Yöntem makalesi

Sekonder Lenfödem İndüksiyonu için Tavşan Arka Bacakta Popliteal Vasküler Lenf Nodu Rezeksiyonu

DOI:

10.3791/64576

⸱

30 Kasım 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Microsurgery, Jesús Usón Minimally Invasive Surgery Centre, 2Department of Plastic Surgery, Hospital de la Santa Creu i Sant Pau

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Burada, tavşan arka ayağında stabil edinilmiş lenfödemin cerrahi indüksiyonu anlatılmaktadır. Bu deney hayvanı, mikrocerrahi tekniklerle lenfödem tedavisinin etkisini daha fazla araştırmak için kullanılabilir.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lenfödem, sıklıkla kanser ve tedavisi ile ilişkilendirilen, lenfatik sistemde hasara yol açan yaygın bir durumdur ve mevcut tedaviler küratif olmaktan çok palyatiftir. Onkolojik hastalar arasında görülme sıklığının yüksek olması, hem normal lenfatik fonksiyonun hem de patolojik disfonksiyonun incelenmesi gerekliliğini göstermektedir. Kronik lenfödemi çoğaltmak için uygun bir deney hayvanı seçmek gerekir. Hayvan modelleri oluşturma girişimleri, lenfatik sistemin rejeneratif kapasitesi ile sınırlıdır. Potansiyel adaylar arasında, tavşan arka ayağının ele alınması ve insan klinik senaryosuna göre tahmin edilmesi kolaydır, bu da onu avantajlı kılar. Ek olarak, bu türün boyutu, vaskülarize lenf nodu rezeksiyonu için lenfatik damarların daha iyi seçilmesine izin verir.

Bu çalışmada, sekonder lenfödemi indüklemek için tavşan arka ayağında vasküler lenf nodu rezeksiyonu prosedürü sunulmaktadır. Anestezi uygulanmış hayvanlar, tek popliteal düğümlerin ve lenfatik kanalların tanımlanmasına izin veren bir teknik olan gerçek zamanlı yakın kızılötesi floresan kullanılarak çevresel ölçüm, patent mavisi V infiltrasyonu ve indosiyanin yeşili lenfografiye (ICG-L) tabi tutuldu. Tanımlanan yapılara erişim, popliteal nodun eksize edilmesi ve medial ve lateral afferent lenfatiklerin bağlanmasıyla sağlanır. Popliteal düğüme girmeden uyluk içinde femoral lenfatik sisteme katılan herhangi bir lenfatik damarın tanımlanabilmesi ve bağlanabilmesi için özel dikkat gösterilmelidir.

Postoperatif değerlendirme, indüksiyondan 3, 6 ve 12. aylarda arka bacak ve ICG-L'nin çevresel ölçümleri kullanılarak yapıldı. Takip sırasında gösterildiği gibi, hayvanlar 12. aya kadar sürdürülen dermal geri akış geliştirdi ve bu deney hayvanını lenfödem yönetiminde yeni uzun vadeli değerlendirmeler için yararlı hale getirdi. Sonuç olarak, burada açıklanan yaklaşım uygulanabilir ve tekrarlanabilirdir. Ek olarak, sunulan zaman penceresi boyunca, insan lenfödemini temsil edebilir ve böylece yararlı bir araştırma aracı sağlar.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lenfödem, dünya çapında görülme sıklığı, iyileştirici ve standardize tedavi eksikliği ve hastaların yaşam kalitesi üzerindeki ciddi etkisi nedeniyle özel ilgiyi hak eden kronik bir durumdur 1,2.

Gelişmiş ülkelerde, lenfödem esas olarak edinseldir ve bu malignitenin yüksek prevalansı nedeniyle meme kanserine sekonderdir; Ameliyattan 10 yıl sonra meme kanserine bağlı lenfödemin kümülatif insidansı %41,1'e kadar çıkabilmektedir3. Bununla birlikte, melanom, jinekolojik kanserler, genitoüriner tümörler ve baş ve boyun neoplazmları gibi hastalıklar da bu hastalığın yüksek insidansı ile ilişkilidir4. Bölgesel lenf nodu rezeksiyonu, sağkalım oranlarını artırmak için gerekli onkolojik tedavinin bir parçası olarak, fonksiyonel lenfatik drenajın bozulmasına yol açar. Bazı durumlarda, bu lenfödem başlangıcını önleyen veya geciktiren telafi edici mekanizmalarla sonuçlanır5. Ancak kemoterapi ve radyoterapi uygulandığında bu mekanizmalar değişikliği telafi edemez ve sonuç olarak lenfödem oluşur. Bu, hastaların yaşam kalitesi üzerinde olumsuz bir etkiye sahiptir ve işlevsel, sosyal ve psikolojik iyi oluşlarını etkiler 6,7.

Lenfödem için etkili bir tedaviye duyulan ihtiyaç, lenfatik sistemin fizyopatolojisinin anlaşılmasının yanı sıra, hem normal hem de işlevsiz lenfatik sistemlerdeki karmaşık hücresel mekanizmalar ve bunların yanıtları hakkında derinlemesine bir içgörü gerektirir 8,9,10. Bu tür içgörüler başlangıçta kronik insan hastalıklarını yeniden üretebilen deneysel hayvan modellerinden elde edilebilir11.

Deneysel hayvan modellerinde lenfödemi çoğaltmak için birçok girişimde bulunulmuştur; Bununla birlikte, çoğu, stabil bir hayvan modelinde kronik lenfatik yetmezliğin yeniden üretilememesi, çalışmanın maliyetleri ve en önemlisi, lenfatik sistemin dolaşımı geri kazanmasını sağlayan büyük rejeneratif kapasitesi dahil olmak üzere bazı sınırlamalar tarafından engellenmiştir12,13.

Bu çalışma, tavşan arka ayağı kullanılarak cerrahi olarak stabil edinilmiş lenfödem indüklemek için deneysel yaklaşımı sunmaktadır. Literatür taramasına dayanarak, bu hayvan, arka ayağı boşaltan ve bacaktaki ana femoral lenfatik sisteme ulaşan tek bir popliteal düğüm içeren arka bacak lenfatik sisteminin tutarlı anatomisi nedeniyle lenfödem gelişimi için optimal olarak kabul edilebilir14,15.

Tavşanın arka ayağının spesifik anatomisi, insanlarda sekonder lenfödemi indüklemek için gerçekleştirilen cerrahi prosedürlerin çoğaltılmasına izin verir. Bu nedenle, bu prosedür, sonuçları insan tıbbına tahmin etmek için mikrocerrahi eğitim ve klinik öncesi araştırmalar için kullanılabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tüm prosedürler, Jesús Usón Minimal İnvaziv Cerrahi Merkezi'nin etik komitesi ve Avrupa mevzuatına dayanan bölgesel hükümetin refah yönergeleri tarafından onaylanmıştır.

1. Cerrahi öncesi ve cerrahi hazırlık

  1. 4-4,5 kg ağırlığında ve 4 aylık dokuz dişi Yeni Zelanda beyaz tavşanını, 22-25 ° C sıcaklıkta tutulan, yiyecek ve suya ücretsiz erişimi olan ayrı kafeslerde barındırın. Kafeslerin 3m2 yüzey alanına ve 40 cm yüksekliğe sahip bir polisülfon tepsisinin yanı sıra odun talaşı içeren bir yatak içerdiğinden emin olun.
    1. Proje kodu ve hayvan kimlik numarası ile kafesleri tanımlayın.
    2. Stres kaynaklı sorunları önlemek için hayvanları ameliyattan önce 1 hafta boyunca alıştırın. Anesteziden önce her hayvanın sağlıklı olduğundan emin olmak için kan örneklerinin ameliyat öncesi laboratuvar değerlerini toplayın.
  2. Her cerrahi işlemden önce tüm tavşanların 12 saat oruç tuttuğundan emin olun.
    1. Premedikasyondan sonra, tavşanları bir yüz maskesi (Hall maskesi) kullanarak %100 oksijen ve 3-5 L/dk taze gaz akışı ile 5 dakika önceden oksijenlendirin. Midazolam (0.3 mg / kg) ve propofol (10 mg / kg) ile ko-indüksiyon fazını intravenöz olarak gerçekleştirin.
  3. Tavşanları 3.0-3.5 endotrakeal tüplerle, pnömotaponasyonla, ilk 5 dakika boyunca 1 L / dk'da taze gaz akışı ile bir ventilatöre bağlı yarı kapalı bir dairesel devreye bağlı ve ardından 0.5 L / dk'ya ayarlayın.
    1. Buharlaştırıcı üzerinde ayarlanan% 3 -% 3.5'lik bir konsantrasyonda sevofluranın solunmasıyla idame anestezisi uygulayın.
  4. Cerrahi prosedür boyunca kulağın marjinal damarından anestezi uygulanmış tavşanlara sürekli bir Ringer laktat çözeltisi (2-4 mL / kg / saat) infüzyonu uygulayın.
    1. Oküler yüzeyi korumak için koruyucu bir göz merhemi kullanın.
  5. Genel anestezi izleme: 38.7-39.7 ° C'deki sıcaklığı izlemek için bir rektal termometre kullanın, mukoza zarı rengini inceleyin ve bir tavşan nabız oksimetresi kullanarakO2satürasyonunu %>95'te ve kalp atış hızını 180-240 bpm'de izleyin.
  6. Hayvanın prosedür boyunca sabit bir sıcaklığı koruması için bir termal destek yerleştirin.
  7. İntraoperatif analjezi için intravenöz olarak ketorolak (1.5 mg / kg) artı tramadol (3 mg / kg) uygulayın.
  8. Ameliyattan önce ve ameliyattan 5 gün sonra antibiyotik (7.5 mg / (kg-gün) enrofloksasin deri altından [s.c.]) ve ayrıca 5 gün boyunca postoperatif analjezi (10 μg / (kg-gün) buprenorfin sc) uygulayın.
  9. Tavşanları sırtüstü pozisyona getirin ve hayvanın arka bacaklarını ve kasık bölgelerini tıraş edin. Hayvanı sırt/sırtüstü yatış pozisyonuna yerleştirin ve kılları arka bacak ve kasık bölgelerinden kırpın.
  10. Daha önce traş edilmiş cilde %0.5 klorheksidin ve %70 etanol uygulayarak cilt antisepsisi yapın. Alan dezenfekte edildikten sonra, tavşanı sol arka bacak dışında steril bir bezle örtün.

2. Popliteal vasküler lenf nodu rezeksiyonu ameliyatı (Şekil 1)

  1. 0.2-0.3 mL indosiyanin yeşili (ICG) sol arka ayağın ikinci ve üçüncü interdigital boşluklarına intradermal olarak sızın. Boyanın lenfatik damarlara alımını kolaylaştırmak için masaj yapın, hafifçe esnetin ve arka ayağı birkaç dakika uzatın. Kontralateral uzuvları kontrol olarak kullanın.
  2. Diz seviyesinde geçen lenfatik damarları ve ciltteki popliteal lenf düğümünü (PLN) görselleştirmek ve işaretlemek (cerrahi bir işaretleyici kullanarak) için gerçek zamanlı, yakın kızılötesi bir floresan kamera kullanın (Şekil 2).
  3. Lenfatik damarların ve lenf düğümlerinin daha sonra tanımlanması için patent mavisi V'yi (0.2 mL) interdigital alana enjekte edin.
  4. PLN, gerçek zamanlı, yakın kızılötesi floresan kamera kullanılarak tanımlandıktan sonra (Şekil 3), popliteal fossanın merkezinde, deriden görülebilen iskiyal ven boyunca arka ayağın uzun eksenine uzunlamasına 2 cm'lik bir kesi oluşturun.
    1. Gerçek zamanlı, yakın kızılötesi floresan kamera ile lenfatik sistemin gerçek zamanlı panoramik görüntülerini elde etmek için, uyarma ışık kaynağı olarak sınıf 1 lazer ile donatılmış optik kafayı ve ayak bileğinden hayvanın arka ayağının dizine kadar yakın kızılötesi duyarlı bir kamera kullanın.
    2. Deri altı yağını rezeke ederek kas fasyasının üzerindeki lenfatik damarları görselleştirin5. Lenfatik damarlar, adım 2.3'teki patent mavisi V boyaması nedeniyle mavi görünür.
    3. İnsizyonu germek ve vasküler ve afferent lenfatik pediküller dahil olmak üzere PLN'yi ortaya çıkarmak için mikrocerrahi forseps kullanın. Tüm lenfatik ve vasküler yapıların net bir şekilde görülebilmesini sağlayın (Şekil 4).
    4. İskiyal ven altında ve biseps femoris ve medial hamstring kasları arasında 0.8 mm çapında PLN'yi tanımlayın.
  5. PLN'nin medial yönündeki iki ana lenfatik damarı tanımlayın. Bu damarlar distal safen venine paralel olarak yerleştirilir ve PLN'ye yaklaştıkça bir mikro damar ağına ayrılırlar (Şekil 5).
  6. Çevre dokulara ve damarlara zarar vermekten kaçınarak lenf nodu pedikülünü inceleyin (Şekil 6).
  7. Medial arteri (popliteal arterin bir dalı) ve lateral safen veni distal ve proksimal olarak 10/0 naylon emilmeyen sütürler kullanarak bağlayın.
  8. Uyluk içinde femoral lenfatik sisteme doğrudan katılan, ancak PLN'ye girmeyen iki afferent lenfatik damar grubunu tanımlayın ve koterize edin (Şekil 7).
    NOT: İlk grup, üst bacak ve baldırdan lenfleri boşaltan medial afferent lenfatik damarlara karşılık gelir. İkinci grup ise alt ekstremite kas sistemindeki lenfatik damarlardan oluşur. Bu damarlar, safen ven ile birlikte gastroknemius kası boyunca uzanır.
  9. Gerçek zamanlı yakın kızılötesi floresan görüntülemeyi tekrarlayarak lenfatik sistemin tamamen bozulduğunu doğrulayın.
  10. Olası lenfanjiyogenezi önlemek için çevredeki yağ dokusunu tamamen çıkarın.
  11. Ameliyat sonrası otomutilasyonu önlemek için cilt kesisini 4-0 poliglikolik asit (PGA) emilebilir örgülü sütürlerle (16 mm 3/8 üçgen iğne ile) sürekli bir intradermal patern kullanarak dikin.
  12. Ameliyattan sonra tavşanları tek tek kafeslerde barındırın; onları gözetim altında ve 16 ila 22 °C arasındaki oda sıcaklığında saklayın.

3. Ameliyat sonrası değerlendirme

  1. İndüksiyondan 3, 6 ve 12 ay sonra postoperatif değerlendirmeler yapın.
  2. Daha önce kullanılan adımları izleyerek tavşanları uyuşturun (adım 1.2-1.7).
  3. Anestezi uygulanmış tavşanların arka ayaklarının çevresini bir mezura ile ölçün. İlk nokta ayak bileğinde ve sonuncusu dizde olacak şekilde her 2 cm'de bir ölçüm yapın. Kesilmiş koni formülünü kullanarak toplam hacmi hesaplayın.
  4. Lenfatik fonksiyonu değerlendirmek için indosiyanin yeşili lenfografi (ICG-L) kullanın.
    1. 0.2-0.3 mL ICG'yi intradermal olarak ikinci ve üçüncü interdigital boşluklara boşaltın ve ICG'nin lenfatik damarlara alımını kolaylaştırmak için 1 dakika boyunca hafifçe masaj yapın.
  5. Dermal geri akışı değerlendirmek için yakın kızılötesi floresan sistemini kullanarak 15 dakika sonra görüntüleri toplayın.
  6. Takipler tamamlandıktan sonra, müdahalede kullanılanla aynı anestezik protokolü izleyerek tavşanı ötenazi yapın. İstenilen anestezik düzlem elde edildiğinde, intravenöz potasyum klorürü kulak damarına ortalama 2 meq / kg oranında uygulayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışmada dokuz tavşana lenfödem indüksiyonu uygulandı, ancak üç tavşan hemen postoperatif dönemde öldü ve değerlendirilemedi. Çalışma verileri ameliyat sonrası 3, 6 ve 12. aylarda üç bağımsız araştırmacı tarafından elde edildi. Çevresel arka bacak ölçümleri ve ICG-L, lenfatik sistem fonksiyonunu ve dermal geri akımı değerlendirmek için genel anestezi altında yapıldı.

Ameliyat sonrası 3 ayda ICG-L ile elde edilen veriler, normal lenfatik sistem fonksiyonunun bozulmasıyla uyumlu olarak, tavş...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

PLN'nin deneysel bir hayvanda rezeksiyonu, değerlendirme ve çalışma için uzuvlarda sekonder lenfödemi indükleyebilen nispeten yeni bir prosedürdür. Lenf nodu rezeksiyonundan sonra, lenfatik sistem işlevselliğinde bir değişiklik, lenf birikimi ve genişlemiş görünen lenfatik damarların histolojik değişiklikleri vardır. Bu lenf birikimi yeterli seviyelere ulaştığında, insanlarda gözlenene benzer şekilde lenfödemin karakteristik dermal geri akışı, ICG-L gibi objektif teknikler kullanılarak g...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların açıklanacak herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu araştırma projesi, ICTS Nanbiosis'in bir parçası olan Jesús Usón Minimal İnvaziv Cerrahi Merkezi'nde (CCMIJU) gerçekleştirildi. Çalışma, aşağıdaki Nanbiosis ünitelerinin yardımıyla gerçekleştirildi: U21, deneysel ameliyathane ve U22, hayvan barınağı. Bu çalışma Hospital de la Santa Creu i Sant Pau tarafından desteklenmiştir. Bu çalışma kısmen Junta de Extremadura, Avrupa Bölgesel Kalkınma Fonu (Hibe Numarası GR21201) tarafından finanse edilmiştir. Fon sağlayıcı, çalışma tasarımı, veri toplama, analiz, yayınlama kararı ve makale hazırlama aşamalarında rol oynamıştır. Figürleri hazırladığı için María Pérez'e ve sürekli teşvik sağladığı için JUMISC Mikrocerrahi Bölümü'ne özel teşekkürlerimizi sunarız.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Bleu Patente V sodique (Guerbet)Guerbet. Villepinte, Fransa2.5 g/100 mL
Buprenorfin (Bupaq)Richter Pharma. Wels, Avusturya0820645AA3 mg / 10 mL
FluobeamFluoptik. Grenoble, FransaFloresan görüntüleme
IBM SPSS yazılımıIBMsürüm 21.0
İndosiyanin yeşili (Verdye, Diagnostic Green GmbH)Diagnostic Green GmbH. Aschheim-Dornach, Almanya5 mg/mL
Ketorolaco  (Normon) Normon, S.A. Madrid, İspanyaT01H30 mg/mL
Microsoft ExcelMicrosoftsürüm 16.66.1
Midazolam (Normon) Normon, S.A. Madrid, İspanyaT35M15 mg/3 mL
Pentero 800 mikroskobu, floresan modülüCarl Zeiss Meditec AG. Goeschwitzer Strasse 51-52. Jena, Almanya302581-9245-000
Potasyum klorür (Braun)B.Braun. Barselona, İspanya1926201020 mmol/10 mL
Propofol (Propomitor, Orion Pharma) Orion İlaç. Spoo, Finlandiya20R039B200 mg / 20 mL
RÜ SCH endotrakeal tüplerTeleflex Medical IDA İş ve Teknoloji Parkı. Athione, İrlanda.12CE 12Boyutlu Tüp 4.0 ID mm
Sevoflurano (SevoFlo, Zoetis)Zoetis Belçika. Luvain-la-Neuve, Belçika60935591000 mg / g (250 mL)
Tramadol (Normon)Normon, SA Madrid, İspanyaT08U100 mg / 2 mL

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Taylor, G. W. Lymphoedema. Postgraduate Medical Journal. 35 (399), 2-7 (1959).
  2. Weissleder, H., Schuchhardt, C. Lymphedema Diagnosis and Therapy. 2nd ed. , Kagerer Kommunikation. (1997).
  3. Pereira, A. C. P. R., Koifman, R. J., Bergmann, A. Incidence and risk factors of lymphedema after breast cancer treatment: 10 years of follow-up. The Breast. 36, 67-73 (2017).
  4. Coriddi, M., et al. Systematic review of patient-reported outcomes following surgical treatment of lymphedema. Cancers. 12 (3), 565(2020).
  5. Fernández Peñuela, R., Casaní Arazo, L., Masiá Ayala, J. Outcomes in vascularized lymph node transplantation in rabbits: A reliable model for improving the surgical approach to lymphedema. Lymphatic Research and Biology. 17 (4), 413-417 (2019).
  6. Armer, J. M., et al. ONS GuidelinesTM for cancer treatment–related lymphedema. Oncology Nursing Forum. 47 (5), 518-538 (2020).
  7. Villanueva, T. Avoiding lymphedema. Nature Reviews Clinical Oncology. 11 (3), 121(2014).
  8. Clavin, N. W., et al. TGF-β 1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
  9. Schulte-Merker, S., Sabine, A., Petrova, T. V. Lymphatic vascular morphogenesis in development, physiology, and disease. The Journal of Cell Biology. 193 (4), 607-618 (2011).
  10. Padberg, Y., Schulte-Merker, S., Van Impel, A. The lymphatic vasculature revisited—new developments in the zebrafish. Methods in Cell Biology. 138, 221-238 (2017).
  11. Cornelissen, A. J. M., et al. Outcomes of vascularized versus non-vascularized lymph node transplant in animal models for lymphedema. Review of the literature. Journal of Surgical Oncology. 115 (1), 32-36 (2017).
  12. Hadamitzky, C., Pabst, R. Acquired lymphedema: An urgent need for adequate animal models. Cancer Research. 68 (2), 343-345 (2008).
  13. Shin, W. S., Szuba, A., Rockson, S. G. Animal models for the study of lymphatic insufficiency. Lymphatic Research and Biology. 1 (2), 159-169 (2003).
  14. Soto-Miranda, M. A., Suami, H., Chang, D. W. Mapping superficial lymphatic territories in the rabbit. Anatomical Record. 296 (6), 965-970 (2013).
  15. Bach, C., Lewis, G. P. Lymph flow and lymph protein concentration in the skin and muscle of the rabbit hind limb. The Journal of Physiology. 235 (2), 477-492 (1973).
  16. Mayer, J. Use of behavior analysis to recognize pain in small mammals. Lab Animal. 36 (6), 43-48 (2007).
  17. Jones-Bolin, S. Guidelines for the care and use of laboratory animals in biomedical research. Current Protocols in Pharmacology. 59 (1), 4(2012).
  18. Hawkins, P. Recognizing and assessing pain, suffering and distress in laboratory animals: a survey of current practice in the UK with recommendations. Laboratory Animals. 36 (4), 378-395 (2002).
  19. Kohn, D. F., et al. Public statement: Guidelines for the assessment and management of pain in rodents and rabbits. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 46 (2), 97-108 (2007).
  20. Wolfe, J. H., Rutt, D., Kinmonth, J. B. Lymphatic obstruction and lymph node changes–a study of the rabbit popliteal node. Lymphology. 16 (1), 19-26 (1983).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Tav an Arka Ekstremite ModeliPopliteal Lenf NoduLenfatik Damar Ligasyonundosiyanin Ye ili LenfografiYak n K z l tesi FloresansPatent Blue VKronik Lenf dem ModeliDermal Geri Ak
Video yakında

İlgili makaleler