Kemotaksi, kökler üzerinde bitki büyümesini teşvik eden rizobakterinin (PGPR) kolonileştirilmesi ve bitki-mikrop etkileşimlerinin anlaşılması için önemlidir1. Bitki kökündeki düşük moleküler ağırlıklı bileşikler (kemoattraktantlar) sınıfı, PGPR'nin rizosfere kemotatik hareketini teşvik eder2. Malik asit, sitrik asit ve kök eksüdalarındaki diğer bileşenler Bacillus suşlarının kemotaksisini uyarır3. Örneğin, mısır kökündeki glikoz, sitrik asit ve fumarik asit, bakterileri kök yüzeyine toplar4. Kök eksüdalarından elde edilen D-galaktoz, Bacillus velezensis SQR95'in kemostaksisini indükler. Fümarat, malik asit ve süksinit de dahil olmak üzere organik asitler, Cajanus cajan - Zea mays intercropping sisteminde çeşitli PGPR'nin kemotaksisini ve kolonizasyonunu etkiler6. Pirinç kökündeki oleanolik asit eksüda eder, FP357 suşu için bir kemoattraktant görevi görür. Diğer bitki eksüdaları (histidin, arginin ve aspartat dahil) bakterilerin kemotaktik tepkisinde çok önemli bir rol oynayabilir8. Bitki eksüdaları, rizosfer kolonizasyonu sırasında ilk adım olan bakterilerin hareketini yönlendirmek için bir sinyal olarak işlev görür. PGPR tarafından bitki kolonizasyonu, PGPR bitki konağı için faydalı olduğu için muazzam bir alaka sürecidir.
Bakteriyel kemotaksi analizi için birçok yöntem kullanılmıştır. Yüzme plakası yöntemi daha önce açıklanan yöntemlerden biridir9. Bu yöntemde plakalar semisolid bir ortamla yapılmıştır. Plakaya agar (%1.0, w/v) içeren bir kemotaktik tampon eklendi. Tampon ısıtılır ve daha sonra kemoattraktant ile karıştırılır. Daha sonra plakanın ortasına damla yönünde 8 μL bakteri süspansiyonu eklendi ve plaka 28 °C'de bir inkübatöre yerleştirildi. Plaka düzenli olarak gözlemlendi ve fotoğraflandı. Ancak yüzme plakası yönteminin deneysel döngüsü çok uzundu. Kılcal damar benzeri yöntem10'da, pipet ucu 100 μL bakteri süspansiyonu tutmak için bir oda görevi görür. Kılcal damar olarak 1 mL şırınga iğnesi kullanılmıştır. 100 μL pipet ucuna farklı konsantrasyon gradyanlarına sahip kemoattratantlar içeren bir şırınga iğnesi yerleştirildi. Oda sıcaklığında 3 saat inkübasyondan sonra şırınga iğnesi çıkarıldı, içerik seyreltildi ve ortama kaplandı. Şırınddaki bakteri birikimi plakalarda koloni oluşturan birimler (CFO' lar) ile temsil edildi. Bununla birlikte, kılcal damar benzeri yöntem için kopyalar içindeki deneysel hata büyüktü. Başka bir yöntem bir mikroakışkan SlipChip cihazı kullandı11. Kısaca, sığır serum albümin (BSA) çözeltisi tüm kanallara enjekte edildi ve vakum kullanılarak çıkarıldı. Farklı kemoattratantlar (sadece nitel algılama için 1 mM konsantrasyon), fosfat tamponlu salin ve fosfat tamponlu salin tamponunda asılı bakteri hücreleri (negatif kontrol) içeren çözeltiler sırasıyla üst, orta ve alt mikrowelllere eklendi. Kuluçka daha sonra 30 dakika boyunca oda sıcaklığında karanlık bir ortamda gerçekleştirildi. Bakteri hücreleri daha sonra mikrowelllerde tespit edildi. Ancak mikroakışkan SlipChip cihazı pahalıydı. Bu nedenle, yukarıda açıklanan yöntemlerin her birinin avantajları ve dezavantajları vardı.
Karmaşık adımlar olmadan steril cam slaytlar kullanarak kök eksüdalarında rizobakteri kemoattratantlarının hızlı tanımlanması için geliştirilmiş bir kemotaksi tahlilini kurduk. Bu çalışmada, deneysel sonuçların birden fazla karşılaştırması ile, yöntem geleneksel bakteriyel kemotaksi yöntemlerinin birden fazla eksikliklerini aşmaktadır. Yöntem plaka sayma hatasını azalttı ve deneysel döngüyü kısalttı. Bu nedenle, kemoattratant bir maddeyi tanımlamak için kullanılırsa, bu yeni yöntem 2-3 gün tasarruf edebilir ve deneysel malzemelerin maliyetini azaltabilir.