Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Normothermic Ex Vivo Karaciğer Makinesi Farede Perfüzyon

4.9K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/65363

⸱

25 Eylül 2023

 ,  ,  ,  , 
1Experimental Transplantation Surgery, Department of General, Visceral and Vascular Surgery, Jena University Hospital, 2Institute of Pathology, Klinikum Chemnitz GmbH, 3Department of Pathology, Faculty of Veterinary Medicine, Menoufia University

Bu makalede

Özet

Fare karaciğerleri için normotermik ex vivo karaciğer perfüzyonu (NEVLP) sistemi oluşturuldu. Bu sistem mikrocerrahide deneyim gerektirir ancak tekrarlanabilir perfüzyon sonuçlarına izin verir. Fare karaciğerlerini kullanma yeteneği, yeni perfüzyon katkı maddelerini tanımlamak için moleküler yolakların araştırılmasını kolaylaştırır ve organ onarımına odaklanan deneylerin yürütülmesini sağlar.

Özet

Bu protokol, fare karaciğerlerini kullanarak optimize edilmiş eritrositsiz bir NEVLP sistemi sunar. Fare karaciğerlerinin ex vivo korunması, modifiye kanüller ve geleneksel ticari ex vivo perfüzyon ekipmanlarından uyarlanmış teknikler kullanılarak sağlanmıştır. Sistem, 12 saatlik perfüzyonu takiben koruma sonuçlarını değerlendirmek için kullanıldı. C57BL / 6J fareleri karaciğer donörü olarak görev yaptı ve karaciğerler, portal ven (PV) ve safra kanalı (BD) kanüle edilerek ve daha sonra organı ılık (37 ° C) heparinize salin ile yıkayarak eksize edildi. Daha sonra ekilen karaciğerler perfüzyon odasına transfer edildi ve normotermik oksijenli makine perfüzyonuna (NEVLP) tabi tutuldu. Giriş ve çıkış perfüzyon numuneleri, perfüzyon analizi için 3 saatlik aralıklarla toplandı. Perfüzyonun tamamlanmasının ardından, histolojik analiz için karaciğer örnekleri alındı ve morfolojik bütünlük, Hematoksilin-Eozin (HE) boyaması yoluyla modifiye Suzuki-Skoru kullanılarak değerlendirildi. Optimizasyon deneyleri aşağıdaki bulguları vermiştir: (1) 30 g'ın üzerindeki fareler, safra kanallarının (BD) daha büyük boyutu nedeniyle deney için daha uygun görülmüştür. (2) 2 Fr (dış çap = 0.66 mm) poliüretan kanül, bir polipropilen kanüle kıyasla portal venin (PV) kanüllenmesi için daha uygundu. Bu, poliüretan malzemenin gelişmiş kavramasına bağlandı ve vücuttan organ odasına transfer sırasında kateter kaymasının azalmasına neden oldu. (3) Safra kanalının (BD) kanülasyonu için 1 Fr (dış çap = 0.33 mm) poliüretan kanülün polipropilen UT - 03 (dış çap = 0.30 mm) kanülüne göre daha etkili olduğu bulunmuştur. Bu optimize protokolle, fare karaciğerleri histolojik yapı üzerinde önemli bir etki yaratmadan 12 saatlik bir süre boyunca başarıyla korunmuştur. Hematoksilin-Eozin (HE) boyaması, karaciğerin iyi korunmuş morfolojik mimarisini ortaya çıkardı, açıkça görülebilen çekirdeklere sahip ağırlıklı olarak canlı hepatositler ve hepatik sinüzoidlerin hafif genişlemesi ile karakterize edildi.

Giriş

Karaciğer transplantasyonu, son dönem karaciğer hastalığı olan bireyler için altın standart tedaviyi temsil eder. Ne yazık ki, donör organlara olan talep mevcut arzı aşmakta ve önemli bir kıtlığa yol açmaktadır. 2021 yılında, yaklaşık 24.936 hasta karaciğer grefti için bekleme listesindeyken, sadece 9.234 nakil başarıyla gerçekleştirildi1. Karaciğer greftlerinin arz ve talebi arasındaki önemli eşitsizlik, donör havuzunu genişletmek ve karaciğer greftlerinin erişilebilirliğini artırmak için alternatif stratejilerin araştırılması gerekliliğini vurgulamaktadır. Donör havuzunu genişletmenin bir yolu, marjinal donörleri kullanmaktır2. Marjinal donörler arasında ileri yaş, orta veya şiddetli steatoz olanları bulunur. Marjinal organların transplantasyonu olumlu sonuçlar verse de, genel sonuçlar optimal değildir. Sonuç olarak, marjinal donörlerin işlevini arttırmayı amaçlayan terapötik stratejilerin geliştirilmesi şu anda devam etmektedir 3,4.

Stratejilerden biri, bu marjinal organların işlevini geliştirmek için makine perfüzyonunu, özellikle normotermik oksijenli makine perfüzyonunu kullanmaktır5. Bununla birlikte, normotermik oksijenli makine perfüzyonunun (NEVLP) yararlı etkilerinin altında yatan moleküler mekanizmaların hala sınırlı bir anlayışı vardır. Fareler, genetiği değiştirilmiş suşların bol miktarda bulunmasıyla, moleküler yolları araştırmak için değerli modeller olarak hizmet eder. Örneğin, hepatik iskemi-reperfüzyon hasarını hafifletmede otofaji yolaklarının önemi giderek daha fazla kabul görmektedir 6,7. Hepatik iskemi-reperfüzyon hasarında önemli bir moleküler yol miR-20b-5p/ATG7 yol8'dir. Şu anda, bir dizi ATG nakavt ve koşullu nakavt fare suşu mevcuttur, ancak karşılık gelen sıçan suşlarıyoktur 9.

Bu arka plana dayanarak, amaç fare karaciğer greftleri için minyatür bir NEVLP platformu oluşturmaktı. Bu platform, donörün karaciğerinin işlevselliğini iyileştirmeyi amaçlayan potansiyel genetiği değiştirilmiş stratejilerin araştırılmasını ve değerlendirilmesini kolaylaştıracaktır. Ek olarak, sistemin uzun süreli perfüzyon için uygun olması ve genellikle "organ onarımı" olarak adlandırılan karaciğerin ex vivo tedavisini sağlaması çok önemliydi.

Fare karaciğeri perfüzyonu ile ilgili in vitro verilerin sınırlı mevcudiyeti göz önüne alındığında, literatür taraması sıçanlarda yapılan çalışmalara odaklanmıştır. "Normotermik karaciğer perfüzyonu", "ex vivo veya in vitro" ve "sıçanlar" gibi anahtar kelimeler kullanılarak 2010'dan 2022'ye kadar uzanan sistematik bir literatür taraması yapılmıştır. Bu araştırma, kemirgenlerde en uygun koşulları tanımlamayı ve en uygun yaklaşımı belirlememizi sağlamayı amaçlamıştır.

Perfüzyon sistemi, kapalı bir su ceketli cam tampon rezervuarı, bir peristaltik makaralı pompa, bir oksijenatör, bir kabarcık kapanı, bir ısı eşanjörü, bir organ odası ve kapalı bir bisiklet boru sisteminden oluşur (Şekil 1). Sistem, özel bir termostatik makine kullanarak 37 °C'lik sabit bir perfüzyon sıcaklığının hassas bir şekilde korunmasını sağlar. Peristaltik makaralı pompa, perfüzyonun akışını devre boyunca yönlendirir. Perfüzyon devresi, yalıtımlı su ceketli rezervuarda başlar. Daha sonra, perfüzyonat, özel bir gaz şişesinden% 95 oksijen ve% 5 karbondioksit gaz karışımı alan oksijenatörden yönlendirilir. Oksijenasyonu takiben, perfüzyonat kabarcık tuzağından geçer, burada sıkışmış kabarcıklar peristaltik pompa tarafından rezervuara geri yönlendirilir. Kalan perfüzyonat ısı eşanjöründen akar ve rezervuara geri döndüğü organ odasına girer.

Burada, fare karaciğerleri için bir NEVLP oluşturma deneyimlerimizi rapor ediyoruz ve oksijen taşıyıcıları olmadan oksijenli ortam kullanılarak gerçekleştirilen bir pilot deneyin umut verici sonuçlarını paylaşıyoruz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Hayvan deneyleri, mevcut Alman yönetmeliklerine ve hayvan refahı yönergelerine ve Hayvan Araştırmalarını Raporlamak için ARRIVE yönergelerine göre gerçekleştirilmiştir. Hayvan deneyi protokolü Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Thüringen, Almanya tarafından onaylanmıştır (Onay Numarası: UKJ - 17 - 106).

NOT: Karaciğer donörü olarak 34 ± 4 g ağırlığındaki erkek C57BL/6J fareler (ortalama [SEM]'in ortalama ± standart hatası) kullanılmıştır. Kontrollü çevre koşulları altında (% 50 nem ve 18 - 23 ° C) standart fare chow ve suya serbest erişim ile muhafaza edildiler. Cerrahi işlem boyunca 60 nefes/dk'yı aşan solunum hızı korundu ve vücut ısısı 34 °C'nin üzerinde tutuldu.

1. Hazırlık

  1. Ameliyat masasının kurulması
    1. Tüm cerrahi aletleri ve sarf malzemelerini sterilizasyon amacıyla otoklavlayın.
    2. Isıtma tahtası ve elektrokoagülasyon dahil olmak üzere tüm ekipmanı açın.
    3. Sıcak bir inkübatöre (37 ° C) 25 mL heparinize (2.500 U / L) salin içeren bir adet 50 mL şırınga yerleştirin.
    4. Cerrahi aletleri, 6 - 0 ipek sütürü, steril küçük pamuklu aplikatörü, veteriner salini (500 mL) ve dokunmamış gazlı bez süngerlerini (10 cm x 10 cm) ameliyat masasına uygun şekilde yerleştirin.
    5. Safra borusunu safra toplama için almak üzere 0.5 mL mikrosantrifüj tüpünün kapağında küçük bir delik oluşturmak için ameliyat masasına 26 G'lık bir iğne yerleştirin.
    6. Kanülü (1 Fr poliüretan kanül veya UT - 03 polietilen kanül) ve safra toplanması için sterilize edilmiş 0,5 mL mikrosantrifüj tüpünü ameliyat masasına yerleştirin.
  2. Kendi kendine yapılan portal ven kanülü
    1. 2 Fr kanülünü forseps ile tutun ve kanülün ucundan 1 cm mesafede 30 G'lik bir iğne ile duvarı delin. İğnenin ucu görünür hale gelene kadar iğneyi kanülden itin.
    2. Kanülün ucunu kesin ve keskin bir üçgen elde edin.
  3. Heparinize salinin hazırlanması
    1. Son konsantrasyonu 2.500 IU/mL olan 25 mL heparinize salin hazırlayın.
    2. Tüm hava kabarcıklarını çıkarın ve şırıngayı 40 ° C inkübatöre yerleştirin.
  4. Perfüzyon sisteminin gösterimi
    1. Makine perfüzyon sisteminin ana bileşenleri için Şekil 1'e bakınız.
  5. Organ odasının kurulması
    1. Organ odasının düzeni için Şekil 2'ye bakınız.
  6. Perfüzyon sisteminin kurulumu
    1. Basınç izleme için laboratuvar grafik programını açın.
    2. Basınç kalibratörünü ve basınç sensörünü organ odası seviyesinde bağlayın.
    3. Basınç kalibratörünü 0 mmHg'yi okuyacak şekilde ayarlayın ve basınç kontrol yazılımında karşılık gelen değeri kontrol edin.
    4. Basınç kalibratörünü 20 mmHg'yi okuyacak şekilde ayarlayın ve basınç kontrol yazılımında karşılık gelen değeri tekrar kontrol edin.
    5. Su banyosunu açın ve organ odasını önceden 40 ° C'ye ısıtın.
    6. Tüm sıhhi tesisat sistemini her biri 30 dakika boyunca damıtılmış deiyonize suyla iki kez yıkayın ve sterilizasyon çözeltisinin tamamen çıkarılmasını sağlayın.
    7. Kapsamlı dezenfeksiyonu sağlamak için dezenfeksiyon çözeltisinin tüm sistem boyunca 20 dakikalık bir süre boyunca dolaşımını başlatın.
    8. Gaz karışımını açın (% 95 oksijen (O2) ve% 5 karbondioksit (CO2).
  7. Perfüzyon dolgusu
    1. Williams'ın E besiyerinin tamamını hazırlamak için 50 mL fetal sığır serumu, 3 mL penisilin / streptomisin (1 mg / mL), 0.17 mL insülin (100 IE / mL), 0.34 mL heparin (5000 U / mL) ve 0.07 mL hidrokortizon (100 mg / 2 mL) ile 250 mL Williams E besiyeri takviyesi yapın.
    2. Sistemi hazırlamak için rezervuara ve organ odasına eşit miktarda (150 mL) perfüzyon ekleyin.
      NOT: Dolum işlemi sırasında sterilitenin korunmasına özel dikkat gösterilmelidir. Perfüzyon, kapalı devridaim makinesi perfüzyonunun bu iki temel bileşeninden sürekli olarak pompalanır.
    3. Perfüzyon sistemini oksijenli ortamla hazırlamak için peristaltik pompayı orta hızda (15 mL/dak) açın.

2. Karaciğer eksplantasyonu

  1. Ameliyat öncesi hazırlık
    1. Hayvanı tartın. Analjezik buprenorfin (0.3 mg / mL) (0.05 mg / kg vücut ağırlığı) hazırlayın.
    2. İndüksiyon odasını duvar prizine bağlayın. Oksijeni 0,5 L/dk'ya çevirin. İzofluranı% 3'e çevirin.
    3. Derin anesteziye (sağ refleks pozitif) ulaşılana kadar hayvanı odaya yerleştirin.
    4. Vücut ağırlığına uyarlanmış analjezi dozunu deri altından uygulamak için bir mikro şırınga kullanın.
    5. Karın derisindeki kürkü kesmek için elektrikli tıraş makinesi kullanın.
    6. Fareyi ameliyat masasına aktarın ve anesteziyi korumak için izofluran buharlaştırıcıyı% 2,5'e kadar açın. İnterdigital ayak parmağı refleksini test ederek anestezinin derinliğini onaylayın.
  2. Fare karnının hazırlanması
    1. Fareyi sırtüstü pozisyona getirin.
    2. Uygun anestezi derinliğini iki kez doğrulamak için interdigital refleksi test edin. Dört uzuvun hepsini bantla sabitleyin.
    3. Karnın her iki tarafını da art arda üç tur iyot-alkol kullanarak orta aksiller çizgiye dezenfekte edin. Cerrahi alanın etrafındaki alanı kaplamak için dokunmamış sterilize gazlı bez kullanın.
    4. Metzenbaum bebek makası ve cerrahi forseps kullanarak farenin karın bölgesinde ksifoidin 1 cm altında 3 cm'lik enine bir kesi yapın.
    5. Cilt insizyonunu iki taraflı olarak her iki taraftaki orta aksiller hatta uzatın.
    6. Yaylı makas kullanarak linea alba boyunca dikkatlice 2 cm'lik uzunlamasına bir kesi yapın.
    7. Karın kası tabakasını elektrokoagülasyon ve Vannas yay makası ile kesin.
    8. Karaciğeri elektrokoagülasyondan korumak için dikkatlice bir parça ıslak gazlı bez yerleştirin.
    9. Koroner ligamentin daha iyi maruz kalması için ksifoid işlemi geri çekmek için yuvarlak iğne ile 6 - 0 ipek sütür kullanın.
    10. Farenin karın boşluğunu tamamen ortaya çıkarmak için iki kaburga retraktörü kullanın.
    11. Hilumu tamamen açığa çıkarmak için ince bağırsağı ıslak bir pamuklu çubukla karın boşluğundan dikkatlice çıkarın.
  3. Ortak safra kanalı hazırlığı
    1. Falsiform, frenik ve gastrohepatik bağları keskin makasla transekte edin.
    2. Dişsiz ince kavisli forseps kullanarak ortak safra kanalını dikkatlice serbest bırakın.
      NOT: Ortak safra kanalı çok kolay hasar görür ve kırılır. Bir kez kırıldıktan sonra, kanüle edilemez. Anatomik pozisyonun yönü nedeniyle, kavisli forsepslerin kullanılması daha iyidir.
    3. Bir sonraki adıma hazırlanmak için ortak safra kanalının üzerine iki adet 6 - 0 ipek dikiş halkası yerleştirin.
  4. Ortak safra kanalı kanülasyonu
    1. Safra kanalını 30 G iğne ile dikkatlice delin. Küçük deliği safra kanalı kanülasyonuna uyacak şekilde büyütmek için sivri kavisli forseps kullanın.
    2. Safra kanalı kanülünü kavramak ve safra kanalına itmek için damar kanülasyon forsepslerini kullanın.
    3. Kanülü önceden ayarlanmış 6 - 0 dikiş halkaları ile iki kez sabitleyin.
      NOT: Kanülasyon sırasında safra direnci hissedilir. Kuvvet iyi kontrol edilmezse, kanül safra çıkış basıncı ile safra yollarından dışarı itilecektir. Kanülün derinliğini dikkatlice ayarlayın. Çok derinse, safra kanalına zarar verebilir ve yeterince derin değilse, kayabilir.
    4. Başarılı kanülasyondan sonra kanüldeki safra akışını gözlemleyin.
  5. Portal ven hazırlığı
    1. Portal veni düz forseps ile sıkıştırın ve bağ dokusunu kavisli forsepslerle dikkatlice serbest bırakın. Portal venin yırtılmasına neden olmamak için sert çekmeyin. Portal ven hasar gördüğünde, portal veni yeniden kanüle etmek zordur.
    2. PV'yi çatallanmadan hemen daha üstün bir şekilde disseke edin ve ilk dikiş halkasını 6 - 0 ipek sütür kullanarak PV üzerine daha sonra kullanmak üzere birleşime yakın bir yere yerleştirin.
    3. PV'nin daha sonra sabitlenmesi için ikinci dikiş halkasını hepatik hiluma mümkün olduğunca yakın yerleştirin.
  6. Portal ven kanülasyonu
    1. Distal portal veni kapatmak için bir arteriyel klips kullanın.
    2. Çok dikkatli bir şekilde, yukarıdaki portal ven kanüllerinden biriyle portal veni delin. Başarılı bir delinmeden sonra kanül içinde kan akışı açıkça gözlemlenebilir.
    3. PV kanülünü önceden yerleştirilmiş 6 - 0 dikiş halkası ile sabitleyin.
  7. Karaciğer kızarması
    1. İzofluranı% 5'e yükseltin ve fareyi aşırı dozda izofluran inhalasyonu ile ötenazi yapın.
    2. İnkübatörden önceden ısıtılmış heparin salin çözeltisi alın. Heparinize salin içinde oluşan tüm hava kabarcıklarını çıkarın.
    3. Şırıngayı önceden ısıtılmış heparinize salin ile şırınga pompasına sabitleyin.
    4. Şırınga pompasının uzatma tüpünü portal venin kanülüne bağlayın, hızı 2 mL / dak'ya ayarlayın ve karaciğer kızarmasını başlatın.
    5. Yıkama prosedürünün sonunda karaciğerin rengini gözlemleyin. Renk homojen bir sarıya döndüğünde karaciğeri tüketin.
    6. Diyafram, suprahepatik inferior vena kava, infra hepatik vena kava, hepatik arter, distal portal ven ve kalan bağ dokusunu transekte edin.
    7. Karaciğeri Petri kabına yerleştirin.

3. Karaciğer ve oda bağlantısı

  1. Karaciğer transferi
    1. Bir Petri kabı kullanarak karaciğeri dikkatlice organ odasına aktarın.
    2. Karaciğerin kurumasını önlemek için Petri kabında az miktarda salin bulundurun.
      NOT: Portal ven ve safra kanalı bu işlem sırasında kolayca bükülebilir, bu da karaciğer perfüzyonunu ve safra toplanmasını etkileyebilir.
  2. Portal ven kanül bağlantısı
    1. Kanüldeki hava kabarcıklarını tahliye etmek için normal salini portal ven kanülüne bir şırınga ile yavaşça infüze edin.
    2. Portal ven kanülünü organ odasındaki perfüzyonat çıkış tüpüne bağlayın.
  3. Safra kanalı kanül bağlantısı
    1. Fare safra kanalı kanülünü organ odasına bağlı bir lastik kapağın valfinden geçirin.
    2. Safra kanalı kanülünü, kapakta küçük bir delik bulunan önceden hazırlanmış 0,5 mL'lik bir mikrotüpe yerleştirin.
    3. Mikrotüpü organ odasının dışındaki kil üzerine yerleştirin.

4. Akış hızını PV basıncına göre ayarlayın

  1. Peristaltik pompayı 1 mL/dk'dan açın.
  2. Akış hızını ayarlamak için portal ven basıncı okumasını kontrol edin.
  3. Akış hızını ayarlayarak portal ven basıncını fizyolojik aralıkta 7 - 10 mmHg arasında tutun.
    NOT: Nominal akış hızı, tüplerin kullanımına ve konumlandırılmasına bağlı olarak biraz değişebilir.

5. Örnek toplama

  1. Portal ven giriş tüpünden giriş perfüzyon numuneleri ve organ odasından çıkış perfüzyon numunelerini 3 saatlik aralıklarla alın.
  2. 12 saatlik perfüzyon periyodunun sonunda histolojik analiz için tüm karaciğer loblarından örnekler toplayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Cerrahi prosedürün oluşturulması
Bu deney için toplam 17 hayvan kullanıldı: Portal ven (PV) ve safra kanalının (BD) kanülasyonu da dahil olmak üzere organ tedarik sürecini optimize etmek için 14 fare kullanılırken, prosedürü doğrulamak için 3 fare kullanıldı (Tablo 1). Histolojik sonuçlar (Şekil 3) optimal perfüzyon durumunun belirlenmesini kolaylaştırmak için karşılaştırıldı.

Perfüzyon seçimi
Bu çalışma içi...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Protokoldeki kritik adımlar
Karaciğer eksplantasyonunda iki önemli adım, portal venin (PV) kanülasyonu ve ardından safra kanalının (BD) kanülasyonudur. Bu adımlar, başarılı organ alımı ve ardından perfüzyon veya transplantasyon prosedürlerinin sağlanmasında büyük önem taşımaktadır.

Zorluklar ve çözümler
PV kanülasyonu üç zorluk ortaya çıkarır: damar duvarının yaralanması, kateterin yer değiştirmesi ve yerleştirme işleminin uygulanabilirliği. PV damar duv...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Açıklanacak finansal çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Bu yazının yazımı boyunca çok fazla destek ve yardım aldım. Takım arkadaşım XinPei Chen'e operasyonum sırasında harika işbirliği ve hasta desteği için özellikle teşekkür etmek istiyorum.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
0.5 ml Mikro Tüp PPSarstedt72699
1 Fr Kauçuk KanülVygonNumune Kanülü
10 & mikro; L Mikro ŞırıngaHamilton701N
2 Fr Kauçuk KanülVygonÖrnek Kanül
24 G Kelebek KanülTerumoSR+OF2419
26 G Kelebek KanülTerumoSR+DU2619WX
30 G Hipodermik İğneSterican100246
50 ml Şırınga PompasıBraun110356
6-0 Perma-Hand SeideEthicon639H
Arteriyel KlipsBraunBH014R
Otoklavlanabilir Nemli OdaHugo Sachs Elektronik73-4733
Büyük Pamuk AplikatörüNOBA Verbandmittel Danz GmbH974018
Kabarcık TuzağıHugo-Sachs-ElektronikV83163
Buprenovet (0.3 mg / ml)Elanco/
CIDEX OPA çözeltisi (2 L)Cilag GmbH20391
Monopolar Kesim için Elektrocerrahi Ünitesi VIO® 50 CERBE/
Fetal Sığır Serumu (500 ml) Sigma-AldrichF7524-500ML
Gaz Karışımı (%95 oksijen & %5 karbondioksit)Ev Temini/
Isıtma Sirkülasyon BanyolarıHarvard-Apparatus75-0310
Heparin 5000 (IE /5 ml)Braun1708.00.00
Hidrokortizon (100 mg / 2 ml)Pfizer15427276
İnsülini(100 IE / ml)SigmaI0516-5ML
İris Makas Fine Science Instruments15000-03
Isofluran (250 ml)Cp-Pharma1214
Membran OksijenatörHugo Sachs ElektronikT18728
Mikrocerrahi Mikroskobu LeicaM60
Fare Ekartör Seti Carfil Quality180000056
NanoZoomer 2.0 HTHamamatsu/
Non-Woven Süngerler Kompressen866110
Penisilin Streptomisin (1 mg / ml) C.C.ProZ-13-M
Perfüzyon Uzatma Tüpü (30 cm)Braun4256000
Peristaltik PompaHarvard-AparatıP-70
Petri Kabı 100x15 mmVWR®391-0578
Povidon-Jod (Vet-Sep Sprey)Livisto799-416
Basınç Dönüştürücü SimülatörüUTAH Tıbbi Ürünler650-950
Yeniden Kullanılabilir Kan Basıncı TransdüserleriAD CihazlarıMLT-0380/D
S & T Damar Kanülasyon ForsepsGüzel Bilim Aletleri00608-11
Küçük Pamuk AplikatörüNOBA Verbandmittel Danz GmbH974116
Düz Forseps 10 cm Güzel Bilim Aletleri00632-11
Sütür Bağlama ForsepsGüzel Bilim Aletleri11063-07
Şırınga 50ml Orijinal PerfüzörBraun8728810F-06
UT - 03 KanülBenzersiz Medikal, Japonya/
Vannas Bahar MakasıGüzel Bilim Aletleri15018-10
Veteriner Tuzlu Su (500 ml)WDT18X1807
Su Ceketli Rezervuar  2 LHarvard-Aparatı73-3441
William's E Medium (500 ML)Thermofischer ScientificA1217601

Kaynaklar

  1. Kwong, A. J., et al. OPTN/SRTR 2021 Annual data report: liver. American Journal of Transplantation. 23 (2), S178-S263 (2023).
  2. Linares, I., Hamar, M., Selzner, N., Selzner, M. Steatosis in Liver Transplantation: Current Limitations and Future Strategies. Transplantation. 103 (1), 78-90 (2019).
  3. Cheng, N., et al. Pharmacological activating transcription factor 6 activation is beneficial for liver retrieval with ex vivo normothermic mechanical perfusion from cardiac dead donor rats. Frontiers in Surgery. 8, 665260(2021).
  4. Porte, R. J. Improved organ recovery after oxygen deprivation. Nature. 608 (7922), 273-274 (2022).
  5. Goumard, C., et al. Ex-Vivo Pharmacological Defatting of the Liver: A Review. Journal of Clinical Medicine. 10 (6), 1253(2021).
  6. Mao, B., Yuan, W., Wu, F., Yan, Y., Wang, B. Autophagy in hepatic ischemia-reperfusion injury. Cell Death Discovery. 9 (1), 115(2023).
  7. Hale, A. N., Ledbetter, D. J., Gawriluk, T. R., Rucker, E. B. 3rd Autophagy: regulation and role in development. Autophagy. 9 (7), 951-972 (2013).
  8. Tang, B., Bao, N., He, G., Wang, J. Long noncoding RNA HOTAIR regulates autophagy via the miR-20b-5p/ATG7 axis in hepatic ischemia/reperfusion injury. Gene. 686, 56-62 (2019).
  9. Kuma, A., Komatsu, M., Mizushima, N. Autophagy-monitoring and autophagy-deficient mice. Autophagy. 13 (10), 1619-1628 (2017).
  10. van der, V. alk J. Fetal bovine serum-A cell culture dilemma. Science. 375 (6577), 143-144 (2022).
  11. Haque, O., et al. Twenty-four hour ex-vivo normothermic machine perfusion in rat livers. Technology (Singapore World Science). 8 (1-2), 27-36 (2020).
  12. Op den Dries, S., et al. Normothermic machine perfusion reduces bile duct injury and improves biliary epithelial function in rat donor livers. Liver Transplantation. 22 (7), 994-1005 (2016).
  13. Izamis, M. L., et al. Machine perfusion enhances hepatocyte isolation yields from ischemic livers. Cryobiology. 71 (2), 244-255 (2015).
  14. Gassner, J. M. G. V., et al. Improvement of normothermic ex vivo machine perfusion of rat liver grafts by dialysis and kupffer cell inhibition with glycine. Liver Transplantation. 25 (2), 275-287 (2019).
  15. Casado, J., et al. Rat splanchnic net oxygen consumption, energy implications. The Journal of Physiology. 431, 557-569 (1990).
  16. Tolboom, H., et al. A model for normothermic preservation of the rat liver. Tissue Engineering. 13 (8), 2143-2151 (2007).
  17. Yamada, S., et al. Effects of short-term normothermic and subnormothermic perfusion after cold preservation on liver transplantation from donors after cardiac death. Transplantation Proceedings. 52 (6), 1639-1642 (2020).
  18. Behrends, M., et al. Acute hyperglycemia worsens hepatic ischemia/reperfusion injury in rats. Journal of Gastrointestinal Surgery. 14 (3), 528-535 (2010).
  19. Tolboom, H., et al. Sequential cold storage and normothermic perfusion of the ischemic rat liver. Transplant Proceeding. 40 (5), 1306-1309 (2008).
  20. Daemen, M. J., et al. Liver blood flow measurement in the rat. The electromagnetic versus the microsphere and the clearance methods. Journal of Pharmacological Methods. 21 (4), 287-297 (1989).
  21. Koo, A., Liang, I. Y. Microvascular filling pattern in rat liver sinusoids during vagal stimulation. The Journal of physiology. 295, 191-199 (1979).
  22. Beal, E. W., et al. [D-Ala2, D-Leu5] Enkephalin improves liver preservation during normothermic ex vivo perfusion. Journal of Surgical Research. 241, 323-335 (2019).
  23. Birnie, J. H., Grayson, J. Observations on temperature distribution and liver blood flow in the rat. The Journal of Physiology. 116 (2), 189-201 (1952).
  24. Silitonga, M., Silitonga, P. M. Haematological profile of rats (Rattus norvegicus) induced BCG and provided leaf extract of Plectranthus amboinicus Lour Spreng). AIP Conference Proceedings. 1868, 090008090008(2017).
  25. Jacob Filho, W., et al. Reference database of hematological parameters for growing and aging rats. Aging Male. 21 (2), 145-148 (2018).
  26. Tian, X., et al. Heme oxygenase-1-modified bone marrow mesenchymal stem cells combined with normothermic machine perfusion repairs bile duct injury in a rat model of DCD liver transplantation via activation of peribiliary glands through the Wnt pathway. Stem Cells International. 2021, 9935370(2021).
  27. Yang, L., et al. Normothermic machine perfusion combined with bone marrow mesenchymal stem cells improves the oxidative stress response and mitochondrial function in rat donation after circulatory death livers. Stem Cells Development. 29 (13), 835-852 (2020).
  28. Wang, L., He, H. W., Zhou, X., Long, Y. Ursodeoxycholic Acid (UDCA) promotes lactate metabolism in mouse hepatocytes through cholic acid (CA) - farnesoid x receptor (FXR) pathway. Current Molecular Medicine. 20 (8), 661-666 (2020).
  29. Akateh, C., Beal, E. W., Whitson, B. A., Black, S. M. Normothermic ex-vivo liver perfusion and the clinical implications for liver transplantation. Journal of Clinical and Translational Hepatology. 6 (3), 276-282 (2018).
  30. Westerkamp, A. C., et al. Metformin preconditioning improves hepatobiliary function and reduces injury in a rat model of normothermic machine perfusion and orthotopic transplantation. Transplantation. 104 (9), e271-e280 (2020).
  31. Nösser, M., et al. Development of a rat liver machine perfusion system for normothermic and subnormothermic conditions. Tissue Engineering. Part A. 26 (1-2), 57-65 (2020).
  32. Yao, J., et al. Extracellular vesicles derived from human umbilical cord mesenchymal stem cells alleviate rat hepatic ischemia-reperfusion injury by suppressing oxidative stress and neutrophil inflammatory response. FASEB Journal. 33 (2), 1695-1710 (2019).
  33. Haque, O., et al. The effect of blood cells retained in rat livers during static cold storage on viability outcomes during normothermic machine perfusion. Scientific Reports. 11 (1), 23128(2021).
  34. Gillooly, A. R., Perry, J., Martins, P. N. First report of siRNA uptake (for RNA interference) during ex vivo hypothermic and normothermic liver machine perfusion. Transplantation. 103 (3), e56-e57 (2019).
  35. Beal, E. W., et al. A small animal model of ex vivo normothermic liver perfusion. Journal of visualized experiments. (136), e57541(2018).
  36. Claussen, F., et al. Dual versus single vessel normothermic ex vivo perfusion of rat liver grafts using metamizole for vasodilatation. PLoS One. 15 (7), (2020).
  37. Yang, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells combine with normothermic machine perfusion to improve rat donor liver quality-the important role of hepatic microcirculation in donation after circulatory death. Cell and Tissue Research. 381 (2), 239-254 (2020).
  38. Wu, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells modified with heme oxygenase-1 alleviate rejection of donation after circulatory death liver transplantation by inhibiting dendritic cell maturation in rats. International Immunopharmacology. 107, 108643(2022).
  39. Lonati, C., et al. Quantitative Metabolomics of Tissue, Perfusate, and Bile from Rat Livers Subjected to Normothermic Machine Perfusion. Biomedicines. 10 (3), (2022).
  40. Oldani, G., et al. The impact of short-term machine perfusion on the risk of cancer recurrence after rat liver transplantation with donors after circulatory death. PLoS One. 14 (11), e0224890(2019).
  41. Abraham, N., et al. Two compartment evaluation of liver grafts during acellular room temperature machine perfusion (acRTMP) in a rat liver transplant model. Frontiers in Medicine (Lausanne). 9, 804834(2022).
  42. Scheuermann, U., et al. Sirtuin-1 expression and activity is diminished in aged liver grafts. Scientific Reports. 10 (1), 11860(2020).
  43. Scheuermann, U., et al. Damage-associated molecular patterns induce inflammatory injury during machine preservation of the liver: potential targets to enhance a promising technology. Liver Transplantation. 25 (4), 610-626 (2019).
  44. Carnevale, M. E., et al. The novel N, N-bis-2-hydroxyethyl-2-aminoethanesulfonic acid-gluconate-polyethylene glycol-hypothermic machine perfusion solution improves static cold storage and reduces ischemia/reperfusion injury in rat liver transplant. Liver Transplantation. 25 (9), 1375-1386 (2019).
  45. Von,, Horn, C., Zlatev, H., Pletz, J., Lüer, B., Minor, T. Comparison of thermal variations in post-retrieval graft conditioning on rat livers. Artificial Organs. 46 (2), 239-245 (2022).
  46. Tomizawa, M., et al. Oncostatin M in William's E medium is suitable for initiation of hepatocyte differentiation in human induced pluripotent stem cells. Molecular Medicine Reports. 15 (5), 3088-3092 (2017).
  47. Dondossola, D., et al. Human red blood cells as oxygen carriers to improve ex-situ liver perfusion in a rat model. Journal of Clinical medicine. 8 (11), (2019).
  48. Jägers, J., Wrobeln, A., Ferenz, K. B. Perfluorocarbon-based oxygen carriers: from physics to physiology. European Journal of Physiology. 473 (2), 139-150 (2021).
  49. Jia, J., et al. A promising ex vivo liver protection strategy: machine perfusion and repair. Surgery and Nutrition. 8 (2), 142-143 (2019).
  50. Jennings, H., et al. The immunological effect of oxygen carriers on normothermic ex vivo liver perfusion. Frontiers in Immunology. 13, 833243(2022).
  51. Kim, J. S., et al. Carbamazepine suppresses calpain-mediated autophagy impairment after ischemia/reperfusion in mouse livers. Toxicology and Applied Pharmacology. 273 (3), 600-610 (2013).
  52. Imber, C. J., et al. Advantages of normothermic perfusion over cold storage in liver preservation. Transplantation. 73 (5), 701-709 (2002).
  53. Tolboom, H., et al. Recovery of warm ischemic rat liver grafts by normothermic extracorporeal perfusion. Transplantation. 87 (2), 170-177 (2009).
  54. Rigo, F., Navarro-Tableros, V., De Stefano, N., Calleri, N., Romagnoli, A. Ex vivo normothermic hypoxic rat liver perfusion model: an experimental setting for organ recondition and pharmacological intervention. Methods in Molecular Biology. 2269, 139-150 (2021).
  55. van Dyk, J. C., Pieterse, G. M., van Vuren, J. H. Histological changes in the liver of Oreochromis mossambicus (Cichlidae) after exposure to cadmium and zinc. Ecotoxicology and Environmental Safety. 66 (3), 432-440 (2007).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Normotermik Karaci er Perf zyonuEx Vivo Perf zyonFare Karaci er KorumaMakine Perf zyon SistemiPortal Ven Kan lasyonuSafra Kanal Kan lasyonuHeparinli Salin Y kamaPerf zat AnaliziHematoksilin Eozin BoyamaMorfolojik B t nl k
Normothermic Ex Vivo Karaciğer Makinesi Farede Perfüzyon
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.