Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Klinik Öncesi Domuz Modelinde Uzun Süreli Vasküler Erişim için Hickman Kateter Kullanımı

6K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/65221

⸱

31 Mart 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Laboratory, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Molecular and Comparative Pathobiology, Research Animal Resources, Johns Hopkins University School of Medicine

Bu makalede

Özet

Domuzlarda uzun süreli vasküler erişim için tünelli bir Hickman kateterinin yerleştirilmesi ve bakımı için güvenilir ve tekrarlanabilir bir yaklaşım tanımlanmıştır. Santral venöz kateterin yerleştirilmesi, uyanık hayvanlardan günlük olarak tam kan örneklenmesine ve intravenöz ilaç ve sıvı uygulamasına izin verir.

Özet

Santral venöz kateterler (CVC'ler), kan izleme ve güvenilir intravenöz sıvı ve ilaç uygulaması dahil olmak üzere çok çeşitli tıbbi uygulamaları kolaylaştırdıkları için büyük hayvan araştırmalarında paha biçilmez cihazlardır. Spesifik olarak, tünelli çok lümenli Hickman kateteri (HC), daha düşük kurtarma ve komplikasyon oranları nedeniyle domuz modellerinde yaygın olarak kullanılmaktadır. Diğer SVK'lere göre daha az komplikasyona rağmen, HC ile ilişkili morbidite, devam eden çalışmaları önemli ölçüde geciktirebileceği veya başka bir şekilde olumsuz etkileyebileceği için önemli bir zorluk teşkil etmektedir. HC'lerin uygun şekilde yerleştirilmesi ve bakımı, bu komplikasyonların önlenmesinde çok önemlidir, ancak en iyi uygulamalar konusunda bir fikir birliği yoktur. Bu protokolün amacı, HC ile ilişkili komplikasyonları ve morbiditeyi azaltan domuzlarda tünellenmiş bir HC'nin yerleştirilmesi ve sürdürülmesi için bir yaklaşımı kapsamlı bir şekilde tanımlamaktır. Bu tekniklerin >100 domuzlarda kullanılması, 8 aya kadar komplikasyonsuz patent hatları ile sonuçlanmıştır ve ventral cerrahi bölgede katetere bağlı mortalite veya enfeksiyon yoktur. Bu protokol, HC'nin ömrünü optimize etmek için bir yöntem ve kullanım sırasında sorunlara yaklaşmak için rehberlik sunar.

Giriş

Santral venöz kateterlerin (KVC'ler) hasta bakımındaki vazgeçilmez rolü, kolaylıklarına, uygun güvenlik profillerine ve çok yönlülüklerine borçludur1. Bir CVC'nin işlevleri arasında toplam parenteral beslenme, hematopoietik kök hücre nakli, plazmaferez / aferez ve etkili sıvı, kan veya ortak ilaç uygulaması için güvenilir erişim bulunur2. Veteriner hekimlikte, CVC'ler ayrıca tahriş edici ilaçların hızlı seyreltilmesi ve tekrarlanan damar delinmesi olmadan kan örneklemesi yoluyla hayvan rahatsızlığını en aza indirir3. Geniş uygulamalarına rağmen, CVC'lerin büyük hayvan araştırmalarında kullanımı hala birkaç önemli zorluk ortaya koymaktadır4.

Bir kılavuz tel veya introdüser kateter yoluyla perkütan CVC yerleştirme, özellikle derin venöz yapılara sahip hayvanlarda, veteriner olmayan araştırmacılar için zor olabilir5. Uygun olmayan bir CVC kurulum tekniği, yakındaki yapılara yanlışlıkla yerleştirilmesine neden olabilir, bu da ultrason kılavuzluğunda yerleştirme veya konumlandırmanın işlem sonrası radyografisini gerektirebilir6. Bununla birlikte, insan ameliyathaneleriyle karşılaştırıldığında, ultrasonlar birçok büyük hayvan araştırma laboratuvarında kolayca bulunamamaktadır. Ayrıca, kalıcı kateterlerin uzun süreli kullanımı, zamanında tedavi, klinik izleme ve araştırma sonuçlarının olası bozulmasıyla birlikte hayvanlar tarafından hat bükülmesine, delinmeye, enfeksiyona veya kurtuluşa neden olabilir 4,7. CVC'nin değiştirilmesi, malzeme tedariki, cerrahi planlama, açlık süresi ve radyografik erişim dahil olmak üzere ek kaynaklar gerektirir. Bu nedenle, CVC ile ilgili komplikasyonlar, özellikle domuzlarda, önemli teknik ve finansal engeller veya üretken translasyonel araştırmalarda bir aksama yaratabilir. Yiyecek veya dışkı ile kontaminasyon, kafes duvarlarına çizilme ve tahriş bölgelerinin tekmelenmesi bir CVC'yi tehlikeye atabilir ve CVC ile ilişkili komplikasyon riski uzun süreli kullanımla artar. Bu nedenle, domuzlarda bir CVC'nin güvenli ve karmaşık olmayan bakımı, CVC seçimi, yerleştirilmesi, emniyete alınması, korunması, sanitasyonu ve gözetiminin dikkatli bir şekilde değerlendirilmesini gerektirir.

Bu protokolde kullanılan Hickman kateteri (HC), insanlarda ve hayvanlardauzun süreli intravenöz erişim için yaygın olarak kullanılan, polyester manşetli ve bir ila üç lümenli tünelli bir CVC'dir 1,4,8,9. Tünelli kateter yaklaşımı, tünellenmemiş varyasyonlara göre daha düşük komplikasyon oranları ve bakım maliyetleri ile ilişkilendirilmiştir10,11,12. Manşet, cilt çıkış bölgesini çevreleyen deri altı dokulara dahil olarak HC ekstraksiyonunu azaltır. Çok lümenli tasarım ayrıca ilaç uygulaması ve kan alımlarının ayrılmasını sağlar, böylece kan örneği kontaminasyonunu ve yanlışlığını en aza indirir. Buna rağmen, HC kullanımı, en yaygın olanları kırık, migrasyon, tıkanıklık ve enfeksiyondur13,14,15,16. Bu nedenle, bir HC'nin uygun şekilde kurulması ve bakımı, translasyonel araştırmalarda kullanıldığında vazgeçilmez becerilerdir. Bununla birlikte, mevcut literatür, uzun süreli denemeler sırasında domuzlarda HC kullanımı için en iyi uygulamalar için çok az rehberlik sunmaktadır 5,6,17.

Bu çalışmanın amacı, iç juguler ven (IJV) içine HC yerleştirilmesi, cilt güvenliği ve domuzlarda uzun süreli kateterle ilgili komplikasyonları ve rahatsızlığı en aza indiren dayanıklı koruma için optimize edilmiş bir yaklaşımın ana hatlarını çizmektir. HC kullanımı için önemli hususlar, karşılaşılabilecek potansiyel zorluklar ve bu yaklaşımın kalitesini artırabilecek değişiklikler hakkında bir tartışma dahil edilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm hayvan prosedürleri, Johns Hopkins Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından onaylanan bir hayvan protokolüne uygun olarak yürütülmüştür. HC yerleştirilen erkek ve dişi domuz suşları arasında Massachusetts General Hospital (MGH) domuz kolonisinden minyatür domuz, Yucatan domuzları ve bir tarım satıcısından Yorkshire çaprazlanmış domuz (20-40 kg) bulunur. Domuzlar, HC yerleştirildiğinde 3-10 aylıktı. HC, hayvanın deneysel prosedürüne göre herhangi bir zamanda yerleştirilebilir. Bununla birlikte, başlangıç kan değerlerinin toplanmasına izin vermek için önceden yerleştirilmesi önerilir. Ayrıca herhangi bir deneysel manipülasyona girmeden önce domuza en az 1 haftalık bir alışma süresi verilmesi önerilir.

1. Ameliyat öncesi planlama

  1. Ameliyattan önce, bir veterinerin tüm hayvanların kapsamlı bir klinik değerlendirmesini yapmasını sağlayın.
  2. İşlemden en az 12 saat önce hayvanları aç (katı yiyecek yok). Her zaman su ad libitum sağlayın. Kontrollü ilaç uygulaması için hayvanları tartın.
  3. Ameliyat günü, hayvanları tek bir şırıngaya karıştırılmış ketamin (20-30 mg / kg) ve ksilazin (kas içinde 2-3 mg / kg [IM]) ile sakinleştirin. Gerekirse, yatıştırıcı ajanları (ketamin ve ksilazin) yavaşça intravenöz olarak uygulayın [IV]. Anestezi altındayken kurumayı önlemek için gözlere steril bir oftalmik merhem kullanın.
  4. Marjinal kulak damarına intravenöz bir kateter yerleştirin ve prosedür boyunca 5-10 mL / (kg∙h)% 0.9 salin veya laktasyonlu zil çözeltisi (LRS) idame sıvısı uygulayın.
  5. Hayvan dorsal yaslanma durumundayken, uygun büyüklükte bir endotrakeal tüp yerleştirin, anestezi makinesine bağlayın ve el ventilasyonuna yerleştirin (1-2 L O2 / dak ile% 0.5-3'te izofluran üzerinde tutulur).
  6. Preemptif analjezi uygulayın (0.02 mg / kg buprenorfin IV); Gerektiğinde intraoperatif olarak ek dozlarda buprenorfin uygulayın. Profilaktik antibiyotikler (20-22 mg/kg sefazolin IV) ameliyatın başlamasından 10 dakika önce ve intraoperatif olarak her 90 dakikada bir tekrar uygulayın. Ameliyatın başlamasından bir kez önce protonix (0.5-1.0 mg / kg IV) ve maropitan sitrat (1 mg / kg IV) uygulayın.
  7. Santral venöz kateterin yerleştirilmesi için yer görevi görecek olan ventral ve dorsal boynu tıraş edin. Klorheksidin fırçalama kullanarak cerrahi alanın ön hazırlığını yapın.
  8. Domuzun uygun bir cerrahi anestezi düzleminde olduğunu onaylayın. Palpebral ve çene tonunu test ederek anestezik derinliği değerlendirin. Gerekirse, inhalan anesteziyi artırın veya ek yatıştırıcı ajanlar (ketamin gibi) IV'ü yavaşça uygulayın.
  9. Domuzu ameliyat masasına aktarın.

2. İntraoperatif izleme

  1. Bakım anestezisi altındayken, kalp atış hızını ve elektrokardiyografiyi, noninvaziv kan basıncını, nabız oksimetresini, kapnografiyi ve özofagus veya rektal sıcaklığı sürekli olarak izleyin ve en az 15 dakikada bir kaydedin.
    1. Noninvaziv olarak kan basıncını bir ekstremite veya kuyruktaki bir kan basıncı manşonu ile izleyin.
    2. Solunum ve inhalan anestezi uygulamasını daha doğru bir şekilde düzenlemek için bir ventilatör kullanın. Ventilatör parametreleri için tidal volümün 5-10 mL/kg aralığında olduğundan emin olun. Hayvanın anestezik derinliğine yanıt olarak prosedür boyunca solunum hızını ayarlayın; maksimum basınç sınırını 20 mmHg'ye ayarlayın.
  2. Hipotermiyi önlemek için operasyon boyunca sıcaklık ayarlı bir sıcak hava battaniyesi veya pedi kullanın.

3. Cerrahi hazırlık

  1. En az iki kişiyi steril (cerrah ve asistan) ve en az iki kişiyi steril olmayan (sirkülatör ve anestezist) olarak belirleyin.
  2. Genel anestezi altında, domuzları stabilizasyon için bacakları sabitlenmiş olarak ameliyat masasına ventral yaslanma pozisyonunda yerleştirin (Şekil 1).
  3. Cerrahi alanı üç alternatif klorheksidin ve% 70 etanol fırçası ile aseptik olarak hazırlayın, ardından minimum 10 dakikalık temas süresi için cilt yüzeyinde bir iyonofor uygulayın. Aşağıdaki iki alanın steril bir hazırlığını gerçekleştirin:
    1. Ventral tarafta, mandibula açısından sternumun ortasına kadar uzanın ve iki taraflı olarak sternokleidomastoidin lateral sınırına kadar uzanın. Steril olarak hazırlanmış alanın kenarları boyunca steril havlular yerleştirin.
    2. Dorsal tarafta, dorsolateral boynu ipsilateral'i hedef IJV'ye hazırlayın. Ventral alanda çalışırken steriliteyi korumak için steril havluları sırt boynunun altına ve sırt alanının üzerine yerleştirin.
  4. Domuzun üzerine steril bir örtü yerleştirin. Ventral alanı ortaya çıkarmak için örtüde dikdörtgen bir alan kesin.
  5. Ayrı bir steril örtülü masada, çift lümenli HC'yi uzun bir giriş parçasına bağlayın.
    1. Her lümen hattının sonundaki luer kilit adaptörlerine kelepçeleri vidalayın (geniş: kırmızı; dar: beyaz). Kırmızı ve beyaz çizgileri 10 mL% 0.9 salin ile yıkayın. Ardından, her iki çizgiyi de sıkıştırın.

4. İç juguler ven tanımlama ve hazırlama

  1. Ventral alanda, trakea ile sternokleidomastoidin medial sınırı arasında 4 cm'lik bir kesi yapın (Şekil 2). Platizmayı bölün ve sternokleidomastoid kasın lateral sınırındaki IJV'yi ortaya çıkarmak için bağ dokusunu inceleyin.
  2. IJV'nin 3-4 cm'lik kısmını, dallarını 4-0 kaplamalı ve örgülü emilmeyen dikiş bağları ile bölerek izole edin. Çevreleyen bağ dokusundan çevresel olarak diseksiyon yapın. Kateter yerleştirilmesi sırasında IJV'yi askıya almak ve stabilize etmek için iki kaplamalı ve örgülü emilmeyen sütür bağı oluşturun (Şekil 3).
    1. IJV'nin kraniyal ucunda, kaplanmış ve örgülü emilmeyen bir dikiş bağını damarın altından iki kez geçirerek etrafında bir halka oluşturun.
    2. IJV'nin kuyruk ucunda, bir askı oluşturmak için kaplanmış ve örgülü emilmeyen bir dikiş bağını damarın altından bir kez geçirin.
  3. Sütür bağlarındaki çekişi serbest bırakın. Damarı korumak ve bağlanma yerini korumak için steril tuzlu suya batırılmış gazlı bezi ameliyat bölgesine yerleştirin.

5. Kateter çıkış yeri hazırlığı

  1. İpsilateral dorsal cerrahi alanı ortaya çıkarmak için domuzu cerrahi olmayan tarafa doğru yanal eğimle yeniden konumlandırın. Uzuvları yeniden sabitleyin (Şekil 4).
  2. #10 bıçaklı bir neşter ile, istenen kateter çıkış bölgesinde, vertebral kolona 3 cm lateral ve başa 5 cm kaudal olmak üzere ciltte 0,5 cm'lik bir delik açın (Şekil 5).

6. Kateterin tanıtılması ve tünellenmesi

  1. Ventral alanda, ıslak gazlı bezi çıkarın ve izole edilmiş IJV segmentini yeniden tanımlayın. Kateteri deri altına sokmak için bir hedef giriş yeri seçin. Bunun IJV ile aynı derinlikte, sternokleidomastoidden daha derin ve iki kaplamalı ve örgülü emilmeyen sütür bağı arasında olduğundan emin olun (Şekil 6).
    NOT: Subkutiküler desenlerde derinin altına gömülü dikiş düğümleri olmalıdır. Derin dermal sütürler stabilite ve bakım sağlamak için birkaç kez düğümlendiğinden, bazen istenenden daha geniş bir yer kaplarlar ve cilt yoluyla açığa çıkabilirler. Bu küçük maruz kalma alanı önemli bir endişe kaynağı değildir ve bu küçük maruz kalma alanına rağmen cilt uygun şekilde iyileşmelidir.
  2. Baskın eli dorsal cerrahi alanda ve baskın olmayan eli ventral cerrahi alanda konumlandırın. HC tanıtıcısını dorsal cerrahi alanda tutun. Kateterin kalan uzunluğunu steril alanın üzerindeki havada askıya alın.
  3. Tanıtıcıyı, cihazın ucunu ventral alanda baskın olmayan ele doğru işaret ederek baskın el ile çıkış delme bölgesine yerleştirin.
  4. Kateteri yağ dokusundan tünellemek için introdüstratörün ucunu yüzeysel ve medial olarak itin, ucun baskın olmayan el ile ortaya çıkmasını hissedin. Uç hedef giriş bölgesinde ortaya çıktığında, ana hattın manşeti dorsal alandaki cilt yüzeyinin hemen altına gelene kadar introdüseri ve kateteri deri altı tünelden çekin.
  5. Tanıtıcıyı hattan kesin. Ventral cerrahi bölgedeki ıslak gazlı bezi değiştirin.

7. Kateterin yerleştirilmesi

  1. Domuzu sırtüstü pozisyonda yeniden konumlandırın. Uzuvları yeniden sabitleyin, steril eldivenleri değiştirin ve gazlı bezi ventral cerrahi bölgeden çıkarın.
  2. Kraniyal ve kaudal kaplı ve örgülü emilmeyen dikiş bağlarının uçlarını sıkıştırın. Kelepçeleri, IJV segmenti hafifçe yükselecek şekilde perdelerin üzerine koyun.
  3. Kateterin ucunu, domuzun sternumunun uzunluğunun 1 / 3'üne kadar ulaşacağı uzunluğa kadar kesin.
    NOT: Hattın parçalanmasını veya tıkanmasını önlemek için ucu çizgiye dik tek bir kesi ile keserek kateter ucunun manipülasyonunu en aza indirin. Yerleştirildikten sonra, HC süperior vena kava içinde, hemen sağ atriyumun kraniyalinde yer almalıdır (Şekil 7).
  4. Adson-Brown forseps kullanarak, izole edilmiş IJV segmentinin ortasını kavrayın. Aynı noktada, kavisli Metzenbaum makası ile kabın yarısına kadar bir kesim yapın.
  5. IJV segmentini Adson-Brown forseps ile tutarken, damar kazmayı damarın kaudal segmentine yerleştirin (Şekil 6). Kraniyal sütür bağı üzerindeki gerginliği korurken, kateterin ucunu kaudal olarak damara yerleştirin ve geçirin. Kateter tamamen yerleştirildikten sonra, HC'yi geçici olarak sabitlemek için kaudal sütür bağını bir kez düğümleyin.
  6. 3-5 mL %0.9 normal salin ve ardından 5 mL 100 USP birimi / mL heparinize salin kullanarak kan alma ve yıkama yoluyla steril alan dışındaki her iki hattın açıklığını test edin.
  7. Açıklık onaylandıktan sonra, intravenöz kateter etrafındaki distal IJV segmentini sabitlemek için kaudal sütür bağı bir veya iki kez daha düğümlenir. IJV segmentindeki kan akışını engellemek için kraniyal sütür bağını bir kez düğümleyin.
  8. Ventral cerrahi bölgeyi katmanlar halinde kapatın: 3-0 örgülü emilebilir sütür ile platisma basit kesintili sütürler ve 3-0 monofilament emilebilir sütür ile subkutiküler koşu sütürleri.

8. Kateterin sabitlenmesi

  1. Domuzu çözün ve sırt yaslanmasında yeniden konumlandırın. Uzuvları yeniden sabitleyin.
  2. Kateter ayrılmasını önlemek için HC'yi hayvanın derisine üçten fazla noktadan sabitleyin (Şekil 8).
    1. HC'yi "U" şekli oluşturacak şekilde yönlendirin.
    2. Noktaları tanımlayın: ilk noktanın çıkış bölgesinin 2 cm yakınında olduğundan, ikinci noktanın kırmızı ve beyaz çizgilerin ayrıldığı kateterin çatallı kısmının üzerinde olduğundan ve üçüncü noktanın ilk iki nokta arasındaki "U" nun tepesinde olduğundan emin olun.
    3. Her noktada, her iki tarafta bir kanat oluşturmak için kateterin üzerine ~3 cm'lik bir parça 1 inç (inç) tıbbi bant yerleştirin. 0 sentetik, monofilament, emilmeyen polipropilen sütür ile her bir kanadı tek bir basit kesintili sütür ile cilde sabitleyin. Çatallı kısmın üzerindeki ikinci noktada, iki çizgi arasındaki boşluktan tek bir kesintili sütür ekleyin ve tahrişi önlemek için düğümün bandın üzerine oturduğundan emin olun.
      NOT: Dorsal boyun ponksiyon bölgesinin boyutuna bağlı olarak, boyutu küçültmek ve yanlışlıkla kateterin deriden çıkması riskini en aza indirmek için basit bir kesintili dikiş yerleştirilebilir. Kateterin etrafındaki manşetin deri altında kaldığından emin olun.
    4. 10 mL% 0.9 normal salin ve 10 mL heparinize salin kullanarak kan alma ve yıkama yoluyla steril alanın dışındaki hem beyaz hem de kırmızı çizgilerin açıklığını test edin.
  3. Koruyucu bir yaka oluşturun.
    1. 4'ü aşağıdaki şekilde boynun etrafına üç veya dört kez pamuklu dolguya sarın:
      1. Sol kraniyal köşedeki dorsal boyndan başlayarak, kırmızı ve beyaz çizgilerin üstüne veya altına doğru sağ kaudal köşeye doğru çapraz olarak sarın. Boynun altından sol kuyruk köşesine doğru sarın. Sağ kraniyal köşeye doğru, kırmızı ve beyaz çizgilerin üstüne veya altına çapraz olarak sarın ve ardından sol kraniyal köşedeki başlangıç noktasına sarın. Sonraki her sargıda kırmızı ve beyaz çizgilerin üstüne ve altına gitmeyi değiştirin.
        NOT: Yaka, HC'nin cilt bağlanma bölgelerini ve ana hattını tamamen örtmelidir. Yalnızca kırmızı ve beyaz çizgiler dışarıda bırakılmalı ve erişilebilir olmalıdır.
    2. 3 veya 4'ü elastik yapışkan bantla boynun etrafına pamuklu dolguyla aynı şekilde üç veya dört kez sarın (adım 8.4.1). Bandaj çizgileri kapsıyorsa, bunları yerleştirmek için bandajda bir yarık oluşturun.
      NOT: Bu tabakayı çok sıkı sarmamaya dikkat edin - bir parmak koruyucu bileziğin altına çevresel olarak kolayca kaydırılabilmelidir.
    3. 0 sentetik, monofilament, emilmeyen polipropilen sütür ile bandajın ucundaki her bir köşeyi alttaki katmanlara dikerek pozisyonunu koruyun.
    4. 0 sentetik, monofilament, emilmeyen polipropilen sütür ile hem kraniyal hem de kaudal uçta vertebral kolona lateral yatay bir yatak sütürü bağlayarak yakayı cilde sabitleyin. Düğümlerin bandajın üzerine uzandığından emin olun.
    5. Kırmızı ve beyaz çizgileri korumak ve saklamak için bir kateter torbası oluşturun (Şekil 9).
      1. ~100 cm uzunluğunda ve ~7,5 cm genişliğinde bir parça elastik yapışkan bant kesin.
      2. ~16 cm'lik bir bant parçası ölçün. İki kat bantla 16 cm'lik bir kanat oluşturmak için yapışkan kenarlar birbirine bakacak şekilde bandı kendi üzerine katlayın. Kalan bantla, "W" şeklinde eşit uzunlukta üç kanat oluşturmak için bu işlemi iki kez daha tekrarlayın (Şekil 10).
      3. Kalan bant kuyruğunu üç kanadın kenarına katlayın. Kuyruk üste gelecek şekilde, kanatları yukarıdan aşağıya doğru 1-3 numaralandırın. Kuyruk kenarından başlayarak ve saat yönünde hareket ederek kenarları 1-4 arasında numaralandırın.
      4. Taraf 4'te, her iki uçta 1 cm hariç olmak üzere Flap 2'den uzunlamasına bir şerit çıkarın. Şerit genişliğinin ~1 cm olduğundan emin olun.
      5. Koşu sütürlerini gerçekleştirmek için 0 kaplamalı ve örgülü emilmeyen bir sütür kullanarak: Flep 1 ve 3'ü Taraf 4'te, Flep 1, 2 ve 3'ü Yan 3'te ve Flep 1 ve 2'yi Yan 2'de birlikte dikin. Flap 1'in ortasından 2 cm'lik bir delik açın.
    6. Flap 1 aşağı bakacak şekilde, deliği çizgilerin yakadan çıktığı noktayla hizalayın ve poşeti, açıklık rahat olacak şekilde yönlendirin. Torbanın orta hatta veya sırt boynunun biraz yanında olduğundan emin olun.
    7. Kırmızı ve beyaz çizgileri Flap 1'deki delikten çekin. Çizgilerin Flap 1 ve 2 arasında, Flap 3 yukarı bakacak şekilde düz durduğundan emin olun (Şekil 8).
    8. 0 sentetik, monofilament, emilmeyen polipropilen sütür kullanarak, her bir köşede ve her bir kenarın ortasında basit bir kesintili sütür ile poşu yakaya sabitleyin. Deriden dikiş atmayın.

9. Ameliyat sonrası bakım

  1. Anesteziden kurtulduktan sonra domuzu ev kafesine geri koyun. Domuzun çiğneme doğası nedeniyle, kateterin belirli bir domuz tarafından çıkarılmasını önlemek için domuzun tek başına barındırıldığından emin olun. Diğer domuzların yanına yerleştirilmişse, kateterin kafes arasına çiğnenmesini önlemek için bir bariyer yerleştirin.
  2. Ameliyattan hemen sonraki dönemde, hayvanı ağrı, enfeksiyon ve iyileşme belirtileri açısından en az günlük olarak izleyin. Solunum hızı, kalp atış hızı, sıcaklık, enerji, iştah ve su tüketimi bu süre zarfında iyi sağlık göstergeleridir. Ek dozlarda analjezik uygulayın (ör., her 48 saatte bir 0.12 mg / kg buprenorfin ile sürekli salım [SR] LAB) ağrı belirtileri gelişirse. Ameliyat sonrası günden (POD) başlayarak her gün kateter bakımı (adım 10) ve ameliyat bölgesinin görsel muayenesini gerçekleştirin 1.
    NOT: Bu Hickman kateter yerleştirme tekniğini benimsemeyi seçen araştırmacılar bu prosedürü multimodal analjezi ile değiştirebilirler; bununla birlikte, NSAID'ler deneysel tasarımın diğer unsurlarına bağlı olarak çalışma bulgularını değiştirebilir. Analjezi rejimini planlamadan önce bu düşünülmelidir.
  3. Kateterin ameliyat bölgesi iyileştikten sonra, hayvan üzerinde bakım izleme kontrolleri yapın: haftalık vücut ağırlığı ölçümleri yapın ve günlük kateter bakımı sırasında görsel kontroller yapın. İştah azalması veya enerji azalması gibi enfeksiyon belirtileri gelişirse bir veterinere danışın. Tam kan sayımı gerekiyorsa, kırmızı çizgiden kan alın.
    NOT: Enfeksiyonlu hayvanlarda genellikle nötrofili ile karakterize bir lökositoz görülür.

10. Kateter bakımı

  1. Daha geniş kırmızı çizgiyi yalnızca kan alımları için ve daha dar beyaz çizgiyi yalnızca ilaç uygulaması için belirleyin. Kateteri her zaman eldivenli ellerle tutun.
    NOT: Bu roller çalışma tasarımına bağlı olarak farklı olabilir.
  2. Açıklığı değerlendirmek ve pıhtılaşmayı önlemek için kırmızı (belirlenmiş kan alımı) çizgisini günlük olarak aşağıdaki gibi yıkayın:
    1. Aseptik tekniği kullanın: Her adım arasında klavi ve şırınga ucunu alkollü bir bezle silin. Clave veya şırınga steril hale gelirse, devam etmeden önce kontamine malzemeyi değiştirin.
    2. Çizgiye 1 mL% 0.9 salin akıtın. Pıhtıların hattan hayvana itilmesini önlemek için sıvının aşırı kuvvet olmadan akabildiğini onaylayın.
    3. 2 mL sıvıyı geri çekin. Geri çekilen sıvının koyu kırmızı kan olduğunu gözlemleyerek hat açıklığını onaylayın.
    4. Kan alınması gerekiyorsa, uygun miktarda kanı geri almak için boş bir şırınga takın.
      NOT: Fazla kan alınırsa, kan kaybını azaltmak için kan hattan geri itilerek hayvana geri verilebilir. Bu, yalnızca kan içeren şırınga aseptik teknik kullanılarak kullanılmaya devam ederse yapılmalıdır. Kirlenmiş kanı tekrar orta hatta koymayın.
    5. Hattı 5 mL 100 USP / mL heparinize salin veya tüm hattı yıkamak için gerekli miktarda yıkayın. Çizgiyi sıkıştırın. Misinayı kıvırmamaya veya düğümlememeye dikkat ederek ipi koruyucu poşete geri koyun.
  3. Açıklığı değerlendirmek ve pıhtılaşmayı önlemek için beyaz (tasarlanmış ilaç uygulaması) çizgisini günlük olarak aşağıdaki gibi yıkayın:
    1. Aseptik tekniği kullanın: her adım arasında klavı ve şırınga ucunu bir alkollü ped ile silin. Clave veya şırınga steril hale gelirse, devam etmeden önce kontamine malzemeyi değiştirin.
    2. Çizgiye 1 mL% 0.9 salin akıtın. Pıhtıların hattan hayvana itilmesini önlemek için sıvının aşırı kuvvet olmadan akabildiğini onaylayın.
    3. Bu hattı kullanarak ilaçları ilaca özgü bir hızda ve seyreltmede uygulayın. İlaçlar arasında hattı 1-3 mL% 0.9 salin ile yıkayın.
    4. Hattı 5 mL 100 USP / mL heparinize salin veya tüm hattı yıkamak için gerekli miktarda yıkayın. Çizgiyi sıkıştırın. Misinayı kıvırmamaya veya düğümlememeye dikkat ederek ipi koruyucu poşete geri koyun.
  4. İşlev bozukluğu, kırılma veya kan, yiyecek veya dışkı ile açık kontaminasyon belirtileri için klavuzları günlük olarak kontrol edin. Eğer öyleyse, clave'i hemen değiştirin. Adım 8.2 ve 8.3'te yerleştirilen dikişlerin sağlam kaldığından emin olmak için Hickman kesesini ve koruyucu bileziği her gün görsel olarak inceleyin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Laboratuvarımızda 100'den fazla domuz başarılı bir şekilde HC yerleştirildi. HC, bir cerrah, asistan, sirkülatör ve anestezist ile 1 saatten kısa sürede güvenli ve doğru bir şekilde yerleştirilebilir ve sabitlenebilir. Kateter torbasının yapımı yaklaşık 15-20 dakika sürer. Teknik basit ve öğretilmesi kolaydır ve veteriner hekimler, cerrahi asistanlar ve tıp öğrencileri tarafından denetimli talimatlar izlenerek gerçekleştirilmiştir.

HC'ler 8 aya kadar komplikasyon veya revizyon olmadan yerinde ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

CVC'ler büyük hayvan araştırmalarında bir dizi fonksiyona hizmet ederken, mevcut literatür 30 gün boyunca uzun süreli çalışmalarda güvenli ve sürdürülebilir kullanım için fikir birliği yaklaşımından yoksundur. Bu protokolün HC yerleştirme, cilt sabitleme ve el yapımı bir kese içinde saklama için adım adım prosedürü, kalite iyileştirme için önemli ayarlamalardan geçmiştir. Bu nedenle, bu protokol, hayvan refahını sağlarken ve komplikasyonları en aza indirirken verimli ve etkili intravenöz erişime izin veren HC kullanımı i...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların hiçbirinin bu yazıda adı geçen herhangi bir ürün, cihaz veya ilaçla ilgili finansal bir çıkarı yoktur.

Teşekkürler

CTA05: W81XWH-13-2-0052 ve CTA06: W81XWH-13-2-0053 ödülü kapsamındaki AFIRM II çabasıyla ilgili olarak Ordu, Deniz Kuvvetleri NIH, Hava Kuvvetleri, VA ve Sağlık İşleri'nin desteğini kabul etmek isteriz. ABD Ordusu Tıbbi Araştırma Satın Alma Faaliyeti, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, ödüllendirme ve yönetme satın alma ofisidir. Görüşler, yorumlar, sonuçlar ve tavsiyeler yazara aittir ve Savunma Bakanlığı tarafından onaylanması gerekmez. Ek olarak, Savunma Bakanlığı Kongre Tarafından Yönlendirilen Tıbbi Araştırma Programları (CDMRP), Rekonstrüktif Transplantasyon Araştırma Programı'nın (RTRP) W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 ve W81XWH18-1-0795 ödülleri aracılığıyla desteğini kabul etmek istiyoruz. Ayrıca Plastik ve Rekonstrüktif Cerrahi Anabilim Dalı ve Johns Hopkins Üniversitesi Tıp Fakültesi'ne de teşekkür ederiz. Ek olarak, Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayla Schonvisky ve Victoria Manahan dahil olmak üzere tüm veteriner personeline teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
# 10 bıçaklıMedlineMDS15110
%0.9 Steril Sodyum KlorürBaxter 2F7123
0-0 Kaplamalı ve Örgülü Emilmeyen SütürCovidienS-196
0-0 Sentetik, Monofilament, Emilemeyen PolipropilenSütür Ethicon8690H
1 inç Tıbbi Bant3M1548S-1
10 USP birimi/mL Heparin floşBecton, Dickinson and Company306424
3-0 Örgülü Emilebilir SütürCovidienSL-636 (kesme iğnesi), GL-122 (konik iğne)
3-0 Monofilament Emilebilir SütürCovidienSM-922 (kesme iğnesi), CM-882 (konik iğne)
4-0 Kaplamalı ve Örgülü Emilmeyen Sütür BağlarıEthiconA303H
%70 EtanolVedcoVINV-IPA7
Adson doku forsepsMPM Tıbbi Malzeme132-508
Adson-Kahverengi forsepsMPM Tıbbi Malzeme106-2572
Hava ısıtma battaniyesi ve pedi3M Bair HuggerUPC 00608223595770
Backhaus havlu kelepçesiMPM Tıbbi Malzeme117-5508
Kahverengi iğne tutucuMPM Tıbbi Malzeme110-1513
BuprenorfinPAR İlaç3003408B
CefazolinHikma Farmacuetica (Portekiz)PLB 133-WES/1
KlorheksidinVet One501027
ClaveBaxter7N8399
Pamuk DolguMedlineNON6027
Debakey forsepsMPM Tıbbi Malzeme106-5015
Elastik Yapışkanlı Bandaj Bandı3M
Halstead sivrisinek forsepsMPM Tıbbi Malzeme115-4612
Hickman KateterBard Erişim Sistemleri603710
Hickman Kateter Tamir Takımı, 7Fr, Kırmızı ve Beyaz KonnektörlerBard Access Systems0601690 (kırmızı), 0601680 (beyaz), 502017
Kelly hemostatik forsepsMPM Tıbbi Malzeme115-7014
KetaminVet One383010-03
Emzirilmiş ZillerBaxter2B2324X
Maropitant SitratZoetis106
Mayo makasMPM Tıbbi Malzeme103-5014
Metzenbaum makasMPM Tıbbi Malzeme132-711
PantoprazolJH EczaneNDC 0143-9284-10
Neşter bıçak sapıMedlineMDS10801
Damar UcuSAI infüzyon teknolojileriVP-10
Veteriner Oftalmik MerhemDechraIS4398
KsilazinVet Bir510004
XH002016489

Kaynaklar

  1. Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
  2. Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M. Central Venous Catheter. StatPearls. , StatPearls Publishing. (2022).
  3. Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
  4. Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
  5. Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
  6. Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
  7. Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224(2020).
  8. Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
  9. Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
  10. Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
  11. Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
  12. Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
  13. da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385(2021).
  14. Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
  15. Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
  16. Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
  17. Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886(2021).
  18. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR Journal. 47 (4), 358-363 (2006).
  19. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  20. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  21. Svendsen, O. The minipig in toxicology. Experimental and Toxicologic Pathology. 57 (5-6), 335-339 (2006).
  22. Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
  23. Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
  24. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).
  25. Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
  26. Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
  27. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  28. Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238(2017).
  29. Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Santral Venöz KateterKateter YerleştirmeKateter BakımıJuguler Ven ErişimiKateter KomplikasyonlarıBüyük Hayvan AraştırmalarıKateter Açıklığının Korunması
Klinik Öncesi Domuz Modelinde Uzun Süreli Vasküler Erişim için Hickman Kateter Kullanımı
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.