricular volume measurements with a grain of salt. Journal of Applied Physiology. 107 (6), 1683-1684 (2009).
  12. Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats. Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (2008).
  13. Wei, A. E., Maslov, M. Y., Pezone, M. J., Edelman, E. R., Lovich, M. A. Use of pressure-volume conductance catheters in real-time cardiovascular experimentation. Heart, Lung and Circulation. 23 (11), 1059-1069 (2014).
  14. van Hout, G. P., et al. Admittance-based Pressure-Volume Loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287(2014).
  15. Wei, C. L., Shih, M. H. Calibration Capacity of the Conductance-to-Volume Conversion Equations for the Mouse Conductance Catheter Measurement System. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 56 (6), 1627-1634 (2009).
  16. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).
  17. Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavior Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
  18. Weiss, J. L., Frederiksen, J. W., Weisfeldt, M. L. Hemodynamic determinants of the time-course of fall in canine left ventricular pressure. Journal of Clinical Investigation. 58 (3), 751-760 (1976).
  19. Faul, F., Erdfelder, E., Lang, A. G., Buchner, A. G*Power 3: a flexible statistical power analysis program for the social, behavioral, and biomedical sciences. Behavioral Research Methods. 39 (2), 175-191 (2007).
  20. Jacoby, C., et al. Direct comparison of magnetic resonance imaging and conductance microcatheter in the evaluation of left ventricular function in mice. Basic Research in Cardiology. 101 (1), 87-95 (2006).
  21. Georgakopoulos, D., Kass, D. A. Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 279 (1), 443-450 (2000).
  22. Calligaris, S. D., Ricca, M., Conget, P. Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50050(2013).
  23. Abraham, D., Mao, L. Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e52942(2015).
  24. Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume. Conference proceedings - IEEE engineering in medicine and biology society. 2010, 3556-3558 (2010).
  25. Nielsen, J. M., et al. Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (1), 534-540 (2007).
  26. Townsend, D. Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810(2016).
  27. Barnabei, M. S., Palpant, N. J., Metzger, J. M. Influence of genetic background on ex vivo and in vivo cardiac function in several commonly used inbred mouse strains. Physiological Genomics. 42 (2), 103-113 (2010).
  28. Oosterlinck, W., Vanderper, A., Flameng, W., Herijgers, P. Glucose tolerance and left ventricular pressure-volume relationships in frequently used mouse strains. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 281312(2011).
  29. Guo, X., Kono, Y., Mattrey, R., Kassab, G. S. Morphometry and strain distribution of the C57BL/6 mouse aorta. The American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (5), 1829-1837 (2002).
  30. Weiss, R. M., Ohashi, M., Miller, J. D., Young, S. G., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis in old hypercholesterolemic mice. Circulation. 114 (19), 2065-2069 (2006).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Kardiyak FonksiyonBeta Adrenerjik Stim lasyonzoproterenol nf zyonuFare Kardiyak ModeliA k G s Yakla mVentilasyon Deste iPrey k Azalt mKardiyak KontraktiliteHemodinamik Parametreler
Basınç-Hacim Döngüsü Analizi ile Belirlenen β-Adrenerjik Stimülasyona Kardiyak Yanıt
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.