Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Zebra Balığı Kornea Yara İyileşmesi: Aşınmadan Yara Kapatma Görüntüleme Analizine

2.7K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/63605

⸱

1 Mart 2022

 ,  , 
1Institute of Biotechnology, HiLIFE, University of Helsinki, 2Institute for Neurosciences of Montpellier, Univ Montpellier

Bu makalede

Özet

Bu protokol, hücresel düzeyde sonraki yara kapanmasını değerlendirmek için zebra balıklarının oküler yüzeyine aşınma yoluyla zarar vermeye odaklanır. Bu yaklaşım, kornea epitelini kısmen çıkarmak için bir oküler çapaktan yararlanır ve yara kapanması sırasında hücre morfolojisindeki değişiklikleri izlemek için taramalı elektron mikroskobu kullanır.

Özet

Gözün şeffaf yüzeyi olarak, kornea net görme için etkilidir. Konumu nedeniyle, bu doku çevresel hakaretlere eğilimlidir. Nitekim klinik olarak en sık karşılaşılan göz yaralanmaları korneada görülen yaralanmalardır. Kornea yara iyileşmesi küçük memelilerde (yani fareler, sıçanlar ve tavşanlar) kapsamlı bir şekilde incelenirken, kornea fizyolojisi çalışmaları, zebra balığı klasik bir araştırma modeli olmasına rağmen, zebra balığı da dahil olmak üzere diğer türleri ihmal etmiştir.

Bu rapor, zebra balığı üzerinde kornea aşınması gerçekleştirmenin bir yöntemini açıklamaktadır. Yara, oküler çapak kullanılarak anestezi uygulanan balıklarda in vivo olarak gerçekleştirilir. Bu yöntem, gözün geri kalanını sağlam bırakarak tekrarlanabilir bir epitel yarasına izin verir. Aşınmadan sonra, yara kapanması 3 saat boyunca izlenir, daha sonra yara reepitelize edilir. Taramalı elektron mikroskobu kullanılarak, ardından görüntü işleme, epitel hücre şekli ve apikal çıkıntılar, kornea epitel yarası kapanması sırasında çeşitli adımları incelemek için araştırılabilir.

Zebra balığı modelinin özellikleri, epitel dokusu fizyolojisinin ve dokuya meydan okunduğunda epitel hücrelerinin kolektif davranışının incelenmesine izin verir. Ayrıca, gözyaşı filminin etkisinden yoksun bir modelin kullanılması, korneanın strese tepkisi ile ilgili yeni cevaplar üretebilir. Son olarak, bu model aynı zamanda fiziksel bir yaraya maruz kalan herhangi bir epitel dokusunda yer alan hücresel ve moleküler olayların tanımlanmasına da izin verir. Bu yöntem, preklinik testlerde ilaç etkinliğinin değerlendirilmesinde uygulanabilir.

Giriş

Epitelyaların çoğu dış çevre ile temas halinde olduğundan, fiziksel yaralanmaya eğilimlidirler, bu da onları yara iyileşme süreçlerinin incelenmesi için çok uygun hale getirir. İyi çalışılmış dokular arasında kornea, yara iyileşmesinin hücresel ve moleküler yönlerinin araştırılmasında son derece yararlı bir modeldir. Şeffaf bir dış yüzey olarak göze fiziksel koruma sağlar ve ışığı retinaya odaklayan ilk unsurdur. Retinanın yapısı ve hücre bileşimi tür1 arasında farklılık gösterirken, korneanın bu elementleri, türlerden bağımsız olarak tüm kamera tipi gözlerde genellikle benzerdir.

Kornea üç ana tabakadan oluşur2. İlk ve en dış katman, şeffaflığını sağlamak için sürekli yenilenen epiteldir. İkinci katman, kesinlikle organize edilmiş kollajen liflerinin kalın bir tabakası içinde, keratositler adı verilen dağınık hücreler içeren stromadır. Üçüncü ve en içteki tabaka, ön odadan dış katmanlara besin ve sıvı difüzyonuna izin veren endoteldir. Epitel ve stromal hücreler büyüme faktörleri ve sitokinler yoluyla etkileşime girer3. Bu etkileşim, epitel yaralanması 4,5 sonrası hızlı apoptoz ve ardından keratositlerin proliferasyonu ile vurgulanmaktadır. Delinme gibi daha derin bir yara durumunda, keratositler iyileşme sürecinde aktif rol alır6.

Dış çevre ile temas halinde olmak, kornea fiziksel yaralanmaları yaygındır. Birçoğu kum veya toz gibi küçük yabancıcisimlerden kaynaklanır 7. Göz ovuşturma refleksi geniş epitel sıyrıklarına ve kornea yeniden şekillenmesine yol açabilir8. Yara büyüklüğüne ve derinliğine göre, bu fiziksel yaralanmalar ağrılıdır veiyileşmesi birkaç gün sürer 9. Bir modelin optimal yara iyileşme özellikleri, yara kapanmasının hücresel ve moleküler yönlerinin anlaşılmasını kolaylaştırır. Ayrıca, bu tür modeller, daha önce10,11'de gösterildiği gibi, kornea iyileşmesini hızlandırma potansiyeline sahip yeni molekülleri test etmek için de yararlı olduğunu kanıtlamıştır.

Burada açıklanan protokol, zebra balıklarını kornea fiziksel yaralanmasını incelemek için ilgili bir model olarak kullanmayı amaçlamaktadır. Bu model, moleküllerin doğrudan tank suyuna eklenmesine ve dolayısıyla iyileşen bir kornea ile temas etmesine izin verdiği için farmakolojik tarama çalışmaları için oldukça uygundur. Burada verilen detaylar, bilim adamlarının zebra balığı modeli üzerindeki çalışmalarını gerçekleştirmelerine yardımcı olacaktır. İn vivo yaralanma donuk bir oküler çapak ile gerçekleştirilir. Bitişik veya ondan uzak bir mesafedeki epitel hücreleri üzerindeki etki, merkezi kornea epitelinin spesifik olarak çıkarılmasıyla analiz edilebilir. Son yıllarda, çok sayıda rapor kemirgen kornea 12,13,14,15,16,17; ancak, bugüne kadar, sadece tek bir rapor bu yöntemi zebra balığı18'e uygulamıştır.

Sadeliği nedeniyle, fiziksel yara, epitel hücrelerinin yara kapanmasındaki rolünü tanımlamada yararlıdır. Kornea yaralanmasının bir başka köklü modeli kimyasal yanık, özellikle alkali yanık 19,20,21'dir. Bununla birlikte, böyle bir yaklaşım dolaylı olarak periferik kornea ve kornea stroma19 dahil olmak üzere tüm göz yüzeyine zarar verir. Gerçekten de, alkali yanıklar potansiyel olarak kornea ülserlerini, perforasyonları, epitelyal opaklaşmayı ve hızlı neovaskülarizasyonuindükler 22 ve alkali yanıkların kontrol edilemeyen sonucu, genel yara iyileşmesi çalışmaları için bu yaklaşımı diskalifiye eder. Söz konusu çalışmanın özel odağına göre kornea yarasının iyileşmesini araştırmak için çok sayıda başka yöntem de kullanılmaktadır (örneğin, tam epitel debridmanı23, kısmi kalınlıktaki yara 24 için kimyasal ve mekanik yaralanma kombinasyonu, stroma25'e uzanan yaralar için excimer lazer ablasyonu). Oküler çapak kullanımı, odak noktasını yaraya epitel yanıtı ile sınırlar ve yüksek oranda tekrarlanabilir bir yara sağlar.

Her yara açma yönteminde olduğu gibi, oküler çapak kullanımının avantajları ve dezavantajları vardır. En büyük dezavantajı, yanıtın çoğunlukla epitel olması, klinik ortamda görülen sıyrıkları tam olarak yansıtmamasıdır. Bununla birlikte, bu yöntemin, kurulabileceği ve gerçekleştirilebildiği kolaylık, hassasiyeti, tekrarlanabilirliği ve invaziv olmaması da dahil olmak üzere sayısız avantajı vardır, bu da onu hayvanlar tarafından iyi tolere edilen bir yöntem haline getirir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm deneyler ulusal hayvan deney kurulu tarafından onaylandı.

1. Hazırlıklar

  1. Anestezi26 için kullanılan trikain stok çözeltisini önceden hazırlayın (bu protokolde kullanılan% 0.4 stok çözeltisi). Eldiven kullanın ve malzemeleri mümkün olduğunca bir duman başlığında tutun.
    1. % 0.4'lük bir çözeltinin 50 mL'si için, 50 mL'lik bir tüpe 200 mg trikain tozu tartın. Tozu yaklaşık 45 mL çift damıtılmış suda çözün.
    2. Trikain stok çözeltisinin pH'ını 1 M Tris (pH 8.8, ~ 1.25 mL) ile 7'ye ayarlayın. Tris çözeltisini alikotlardaki trikain stoğuna ekleyin, her alikottan sonra stoğu iyice karıştırın ve her Tris ilavesinden sonra pH'ı kontrol edin.
  2. Deneyden önce,% 0.02'lik bir trikain çalışma çözeltisi hazırlayın.
    1. 2 mL% 0.4 stok çözeltisini çözün ve 40 mL'lik sistem suyuna ekleyin (son konsantrasyon% 0.02). Çözeltiyi küçük bir kaba koyun.
  3. Deneyden önce, analjezik içeren geri kazanım suyunu hazırlayın. Eldiven kullanın ve malzemeleri mümkün olduğunca davlumbazda tutun.
    1. Bir litre geri kazanım suyu için, 2.5 mg lidokain hidroklorür tozu tartın ve tatlı sistem suyunda çözün. PH'ı kontrol edin ve gerekirse 7'ye ayarlayın.
  4. Deneyden önce, sabitleme çözeltisini hazırlayın (pH 7.4'te 0.1 M sodyum fosfat (Na-PO4) çözeltisinde% 2.5 glutaraldehit). Eldiven kullanın ve malzemeleri bir duman başlığında tutun.
    1. 10 mL sabitleme çözeltisi için, bir tüpe 5 mL'lik 0,2 M Na-PO4 pipetin. 0,5 mL% 50 glutaraldehit ekleyin ve 10 mL'lik son hacmi elde etmek için çift damıtılmış su ekleyin. Çözeltiyi ışıktan koruyun ve kullanmadan önce buzda veya buzdolabında saklayın.
      NOT: Numunelerin yaralamadan sonra birkaç saat boyunca toplanması gerekiyorsa, kullanımdan hemen önce sabitleme solüsyonunu hazırlayın.
  5. Ekipmanı yaralama için hazırlayın (Şekil 1).
    1. Geri kazanım tanklarını veya daha küçük kapları sistem suyuyla doldurun.
    2. Oftalmik çapağı hazır bulundurun. Çapak ucunun temiz olup olmadığını kontrol edin. Gerekirse, hücre kalıntılarını nemli bir pamuklu çubukla temizleyin.
    3. Yumuşak bir süngerin yanına bir kesi yapın ve süngeri sistem suyuyla nemlendirin. Süngeri diseksiyon mikroskobunun tabanına/aşamasına yerleştirin. Çapağı kullanmak için yeterli çalışma alanı ve göz yüzeyini düzgün bir şekilde görmek için yanlardan ve / veya yukarıdan yeterli aydınlatma sağlayın.

2. Anestezi

  1. Bir balığı tanktan% 0.02 trikain çözeltisine mümkün olduğunca yumuşak bir ağ ile aktarın.
  2. Anesteziyi izleyin, hafif mekanik uyaranlara yanıt verilip verilmediğini kontrol edin.
    NOT: Tutarlı anestezi için, yetişkin vahşi tip AB balıklarıyla aşınmadan önce trikaine 2 dakikalık bir maruz kalma kullanılır. Diğer genetik geçmişe sahip balıklarda, farklı bir süreye ihtiyaç duyulabilir.

3. Aşınma

  1. Anestezi uygulanan balığı, sünger yüzeyinden çıkıntı yapan bir kaşıkla sünger üzerindeki kesiye yavaşça yerleştirin.
  2. Çapağı açın ve mikroskop görünümünü göz yüzeyine odaklayın.
  3. Göz yüzeyine çapak ucu ile dikkatlice yaklaşın. Göz yüzeyine dokunurken, çapak ucunu göz yüzeyinde dairesel hareketle hareket ettirmeye başlayın. Ani hareketlerden kaçının, çünkü gözün sokette eğilmesine ve çapak ucunun kaymasına neden olabilir.
  4. Aşınma tamamlandığında, balıkları iyileşme için analjezik içeren sistem suyuna dikkatlice yerleştirin.
  5. Çapağı kullanımdan hemen sonra nemli bir pamuklu çubukla temizleyin.

4. Örneklerin toplanması

  1. İstenilen zaman noktasında, balıkları bir ağ ile alın ve% 0.02 trikain çözeltisine yerleştirin. Operküler hareket tamamen durana kadar hayvanı çözelti içinde tutun ve balık dokunmaya tepki vermez.
  2. Balıkları bir kaşıkla Petri kabına yerleştirin ve cımbızla tutun. Balıkları disseksiyon makası ile kafasını kesin. Numuneyi tutarken göz yüzeyinde çizikler çizikleri oluşmasını önleyin.
  3. Dokuyu 0,1 M Na-PO4 içeren bir numune tüpüne koyun.
    1. 0.1 M Na-PO4'ü temiz tamponla değiştirerek dokuyu durulayın, böylece çözeltide kan kalmaz.

5. Elektron mikroskobu için numune işleme

  1. Dokuyu +4 °C'de ~24 saat boyunca% 2.5 glutaraldehit / 0.1 M Na-PO 4 (pH 7.4) içinde sabitleyin. Doğru sabitlemeyi sağlamak için numuneyi dönen/çalkalanan bir numune tutucu üzerinde tutun.
  2. Sabitleme çözeltisini çıkarın ve numuneyi 0,1 M Na-PO 4 ile birkaç kezdurulayın.
  3. Bu noktada örneği inceleyin.
    1. Numuneyi diseksiyon plakası üzerinde 0,1 M Na-PO4'lük bir damla üzerine yerleştirin. Aynı balığın her iki gözünün de görüntülenmesi gerekiyorsa, kafa örneğini ince disseksiyon makası ile ikiye bölün.
    2. Alternatif olarak, gözleri yalnızca ince cımbızların uçlarını gözün yanından göz yuvasına dikkatlice yerleştirerek, göz yüzeyini çizmemeye özen göstererek toplayın. Ardından, gözü soketten dışarı çekin.
    3. Disseke edilen numuneyi 0.1 M Na-PO4 içeren bir tüpe aktarın. Numune işleme sırasında gözün üst kısmına yapışabileceğinden, numune tüpünde ekstra doku olmadığından emin olun.
  4. Numuneyi +4 °C'de 0,1 M Na-PO4'te (maksimum bir hafta) saklayın.
  5. Elektron mikroskobu görüntüleme için numuneleri işleyin.
    1. Numuneleri, oda sıcaklığında (RT) 1 saat boyunca 0,1 M Na-PO4 tamponunda% 2 ozmiyum tetroksit içinde sabitleyin.
    2. Numuneleri RT'de 0,1 M Na-PO4'te her biri 5 dakika boyunca 3 kez yıkayın.
    3. Numuneleri RT'deki her çözeltide 1 saat boyunca% 30,% 50 ve% 70 etanol içinde art arda dehidre edin.
    4. Numuneleri RT'de 2-3 saat boyunca% 96 etanol içine batırın.
    5. Daha sonra, numuneleri iki kez% 100 etanolde, önce 1 saat boyunca ve daha sonra +4 ° C'de gece boyunca taze% 100 etanol içinde inkübe edin.
    6. Numuneleri otomatik kritik nokta kurutucuda 30 döngüye tabi tutun.
  6. Numuneleri gömün ve platin kaplayın.
    1. Bir montaj parçasına yapışkan bir tırnak yerleştirin. Numunenin montajın üstünde işaretlenmesi gerekiyorsa, sekmeye bir parça sekme kapağı kağıdı bırakın ve örnek kimliğini kağıda yazın.
    2. Montajı, tırnakla birlikte diseksiyon yapan bir mikroskobun tabanına yerleştirin.
    3. Doku örneğini ince cımbızla, kornea yukarı bakacak şekilde yavaşça montaja yerleştirin.
    4. Uygun cihazı kullanarak numuneyi platin ile kaplayın. Kaplamadan sonra, numuneleri görüntülemeye kadar oda sıcaklığında saklayın.

6. Görüntüleme (Şekil 2)

  1. Cihazları kullanım kılavuzunda ve görüntüleme uzmanları tarafından önerildiği şekilde çalıştırın.
  2. İstediğiniz büyütmenin görüntülerini elde edin ve analiz için 2.000-2.500x görüntü kullanın.
  3. Parlaklığı ve kontrastı, görüntüde aşırı pozlanmış alanlar olmayacak ve hücre kenarlıkları ve mikro sırtlar mümkün olduğunca net görünecek şekilde ayarlayın.
    NOT: Dokunun konumu ve açısı parlaklık ve kontrast ayarlarını etkiler. Numuneden numuneye ve dokunun farklı bölgeleri arasında ayarlanmaları gerekebilir.

7. Hücre şeklini, boyutunu ve mikrosırt desenini ölçme

  1. TIFF görüntüsünü Fiji ImageJ 1.5327'de açın. Görüntünün ölçek çubuğunu kullanarak ölçeği ayarlayın: Çizgi aracıyla ölçek çubuğuna eşit boyutta bir çizgi oluşturun. | Analiz Et'i seçin Ölçeği ayarlayın ve bilinen mesafeye yazın. Yatırım getirisi yöneticisini Analiz | Araçlar menüsü.
  2. Hücre boyutu ve yuvarlaklık için | Analiz et'i seçin Ölçümleri ayarlama | Şekil tanımlayıcıları. Büyütme altındaki hücreleri görmek için Büyüteç aracını kullanın. Poligon aracıyla hücreleri seçin ve her seçimi YG yöneticisine ekleyin. Son olarak, seçilen hücreleri ölçün ve ölçümü kaydedin.
  3. Microridge analizi (Şekil 3 ve Şekil 4)
    1. Görüntü | görüntünün 8 bit biçiminde olduğundan emin olun Menü yazın .
    2. Poligon aracıyla bir hücre seçin ve arka planı Düzenle | Dışarısı açık.
    3. İşlem | seçerek görüntüyü bir ila üç kez düzgünleştirin Görüntü |'nden pürüzsüzleştirin ve parlaklığı ve kontrastı ayarlayın | ayarlama Parlaklık/Kontrast , böylece mikro sırtlar mümkün olduğunca net bir şekilde öne çıkıyor.
    4. İşlem |'nden görüntüyü birleştirin Filtreler | Convolve, Proses |'dan ikiliye dönüştürün İkili | İkili hale getirin ve İşlem |'i seçerek siyah beyaz görüntüyü iskeletleştirin İkili | İskeletolize.
    5. Analiz |'ndeki İskeleti analiz et işlevini kullanma Mikroridge parametrelerini ölçmek ve değerleri kaydetmek için iskelet menüsü.
      NOT: SEM'de, tek tek görüntüler parlaklık ve kontrast bakımından farklılık gösterebilir. Bu nedenle, analizdeki adımların görüntüden görüntüye ayarlanması gerekebilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu çalışmada, zebra balığı kornea yara iyileşmesi deneylerinde oftalmik çapak kullanan bir yöntem açıklanmaktadır. Yöntem, çapağın epitel hücre katmanlarını verimli bir şekilde çıkardığı gösterilen fareler üzerindeki önceki çalışmalardan modifiye edilmiştir13. Zebra balığı kornea yaralanmasındaki zorluklar, gözün nispeten küçük boyutunu ve zaman alıcı deneyler durumunda, solungaçlardan sabit bir su akışını sürdürme ihtiyacını içerir (Xu ve meslektaşları tarafından açıklandığı gibi

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Kornea fiziksel yaralanmaları, oftalmoloji hastalarının hastaneye ziyaretlerinin en sık nedenidir. Bu nedenle, kornea patofizyolojisinin farklı yönlerinin incelenmesi için ilgili modellerin oluşturulması önemlidir. Şimdiye kadar, fare kornea yara iyileşmesi çalışması için en yaygın kullanılan modeldir. Bununla birlikte, belirli ilaçların kornea yarasının iyileşmesi üzerindeki etkisini doğrulamak için murin yaralı gözlere göz damlası eklemek zor olabilir. Bu bakımdan, zebra balığı modeli, kornea yarasının iyileşmesini etk...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacağı bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Yazarlar, Zebra balığı birimine erişim için Pertti Panula'ya ve zebra balığı deneylerine rehberlik ve yardım için Henri Koivula'ya teşekkür eder. Bu araştırma Finlandiya Akademisi, Jane ve Aatos Erkko Vakfı, Finlandiya Kültür Vakfı ve ATIP-Avenir Programı tarafından desteklenmiştir. Görüntüleme, HiLIFE ve Biocenter Finlandiya tarafından desteklenen Elektron Mikroskobu ünitesinde ve Işık Mikroskobu Ünitesi, Biyoteknoloji Enstitüsü'nde gerçekleştirildi.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
0.1M Na-PO < alt > < / alt > (sodyum fosfat tamponu), pH 7.4kurumÇözelti, 1M sodyum fosfat tamponundan (1M Na2 < / sub>HPO4 < / sub> 1M NaH ile pH 7.4'e ayarlanmış < > < / sub>PO4 < / sub>) ile hazırlanır.
0.2M Na-PO < alt > 4 < / alt > (sodyum fosfat tamponu), pH 7.4kurumÇözelti, 1M sodyum fosfat tamponundan (1M Na2 < / sub>HPO4 < / sub> 1M NaH < / sub>PO4 < / sub>) ile pH 7.4'e ayarlanır.
0,5 mm çapak uçlarıAlger Ekipman ŞirketiBU-5S
1M Tris, pH 8.8şirket
yapışkan sekmelerAgar ScientificG3347N
Algerbrush çapak, Komple cihaz AlgerEquipment CompanyBR2-5
Pamuk takaslarıHeinz Herenz Hamburg1030128
Diseksiyon plakası
Diseksiyon araçlarıGüzel Bilim Araçları
içiçift damıtılmış su
Eppedorf tüpleri, 2mlherhangi bir sağlayıcı
Etil 3-aminobenzoat metansülfonat tuzuSigmaA5040Dikkat: tahrişe neden olur.
Gluteraldehit, %50 sulu çözelti, derece ISigmaG7651Dikkat: toksik.
Lidokain hidroklorürSigmaL5647Dikkat: toksik.
Agar ScientificG301P
Petri kabıThermo Scientific101VR20
pH indikatör şeritlerimonte eder Macherey-Nagel92110
Plastik kaşıklarherhangi bir sağlayıcı
Plastik tüpler, 15 mlGreiner Bio-One188271
Plastik tüpler, 50 mlGreiner Bio-One227261
Taramalı elektron mikroskobuFEIQuanta 250 FEG
Yumuşak süngerherhangi bir sağlayıcı
Püskürtme kaplayıcıQuorum TechnologiesGQ150TS
StereomikroskopLeica
içi içi içikurum içişirket

Kaynaklar

  1. Baden, T., Euler, T., Berens, P. Understanding the retinal basis of vision across species. Nature Reviews.Neuroscience. 21 (1), 5-20 (2020).
  2. Nishida, T., Saika, S., Morishige, N. Cornea and sclera: Anatomy and physiology. Cornea: Fundamentals, diagnosis and management, 4th ed. Manis, M. J., Holland, E. J. , Elsevier. 1-22 (2017).
  3. Wilson, S. E., Liu, J. J., Mohan, R. R. Stromal-epithelial interactions in the cornea. Progress in Retinal and Eye Research. 18 (3), 293-309 (1999).
  4. Wilson, S. E., et al. Epithelial injury induces keratocyte apoptosis: hypothesized role for the interleukin-1 system in the modulation of corneal tissue organization and wound healing. Experimental Eye Research. 62 (4), 325-327 (1996).
  5. Zieske, J. D., Guimaraes, S. R., Hutcheon, A. E. Kinetics of keratocyte proliferation in response to epithelial debridement. Experimental Eye Research. 72 (1), 33-39 (2001).
  6. West-Mays, J. A., Dwivedi, D. J. The keratocyte: corneal stromal cell with variable repair phenotypes. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 38 (10), 1625-1631 (2006).
  7. Ahmed, F., House, R. J., Feldman, B. H. Corneal abrasions and corneal foreign bodies. Primary Care. 42 (3), 363-375 (2015).
  8. Ben-Eli, H., Erdinest, N., Solomon, A. Pathogenesis and complications of chronic eye rubbing in ocular allergy. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology. 19 (5), 526-534 (2019).
  9. Wilson, S. A., Last, A. Management of corneal abrasions. American Family Physician. 70 (1), 123-128 (2004).
  10. Nagata, M., et al. JBP485 promotes corneal epithelial wound healing. Scientific Reports. 5, 14776(2015).
  11. Wang, X., et al. MANF promotes diabetic corneal epithelial wound healing and nerve regeneration by attenuating hyperglycemia-induced endoplasmic reticulum stress. Diabetes. 69 (6), 1264-1278 (2020).
  12. Li, F. J., et al. Evaluation of the AlgerBrush II rotating burr as a tool for inducing ocular surface failure in the New Zealand White rabbit. Experimental Eye Research. 147, 1-11 (2016).
  13. Kalha, S., Kuony, A., Michon, F. Corneal epithelial abrasion with ocular burr as a model for cornea wound healing. Journal of Visualized Experiments:JoVE. (137), e58071(2018).
  14. Kalha, S., et al. Bmi1+ progenitor cell dynamics in murine cornea during homeostasis and wound healing. Stem Cells. 36 (4), 562-573 (2018).
  15. Park, M., et al. Visualizing the contribution of keratin-14(+) limbal epithelial precursors in corneal wound healing. Stem Cell Reports. 12 (1), 14-28 (2019).
  16. Kuony, A., et al. Ectodysplasin-A signaling is a key integrator in the lacrimal gland-cornea feedback loop. Development. 146 (14), (2019).
  17. Farrelly, O., et al. Two-photon live imaging of single corneal stem cells reveals compartmentalized organization of the limbal niche. Cell Stem Cell. 28 (7), 1233-1247 (2021).
  18. Ikkala, K., Michon, F., Stratoulias, V. Unilateral Zebrafish corneal injury induces bilateral cell plasticity supporting wound closure. Scientific Reports. , (2021).
  19. Ormerod, L. D., Abelson, M. B., Kenyon, K. R. Standard models of corneal injury using alkali-immersed filter discs. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 30 (10), 2148-2153 (1989).
  20. Anderson, C., Zhou, Q., Wang, S. An alkali-burn injury model of corneal neovascularization in the mouse. Journal of visualized experiments: JoVE. (86), e51159(2014).
  21. Choi, H., et al. Comprehensive modeling of corneal alkali injury in the rat eye. Current Eye Research. 42 (10), 1348-1357 (2017).
  22. Singh, P., Tyagi, M., Kumar, Y., Gupta, K. K., Sharma, P. D. Ocular chemical injuries and their management. Oman Journal of Ophthalmology. 6 (2), 83-86 (2013).
  23. Pal-Ghosh, S. BALB/c and C57BL6 mouse strains vary in their ability to heal corneal epithelial debridement wounds. Experimental Eye Research. 87 (5), 478-486 (2008).
  24. Chen, J. J., Tseng, S. C. Abnormal corneal epithelial wound healing in partial-thickness removal of limbal epithelium. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 32 (8), 2219-2233 (1991).
  25. Xeroudaki, M., Peebo, B., Germundsson, J., Fagerholm, P., Lagali, N. RGTA in corneal wound healing after transepithelial laser ablation in a rabbit model: a randomized, blinded, placebo-controlled study. Acta Ophthalmologica. 94 (7), 685-691 (2016).
  26. Westerfield, M. The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio. , Available from: https://zfinorg/zf_info/zfbook/zfbk.html (2000).
  27. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  28. Xu, C., Volkery, S., Siekmann, A. F. Intubation-based anesthesia for long-term time-lapse imaging of adult zebrafish. Nature Protocols. 10 (12), 2064-2073 (2015).
  29. Crosson, C. E., Klyce, S. D., Beuerman, R. W. Epithelial wound closure in the rabbit cornea. A biphasic process. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 27 (4), 464-473 (1986).
  30. Parlanti, P., et al. Axonal debris accumulates in corneal epithelial cells after intraepithelial corneal nerves are damaged: A focused Ion Beam Scanning Electron Microscopy (FIB-SEM) study. Experimental Eye Research. 194, 107998(2020).
  31. Zhao, X. C., et al. The zebrafish cornea: structure and development. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (10), 4341-4348 (2006).
  32. Richardson, R., et al. Re-epithelialization of cutaneous wounds in adult zebrafish combines mechanisms of wound closure in embryonic and adult mammals. Development. 143 (12), 2077-2088 (2016).
  33. van Loon, A. P., Erofeev, I. S., Maryshev, I. V., Goryachev, A. B., Sagasti, A. Cortical contraction drives the 3D patterning of epithelial cell surfaces. The Journal of Cell Biology. 219 (3), (2020).
  34. Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebrafish (Danio rerio) retina. Journal of Neurobiology. 44 (3), 289-307 (2000).
  35. Poss, K. D., Wilson, L. G., Keating, M. T. Heart regeneration in zebrafish. Science. 298 (5601), 2188-2190 (2002).
  36. Becker, T., Wullimann, M. F., Becker, C. G., Bernhardt, R. R., Schachner, M. Axonal regrowth after spinal cord transection in adult zebrafish. The Journal of Comparative Neurology. 377 (4), 577-595 (1997).
  37. Hu, X., et al. Sirt6 deficiency impairs corneal epithelial wound healing. Aging. 10 (8), 1932-1946 (2018).
  38. Ksander, B. R., et al. ABCB5 is a limbal stem cell gene required for corneal development and repair. Nature. 511 (7509), 353-357 (2014).
  39. Pan, Y. A., et al. Zebrabow: multispectral cell labeling for cell tracing and lineage analysis in zebrafish. Development. 140 (13), 2835-2846 (2013).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Zebrafish KorneasıKornea AbrazyonuTaramalı Elektron MikroskobuEpitel Hücre ŞekliMikro çıkıntı AnaliziImageJ AnaliziEpitel Doku FizyolojisiFarmakolojik Çalışmalar
Zebra Balığı Kornea Yara İyileşmesi: Aşınmadan Yara Kapatma Görüntüleme Analizine
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.