İzole tavşan akciğer hazırlığı pulmoner araştırmalarda altın standart bir araçtır. Bu yayın, tekniğin hava yolu reaktivitesi, akciğerin korunması ve akciğer nakli ve pulmoner ödemde preklinik araştırmalarda yer alan fizyolojik ve patolojik mekanizmaların incelenmesi için geliştirilmiş olarak tanımlanmaktadır.
Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.
Yöntem makalesi
Tavşan Modelinde İzole Akciğer Perfüzyon Sistemi
Bu makalede
Özet
Özet
İzole akciğer perfüzyon sistemi pulmoner araştırmalarda yaygın olarak kullanılmış ve akciğerlerin iç işleyişini hem mikro hem de makroskopik olarak aydınlatmaya katkıda bulunmaktadır. Bu teknik, ilaç testinde olduğu gibi dolaşım maddeleri arasındaki etkileşimler ve solunan veya perfüzyonlu maddelerin etkileri de dahil olmak üzere metabolik aktiviteleri ve solunum fonksiyonlarını ölçerek pulmoner fizyoloji ve patolojinin karakterizasyonunda yararlıdır. İn vitro yöntemler dokuların dilimlenerek kültünü içerirken, izole ex vivo akciğer perfüzyon sistemi, havalandırma ve perfüzyonu yeniden canlandırırken sürekli fizyolojik bir fonksiyonun çalışmasını mümkün kılması için eksiksiz bir fonksiyonel organla çalışmaya izin verir. Bununla birlikte, merkezi innervasyon ve lenfatik drenajın yokluğunun etkilerinin hala tam olarak değerlendirilmesi gerektiği belirtilmelidir. Bu protokol, izole edilen akciğer aparatının montajını, ardından deneysel laboratuvar hayvanlarından akciğerlerin ve kalbin cerrahi olarak çıkarılmasını ve kanülasyonunu tanımlamayı ve verilerin perfüzyon tekniğini ve sinyal işlemesini görüntülemeyi amaçlamaktadır. İzole akciğerin ortalama canlılığı 5-8 saat arasında değişmektedir; bu dönemde pulmoner kılcal geçirgenlik artarak ödem ve akciğer yaralanmasına neden oluyor. Korunmuş pulmoner dokunun işlevselliği, zaman içinde pulmoner ödemin boyutunu belirlemek için kullanılan kılcal filtrasyon katsayısı (Kfc) ile ölçülür.
Giriş
Brodie ve Dixon ilk olarak 1903 1'de ex-vivo akciğer perfüzyon sistemini tanımladılar. O zamandan beri, akciğerlerin fizyolojisi, farmakolojisi, toksikolojisi ve biyokimyasını incelemek için altın standart bir araç haline gelmiştir2,3. Teknik, akciğer nakillerinin uygulanabilirliğini değerlendirmek ve histamin, araşidonik asit metabolitleri ve P maddesi gibi enflamatuar mediatörlerin yanı sıra bronkokonstriksiyon, atelektaz ve pulmoner ödem gibi pulmoner fenomenler sırasında etkileşimlerinin etkisini belirlemek için tutarlı ve tekrarlanabilir bir yol sunar. İzole akciğer sistemi, biyojenik aminlerin genel dolaşımdan elimine edilmesinde akciğerlerin önemli rolünü ortaya çıkarmada önemli bir teknik olmuştur4,5. Ek olarak, sistem pulmoner yüzey aktif maddesinin biyokimyasını değerlendirmek için kullanılmıştır6. Son birkaç on yılda, ex-vivo akciğer perfüzyon sistemi akciğer nakli araştırmaları için ideal bir platform haline gelmiştir7. 2001 yılında Stig Steen liderliğindeki bir ekip, ex-vivo akciğer perfüzyon sisteminin ilk klinik uygulamasını, yaralanmaları nedeniyle başlangıçta transplantasyon merkezleri tarafından reddedilen 19 yaşındaki bir donörün akciğerlerini yenilemek için kullanarak tanımladı. Sol akciğer 65 dakika boyunca hasat edildi ve perfüzyon yapıldı; daha sonra, KOAH8'li 70 yaşındaki bir adama başarıyla nakledildi. Ex-vivo perfüzyonu kullanarak akciğer yenileme ile ilgili daha fazla araştırma, yaralı donör akciğerleri değerlendirmek ve tedavi etmek için genişletilmiş akciğer perfüzyonu için Toronto tekniğinin geliştirilmesine yol açtı9,10. Klinik olarak, ex-vivo akciğer perfüzyon sistemi, standart altı donör akciğerleri tedavi ederek ve yenileyerek donör havuzlarını artırmak için güvenli bir strateji olduğunu göstermiş ve standart kriterlere karşı risklerde veya sonuçlarda önemli bir fark sunmamıştır10.
İzole akciğer perfüzyon sisteminin en büyük avantajı, deneysel parametrelerin yapay bir laboratuvar kurulumu altında fizyolojik işlevini koruyan tam bir fonksiyonel organda değerlendirilebilmesidir. Ayrıca, pulmoner mekanik ventilasyonun ölçülmesi ve manipülasyonunun, pulmoner fizyolojinin hava yolu direnci, toplam vasküler direnç, gaz değişimi ve ödem oluşumu gibi bileşenlerini analiz etmesine izin verir, bu da bugüne kadar laboratuvar hayvanları üzerinde tam olarak in vivo olarak ölçülemez2. Özellikle, akciğerin perfüzyona maruz kalan çözeltinin bileşimi tamamen kontrol edilebilir, bu da maddelerin eklenmesinin etkilerini gerçek zamanlı olarak değerlendirmesini ve daha fazla çalışma için perfüzyondan örnek toplamasını sağlar11. İzole edilmiş akciğer sistemi ile çalışan araştırmacılar, mekanik ventilasyonun akciğer dokusunun çürümesine neden olduğunu ve kullanım süresini kısalttığını akılda bulundurmalıdır. Mekanik parametrelerdeki bu ilerleyici düşüş, deney sırasında akciğerlerin zaman zaman hiperenflasyona uğrayarak önemli ölçüde gecikebilir4. Yine de, hazırlık genellikle sekiz saatten fazla süremez. Ex-vivo akciğer perfüzyon sistemi için bir diğer husus merkezi sinir düzenlemesi ve lenfatik drenajın olmamasıdır. Yokluklarının etkileri henüz tam olarak anlaşılamamıştır ve bazı deneylerde potansiyel olarak önyargı kaynağı olabilir.
İzole akciğer perfüzyon sistemi tekniği tavşan modelinde yüksek derecede kıvam ve tekrarlanabilirlik ile yapılabilir. Bu çalışma, Mexico City'deki Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias'ta tavşan modeli için geliştirilen ex-vivo izole akciğer perfüzyon tekniğinin uygulanması için teknik ve cerrahi prosedürleri açıklar ve bu deneysel modelin uygulanmasındaki önemli adımlar hakkında içgörüleri paylaşmayı ve net bir kılavuz sağlamayı amaçlamaktadır.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Protokol
Tavşan modelinde izole perfüzyon sistemi, Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias'taki Bronşiyal Hiperresponsiflik Laboratuvarı'nda yaygın olarak kullanılmaktadır. Protokol, yaklaşık 2,5-3 kg ağırlığında yeni Zelanda tavşanlarını içerir. Tüm hayvanlar standart vivarium koşullarında ve ad libitum beslemesi laboratuvar hayvanları için resmi Meksika yönergelerine (NOM 062-ZOO-1999) uygun olarak ve Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu (8. baskı, 2011) altında tutulmuştur. Bu protokolde sunulan tüm hayvan prosedürleri ve hayvan bakım yöntemleri daha önce Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias Etik Komitesi tarafından onaylanmıştır.
NOT: İzole akciğer perfüzyon sisteminin hazırlanması, anestezi altında ve ötanazi yoluyla bir hayvanın kasıtlı ölümünü içerir.
1. Ekipman ve aparatların hazırlanması.
- Ekipman düzenlemesi:
- Tavşanın ağırlığına göre boyuta sahip bir ameliyat masası kurun.
- Yapay toraksın kapağını, altında cam hazne bulunan çelik kolona ve yanlarında bir makaralı pompa ile vantilatöre monte edin.
- Kapağın, daha hızlı bir bağlantı sağlamak için trakea ile aynı hizada trakeal canüle kolayca eğimli olduğundan emin olun.
- Yapay toraks:
NOT: Sistemin önemli bir parçasıdır. Özel bir kapakla kapatılmış su ceketli bir cam odadan oluşur. Kapak, nefes borusunu ve içine gömülü damarları kanüle etme bağlantılarına sahip organ tutucu olarak çalışır.- Yapay toraksın içindeki negatif basıncı oluşturmak için basınçlı hava ile çalışan bir venturi jeti kurun.
NOT: Havalandırma kontrol modülü (VCM), solunum ve son ekspirasyon basınçlarının yanı sıra solunum hızı ve inspiratuar sürenin toplam döngü süresine oranının ayrı ayrı ayarlanmasına izin verir.
- Yapay toraksın içindeki negatif basıncı oluşturmak için basınçlı hava ile çalışan bir venturi jeti kurun.
- Cihaz:
- Normalde çalışan bir aparatın, üzerinde pnömotachometer ve ağırlık dönüştürücüsü bulunan ve bir kabarcık tuzağı ile ön ısıtma bobininin arkasında bulunan yapay toraksı tutan bir taban plakasına monte edilmiş bir ana çelik kolondan oluştuğundan emin olun.
- Bir diferansiyel basınç dönüştürücüserini pnömotachometreye, diğerini de oda basıncına bağlayın. Perfüzyon ve venöz basınçları ölçmek için toraksın arkasına farklı birkaç basınç dönüştürücü ayarlayın.
- Oksijenatörnün altındaki değişim stoğunu seviyeli bir elektrot ve cihazın yanındaki havalandırma sistemi ile bağlayın.
2. Kardiyopulmoner bloğun cerrahi olarak çıkarılması.
- Anestezi:
- Yatıştırıcı (kslazine) ve barbitürat (pentobarbital) kombinasyonu kullanın.
NOT: Deneysel sonuçlar üzerinde hiçbir etkisi olmadan farklı anestezik kokteyller kullanılabilir. - İlk olarak, sağlıklı Yeni Zelanda tavşanlarını tek bir intramüsküler ksüller kslorür enjeksiyonu ile yatıştırın (3-5 mg / kg). Enjeksiyondan birkaç dakika sonra daha fazla manipülasyona izin vermek için tavşanların sakin ve rahat kalmasını sağlayın.
- Sedasyondan sonra, marjinal (yanal) kulak damarlarını, tavşanları pentobarbital sodyumun (28 mg/ kg) intravenöz enjeksiyonu ile uyuşturmaya erişim olarak kullanın.
- Yatıştırıcı (kslazine) ve barbitürat (pentobarbital) kombinasyonu kullanın.
- Izleme:
- Yetersiz anestezi veya kalp ve solunum fonksiyonlarının aşırı depresyondan kaçınmak için aşağıdaki parametreleri izleyin. Anestezinin derinliğini değerlendirmek için bir parmak sıkışma testi gerçekleştirin.
- Mukoza zarının pembe olduğundan emin olun. Mavi veya gri tonları hipoksiyi gösterir.
- Kalp atış hızının 120-135 atım/dk arasında olduğundan ve vücut sıcaklığının 36,5 °C'nin altına düşmemesini sağlayın.
- Hayvan yerleşimi:
- Tavşanın gövdesini tıraş edin ve hayvanı ameliyat masasına supine pozisyonda yerleştirin. Tissular hasarı önlemek için trakeotomiden sonra kolayın hızlı bir şekilde bağlanmasına izin vermek için havalandırma sistemini masanın yanına, tavşan kafasının arkasına yerleştirin.
- Kesi ve trakeotomi:
- Cildi diyaframdan boyuna kadar 3-5 cm'lik bir ventral ortanca çizgi kesisi ile parçalara ayrıştırın.
- Çalışma makası ile trakeanın ön 2/3'ü iki kıkırdak halkası arasından kesiği keserek trakeal fibrüz membrandan trakeal kanamayı yerleştirin.
- 5 mm (dış çap) yerleştirin; OD) trakeal lifli membrandan trakeal canül ve dikkatlice sabitlemek için 4-0 ipek dikiş kullanın.
- Kanonun nefes borusuna doğru bükülmemesini sağlamak için nefes borusunun altına tokmak veya cımbız yerleştirin.
- Pozitif basınçlı havalandırma:
- Akciğerler yapay toraksın dışında kaldığı sürece, ameliyat sırasında akciğer çökmesini önlemek için pozitif bir basıncı havalandırmak için küçük bir tür solunum pompası kullanın.
- Trakeotomiden sonra ve toraks açılmadan önce solunum pompasına bağlı trakeal kanondan havalandırmayı başlatın.
- Gelgit hacmini 10 mL/kg olarak ayarlayın.
NOT: Deney kurulumuna ve yapay toraks modeline bağlı olarak, negatif basınç sağlamak için kullanılan aynı havalandırma pompası veya farklı bir havalandırma pompası ile pozitif basınçlı havalandırma sağlayarak hızlı bir yeniden canülasyon sağlar.
- Torakotomi ve eksanguinasyon:
- Torasik boşluğa erişmek için, toraks duvarını açmak için bir neşter veya makas kullanın ve toraksın üst üçte birine kadar medial sternotomi yapın.
- Toraks yarılarını iki retraktörle açık tutun. Birkaç akciğer kapağı genellikle kalbi çevreler.
- Üstün ve alt vena kavayı yerelleştirin ve ipliklerle yönlendirin.
- Hayvanın eksanguinasyonundan önce, sağ ventrikülü tanımlayın ve 1000 UI / kg heparin enjekte edin.
- Enjeksiyondan hemen sonra, üstün ve alt vena kavayı önceden döngülü iplikle lige edin ve exsanguination yapın.
- Kalp-akciğer hasadı:
- Kardiyopulmoner bloğu nazikçe ve hızlı bir şekilde hasat edin. Akciğerleri torakstan çıkarmak için bağ dokusunu ayırmak için doğrudan dijital diseksiyon veya yay makası kullanın.
- Bölgedeki vaskülatın yanı sıra yemek borusunu da parçalara ayrıştırın.
- Medial sternotomiyi trakeal canüle doğru uzatmak için manubrium sterniyi kesin ve her iki taraftaki trakeayı bağlantı dokusundan serbest bırakın.
- Şimdi, trakeayı trakeal canülden yukarıya resect. Trakea ve akciğerlerin dorsal fiksasyonu reseksiyonu reseksiyon edilirken, kavunu kraniokoaudal bir eksende hafifçe yukarı çekin.
- Kanülasyon:
- İzole edilmiş akciğerleri torakstan kaldırın ve bir petri kabının üzerine steril bir gazlı bez üzerine dikkatlice yerleştirin.
- Atelektazi önlemek için, akciğerleri pozitif basınçlı ventilasyon kullanarak 2 cmH2O'ya ayarlanmış pozitif uç-ekspiratuar basınç (PEEP) ile havalandırın.
- Ventrikülleri atriyoventriküler oluk seviyesinde kalpten keserek çıkarın.
- İki ventrikülü açtıktan sonra, tavşan için OD 4.6 mm pulmoner arter kanüllerini pulmoner arterden bir sepetle tanıtın ve tavşan için OD 5.9 mm sol atriyum kanülini sepetle mitral kapaktan sol kulakçığa sokun.
- Kanülleri sabitlemek için pulmoner arterde ve sol kulakçıkta 4-0 ipek dikiş kullanın. Bu yapıların şişkinliğini önlemek için çevre dokuları pulmoner arter ve sol atriyumun ligatürlerine dahil edin.
- Kalan kanı damar yatağından temizlemek için arteriyel kanülden 250 mL salin izotonik çözelti enjekte edin.
3. Perfüzyon tekniği.
- Kurulum:
- İzole edilmiş akciğerleri dikkatlice akciğer odasına yerleştirin.
- Trakeayı odanın kapağındaki dönüştürücüye takın.
- Kanüle edilmiş damarları perfüzyon sistemine bağlayın.
- Hazneyi kapatın ve döner kilit ile sabitleyin.
NOT: Devridaim perfüzyon devresi açık bir venöz rezervuar, peristaltik pompa, ısı eşanjörü ve kabarcık tuzağından oluşur. - Bu noktada, oda kapağını takın ve pozitiften negatif basınç havalandırmasına geçmek için bir stopcock'un üzerine geçin. Akciğerlerin negatif basınç havalandırmasını ve odanın hava geçirmez kapanmasını kontrol etmek için, akciğerin solunum gezisini ve basınç göstergesi üzerindeki oda basıncını inceleyin.
- Akciğerleri 200 mL yapay kansız perfüzat (sığır albümin% 2.5'ini içeren krebs-Ringer bikarbonat tamponu) ile perfüzyon.
- Perfüzyon akışını 3 mL/dk/kg'dan başlatın, ardından 5 dakikalık bir süre boyunca akışı yavaşça 5 mL/dk/kg'a yükseltin. Sonraki 5 dakika boyunca 8 mL/ dk / kg akışa ulaşın ve daha sonra 5 dakikalık bir süre sonra maksimum 10 mL / dk / kg akıya ulaşın. Havanın devreye girmesini önlemeye dikkat edin.
NOT: pH'ı ve perfüzyonun sıcaklığını fizyolojik aralıklarda koruyun (pH 7.4-7.5; sıcaklık, 37 °C-38 °C). pH'ı ayarlamak için NaHCO3 (1N) ekleyin veya karbondioksit akışını artırın. Alternatif olarak, asitleştirmek için HCl (0.1N) kullanın.
- Parametre:
- Önceden belirlenmiş perfüzyon ve havalandırma parametrelerinin gerektiği gibi ayarlanıp ayarlanmadığını kontrol edin.
- Akciğerleri 30 bpm frekansta nemlendirilmiş hava, 10 mL/kg gelgit hacmi ve 2 cmH2O'luk bir uç ekspirasyon basıncı (Pe) ile havalandırın.
NOT: Pulmoner arteriyel basınç (0-20 mmHg), oksijenatördeki veya rezervuardaki sıvı seviyesinin pulmoner gövdenin santimetrelerce yüksekliğine, pulmoner venöz basınç ise sol kulakçık üzerindeki basınç denge odasının yüksekliğine karşılık gelir. Her iki değer de değiştirilebilir. Sol atriyum basıncının da 0-20 mmHg olduğunu unutmayın.
- Bölge 3 koşullarının eldei:
- Pulmoner arterde sabitlenmiş kanülün yan portlarına bağlı iki kateter, sol kulakçık ve basınç dönüştürücülerini arteriyel (Pa) ve venöz (Pv) basınçları ölçmek için kullanın.
- Taban çizgisi basınçlarını akciğer hilum seviyesinde ayarlayın (Sıfır referans).
- Deneyleri bölge 3 havalandırma koşullarında gerçekleştirin. Bunu başarmak için, izogravimetrik bir durum ile karakterize bir denge elde etmek için 10-15 dakika bekleyin.
- Bölge 3 koşullarının oluşması için venöz basıncın alveolar basınçtan (Palv) daha yüksek olduğundan ve arteriyel basıncın her ikisinden de (Pa > Pv > Palv) daha yüksek kaldığından emin olun.
- Maksimum sayıda pulmoner damar açmak ve deney sırasında mikrovasküler yatak içeriğini korumak için bölge 3 koşullarını elde etmek için akciğerlerin ağırlığının sabit ve arteriyel ve sol atriyal basınçların stabil olduğundan emin olun.
NOT: Kfc'nin pulmoner ödem göstergesi olarak ölçülmesinin manuel ve otomatik perfüzyon sistemi arasında bir varyasyonu yoktur.
- Elektronik kontrol ve sinyal işleme: Solunum akışının, ağırlık değişimlerinin, mikrovasküler basıncın, gelgit hacminin, vasküler direncin, diğerlerinin yanı sıra, dönüştürücülerden gelen sinyalleri entegre eden ve değerlendirme sisteminde görüntüleyen birden fazla merkezi elektronik üniteye kayıtlı olduğundan emin olun.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Sonuçlar
İzole akciğer perfüzyon sistemi biyopsi için organ manipülasyonu, perfüzyondan numune toplanması ve fizyolojik parametrelerin gerçek zamanlı veri toplanmasına izin verir. İzole sistem, metabolik ve enmatik aktiviteden akciğer nakilleri için ödem oluşumu ve koruma dönemlerine kadar farklı fonksiyonları ve akciğer olaylarını içeren birçok hipotezin test edilmesi için kullanılabilir.
Şekil 1, havalandırma sistemi ve hesaplanan veri toplama ile birlikte tamamen monte ...
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Tartışma
Bu çalışma, pulmoner fizyoloji araştırmalarında önemli bir teknik olan izole akciğer perfüzyon sisteminin genel bir görünümünü görüntüler. İzole akciğer perfüzyon sistemi, kullanımlarında çok yönlülük sunar ve çok çeşitli hipotezlerin testinde ilgili çeşitli parametrelerin değerlendirilmesine izin verir15. İzole edilmiş bir akciğer sistemi, son on yılda organa özgü değerlendirmelerle ilgisini daha da ortaya koymuştur ve ayrıca mezenkimal kök hücreler16 ve CRISPR / Cas9 geno...
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Açıklamalar
Yazarlar çıkar çatışması olmadığını beyan eder.
Teşekkürler
Yazarlar, bu makalenin yazılmasındaki desteği için Doktora Bettina Sommer Cervantes'e ve illüstrasyonlara verdiği destek için Kitzia Elena Lara Safont'a teşekkür eder.
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Malzemeler
| Ad | Şirket | Katalog numarası | Yorumlar |
|---|---|---|---|
| 2 Stop'lu Tygon E-Lab Hortumu, 3,17 mm İç Çap, 12/paket, Siyah/Beyaz | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-1864 | |
| IPL-4'te Pozitif Basınçlı Ventilasyon için Adaptör | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4312 | |
| IPL-4'te Pozitif Basınçlı Ventilasyon için Adaptör | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4312 | |
| IPL-4 için Alternatif Basınçsız Gaz Beslemesi: Negatif havalandırma sırasında trakeaya oda havasından farklı bir gaz karışımı sağlamak | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4309 | |
| Tavşandan Fetal Domuza İzole Perfüze Akciğer için Temel Ünite | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4138 | |
| Sığır serumu A2: D41 albümin liyofilize toz | sigma | 3912 | 500 g |
| Kalsiyum klorür, CaCl2· 2H2O. | JT Baker | 10035-04-8 | |
| Kriyojenik şişeler | Corning | 430659 | 2 mL |
| D-glukoza, C6< / sub>H12< / sub>O6< / sub>. | sigma | G5767 | |
| Diferansiyel Düşük Basınç Dönüştürücü DLP2.5, Aralık +- 2,5 cmH2O, HSE Konektörü | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-3882 | |
| Diferansiyel Basınç Dönüştürücü MPX, Aralık +- 100 cmH2O, HSE Konektörü | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0064 | |
| Eppendorf tüpleri | |||
| Etanol mutlak HPLC sınıfı | Caledon | ||
| Falcon tüpleri | 14 mL | ||
| Harvard Peristaltik Pompa P-230 (Kontrol Kutusu ve P-230 Motor Sürücüsü ile birlikte) | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 70-7001 | |
| Isıtmalı Lineer Pnömotakometre 0 ila 10 L/dk akış aralığı | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 59-9349 | |
| Tek Pnömototometre için Isıtıcı Kontrol Cihazı 230 VAC, 50 Hz | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 59-9703 | |
| Heparin | PISA | 5000 UI | |
| HPLC Kolonu (C18 100A 5U) | Alltech | 98121213 | 150 mm x 4,6 mm |
| Hidrofilik Şırınga Filtresi | Millex | SLLGR04NL | 4 mm |
| IPL-4 İzole Tavşandan Fetal Domuz Akciğerine Çekirdek Sistemi, 230 | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4296 | |
| İzole Tavşandan Fetal Domuz Akciğerine IPL-4 Çekirdek Sistemi, 230 V | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4296 | |
| Tampon Çözelti için Ceketli Cam Rezervuar, Frit ve Borulu, 6.0 L | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0322 | |
| Lauda Termostatik Sirkülatör, Tip E-103, 230 V/50 Hz, 3 L Banyo Hacmi, Sıcaklık Aralığı 20 ila 150 derece; C | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0125 | |
| Sepetli Tavşan için Sol Atriyum Kanülü, OD 5.9 mm | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4162 | |
| PLUGSYS Modülü için Düşük Aralıklı Kan Basıncı Dönüştürücü P75 | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0020 | |
| Magnezyum sülfat heptahidrat, MgSO4· 7H2O | JT Baker | 10034-99-8 | |
| Mikrosantrifüj Tüpü | Corning | 430909 | |
| IPL-4 için Basınç Regülatörlü Negatif Basınçlı Ventilasyon Kontrol Seçeneği | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4298 | |
| Yeni Zelanda tavşanları | |||
| PISABENTAL (Pentobarbital sodyum) | PISA | Q-7833-215 | |
| PLUGSYS Kutu, Tip 603* 7 | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0045 | |
| PLUGSYS TCM Zaman Sayacı Modülü | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-1750 | |
| PLUGSYS Dönüştürücü Amplifikatör Modülü (TAM-A) | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-0065 | |
| PLUGSYS Dönüştürücü Amplifikatör Modülü (TAM-D) | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-1793 | |
| PLUGSYS VCM-4R Basınç Regülatörlü Ventilasyon Kontrol Modülü | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-1755 | |
| Potasyum klorür, KCl. | JT Baker | 3040-01 | |
| Potasyum dihidrojen fosfat, KH2PO4 | JT Baker | 7778-77-0 | |
| PROCIN (Ksilosin klorhidrat) | PISA | Q-7833-099 | |
| Sepetli Tavşan için Pulmoner Arter Kanülü, OD 4.6 mm | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4161 | |
| Neşter bıçağı | |||
| Serotonin 5-HT | |||
| Servo Kontrol Cihazı (SCP | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-2806 | |
| Geçmeli Kapaklı Mikrosantrifüj Tüpü | Costar | 3620 | 1.7 mL |
| Sodyum bikarbonat, NaHCO3 | sigma | S6014 | |
| Sodyum klorür, NaCl. | sigma | S9888 | |
| Cerrahi eldivenler No. 7 1/2 | |||
| Cerrahi eldivenler No. 8 | |||
| Taygon tüpleri | Tavşan için Masterflex | ||
| Trakeal Kanül, OD 5.0 mm | Hugo Sachs Elektronik (HSE) | 73-4163 |
Kaynaklar
- Dixon, W. E. Contributions to the physiology of the lungs: Part I. The bronchial muscles, their innervation, and the action of drugs upon them. The Journal of Physiology. 29 (2), 97-173 (1903).
- Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
- Roman, M. A., Nair, S., Tsui, S., Dunning, J., Parmar, J. S. Ex vivo lung perfusion: a comprehensive review of the development and exploration of future trends. Transplantation. 96 (6), 509-518 (2013).
- Delaunois, A., Gustin, P., Ansay, M. Multiple muscarinic receptor subtypes mediating pulmonary oedema in the rabbit. Pulmonary Pharmacology. 7 (3), 185-193 (1994).
- Delaunois, A., Gustin, P., Vargas, M., Ansay, M. Protective effect of various antagonists of inflammatory mediators against paraoxon-induced pulmonary edema in the rabbit. Toxicology and Applied Pharmacology. 132 (2), 343-345 (1995).
- Barr, H. A., Nicholas, T. E., Power, J. H. Control of alveolar surfactant in rats at rest and during prolonged hyperpnoea: pharmacological evidence for two tissue pools of surfactant. British Journal of Pharmacology. 93 (3), 473-482 (1988).
- Machuca, T. N., Cypel, M. Ex vivo lung perfusion. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1054-1062 (2014).
- Steen, S., et al. First human transplantation of a nonacceptable donor lung after reconditioning ex vivo. The Annals of Thoracic Surgery. 83 (6), 2191-2194 (2007).
- Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 27 (12), 1319-1325 (2008).
- Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
- Kao, C. C., Parulekar, A. D. Is perfusate exchange during. Annals of Translational Medicine. 8 (3), 43(2020).
- Alquicira-Mireles, J. Participación de la serotonina en los cambios de permeabilidad vascular en la preservación pulmonar en conejo. , Universidad Nacional Autónoma de México. Biología thesis (2013).
- Arreola-Ramírez, J. L. Papel de la liberación de acetilcolina y sustancia P en el deterioro de la función pulmonar en un modelo experimental de preservación pulmonar en conejo. , Universidad Nacional Autónoma de México. Doctorado en Ciencias Biomédicas thesis (2009).
- Isolated lung perfusion systems for small to large animal models. Harvard Apparatus. Hugo Sachs Elektronik (HSE). , Available from: https://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Isolated%20Lung%20Perfusion%20Systems%20Brochure.pdf (2021).
- Jiao, G. Evolving trend of EVLP: Advancements and emerging pathways. SN Comprehensive Clinical Medicine. 1 (4), 287-303 (2019).
- Mordant, P., et al. Mesenchymal stem cell treatment is associated with decreased perfusate concentration of interleukin-8 during ex vivo perfusion of donor lungs after 18-hour preservation. The Journal of Heart and Lung Transplantation: The Official Publication of the International Society for Heart and Lung Transplantation. 35 (10), 1245-1254 (2016).
- Cowan, P. J., Hawthorne, W. J., Nottle, M. B. Xenogeneic transplantation and tolerance in the era of CRISPR-Cas9. Current Opinion in Organ Transplantation. 24 (1), 5-11 (2019).
- Collaborators, G. C. R. D. Prevalence and attributable health burden of chronic respiratory diseases, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. The Lancet Respiratory Medicine. 8 (6), 585-596 (2020).
- Bravo-Reyna, C. C., Torres-Villalobos, G., Aguilar-Blas, N., Frías-Guillén, J., Guerra-Mora, J. R. Comparative study of capillary filtration coefficient (Kfc) determination by a manual and automatic perfusion system. Step by step technique review. Physiological Research. 68 (6), 901-908 (2019).
- Pereira, M. R., et al. COVID-19 in solid organ transplant recipients: Initial report from the US epicenter. American Journal of Transplantation. 20 (7), 1800-1808 (2020).
Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.
Yeniden basım ve izinler
