Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Orotrakeal Entübasyon ve Ventilasyonlu Akciğer İskemisi Reperfüzyon Cerrahisinin Bir Fare Modeli

3.8K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/64383

⸱

9 Eylül 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco and San Francisco General Hospital, 2Department of Physiology, School of Medicine, Tehran University of Medical Sciences, 3Department of Anesthesiology and Critical Care Medicine, Johns Hopkins University School of Medicine

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Ventilasyonu korurken ve hipoksiden kaçınırken sol akciğer iskemisi reperfüzyonu (IR) hasarı oluşturmak için bir fare cerrahi modeli.

Özet

İskemi reperfüzyonu (IR) hasarı sıklıkla kan akışının kesintiye uğradığı geçici bir dönemi içeren süreçlerden kaynaklanır. Akciğerde, izole IR, devam eden alveoler ventilasyon ile bu spesifik sürecin deneysel çalışmasına izin verir, böylece hipoksi ve atelektazi bileşik zararlı süreçlerinden kaçınır. Klinik bağlamda, akciğer iskemisi reperfüzyon hasarı (akciğer IRI veya LIRI olarak da bilinir), pulmoner emboli, resüsite hemorajik travma ve akciğer transplantasyonu dahil ancak bunlarla sınırlı olmamak üzere çok sayıda süreçten kaynaklanır. Şu anda LIRI için sınırlı etkili tedavi seçenekleri vardır. Burada, akciğer IR'nin ilk orotrakeal entübasyon, ardından tek taraflı sol akciğer iskemisi ve korunmuş alveoler ventilasyon veya gaz değişimi ile reperfüzyonu içeren geri dönüşümlü bir cerrahi modeli sunulmuştur. Fareler, sol pulmoner arterin maruz kaldığı, görselleştirildiği, izole edildiği ve geri dönüşümlü bir kayma notu kullanılarak sıkıştırıldığı bir sol torakotomiye uğrar. Cerrahi kesi daha sonra iskemik dönemde kapatılır ve hayvan uyandırılır ve ekstübe edilir. Fare kendiliğinden nefes alırken, pulmoner arter etrafındaki kayma düğümünü serbest bırakarak reperfüzyon kurulur. Klinik olarak ilgili bu sağkalım modeli, akciğer IR hasarının, çözüm evresinin, akciğer fonksiyonu üzerindeki aşağı akış etkilerinin ve deneysel pnömoni içeren iki vuruşlu modellerin değerlendirilmesine izin verir. Teknik olarak zor olsa da, bu model% 80 -% 90'lık bir nihai hayatta kalma veya başarı oranı ile birkaç hafta ila ay boyunca ustalaşılabilir.

Giriş

İskemi reperfüzyonu (IR) hasarı, bir süre kesintiden sonra kan akımı bir organ veya doku yatağına geri yüklendiğinde ortaya çıkabilir. Akciğerde, IR izolasyonda veya enfeksiyon, hipoksi, atelektazi, volutravma (mekanik ventilasyon sırasında yüksek gelgit hacimlerinden), barotravma (mekanik ventilasyon sırasında yüksek pik veya sürekli basınçlar) veya künt (penetran olmayan) akciğer kontüzyonu hasarı gibi diğer zararlı süreçlerle birlikte ortaya çıkabilir 1,2,3 . LIRI'nin mekanizmaları ve eşzamanlı süreçlerin (örneğin enfeksiyon) LIRI sonuçları üzerindeki etkisi hakkındaki bilgimizde birkaç boşluk kalmaktadır ve ayrıca LIRI için tedavi seçenekleri sınırlıdır. İzolasyonda akciğer IR hasarının patofizyolojisini tanımlamak ve akciğer hasarının bir bileşeni olduğu herhangi bir çoklu vuruş sürecine katkısını incelemek için saf LIRI'nin in vivo bir modeli gereklidir.

Murin akciğer IR modelleri, resüsitasyon5 ile hemorajik travma sonrası akciğer transplantasyonu3, pulmoner emboli4 ve akciğer hasarı dahil olmak üzere birçok sürecin akciğere özgü patofizyolojisini incelemek için kullanılabilir. Günümüzde kullanılan modeller arasında cerrahi akciğer transplantasyonu6, hiler clamping7, ex vivo akciğer perfüzyonu8 ve ventilasyonlu akciğer IR9 bulunmaktadır. Burada, steril akciğer hasarının murin ventilasyonlu akciğer IR modeli için ayrıntılı bir protokol sunuyoruz. Bu yaklaşımın (Şekil 2), minimal hipoksi ve minimal atelektaziye neden olması da dahil olmak üzere birçok faydası vardır ve uzun süreli çalışmalara izin veren bir sağkalım cerrahisi modelidir.

Bu LIRI modelini hiler kelepçeleme ve ex vivo perfüzyon modelleri gibi diğer modellere göre seçme nedenleri şunlardır: Bu model atelektazi, mekanik ventilasyon ve hipoksinin enflamatuar katkılarını en aza indirir; döngüsel ventilasyonu korur; IR hasarına cevap verebilecek sağlam bir in vivo dolaşım bağışıklık sistemini korur; ve son olarak, bir sağkalım prosedürü olarak, ikincil yaralanma oluşturma mekanizmalarının (2 vuruşlu modeller) ve yaralanma çözünürlüğünün uzun vadeli analizine izin verir. Genel olarak, bu ventilasyonlu akciğer IR modelinin deneysel olarak çalışılabilecek "en saf" IR hasarı formunu sağladığına inanıyoruz.

Diğer yayınlar, BT enjeksiyonlarını veya kurulumlarını gerçekleştirmek için farelerin orotrakeal entübasyonunun kullanımını10,11, ancak bu modelde olduğu gibi bir hayatta kalma cerrahisi için başlangıç noktası olarak tanımlamamıştır. Bir orotrakeal tüpün yerleştirilmesi, ameliyat akciğerinin çökmesine izin vererek akciğer cerrahisinin gerçekleştirilmesine izin verir. Ayrıca, prosedürün sonunda akciğerin yeniden enflasyonuna izin verir, bu da pnömotoraks için ve farenin prosedürlerin sonunda kendiliğinden ventilasyona geri dönme kabiliyeti için kritik öneme sahiptir. Son olarak, güvenli orotrakeal tüpün çıkarılması, invaziv trakeotomiden farklı olarak, hayatta kalma ameliyatı ile uyumlu basit bir prosedürdür. Bu, LIRI ve ilişkili bozuklukların ilerlemesini ve çözülmesini anlamaya ve ayrıca kronik yaralanma modellerinin oluşturulmasına odaklanan daha uzun vadeli araştırma çalışmalarına izin verir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Aşağıda açıklanan tüm prosedürler ve adımlar, California San Francisco Üniversitesi'ndeki kurumsal hayvan bakımı ve kullanım komitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır. Herhangi bir fare suşu kullanılabilir, ancak bazı suşlar diğerlerine kıyasla daha sağlam bir akciğer IR enflamatuar yanıtına sahiptir12. Yaklaşık 12-15 haftalık (30-40 g) veya daha büyük olan fareler, akciğer IR ameliyatını genç farelerden daha iyi tolere eder ve hayatta kalır. Bu ameliyatlar için hem erkek hem de dişi fareler kullanılabilir.

1. Fare Entübasyon Protokolü

  1. Anestezi ve entübasyon için hazırlık
    1. Fare karnını bir etanol çubukla silin. Fareyi intraperitoneal tribromoetanol (250-400 mg / kg) enjeksiyonu ile anestezikleştirin. Uygun anestezi derinliğini pedal çekilme refleksinin eksikliği ile değerlendirin. Göz yağlama merhemini şimdi veya daha sonra yerleştirin (adım 2.1.4).
      NOT: Bu prosedür için, tribromoetanol (ve alternatif bir seçenek olarak etomid), bu ameliyat için gerekli hemodinamik koşulları etkilemeden stabil bir anestezik düzlem sağlar. Bu anestezik, periton yapışıklığı riskini önlemek için sadece bir kez kullanılır. İzofluran da kullanılabilir, ancak burada kullanmıyoruz. Uygulayıcı, uygun gördüğü anestezik reçeteyi kullanmakta özgürdür.
    2. Anestezi uygulanan fareyi bir entübasyon standına veya plastik desteğe sırtüstü pozisyonda, üst kesici dişleri tarafından iki destek ankrajı boyunca ilmekli 4-0 dikişlere (ipek veya diğer) asılı olarak yerleştirin.
    3. Entübasyon prosedürü sırasında fareyi hareketsiz tutmak için, göğsün alt kısmını (veya her iki üst ekstremite) platforma gevşek bir şekilde bantlayın.
    4. Fiberoptik esnek ışığı, ses tellerinin biraz altında, farenin trakeasına hafifçe yerleştirin. Aydınlatma seviyesini, ses tellerinin altından yayılan kırmızı ışık dışında, fare orofarenksine bakarken yalnızca karanlık bir alan görünecek şekilde ayarlayın ve endotrakeal tüpün nihai yerleşimi için hedefi gösterin. Ses teli hareketlerinin çıplak gözle veya gerekirse büyütme altında görülebilmesi gerektiğini unutmayın.
  2. Entübasyon prosedürü
    1. Cımbızları baskın elinizle tutun ve dili yavaşça kavramak ve ağız boşluğundan çıkarmak için kullanın.
    2. Baskın olmayan el tarafından tutulan forseps kullanarak alt çeneyi açın ve ardından epiglottis hafifçe kaldırmak için forsepsleri larinkse doğru itin. Şu anda, dili cımbızdan serbest bırakın.
    3. Ses tellerini arayın. Her nefese göre açılıp kapanmalıdırlar. Kanülü kılavuz tel önceden yüklenmiş olarak tutarak, telin ucunu ses tellerinden geçirin.
    4. Telin kanülün dışında kalan ancak ses tellerinin hemen üstünde olan bir kısmını tutarak hareket ettirmemeye çok dikkat ederek, kanülü geri çekin, sadece teli trakea içindeki distal ucuyla yerinde bırakın.
    5. Bu noktada, tel distal ucunun aydınlatılmış ses tellerinden ve trakeadan geçtiğini ve aydınlatılmamış yemek borusunda olmadığını doğrulamak için ses tellerinin ikinci bir görselleştirmesini yapın.
    6. Teli sol elinizdeki kavisli forseps ile ağzın dışında tutun, sert bir yüzeye karşı stabilize edin ve 20G kateteri tel üzerinde bant kanatlarıyla dikkatlice ilerletin.
    7. Telin distal ucu 20G kateterin veya endotrakeal tüpün arka ucundan çıktığında, bu ucu kavisli forseps ile tutun ve 20G kateteri trakeaya düzgün bir şekilde ilerletin.
    8. Kateterin yerleştirilmesini yerinden oynatmadan teli 20G kateterin distal ucundan kavisli forseps ile dikkatlice çıkarın.
    9. Yemek borusuna değil, trakeaya uygun yerleşimi onaylamak için sabitlemeden önce kateteri ventilatöre kısaca bağlayın. Mekanik ventilasyona bağımlı bilateral göğüs duvarı hareketlerini ve midenin şişirilmesinin yokluğunu gözlemleyerek trakea yerleşimini onaylayın.
  3. Entübasyon sonrası
    1. Kateteri ventilatörden ayırın. Sonraki tüm prosedürler / manipülasyonlar sırasında endotrakeal tüpü (ETT) fareye sıkıca sabitlemek için bant kanatlarını (katetere bağlı) farenin alt dudağından 4-0 vicryl sütür kullanarak sabitleyin.
      NOT: Alternatif olarak, ETT'yi sabitlemek için ipek bant veya başka bir bant kullanılabilir, ancak hayvanın entübasyon kızağından cerrahi yüzeye hareketi sırasında ETT'nin yerinden çıkmasını önlemek için özen gösterilmelidir.
    2. Fareyi entübasyon kızağından dikkatlice çıkarın. Orotrakeal tüpün doğru trakeal yerleşimini doğrulamak için kateteri 0.2-0.225 mL'lik bir gelgit hacmine ve dakikada 120-150 nefes solunum hızına ayarlanmış ventilatöre kısaca bağlayın ve ardından orotrakeal tüpten kendiliğinden nefes alan fare ile bağlantıyı kesin.
    3. Hayvanı bu noktadan itibaren, prosedürün sonunda sternal yatışı korumak için yeterli bilinci yeniden kazanana kadar gözetimsiz bırakmayın.

2. Akciğer iskemisi ve reperfüzyon (IR) cerrahi protokolü

  1. Analjezi ve cerrahi bölgenin hazırlanması
    1. Fare karnını bir etanol sürüntüsü ile silin ve intraperitoneal olarak buprenorfin (0.05-0.1 mg / kg) enjekte edin.
    2. Sol toraks bölgesi üzerindeki saçları sol kürek kemiğine kadar tıraş edin. Alkollü çubuklar kullanarak fazla tıraş edilmiş saçları çıkarın.
      NOT: Adım 2.1.1 ve 2.1.2, ipek bantla sabitlendiğinde ETT'nin yerinden çıkması endişesi varsa, entübasyondan önce de gerçekleştirilebilir.
    3. Fareyi sol yanal veya 3/4 dönmüş pozisyonda bir ısıtma yastığına yerleştirin ve trakea tüpünü ventilatör üzerinde 0.2-0.225 mL (~ 8 mg / kg) gelgit hacmi ve dakikada 120-150 nefes solunum hızı ile bağlayın. Bu işlem için ek oksijen kullanmayın.
    4. Göz yağlayıcısını steril pamuk uçlu çubukla uygulayın. Fareyi 3/4 sol tarafa yukarı çevirin ve dört uzuvun tamamını ve kuyruğu laboratuvar bandıyla hareketsiz hale getirin.
    5. Tıraş edilmiş cilt bölgesini ve çevresindeki kürkü povidon-iyotla dezenfekte edin ve çözeltinin kurumasını bekleyin. Daha sonra cerrahi alanı steril bir örtü veya şeffaf plastik film ile örtün ve cerrahi alan için örtü veya plastik filmde dikdörtgen bir açıklık oluşturun.
  2. Cerrahi prosedür
    1. Ayak parmağı sıkışmasına verilen yanıtı test ederek uygun anestezi seviyesini (daha önce tarif edildiği gibi tribromoetanol ve buprenorfin uygulaması ile sağlanan) onaylayın.
    2. Bir çift keskin makas ve bir çift daha büyük forseps (dar desenli forseps veya benzeri) kullanarak, sol lateral torakstaki kürek kemiğinin alt açısının altında 2 cm'lik enine bir cilt kesisi yapın. Kas tabakasını kesmek ve kaburgalara kadar incelemek için makas ve daha ince bir çift forseps (ekstra ince graefe forseps veya benzeri) kullanın.
    3. İkinci interkostal boşluğu tanımlayın ve ikinci kaburgayı ekstra ince forsepslerle tutun. Kaburgayı yukarı doğru çekerek, 2. ve 3. boşluğun interkostal kaslarını ayırarakve keserek plevral boşluğa girmek için steril bir #11 veya #12 (kavisli) neşter bıçağı (tutamak gerekmez) kullanın. Sol akciğer tepesindeki yaralanmayı azaltmak için ventilasyonu duraklatmayı düşünün.
    4. Üç sterilize retraktör takın. Kaburgaların yönü boyunca en küçük / en dar retraktör sefaladını, 2. kaburga boyunca sola orta boy retraktörü ve 3. kaburganın yüzeyi boyunca sağa en büyük retraktörü kullanın.
    5. Elastik retraktör kordonlarını kullanarak göğsü yavaş ve ilerleyici geri çekilme ile açın. Sol akciğer tepesini steril pamuk uçlu bir çubukla hareket ettirerek sol pulmoner arteri (PA) açığa çıkarın ve tanımlayın.
    6. Sol PA ve bronşun her ikisinin de görünür olduğu alanı nazikçe ortaya çıkarmak ve oluşturmak için mikro forsepsleri, sağ eldeki ultra ince forsepsleri ve sol eldeki PA veya damar genişletici forsepsleri kullanın.
    7. PA forsepslerini kullanarak, sol PA'yı alın ve aşağıdaki şeffaf bronşu görselleştirmek için yavaşça ama sıkıca yukarı doğru ve sefalad çekin. Bu noktada diseksiyon mikroskobundaki büyütmeyi (daha fazla ayrıntı için ekipman listesine bakın) maksimuma (2x) yükseltin.
      NOT: Kullanmadan önce tüm ekipmanı sterilize edin. Ek olarak, steriliteyi korumak için, steril cerrahi alana sadece cerrahi aletlerin uçları girmelidir.
    8. PA'yı bronştan uzaklaştırırken, kapalı ultra ince forsepsleri sol PA ve bronş arasındaki boşluktan dikkatlice geçirin. Ardından, 7-0 veya 8-0'ı tutmak ve çekmek için bu forsepsleri kullanın. sol pulmoner arter (yukarıda) ve bronş (aşağıda) arasındaki boşluktan prolen sütür.
    9. PA'da bir tıkanıklık oluşturmak için bir kayma düğümü bağlayarak sol PA'yı çevreleyin. Kan akışının kesilmesi mikroskop altında kolayca görselleştirilir. Bu, iskemik dönemin başlangıcını işaret eder.
    10. Bir 24G-28G iğnesi kullanarak düğümün serbest ucunu ön sol torakstaki farklı bir giriş noktasından dışsallaştırın ve daha sonra daha kolay tanımlama için dikişin ucunu küçük bir bant parçasıyla sabitleyin.
    11. Kemirgen ventilatöründe bir PEEP valfi / tüpü kullanarak göğüs boşluğundan mümkün olduğunca fazla hava atmak için akciğeri yeniden şişirin. Ardından, göğüs kafesini iki kesilmiş 4-0 naylon dikişle kapatın.
    12. Kas ve deri altı tabakasını 4-0 naylon dikişle kapatın. Daha sonra insizyona iki veya üç damla topikal bupivakain (% 0.5) uygulayın. Cilt tabakasını akan bir dikişle kapatmak için 4-0 naylon dikiş kullanın.
  3. Ameliyat sonrası bakım
    1. Spontan ventilasyon devam ettiğinde, endotrakeal tüpü ventilatörden ayırın ve fareyi ekstübe edin.
    2. Anestezi sonrası erken iyileşme sırasında vücut ısısını korumak için fareyi ısıtma pedinin üzerine yerleştirin.
    3. Genel anesteziden kurtulurken fareyi dikkatlice izleyin. Dışsallaştırılmış kaymayı çekiniskemik dönemin sonunda hafifçe (30 dakika veya 1 saat).
    4. İyileşme belirtileri gösterdikten sonra fareyi ısıtma pedinden bir kafese taşıyın: kendi kendini düzeltme ve / veya hareket.
    5. Reperfüzyon döneminden sonra (1 saat veya 3 saat), hayvanı ötenazi yapın ve daha fazla analiz için kardiyak ponksiyon ve akciğer dokusu ile kan toplayın. 1 saatlik reperfüzyon için, ELISA için plazma, RNA için doku ve protein analizi toplayın; 3 saatlik reperfüzyon için, ayrıca histoloji için doku toplayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Tek taraflı ventilasyonlu steril akciğer iskemisi reperfüzyonu (IR) hasarı ile oluşan inflamasyon: 1 saatlik iskemiyi takiben, serumda ve akciğer dokusunda hem ELISA hem de qRT-PCR ile artmış sitokin düzeyleri gözlemledik ve bu da reperfüzyonu takiben 1 saatte zirveye ulaştı ve reperfüzyon13'ten sonra 12-24 saat içinde hızla taban çizgisine geri döndü. Reperfüzyonu takiben 3 saatte toplanan örnekler için, sol akciğer dokusunda yoğun nötrofil infiltrasyonu gözlemledik ve inflamasyonun yoğunluğunun ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu makale, Dodd-o ve ark.9 tarafından geliştirilen ventilasyonlu akciğer IR modelinin uygulanmasında yer alan adımları detaylandırmaktadır. Bu model, izolasyonda akciğer IR'sinden inflamasyonun üretilmesi ve çözülmesinde rol oynayan moleküler yolakların tanımlanmasına yardımcı olmuştur 14,15,16,17, birlikte var olan enfeksiyon ile kombinasyon halinde akciğer IR 18 ve bağırsak-akciğer ekseni ile ilişkili akciğer IR'si ve bağırsak mikrobiyomunun katkısı ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar, rekabet eden finansal çıkarları olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

Bu çalışma, Kaliforniya Üniversitesi San Francisco ve San Francisco Genel Hastanesi, Anestezi ve Perioperatif Bakım Bölümü'nün bölüm desteği ve ayrıca bir NIH R01 ödülü (AP'ye): 1R01HL146753 tarafından finanse edildi.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Ekipman< / güçlü>
Fiber Optik Işık BorusuCole-ParmerUX-41720-65Fiberoptik ışık borusu
Fiber Optik Işık KaynağıAmScopeSKU: CL-HL250-BFiber optik ışıklar için ışık kaynağı
Germinator 500Cell Point Scientific, Inc.No.5-1450Boncuk Sterilizatör
Isıtma YastığıAIMS14-370-223Alternatif seçenek
Lityum.İyon Bakım Kitleri (saç kesme makinesi)WAHL ev ürünleriSKU 09854-600BCerrahi bölgedeki fare tüylerini çıkarmak için
MikroskopNikonSMZ-10Şirketin web sitesinde bulunan diğer yeni seçenekler
MiniVent VantilatörHavard AparatıModeli 845Fare ventilatörü
Ultrasonik TemizleyiciCole-ParmerUX-08895-05Operasyonda kullanılan temiz aletler
Isıtma PediKent ScientificRT-0501Ameliyattan iyileşirken fareyi sıcak tutmak için
TartıCole-ParmerUX-11003-41Tartı
ölçeğiCerrahi Aletler
4-0 İpek SütürEthicon683GKas tabakasını kapatmak için
7-0 Prolene SütürEthicon IndustryEP8734HSol pulmoner arterin kayma düğümü yapmak için kullanılır
Bard-Parker (11) Neşter (Kaburga Sırtlı Karbon Çelik Cerrahi Bıçak, steril, tek kullanımlık)Aspen Cerrahi372611Göğüs boşluğuna girmek için (seçenek 1)
Bard-Parker (12) NeşterAspen Cerrahi372612Göğüs boşluğuna girmek için (seçenek 2)
Ekstra İnce Graefe ForsepsFST11150-10Kas/kaburga tutma forsepsleri
Manyetik Fiksatör Retraksiyon SistemiFST1. Taban Plakası (No. 18200-03)
2. Fiksatörler (No. 18200-01)
3. Ekartörler (No. 18200-05 ila 18200-12)
4. Elastomer (No.18200-07) 5. Ekartör (No.18200-08)		Küçük Hayvan Geri Çekme Sistemi
Monoject Standart Hipodermik İğneCOVIDIEN05-561-20İlaç dağıtımı için IP
Dar Model ForsepsFST11002-12Cilt seviyesi forseps
İğne tutucu / İğne sürücüsüFST12565-14iğneleri tutmak için
İğnelerBD305110Slipknot'u dışsallaştırmak için 26 gauge iğne (24 veya 26 gauge iğne de tamam)
PA/Damar Genişletme forsepsFST00125-11PA'yı tutmak için; hasar vermeyen tutucu
MakasFST14060-09Ameliyat sırasında kas tabakasının kesilmesi ve kesilmesi için kullanılır
Ultra İnce Dumont mikro forsepsFST11295-10 (Dumont #5 forseps, Biyoloji ucu, uç boyutu: 0.05*0.02mm, 11cm)Sol pulmoner arter ve bronş arasındaki boşluktan geçmek için
Reaktifler
0.25% BupivakainHospira, Inc.0409-1159-02Cerrahi yara kapatma sırasında kullanılan topikal analjezik
Avertin (2,2,2-Tribromoetanol)Sigma-AldrichT48402-25GAnestezik, IR cerrahisi için fareyi uyuşturmak için kullanılır, IR cerrahisinde kullanılan konsantrasyon 250-400 mg / kg'dır.
BuprenorfinCovetrus Kuzey Amerika59122Analjezik: ameliyat için kullanılan konsantrasyon 0.05-0.1 mg/kg'dır
Göz YağlayıcıBAUSCH+LOMBYatıştırıcı Kayganlaştırıcı Göz MerhemiGöz kuruluğunu giderir
Povidon-İyot% 10 ÇözeltiMEDLINE INDUSTRIES INCSKU MDS093944H (2 FL OZ, topikal antiseptik)Ameliyat başlangıcında etkili bir ilk yardım antiseptiği için uygulanan topikal sıvı
Malzemeler< / güçlü >
Alkollü ÇubukBD markası  Enjeksiyonve cerrahi alanın sterilize edilmesi için
Plastik filmKIRKLANDStretch-Tite premiumSterilize cerrahi alanı kaplamak için alternatif (daha uygun maliyetli)
Kemirgen Cerrahi ÖrtülerStoelting50981Cerrahi alan için steril alan veya örtü
Steril Pamuk Uçlu UygulamaPwi-Wnaps703033 göz kayganlaştırıcı
En İyi SüngerlerDukal CorporatonYeniden Sipariş # 5360Ciltten/kastan kanamayı durdurma
BD 326895uygulamak için kullanılır

Kaynaklar

  1. Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
  2. Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
  3. Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121(2017).
  4. Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
  5. Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
  6. Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
  7. Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
  8. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
  9. Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
  10. Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261(2014).
  11. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702(2011).
  12. Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
  13. Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
  14. Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
  15. Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
  16. Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
  17. Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337(2017).
  18. Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159(2019).
  19. Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids' immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
  20. Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Fare Cerrahi ModeliPulmoner Arter Okl zyonuVentile Akci er HasarTorakotomi Tekni iN trofil nfiltrasyonuntratrakeal InstilasyonSteril Akci er nflamasyonuMekanik Ventilasyon
Orotrakeal Entübasyon ve Ventilasyonlu Akciğer İskemisi Reperfüzyon Cerrahisinin Bir Fare Modeli
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.