Yöntem makalesi

Çok Kanallı İnce Film Elektrotlar Kullanılarak Farelerde Görsel Uyarılmış Potansiyellerin Topografik EEG Kayıtları

DOI:

10.3791/64034

⸱

23 Haziran 2022

 ,  , 
1Institute for Audioneurotechnology, Department of Experimental Otology, Hannover Medical School, 2Institute for Endocrinology and Diabetes, Center of Brain, Behavior and Metabolism, University of Lübeck

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mevcut protokol, farede 32 çok kanallı ince film elektrotlarla epikraniyal görsel uyarılmış potansiyellerin topografisini elde etmek ve analiz etmek için basit bir prosedürü açıklamaktadır.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Görsel uyarılmış potansiyeller (VEP), klinik öncesi fare modellerinde görsel fonksiyonun karakterizasyonuna izin verir. Farelerde VEP'leri ölçmek için non-invaziv EEG, deri altı tek elektrotlar ve ECoG'den tam invaziv intrakortikal çok kanallı görsel korteks kayıtlarına kadar çeşitli yöntemler mevcuttur. Akut deneysel ortamlarda lokal intrakortikal mikroelektrot ölçümlerinden önce görsel yanıtların küresel, topografik EEG düzeyinde bir karakterizasyonunu elde etmek yararlı olabilir. Örneğin, bir kullanım durumu, yerel intrakortikal seviye üzerindeki etkilerini incelemeden önce sağırlık modellerinde VEP topografyasındaki küresel çapraz modal değişiklikleri değerlendirmektir. Çok kanallı epikraniyal EEG, kortikal görsel aktivitenin böyle bir genel bakış ölçümünü elde etmek için sağlam bir yöntemdir. Çok kanallı epikraniyal EEG, örneğin kortikal görme fonksiyonundaki çapraz modal, patolojik veya yaşa bağlı değişiklikleri tanımlamak için standartlaştırılmış, tutarlı bir yaklaşımla karşılaştırılabilir sonuçlar sağlar. Bu çalışma, anestezi uygulanmış farelerde 32 kanallı ince film EEG elektrot dizisi ile flaş uyarılmış VEP'lerin topografik dağılımını elde etmek için bir yöntem sunmaktadır. Zaman ve frekans alanındaki analizlerle birleştirilen bu yaklaşım, topografyanın hızlı bir şekilde karakterizasyonuna ve taranmasına ve fare kortikal görsel fonksiyonunun temel görsel özelliklerine izin verir ve bu da çeşitli akut deneysel ayarlarla birleştirilebilir.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fareler, görme ve oftalmolojik hastalıkların dejeneratif süreçlerinin klinik öncesi bir modelidir 1,2,3,4. Görsel uyarılmış potansiyeller (VEP'ler), kortikal görsel fonksiyonu ölçmek ve örneğin patolojik modellerde görsel dejenerasyonu değerlendirmek için yaygın olarak kullanılır 5,6. Kortikal görsel uyarılmış potansiyellerin VEP latansı, iletim süresi, genliği, multifokal özellikleri veya uzamsal keskinliği, görsel sistemin fonksiyonel bütünlüğü hakkında tanısal bilgi sağlar 7,8,9.

Farelerde, kortikal görsel uyarılmış potansiyeller, non-invaziv EEG, subdermal iğne elektrotları ve kafatasına implante edilmiş vidalardan, epikortikal ECoG ile tam invaziv intrakraniyal yaklaşımlara, intrakortikal elektrot kayıtlarına kadar farklı karmaşıklıktaki yöntemlerle çeşitli uzamsal ölçeklerde ölçülebilir 10,11,12,13,14,15,16,17. Bu yöntemlerin farklı güçlü ve zayıf yönleri vardır. Örneğin, az sayıda elektrot, kortikal VEP dağılımı hakkında yalnızca sınırlı bilgi sağlarken, deri altı iğne elektrotları genellikle tutarlı kayıt konumları sağlamada başarısız olur. Ayrıca, implante edilmiş vidalar veya tam invaziv yöntemler, kafatasına zarar vermeyi, nüfuz etmeyi veya çıkarmayı gerektirir ve genellikle yalnızca yerel bilgi sağlar.

Akut deneylerde, kortikal görsel fonksiyonun ilk küresel genel bakışı sıklıkla arzu edilir, bunu sonunda daha fazla deneysel adım izler ve yerel intrakortikal kayıtlarla karşılaştırır. Örneğin, yerel intrakortikal düzeydeki etkileri incelemeden önce, sağırlığın veya işitme kaybının görsel çapraz modal yeniden düzenlenmesinin VEP topografyası ve kortikal görsel aktivite18,19 üzerindeki EEG düzeyindeki etkilerini araştırmak için ilk olarak potansiyel bir kullanım durumu kullanılır.

İnce film çoklu elektrot dizileri ile çok kanallı EEG kayıtları, fare kafatasından 20,21,22,23,24 sistematik bir VEP topografyası sağlayabilir. Bu tür epikraniyal kayıtlar, kafatasının bütünlüğünü olduğu gibi bırakarak ve kortikal yüzeyin doğrudan manipülasyonundan kaçınarak ECoG kayıtlarına göre avantajlara sahip olabilir. Ek olarak, ince film çoklu elektrotlar, insanlarda standartlaştırılmış bir EEG sistemine benzer deneyler arasında görsel uyarılmış uzaysal-zamansal beyin aktivitesinin karşılaştırılmasına izin veren standartlaştırılmış bir elektrot konfigürasyonu sağlar25. Standartlaştırılmış bir çerçeve ayrıca, fare EEG'sini zaman ve frekans alanında veya bağlantıaçısından analiz etmek için ortak EEG analiz araç kutularının (örneğin, Fieldtrip, Chronux, EEGLAB ve ERPLAB) kullanılmasını kolaylaştırır 26,27,28,29,30,31.

Mevcut protokol, 32 kanallı ince film elektrot kullanan farelerde topografik VEP kayıtları için bir prosedürü açıklar. Bu, akut deneylerin bir parçası olarak ve ardından belirli beyin bölgelerinden intrakortikal mikroelektrot kayıtları gibi ek deneysel adımların bir parçası olarak kullanılabilir. Burada, fareden alınan 32 kanallı ince film elektrotlarla epikraniyal flaş uyarılmış VEP'lerin nasıl güvenilir bir şekilde kaydedileceği gösterilmektedir. Ek olarak, zaman ve frekans alanındaki topografik VEP kayıtlarının örnek analizi sunulmaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tüm hayvanlar Alman (TierSchG, BGBl. I S. 1206, 1313) ve Avrupa Birliği'ne (ETS 123; Direktif 2010/63/EU) hayvan araştırmaları için yönergeler. Hayvan deneyleri Alman devlet yetkilileri (Aşağı Saksonya Eyaleti Tüketiciyi Koruma ve Gıda Güvenliği Ofisi, LAVES) tarafından onaylandı ve üniversite hayvan refahı görevlisi tarafından izlendi. Bu çalışma için 3 aylık bir erkek C57BL / 6J faresi kullanıldı.

1. Hayvan detayları

  1. Belirli bir araştırma sorusu için yeterli farelerde VEP önlemlerini gerçekleştirin.
  2. Değişen anestezik duyarlılıklar, nöbet duyarlılığı, yaş veya genetik arka plan ile deneyi etkileyebilecek fizyolojideki fare suşu özelliklerinin farkında olun.
    NOT: Farklı genetik geçmişlere sahip fare suşları genellikle fark edilmeyebilecek ancak görsel işlemeyi dolaylı olarak etkileyen başka duyusal bozukluklar (örneğin, C57BL/6 ilerleyici işitme kaybı) geliştirebilir (örneğin, çapraz modal etkiler19).

2. Genel anestezi indüksiyonu

  1. Kayıt yerinde bir cerrahi alan hazırlayın. Farenin ameliyat öncesi ağırlığını belirleyin.
  2. 100 mg / kg ketaminhidroklorür, 4 mg / kg ksilazinhidroklorür ve 5 mg / kg carprofen dozu ile ketamin / ksilazin, ip ile anesteziyi indükleyin (bkz.
  3. Enjeksiyondan hemen sonra, fareyi tekrar kafese yerleştirin.
  4. Kızılötesi ısıtma lambasını (Malzeme Tablosuna bakınız) yeterli bir mesafeye yerleştirin ve en az 5 dakika boyunca genel anestezinin tam olarak indüksiyonunu bekleyin.
  5. Spontan hareketlerin durduğunu ve doğrultma refleksinin kaybolduğunu gözlemleyin. Ayak parmağını kıstırma refleksinin kaybını kontrol edin.

3. Genel anestezinin fizyolojik izlenmesi ve sürdürülmesi

  1. Fareyi kayıt alanına bir ısıtma yastığı üzerine aktarın.
  2. Çekirdek vücut sıcaklığını 37.6-37.8 °C'de tutmak için bir sıcaklık kontrol sistemine bağlı bir rektal sıcaklık probu kullanın.
  3. Farenin optimum vücut sıcaklığından emin olun. Isıtma yastığına ek olarak, gerekirse oda sıcaklığını artırarak ısı kaybını en aza indirin.
  4. EKG izlemesi için sağ omuz ve sol arka bacağın yakınına iki deri altı gümüş tel elektrot (0.2 mm çapında, Malzeme Tablosuna bakınız) yerleştirin.
  5. Gümüş telli EKG elektrotlarını EKG amplifikatörüne takın.
  6. Deney sırasında bir osiloskopta kalp atış hızını ve EKG dalgalarını izleyin (Malzeme Tablosuna bakınız).
    NOT: Yeterli ketamin/ksilazin anestezisi sırasında kalp hızı 160-250 bpmarasında değişebilir 32,33. Kalp atış hızı, fare gerginliğine, yaşına ve fizyolojik durumuna bağlı olarak değişebilir.
  7. Ayak parmağını kıstırma refleksini ve hayati belirtileri kontrol edin. Ayak parmağını kıstırma refleks yanıtının olmaması, yeterli anestezi seviyesini gösterir.
  8. İşlem sırasında gözlerin durumunu ve kalitesini yakından izleyin ve oftalmik damla veya jel uygulayın.
  9. Fizyolojik parametreleri, kalp atış hızını, refleksleri ve EEG aktivitesini düzenli olarak kontrol ederek yeterli anestezi seviyelerini izleyin.
  10. Genel anestezi seviyesi çok hafiflerse, ek bir doz ketamin / ksilazin (ip) uygulayın.
  11. Genel anestezi süresini ve genel anesteziyi sürdürmek için kullanılan sonraki ek ketamin / ksilazin dozlarının sayısını en aza indirmek için deneysel adımlarla hızlı bir şekilde ilerleyin.

4. Elektrot yerleştirme ve kayıt kurulumu

  1. Kayıt bölgesinde, ayak parmağını kıstırma refleksini kontrol ederek yeterli anestezik derinliği yeniden değerlendirin.
  2. Başın üst kısmını elektrikli tıraş makinesiyle tıraş edin.
  3. Serbest bir görme alanına izin vermek için, deney sırasında fareleri stereotaktik bir çerçeveye sabitlemeyin.
  4. Lidokain uygulayın (ayrıca hayvan bakımı için yerel kurumsal yönergeleriniz tarafından isteniyorsa).
  5. Kafa derisinde 1 cm'lik bir orta hat kesisi yapın.
  6. Cildi yerinde tutmak ve kafatasını ortaya çıkarmak için küçük damar kelepçeleri kullanarak cildi her iki tarafa geri çekin.
  7. Kafatasının yüzeyini pamuklu çubuk ve salin NaCl (% 0.9) ile temizleyin.
  8. EEG için deri altından burnun üzerine (burun referansı) veya kulağın arkasına (mastoid) gümüş tel referans elektrodu (çap 0,2 mm) takın.
  9. Burun referansını prob konektörü aracılığıyla ana tablaya bağlayın.tage (Malzeme Tablosuna bakın) referans çıkışı.
  10. Daha sonra, bir prob konektörü aracılığıyla baş sahnesine bağlı ve bir elektrot tutucuya bağlı bir adaptör kullanarak EEG elektrodunu ana sahneye takın (bkz. Malzeme Tablosu).
  11. Her deney için standartlaştırılmış bir elektrot pozisyonu sağlamak için çok kanallı ince film EEG elektrodunu (Malzeme Tablosuna bakınız) referans konumu olarak bregma ile kafatasına yerleştirin.
  12. Elektrotun konumunu ayarlamak için bir damla tuzlu su kullanın. Kafatası yüzeyi hala ıslakken, elektrot kolayca hareket ettirilebilir. Ardından, kafatasını pamuklu çubukla dikkatlice kurulayın.
  13. Salin solüsyonu kuruyana ve elektrot kafatasına sıkıca yapışana kadar bekleyin.
  14. Elektrotun üstteki cilde yapışmasını önlemek için elektrodu küçük bir damla silikon yağı ile örtün. Bu adım, kayıttan sonra elektrotun kolayca çıkarılmasına yardımcı olur.
    NOT: Elektrotun kafatası ile temasını bozmamak için çok fazla silikon yağı uygulamamaya dikkat edin.
  15. Koruma ve elektriksel gürültüyü en aza indirmek için cildi elektrotun üzerine kapatın.
  16. Cilt kesisinin yeniden açılmasını önlemek için cilde küçük bir damla doku yapıştırıcısı ( Malzeme Tablosuna bakınız) uygulayın.

5. EEG kaydı ve VEP ölçümü

  1. 1-9000 Hz arasında geniş bir filtre ile çekim sırasında EEG sinyallerini filtreleyin. Artefaktların kontrolü için geniş filtre ayarlarını kullanın. Çevrimdışı işleme sırasında daha sonra gürültü ve yeterli filtreleme gerçekleştirin.
  2. Yüksek frekanslı elektriksel gürültü, 50/60 Hz artefaktları ve EKG artefaktlarını kontrol ederek devam eden EEG aktivitesinin sinyal kalitesini kontrol edin. Hayvana ve ekipmana yeterli topraklama ve referans bağlantıları uygulayın veya yeterli koruma uygulayın.
  3. EEG aktivitesini gözlemleyerek anestezi derinliğini kontrol edin. Patlama baskılayıcı EEG aktivitesinin ortaya çıkması ile karakterize edilen 'çok derin' bir anestezi durumundan kaçınmaya çalışın. Deneyin zaman akışını göz önünde bulundurun ve kayıt sırasında anestezinin çok hafif olmadığından emin olun.
  4. Ultra kısa flaşlar üretmek için bir LED stroboskop (veya diğer görsel stimülasyon türleri) kullanın (bkz . Malzeme Tablosu) (Şekil 1).
  5. Binoküler görsel stimülasyon için stroboskopu farenin önüne 30 cm mesafeye yerleştirin.
    NOT: Fare ve stroboskop, deney sırasında karanlık ve ses geçirmez bir odaya yerleştirilir.
  6. Fareleri stimülasyondan önce 5 dakika karanlığa adapte edin.
  7. Stroboskopu bir TTL darbesi ile tetikleyerek stroboskop yanıp söner.
    NOT: Stroboskopun yüksek voltajı nedeniyle bir stimülasyon artefaktı meydana gelebilir. Bu, mesafeyi artırarak veya elektrodu koruyarak zayıflatılabilir.
  8. Işık kaynağını (yani stroboskop) tetiklemek için bir stimülasyon bilgisayarı tarafından kontrol edilen çok işlevli bir G/Ç cihazı (Malzeme Tablosuna bakın) ile donanım TTL tetikleyicileri oluşturun.
  9. Uyaran başlangıcı için yüksek hassasiyetli zaman damgaları sağlamak için toplama sistemine paralel olarak TTL sinyali gönderin.
  10. Flaşla senkronize olan TTL çıkışını LED stroboskoptan geri bildirim olarak ve doğru uyaran başlangıç tetikleme zaman damgaları için ikinci bir kontrol olarak gönderin. Bunu kayıtlarla birlikte kaydedin.
  11. Uyaran oranını ayarlayın (örneğin, uyaranlar arası aralık = 2 s). Uyaran tekrarlarının sayısını ayarlayın (örneğin, n = 150 tekrar)
  12. Yoğunlukları stroboskopta manuel olarak ayarlayın (örneğin, 3000 lm'lik sabit bir değerde 512 μs'lik flaş süresi).
    NOT: Ancak bu, belirli deneysel soruya uyarlanmalıdır.
  13. Uyaran sunumunu başlatın, EEG sinyallerini kayıt yazılımıyla kaydedin (Malzeme Tablosuna bakınız) ve verileri kayıt bilgisayarına kaydedin.

6. Deneyin tamamlanması, elektrotun çıkarılması ve elektrot temizliği

  1. Kayıt daha uzun bir protokolün parçasıysa, daha fazla deneysel adımla devam edin.
  2. Deneyin sonunda, hayvanı kurumsal yönergeleregöre ötenazi yapın 23,34.
  3. EEG elektrodunu dikkatli bir şekilde çıkarın (çünkü tekrar kullanılabilirler).
  4. Sıvı uygulamasıyla yavaşça elektrodu kafatasından çıkarın.
    NOT: Elektrotlar kafatasının yüzeyine yapışabilir; Çıkarma sırasında platin bölgelerine zarar vermekten kaçının.
  5. Deneyden sonra elektrodu izotonik salin NaCl (% 0.9) ile temizleyin ve 30 dakika boyunca bir protein giderici ve dezenfekte edici solüsyona ( Malzeme Tablosuna bakınız) daldırın.
  6. Elektrot dizisini kuru ve korumalı bir yerde saklayın.

7. Temel VEP sinyal işleme: Zaman ve frekans alanı

  1. Ham veri dosyalarını analiz yazılımına aktarın (Malzeme Tablosuna bakın).
  2. EEG sinyallerini 1-100 Hz arasında Butterworth bant geçiren sıfır faz filtresi ile filtreleyin.
    NOT: İlgili araştırma sorusu27,35,36'ya bağlı olarak uygun filtre türlerini ve parametrelerini seçin.
  3. Sinyalleri 1000 Hz'e indirin.
  4. EEG sinyallerini denemelere ayırın ve görsel uyarılmış potansiyeller elde etmek ve N1 tepe latansını belirlemek için denemelerin ortalamasını alın.
    NOT: Gerekirse yeniden referans verme çevrimdışı olarak gerçekleştirilebilir (örneğin, ortak ortalama referanslama, bipolar referanslama, yerel ortalama "Laplacian" referanslama)23.
  5. Belirli ilgi noktalarındaki voltaj değerlerini belirleyin ve analiz yazılımını kullanarak voltaj dağılım haritalarını çizin.
  6. Tüm elektrot kanallarının uzamsal standart sapmasını hesaplayarak küresel alan gücünü37 hesaplayın.
  7. Chronux Toolbox28,31 ile çok konikli bir zaman-frekans spektrogramı hesaplayın. 300 ms pencere boyutu ve 30 ms adım boyutu ile TW = 3 ve K = 5 konik bir bant genişliği ürünü kullanın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Çok kanallı EEG ile görsel uyarılmış potansiyellerin kaydedilmesi, farelerde VEP genliklerinin, gecikmelerinin veya frekans bileşenlerinin topografisinin değerlendirilmesine olanak tanır. Şekil 2A , 3 aylık bir erkek C57BL/6J fareden epikraniyal 32 kanallı bir EEG ile kaydedilen flaş uyarılmış bir VEP topografisi örneğini göstermektedir. En güçlü görsel uyarılmış aktivite, görsel korteksin üzerindeki oksipital bölgede meydana gelir.

Şekil 2B

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu makale, ince film elektrotlarla epi-kraniyal çok kanallı EEG'nin kaydedilmesi için bir yöntemi ve farede görsel uyarılmış potansiyellerin tutarlı bir topografik temsilinin nasıl elde edileceğini açıklamaktadır. Burada, örnek olarak binoküler flaş stimülasyonunu gösterdik, ancak bu yaklaşım, örneğin daha büyük bir ekran kullanılarak diğer görsel uyaran türleriyle (yani monoküler, uzamsal ızgaralar, odak görme alanı) da uygulanabilir.

Protokoldeki kritik bir ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar, rekabet eden finansal çıkarlar veya diğer çıkar çatışmaları olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma Alman Araştırma Vakfı (Deutsche Forschungsgemeinschaft, Mükemmeliyet Kümesi 2177 "Hearing4all", Proje numarası 390895286) tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Bepanthen% 5 DexpantheolBayerOttamik jel
Çita yazılımı 5.11NeuralnyxSürüm 5.11Nörofizyolojik sinyaller için kayıt yazılımı
Dijital Vaşak SXNeuralynxDijital Lynx 16SXKayıt sistemi
EKG diferansiyel amplifikatörOtoconsultWDA2 V1.0
Elektrikli tıraş makinesiAesculapGT420
Elektrot TutucuTSE Sistemleri430005-HE
Muayene ışığıHeineHL 5000Soğuk ışık kaynağı lambası
Isıtma Yastığı + Sıcaklık Kontrol sistemiCWETC-1000 Fare Histoakril
0.5 mLB.BraunDoku yapıştırıcısı
Kızılötesi ısı lambası SanitasSIL 06
Ketamin %10 WDTKetaminhidroklorid
LED stroboskop ve nbsp;MonarchNova Strobe PBLGörsel stimülasyon
Matlab 2021aThe Mathworks2021aUyaran kontrolü ve analizi
Moria Vessel ClampGüzel Bilim Araçları18320-11
Fare EEG elektrodu NeuroNexusH32 (Retiküler )32 kanallı EEG elektrodu. Kalınlık: 20 μ m; uzunluk: 8,6 mm; genişlik 6,8 mm. Platin siteler: 500 μ m çaplı
Fare Çerçevesi ısmarlamaBilgiler istek üzerine temin edilebilir
Çok İşlevli G/Ç cihazıNational InstrumentsPCIe-6353, BNC 2090A ileAnalog uyaran üretimi, çıkışı ve tetikleyici
NaCl %0.9B.Braunİzotonik, steril, pirojenik olmayan
Neuralynx HS36 NeuralynxHS-36Headstage
Neuronexus prob konektörüNeuralynxADPT-HS36-N2T-32AElektrot konektörü
OsiloskopTektronixTDS 2014B
Progent Yoğun TemizleyiciMeniconSert gaz geçirgen lensler için protein giderici ve dezenfekte edici solüsyon
Kayıt PC HPHP Z800Kayıt Bilgisayarı
Rimadyl (Carprofen)ZoetisCarprofen
Silikon Yağı M 1000Carl Roth4045.1
Gümüş tel Bilim ÜrünleriAG-8WÇap 203 ve mikro; m; EKG ve referans elektrodu
Ses geçirmez odaIAC akustiği
Stereotaktik MikromanipülatörTSE Sistemleri430005-M/PEEG elektrot yerleştirme için
Stimülasyon PCDellDell Precision T5810Stimülasyon PC
Cerrahi mikroskopZeissOp-Mi Odak
Cerrahi bant3M1527-01,25 cm x 9,1 m
Thilo-Tears 3 mg/gAlcon Pharma GmbHFosfatik jel
Vaselin LichtensteinWinthropBeyaz vazelin merhem
Xylazin 2%   BernburgKsilazinhidroklorid
Ksilokain Spreyi (10 mg / puf)AspenLidokain

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Haider, N. B., Ikeda, A., Naggert, J. K., Nishina, P. M. Genetic modifiers of vision and hearing. Human Molecular Genetics. 11 (10), 1195-1206 (2002).
  2. Joiner, M. A., Lee, A. Voltage-gated Cav1 channels in disorders of vision and hearing. Current Molecular Pharmacology. 8 (2), 143-148 (2015).
  3. Krebs, M. P., et al. Mouse models of human ocular disease for translational research. PLOS One. 12 (8), 0183837(2017).
  4. Won, J., et al. Mouse model resources for vision research. Journal of Ophthalmology. 2011, 1-12 (2011).
  5. Peachey, N. S., Ball, S. L. Electrophysiological analysis of visual function in mutant mice. Documenta Ophthalmologica. 107 (1), 13-36 (2003).
  6. Tokashiki, N., et al. Reliable detection of low visual acuity in mice with pattern visually evoked potentials. Scientific Reports. 8 (1), 15948(2018).
  7. Creel, D. J. Visually evoked potentials. Handbook of Clinical Neurology. 160, 501-522 (2019).
  8. Sutter, E. E. Imaging visual function with the multifocal m-sequence technique. Vision Research. 41 (10-11), 1241-1255 (2001).
  9. Porciatti, V., Pizzorusso, T., Maffei, L. The visual physiology of the wild type mouse determined with pattern VEPs. Vision Research. 39 (18), 3071-3081 (1999).
  10. Makowiecki, K., Garrett, A., Clark, V., Graham, S. L., Rodger, J. Reliability of VEP recordings using chronically implanted screw electrodes in mice. Translational Vision Science & Technology. 4 (2), 15(2015).
  11. Tomiyama, Y., et al. Measurement of Electroretinograms and Visually Evoked Potentials in Awake Moving Mice. PLOS One. 11 (6), 0156927(2016).
  12. You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis. Documenta Ophthalmologica. 123 (2), 109-119 (2011).
  13. Yeon, C., Kim, D., Kim, K., Chung, E. Visual evoked potential recordings in mice using a dry non-invasive multichannel scalp EEG sensor. Journal of Visualized Experiments. (131), e56927(2018).
  14. Liu, S., et al. An optimized procedure to record visual evoked potential in mice. Experimental Eye Research. 218, 109011(2022).
  15. Ryu, S. B., et al. Spatially confined responses of mouse visual cortex to intracortical magnetic stimulation from micro-coils. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056036(2020).
  16. Słowiński, P., et al. Background EEG connectivity captures the time-course of epileptogenesis in a mouse model of epilepsy. eNeuro. 6 (4), (2019).
  17. Troncoso, E., Muller, D., Czellar, S., Zoltan Kiss, J. Epicranial sensory evoked potential recordings for repeated assessment of cortical functions in mice. Journal of Neuroscience Methods. 97 (1), 51-58 (2000).
  18. Land, R., et al. Cross-modal plasticity in higher-order auditory cortex of congenitally deaf cats does not limit auditory responsiveness to cochlear implants. Journal of Neuroscience. 36 (23), 6175-6185 (2016).
  19. Land, R., Radecke, J. -O., Kral, A. Congenital deafness reduces, but does not eliminate auditory responsiveness in cat extrastriate visual cortex. Neuroscience. 375, 149-157 (2018).
  20. Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. S. High resolution electroencephalography in freely moving mice. Journal of Neurophysiology. 104 (3), 1825-1834 (2010).
  21. Lee, M., Kim, D., Shin, H. S., Sung, H. G., Choi, J. H. High-density EEG recordings of the freely moving mice using polyimide-based microelectrode. Journal of Visualized Experiments. (47), e2562(2010).
  22. Jonak, C. R., Lovelace, J. W., Ethell, I. M., Razak, K. A., Binder, D. K. Reusable multi-electrode array technique for electroencephalography in awake freely moving mice. Frontiers in Integrative Neuroscience. 12, 53(2018).
  23. Land, R., Kapche, A., Ebbers, L., Kral, A. 32-channel mouse EEG: Visual evoked potentials. Journal of Neuroscience Methods. 325, 108316(2019).
  24. Kim, D., Yeon, C., Kim, K. Development and experimental validation of a dry non-invasive multichannel mouse scalp EEG sensor through visual evoked potential recordings. Sensors. 17 (2), 326(2017).
  25. Megevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A., Kiss, J., Michel, C. A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques. Neuroimage. 42 (2), 591(2008).
  26. Lee, C., et al. Dipole source localization of mouse electroencephalogram using the Fieldtrip toolbox. PLOS ONE. 8 (11), 79442(2013).
  27. Oostenveld, R., Fries, P., Maris, E., Schoffelen, J. M. FieldTrip: Open source software for advanced analysis of MEG, EEG, and invasive electrophysiological data. Computational Intelligence and Neuroscience. 2011, 156869(2011).
  28. Bokil, H., Andrews, P., Kulkarni, J. E., Mehta, S., Mitra, P. P. Chronux: A platform for analyzing neural signals. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 146-151 (2010).
  29. Delorme, A., Makeig, S. EEGLAB: An open source toolbox for analysis of single-trial EEG dynamics including independent component analysis. Journal of Neuroscience Methods. 134 (1), 9-21 (2004).
  30. Lopez-Calderon, J., Luck, S. J. ERPLAB: An open-source toolbox for the analysis of event-related potentials. Frontiers in Human Neuroscience. 8, 213(2014).
  31. Bokil, H., Tchernichovsky, O., Mitra, P. P. Dynamic phenotypes: Time series analysis techniques for characterizing neuronal and behavioral dynamics. Neuroinformatics. 4 (1), 119-128 (2006).
  32. Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).
  33. Hart, C. Y. T., Burnett, J. C., Redfield, M. M. Effects of avertin versus xylazine-ketamine anesthesia on cardiac function in normal mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 281 (5), 1938-1945 (2001).
  34. Land, R., Kral, A. Temporal acuity is preserved in the auditory midbrain of aged mice. Neurobiology of Aging. 110, 47-60 (2022).
  35. Widmann, A., Schröger, E., Maess, B. Digital filter design for electrophysiological data - A practical approach. Journal of Neuroscience Methods. 250, 34-46 (2015).
  36. Widmann, A., Schröger, E. Filter effects and filter artifacts in the analysis of electrophysiological data. Frontiers in psychology. 3, 233(2012).
  37. Skrandies, W. Global field power and topographic similarity. Brain Topography. 3 (1), 137-141 (1990).
  38. Hamburger, H. L., Michelle, M. A. G. Global Field Power measurement versus classical method in the determination of the latency of evoked potential components. Brain Topography. 3 (3), 391-396 (1991).
  39. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Response properties of local field potentials and multiunit activity in the mouse visual cortex. Neuroscience. 254, 141-151 (2013).
  40. Kappenman, E. S., Luck, S. J. The effects of electrode impedance on data quality and statistical significance in ERP recordings. Psychophysiology. 47 (5), 888-904 (2010).
  41. Calderone, L., Grimes, P., Shalev, M. Acute reversible cataract induced by xylazine and by ketamine-xylazine anesthesia in rats and mice. Experimental Eye Research. 42 (4), 331-337 (1986).
  42. Land, R., Engel, A., Kral, A. Auditory influences in V1 of mice induced by varying anesthesia level. i-Perception. 2 (8), 755(2011).
  43. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Auditory evoked bursts in mouse visual cortex during isoflurane anesthesia. PLOS One. 7 (11), 49855(2012).
  44. Hudetz, A. G., Imas, O. A. Burst activation of the cerebral cortex by flash stimuli during isoflurane anesthesia in rats. Anesthesiology. 107 (6), 983-991 (2007).
  45. Imas, O. A., Ropella, K. M., Ward, B. D., Wood, J. D., Hudetz, A. G. Volatile anesthetics enhance flash-induced gamma oscillations in rat visual cortex. Anesthesiology. 102 (5), 937-947 (2005).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Visual Evoked PotentialsTopographical EEGMultichannel EEGThin Film ElectrodesMouse Visual CortexFlash Evoked VEPsCortical Visual FunctionFrequency Domain AnalysisCross Modal PlasticityPreclinical Mouse Models
Video yakında

İlgili makaleler