Yöntem makalesi

Mezenkimal Kök Hücreler Kullanılarak İn Vivo Endokondral Ossifikasyon Yoluyla Entegre Kemik Oluşumu

DOI:

10.3791/65573

⸱

14 Temmuz 2023

 ,  ,  , 
1Department of Molecular Craniofacial Embryology, Graduate School of Medical and Dental Sciences, Tokyo Medical and Dental University, 2Department of Maxillofacial Surgery, Graduate School of Medical and Dental Sciences, Tokyo Medical and Dental University, 3Department of Regenerative and Reconstructive Dental Medicine, Graduate School of Medical and Dental Sciences, Tokyo Medical and Dental University

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mezenkimal kök hücrelerden üretilen yapay kıkırdak dokusunun implante edilmesiyle endokondral kemikleşme yoluyla kemik tedavisi, geleneksel tedavilerin dezavantajlarını aşma potansiyeline sahiptir. Hyaluronik asit hidrojelleri, in vivo kaynaşmış greftler arasında vaskülarizasyon ile entegre kemik oluşturmanın yanı sıra homojen olarak farklılaşmış kıkırdak greftlerinin ölçeklendirilmesinde etkilidir.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mezenkimal kök hücreler (MSC'ler) kullanılarak yapılan konvansiyonel kemik rejenerasyon tedavisinin, anjiyogenezi indükleyecek bir mekanizmaya sahip olmadığı için kritik boyuttan daha büyük kemik defektlerine uygulanması zordur. MSC'lerden üretilen yapay kıkırdak dokusunun implante edilmesi, endokondral ossifikasyon (ECO) yoluyla in vivo anjiyogenez ve kemik oluşumunu indükler. Bu nedenle, bu EKO aracılı yaklaşım gelecekte umut verici bir kemik rejenerasyon tedavisi olabilir. Bu EKO aracılı yaklaşımın klinik uygulamasının önemli bir yönü, kemik defektini onarmak için implante edilecek yeterli kıkırdağın hazırlanması için bir protokol oluşturmaktır. Gerçek kemik defektinin şekline uyan boyutta tek bir greftli kıkırdak kütlesi tasarlamak özellikle pratik değildir. Bu nedenle, nakledilecek kıkırdak, birden fazla parça implante edildiğinde bütünleşik olarak kemik oluşturma özelliğine sahip olmalıdır. Hidrojeller, klinik gereksinimleri karşılamak için endokondral kemikleşme için doku mühendisliği greftlerini büyütmek için çekici bir araç olabilir. Doğal olarak türetilen birçok hidrojel, in vitro olarak MSC kıkırdak oluşumunu ve in vivo olarak ECO'yu desteklese de, klinik uygulamaların ihtiyaçlarını karşılamak için en uygun iskele malzemesi henüz belirlenmemiştir. Hyaluronik asit (HA), kıkırdak hücre dışı matrisinin çok önemli bir bileşenidir ve biyolojik olarak parçalanabilen ve biyouyumlu bir polisakkarittir. Burada, HA hidrojellerinin, MSC bazlı kıkırdak dokusunun in vitro farklılaşmasını desteklemek ve in vivo endokondral kemik oluşumunu teşvik etmek için mükemmel özelliklere sahip olduğunu gösteriyoruz.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Otolog kemik, travma, konjenital defektler ve cerrahi rezeksiyona bağlı kemik defektlerinin onarımında hala altın standarttır. Bununla birlikte, otojen kemik greftinin donör ağrısı, enfeksiyon riski ve hastalardan izole edilebilecek sınırlı kemik hacmi gibi önemli sınırlamaları vardır 1,2,3,4. Doğal veya sentetik polimerleri kalsiyum fosfat veya hidroksiapatit 5,6 gibi mineralize malzemelerle birleştiren kemik ikameleri olarak çok sayıda biyomalzeme geliştirilmiştir. Bu mühendislik malzemelerinde kemik oluşumu, kök hücrelerin zar içi kemikleşme (IMO) işlemi yoluyla doğrudan osteoblastlara farklılaşmasına izin vermek için genellikle mineralize malzeme bir astar malzemesi olarak kullanılarak elde edilir7. Bu işlem anjiyojenik adımdan yoksundur, bu da implantasyondan sonra greftin yetersiz in vivo vaskülarizasyonuna neden olur 8,9,10 ve bu nedenle, böyle bir işlemi kullanan yaklaşımlar büyük kemik kusurlarını tedavi etmek için optimal olmayabilir 11.

Gelişim sırasında iskeletogenezde doğuştan gelen bir mekanizma olan endokondral ossifikasyon (ECO) sürecini özetlemek için uygulanan stratejilerin, geleneksel IMO tabanlı yaklaşımlarla ilişkili önemli sorunların üstesinden geldiği gösterilmiştir. EKO'da, kıkırdak şablonundaki kondrositler, vasküler infiltrasyonu ve kıkırdak şablonunun kemiğe yeniden şekillenmesini destekleyen vasküler endotelyal büyüme faktörünü (VEGF) serbest bırakır12. Kırık onarımı sırasında da aktive olan kıkırdak yeniden şekillenmesi ve anjiyogenez yoluyla osteogeneze ECO aracılı yaklaşım, MSC'lerden türetilen yapay olarak oluşturulmuş kıkırdak dokusunu bir astar materyali olarak kullanır. Kondrositler kemik defektlerinde hipoksiyi tolere edebilir, anjiyogenezi indükleyebilir ve vasküler serbest kıkırdak greftini anjiyojenik dokuya dönüştürebilir. Çok sayıda çalışma, MSC bazlı kıkırdak greftlerinin böyle bir ECO programı uygulayarak in vivo kemik ürettiğini bildirmiştir 13,14,15,16,17,18,19,20,21.

Bu EKO aracılı yaklaşımın klinik uygulaması için temel bir gereklilik, klinik ortamda istenen miktarda kıkırdak greftinin nasıl hazırlanacağıdır. Gerçek kemik defektine uyan boyutta klinik kıkırdak hazırlamak pratik değildir. Bu nedenle, greft kıkırdağı, birden fazla parça implante edildiğinde bütünleşik olarak kemik oluşturmalıdır22. Hidrojeller, endokondral kemikleşme için doku mühendisliği yapılmış greftlerin ölçeklendirilmesi için çekici bir araç olabilir. Doğal olarak türetilen birçok hidrojel, in vitro MSC kıkırdak oluşumunu ve in vivo ECO 23,24,25,26,27,28,29,30,31,32; Bununla birlikte, klinik uygulama gereksinimlerini karşılamak için en uygun destek materyali belirlenememiştir. Hyaluronik asit (HA), kıkırdak33'ün hücre dışı matrisinde bulunan biyolojik olarak parçalanabilen ve biyouyumlu bir polisakkarittir. HA, kondrojenik farklılaşmayı desteklemek için CD44 gibi yüzey reseptörleri aracılığıyla MSC'lerle etkileşime girer 25,26,28,30,31,32,34. Ek olarak, HA iskeleleri, insan diş pulpası kök hücrelerinin35 IMO aracılı osteojenik farklılaşmasını teşvik eder ve kollajen ile birleştirilen iskeleler, ECO aracılı osteogenezi36,37 destekler.

Burada, kemik iliğinden türetilmiş yetişkin insan MSC'leri kullanılarak HA hidrojellerinin hazırlanması ve bunların in vitro hipertrofik kondrogenez ve ardından endokondral ossifikasyon için kullanımı için bir yöntem sunuyoruz in vivo38. HA'nın özelliklerini, kemik dokusu mühendisliğinde MSC'lerle yaygın olarak uygulanan bir malzeme olan ve endokondral ossifikasyon için yapay greftlerin ölçeklendirilmesi için yararlı bir malzeme olan kollajen ile karşılaştırdık17. İmmün sistemi baskılanmış bir fare modelinde, insan MSC'leri ile tohumlanan HA ve kollajen yapıları, deri altı implantasyon ile in vivo ECO potansiyeli açısından değerlendirildi. Sonuçlar, HA hidrojellerinin, MSC'lerin ECO yoluyla kemik oluşumuna izin veren yapay kıkırdak greftleri oluşturması için bir iskele olarak mükemmel olduğunu göstermektedir.

Protokol iki adıma ayrılmıştır. İlk olarak, hyaluronan hidrojel üzerine tohumlanan insan MSC'lerinin yapıları hazırlanır ve in vitro olarak hipertrofik kıkırdağa farklılaştırılır. Daha sonra, farklılaşmış yapılar, in vivo endokondral ossifikasyonu indüklemek için çıplak bir modelde deri altına implante edilir (Şekil 1).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu protokolde 4 haftalık çıplak erkek fareler kullanılır. Dört fareyi 22−24 °C ve %50−%70 bağıl nemde 12 saatlik aydınlık/karanlık döngüsü altında bir kafeste barındırın. Tüm hayvan deneyleri, Tokyo Tıp ve Diş Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylanan yönergelere uygun olarak gerçekleştirilmiştir (onay kimliği: A2019-204C, A2020-116A ve A2021-121A).

1. Tamponların ve reaktiflerin hazırlanması

  1. MSC büyüme ortamının ek kitini MSC bazal ortamına ekleyerek mezenkimal kök hücre büyüme ortamını (MSC büyüme ortamı) hazırlayın ve 4 ° C'de saklayın.
  2. Ortama %10 fetal sığır serumu (FBS), 50 μg/mL gentamisin, 200 μM L-alanil-L-glutamin ve 1 ng/mL bazik fibroblastik büyüme faktörü ekleyerek Dulbecco'nun Modifiye Eagle Medium ve Ham's F12 (DMEM/F-12) ortamını hazırlayın ve 4 °C'de saklayın.
  3. Kullanmadan hemen önce DMEM'e %1 ITS-G takviyesi, %0.12 sığır serum albümini, 50 μg/mL gentamisin, 0.35 mM L-prolin, 100 nM deksametazon ve 10 ng/mL TGF-β3 ekleyerek kondrojenik ortam hazırlayın.
  4. Kullanmadan hemen önce DMEM'e 10 mM β-gliserofosfat, %0.12 sığır serum albümini, 10 nM deksametazon, 200 μM askorbat-2-fosfat, 50 nM L-tiroksin, 50 μg/mL gentamisin ve 50 pg/mL IL-1β ekleyerek hipertrofik ortam hazırlayın.
  5. 24 oyuklu bir kültür kabını, 60 °C'de önceden ısıtılmış 200 μL erimiş parafin ile kaplayın. Parafin ayarlanana kadar oda sıcaklığında bekletin.

2. İnsan MSC'lerinin genişletilmesi

NOT: Deneylere başlamadan önce, MSC kondrogenezi için yüksek potansiyele sahip MSC'ler,17'de tarif edildiği gibi mikro kitle kültüründe seçilmelidir.

  1. Üreticinin talimatlarına göre, birincil insan kemiği iliği türevi MSC'leri (pasaj 2), %5 CO2 ve %95 nemlendirilmiş hava inkübatöründe 37 ° C'de 5 x 103 hücre/cm2 yoğunlukta 10 cm'lik bir tabakta MSC büyüme ortamı ile kültürleyin.
  2. Ortamı 2-3 günde bir değiştirin. Hücreler %80-90 birleşmeye ulaştığında, ortamı bir vakum pompası kullanarak hücre kültürü kabından aspire edin, 5 mL PBS ile yıkayın ve ardından çözeltiyi bir vakum pompası ile aspire edin.
  3. Yemeğe 1 mL %0.05 tripsin /% 0.02 EDTA çözeltisi ekleyin. Çanağı 37 °C'de 5-10 dakika inkübe edin.
  4. Enzimatik reaksiyonu durdurmak için 1 mL MSC büyüme ortamı ekleyin. Hücre süspansiyonunu 50 mL'lik bir tüpe aktarın.
  5. Hücre süspansiyonunu 50 mL'lik tüpteki diğer bulaşıklardan birleştirin ve buz üzerinde tutun.
  6. 10 μL hücre süspansiyonunu 10 μL %0.4 tripan mavisi lekesi ile karıştırarak hücreleri saymak için hücre sayacını kullanın.
  7. Kalan hücre süspansiyonunu oda sıcaklığında 3 dakika boyunca 220 x g'da santrifüjleyin. Süpernatanı çıkarın ve mL başına 1.0 x 106 hücre konsantrasyonda kriyoprezervasyon solüsyonu ekleyin.
  8. Her bir kriyotüpe 1 mL hücre süspansiyonu dağıtın ve sıvı nitrojene aktarmadan önce -80 °C'de 12 saat saklayın. Elde edilen donmuş stoklar (pasaj 3) bu protokol için kullanılır.
  9. Deneyler için, stoklanmış MSC'leri 10 cm'lik bir tabakta 5 x 103 hücre/cm2 yoğunlukta tohumlayın. DMEM / F-12 ortamında% 80 -% 90 birleşene kadar (pasaj 4) kültür hücreleri.

3. MSC kapsüllü hidrojellerin hazırlanması

  1. Hücreleri tripsinize edin ve 2.3 - 2.6 adımlarında açıklandığı gibi hücre süspansiyonunu hazırlayın.
  2. 10 yapı yapmak için (yapı başına 2.5 x 10 5 hücre), 2.5 x 106 hücre içeren hücre süspansiyonunu1.5 mL'lik bir mikrotüpe ayırın.
  3. Süspansiyonu 220 x g'de 3 dakika santrifüjleyin, süpernatanı bir vakum pompasıyla çıkarın ve buz üzerinde tutun.
  4. Tiyol ile modifiye edilmiş hyaluronik asit (HA), tiyol reaktif çapraz bağlayıcı, polietilen glikol diakrilat ve gazı alınmış su şişelerini oda sıcaklığına getirin.
  5. Steril koşullar altında, iğneli bir şırınga kullanarak HA içeren şişeye 1.0 mL gazı alınmış su ekleyin (üreticinin talimatlarına bakın).
  6. Vorteks, çözelti berraklaşana kadar ara sıra 37 ° C'ye kadar ısınır, ardından buzun üzerine yerleştirilir. Katıların tamamen çözünmesi 30 dakikadan az sürer.
  7. Steril koşullar altında, iğneli bir şırınga kullanarak çapraz bağlayıcı şişesine 0,5 mL gazdan arındırılmış su ekleyin. Birkaç kez ters çevirerek eritin, ardından buzun üzerine yerleştirin.
  8. Aliquoted hücre peletine (2.5 x 106 hücre) 120 μL çözünmüş HA çözeltisi ekleyin. İleri geri pipetleyerek hücre peletini yeniden süspanse edin.
  9. HA ve hücreleri içeren tüpe 30 μL çözünmüş çapraz bağlayıcı çözeltisi ekleyin (adım 3.8) ve tüpe dokunarak birleştirin ve ardından kısaca döndürün. HA çözeltisini ve çapraz bağlayıcı çözümünü 4:1 oranında birleştirin.
  10. MSC'ler (2.5 x 105 hücre) içeren kombine çözeltinin 15 μL'sini parafin kaplı 24 oyuklu plakaya damlatın ve 37 °C'de 30 dakika katılaşmasına izin verin (Şekil 2). Yüksek viskozite nedeniyle, gerekenden en az %10 daha fazla hücre/hidrojel karışımı hazırlayın.
    NOT: Hidrojelin özellikleri daha önce açıklanmıştır39.

4. İn vitro farklılaşma koşulları

  1. MSC tohumlu HA hidrojellerin bir yapısına 0.5 mL kondrojenik farklılaşma ortamı ekleyin. Ortamı 2-3 günde bir değiştirin.
  2. 3 hafta sonra, hipertrofik farklılaşma ortamına (oyuk başına 0.5 mL) geçin ve yapıları 2 hafta daha kültürleyin.

5. MSC'lerin in vivo implantasyonu

  1. Toplam 5 haftalık in vitro kültürden sonra, yapıları daha önce tarif edildiği gibi çıplak farelerin arkasına deri altından implante edin38,40.
  2. Fareleri tartın ve 0.75 mg / kg vücut ağırlığı (b.w.) medetomidin, 4.0 mg / kg b.w. midazolam ve 5.0 mg / kg b.w. tarif edildiği gibi intraperitoneal enjeksiyon ile butorphanol38.
  3. Cerrahi uyaranlara hareketsiz kalarak yeterli anesteziyi doğrulayın ve ameliyat sırasında periyodik olarak yavaş, düzenli göğüs hareketleri ve pembe mukozanın rengine göre uygun oksijen kaynağı ile solunum derinliğini izleyin. Anestezi sırasında kuruluğu önlemek için gözlerde veteriner merhemi kullanın.
  4. Fareyi yüzüstü pozisyonda steril bir cerrahi örtü üzerine yerleştirin, insizyon bölgesini 50 ppm hipokloröz asitli su (pH 5.0; HAW) ve farenin üzerine delikli bir cerrahi örtü yerleştirin.
    NOT: Tüm cerrahi malzemeleri bir otoklav, etilen oksit gazı veya HAW içinde sterilize edin. Cerrahlar parmaklarını yıkamalı ve cerrahi önlük ve eldiven giymelidir.
  5. Makas kullanarak omurganın orta çizgisi boyunca omuz ve kalça bölgelerinde 2 cm aralıklarla 5 mm uzunluğunda iki cilt kesisi yapın.
  6. Deri altı bir cep oluşturmak için insizyondan deri altından bir spatula yerleştirin.
  7. Forseps ile her cebe iki ila üç yapı (her biri ~ 15 μL, adım 5.1) yerleştirin. Aynı cebe implante edilen HA yapıları çok sık füzyona eğilimlidir. Füzyonu önlemek için, her cebe bir HA yapısı yerleştirin.
  8. Kesiler 4-0 örgülü ipek dikişlerle kapatılır. Fareye 0.75 mg / kg b.w. atipamezol tarif edildiği gibi38.
  9. Fareler anesteziden kurtulurken, fareleri yiyecek ve su şişeleri olmadan steril zemin yatakları içeren steril kurtarma kafeslerine yerleştirin ve vücut ısısını, nabzı ve solunumu sürekli olarak izleyin.
  10. Sternal yaslığı korumak için yeterli bilinci yeniden kazanana kadar fareleri gözetimsiz bırakmayın. Tamamen iyileştikten sonra, hayvanları diğer hayvanlarla birlikte üreme odasına geri koyun.
  11. Olası komplikasyonlar için iyileşme döneminde hayvanları birkaç günde bir izleyin. İmplantasyondan 4 ve 8 hafta sonra çok az acı çekerek fareleri karbondioksit soluyarak ötenazi yapın.
  12. Aşılı bölgelerdeki cildi kesin ve implante edilen yapıları forseps ile çıkarın. Yapıları 16 saat boyunca% 4 paraformaldehit içinde sabitleyin ve ardından analize tabi tutun.

6. İstatistiksel analiz

  1. Nicel verileri ortalama ± standart sapma (SD) olarak raporlayın. Ticari yazılım kullanarak istatistiksel analiz gerçekleştirin.
  2. Gruplar arasındaki anlamlı farklılıkları belirlemek için Student t-testi veya tek yönlü ANOVA ve ardından Tukey'in çoklu karşılaştırma testi kullanılmıştır. p<0.05 ve p<0.01 iki grup arasında anlamlı farklılıklar olduğunu göstermektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

MSC kapsüllü HA hidrojeller, kondrogenez41'in bir indükleyicisi olan TGFβ3 ile takviye edilmiş kondrojenik ortamda kültürlendi (adım 4.1). HA'nın özelliklerini, daha önce tarif edildiği gibi, endokondral kemikleşme için MSC bazlı yapay kıkırdak greftleri oluşturmada etkili olduğu gösterilen kollajen özellikleriyle karşılaştırdık38. Farklılaşmamış MSC'ler bu çalışmaya negatif kontroller olarak dahil edilmemiştir, çünkü farklılaşmamış MSC'lerin osteojenik farklılaşma (yani me...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hipertrofik kıkırdaktan kemiğe geçişi destekleyen uygun iskele materyallerinin kullanılması, MSC bazlı tasarlanmış hipertrofik kıkırdak greftlerini büyütmek ve klinik olarak anlamlı boyuttaki kemik kusurlarını tedavi etmek için umut verici bir yaklaşımdır. Burada, HA'nın in vitro olarak MSC bazlı hipertrofik kıkırdak dokusunun farklılaşmasını desteklemek ve in vivo endokondral kemik oluşumunu teşvik etmek için mükemmel bir iskele materyali olduğunu gösteriyoruz 38. Ayrıca, in...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar, çıkar çatışması olmadığını beyan etmişlerdir.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma, Japonya Bilimi Teşvik Derneği'nden (JSPS) Bilimsel Araştırma için Yardım Hibesi (KAKENHI) ile desteklenmiştir. JP19K10259 ve 22K10032'den MAI'ye).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
0.25w/v% Tripsin-1mmol/L EDTA.4Na ÇözeltisiFUJIFILM Wako Saf Kimyasal 209-16941
AntisedanNippon Zenyaku Kogyo
askorbat-2-fosfatNacalai Tesque13571-14
BambankerGC LymphotecCS-02-001
temel fibroblastik büyüme faktörüReprocellRCHEOT002 
sığır serum albüminiFUJIFILM Wako Saf Kimyasal 012-238817.5 w/v%
Kontes Otomatik Hücre Sayacı, hücre sayma odası slaytları ve Tripan Mavisi lekesi ile %0.4İnvitrojenC10283
deksametazonMerckD8893
DomitorNippon Zenyaku Kogyo
DormicumAstellas Pharma
Dulbecco'nun Modifiye Eagle OrtaMerckD6429yüksek glikoz
Dulbecco'nun Modifiye Eagle'ın Orta/Besin Karışımı F-12 JambonMerckD6421
Fetal sığır serumuHycloneSH30396.03
Gentamisin sülfatFUJIFILM Wako Saf Kimyasal 1676045  10 mg/mL
Haccpper JeneratörTechnoMaxCH-400-5QB50 ppm hipokloröz asitli su
İnsan Mezenkimal Kök HücreleriLonzaPT-2501
HyStem Hücre Kültürü İskele KitiMerckHYS020
IL-1ßPeproTechAF-200-01B
ITS-G takviyesiFUJIFILM Wako Saf Kimyasal 090-06741ve zamanlar; 100
L-Alanil-L-GlutaminFUJIFILM Wako Saf Kimyasal 016-21841200mmol/L (&kez; 100
)L-prolinNacalai Tesque29001-42
L-TiroksinMerckT1775
MSCGM Mezenkimal Kök Hücre Büyüme Ortamı
BulletKit		LonzaPT-3001
parafinFUJIFILM Wako Saf Kimyasal 165-13375
PBS / pH7.4 100mlMedicago09-2051-100
TGF-β 3 ProteintechHZ-1090
VetorphaleMeiji Seika Kaisha
Visiocare MerhemSAVAVET/SAVA Healthcare
β-gliserofosfatFUJIFILM Wako Saf Kimyasal 048-34332

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goldberg, V. M., Stevenson, S. Natural history of autografts and allografts. Clinical Orthopaedics and Related Research. (225), 7-16 (1987).
  2. Amini, A. R., Laurencin, C. T., Nukavarapu, S. P. Bone tissue engineering: recent advances and challenges. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 40 (5), 363-408 (2012).
  3. Vining, N. C., Warme, W. J., Mosca, V. S. Comparison of structural bone autografts and allografts in pediatric foot surgery. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 32 (7), 719-723 (2012).
  4. Roddy, E., DeBaun, M. R., Daoud-Gray, A., Yang, Y. P., Gardner, M. J. Treatment of critical-sized bone defects: clinical and tissue engineering perspectives. European Journal of Orthopaedic Surgery and Traumatology. 28 (3), 351-362 (2018).
  5. Rezwan, K., Chen, Q. Z., Blaker, J. J., Boccaccini, A. R. Biodegradable and bioactive porous polymer/inorganic composite scaffolds for bone tissue engineering. Biomaterials. 27 (18), 3413-3431 (2006).
  6. Swetha, M., et al. Biocomposites containing natural polymers and hydroxyapatite for bone tissue engineering. International Journal of Biological Macromolecules. 47 (1), 1-4 (2010).
  7. Meijer, G. J., de Bruijn, J. D., Koole, R., van Blitterswijk, C. A. Cell-based bone tissue engineering. PLOS Medicine. 4 (2), e9(2007).
  8. Tremblay, P. L., Hudon, V., Berthod, F., Germain, L., Auger, F. A. Inosculation of tissue-engineered capillaries with the host's vasculature in a reconstructed skin transplanted on mice. American Journal of Transplantation. 5 (5), 1002-1010 (2005).
  9. Ko, H. C., Milthorpe, B. K., McFarland, C. D. Engineering thick tissues--the vascularisation problem. European Cells and Materials. 14, 1-19 (2007).
  10. Santos, M. I., Reis, R. L. Vascularization in bone tissue engineering: physiology, current strategies, major hurdles and future challenges. Macromolecular Bioscience. 10 (1), 12-27 (2010).
  11. Almubarak, S., et al. Tissue engineering strategies for promoting vascularized bone regeneration. Bone. 83, 197-209 (2016).
  12. Kronenberg, H. M. Developmental regulation of the growth plate. Nature. 423 (6937), 332-336 (2003).
  13. Farrell, E., et al. Chondrogenic priming of human bone marrow stromal cells: a better route to bone repair. Tissue Engineering Part C: Methods. 15 (2), 285-295 (2009).
  14. Scotti, C., et al. Recapitulation of endochondral bone formation using human adult mesenchymal stem cells as a paradigm for developmental engineering. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (16), 7251-7256 (2010).
  15. Janicki, P., Kasten, P., Kleinschmidt, K., Luginbuehl, R., Richter, W. Chondrogenic pre-induction of human mesenchymal stem cells on beta-TCP: enhanced bone quality by endochondral heterotopic bone formation. Acta Biomaterialia. 6 (8), 3292-3301 (2010).
  16. Farrell, E., et al. In-vivo generation of bone via endochondral ossification by in-vitro chondrogenic priming of adult human and rat mesenchymal stem cells. BMC Musculoskeletal Disorders. 12, 31(2011).
  17. Scotti, C., et al. Engineering of a functional bone organ through endochondral ossification. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (10), 3997-4002 (2013).
  18. Harada, N., et al. Bone regeneration in a massive rat femur defect through endochondral ossification achieved with chondrogenically differentiated MSCs in a degradable scaffold. Biomaterials. 35 (27), 7800-7810 (2014).
  19. van der Stok, J., et al. Chondrogenically differentiated mesenchymal stromal cell pellets stimulate endochondral bone regeneration in critical-sized bone defects. European Cells and Materials. 27, 137-148 (2014).
  20. Sheehy, E. J., Vinardell, T., Toner, M. E., Buckley, C. T., Kelly, D. J. Altering the architecture of tissue engineered hypertrophic cartilaginous grafts facilitates vascularisation and accelerates mineralisation. PLoS One. 9 (3), e90716(2014).
  21. Sheehy, E. J., Mesallati, T., Vinardell, T., Kelly, D. J. Engineering cartilage or endochondral bone: a comparison of different naturally derived hydrogels. Acta Biomaterialia. 13, 245-253 (2015).
  22. Bahney, C. S., et al. Stem cell-derived endochondral cartilage stimulates bone healing by tissue transformation. Journal of Bone and Mineral Research. 29 (5), 1269-1282 (2014).
  23. Mauck, R. L., Yuan, X., Tuan, R. S. Chondrogenic differentiation and functional maturation of bovine mesenchymal stem cells in long-term agarose culture. Osteoarthritis Cartilage. 14 (2), 179-189 (2006).
  24. Dickhut, A., Gottwald, E., Steck, E., Heisel, C., Richter, W. Chondrogenesis of mesenchymal stem cells in gel-like biomaterials in vitro and in vivo. Frontiers in Bioscience. 13, 4517-4528 (2008).
  25. Chung, C., Burdick, J. A. Influence of three-dimensional hyaluronic acid microenvironments on mesenchymal stem cell chondrogenesis. Tissue Engineering Part A. 15 (2), 243-254 (2009).
  26. Erickson, I. E., et al. Macromer density influences mesenchymal stem cell chondrogenesis and maturation in photocrosslinked hyaluronic acid hydrogels. Osteoarthritis Cartilage. 17 (12), 1639-1648 (2009).
  27. Sheehy, E. J., Buckley, C. T., Kelly, D. J. Chondrocytes and bone marrow-derived mesenchymal stem cells undergoing chondrogenesis in agarose hydrogels of solid and channelled architectures respond differentially to dynamic culture conditions. Journal of tissue engineering and regenerative medicine. 5 (9), 747-758 (2011).
  28. Erickson, I. E., et al. High mesenchymal stem cell seeding densities in hyaluronic acid hydrogels produce engineered cartilage with native tissue properties. Acta Biomaterialia. 8 (8), 3027-3034 (2012).
  29. Ma, K., Titan, A. L., Stafford, M., Zheng, C., Levenston, M. E. Variations in chondrogenesis of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells in fibrin/alginate blended hydrogels. Acta Biomaterialia. 8 (10), 3754-3764 (2012).
  30. Levett, P. A., et al. A biomimetic extracellular matrix for cartilage tissue engineering centered on photocurable gelatin, hyaluronic acid and chondroitin sulfate. Acta Biomaterialia. 10 (1), 214-223 (2014).
  31. Reppel, L., et al. Chondrogenic induction of mesenchymal stromal/stem cells from Wharton's jelly embedded in alginate hydrogel and without added growth factor: an alternative stem cell source for cartilage tissue engineering. Stem Cell Research & Therapy. 6, 260(2015).
  32. Amann, E., Wolff, P., Breel, E., van Griensven, M., Balmayor, E. R. Hyaluronic acid facilitates chondrogenesis and matrix deposition of human adipose derived mesenchymal stem cells and human chondrocytes co-cultures. Acta Biomaterialia. 52, 130-144 (2017).
  33. Hemshekhar, M., et al. Emerging roles of hyaluronic acid bioscaffolds in tissue engineering and regenerative medicine. International Journal of Biological Macromolecules. 86, 917-928 (2016).
  34. Pfeifer, C. G., et al. Higher Ratios of Hyaluronic Acid Enhance Chondrogenic Differentiation of Human MSCs in a Hyaluronic Acid-Gelatin Composite Scaffold. Materials (Basel). 9 (5), (2016).
  35. La Noce, M., et al. Hyaluronan-Based Gel Promotes Human Dental Pulp Stem Cells Bone Differentiation by Activating YAP/TAZ Pathway. Cells. 10 (11), (2021).
  36. Thompson, E. M., Matsiko, A., Kelly, D. J., Gleeson, J. P., O'Brien, F. J. An Endochondral Ossification-Based Approach to Bone Repair: Chondrogenically Primed Mesenchymal Stem Cell-Laden Scaffolds Support Greater Repair of Critical-Sized Cranial Defects Than Osteogenically Stimulated Constructs In Vivo. Tissue Engineering Part A. 22 (5-6), 556-567 (2016).
  37. Wang, H., et al. Cell-mediated injectable blend hydrogel-BCP ceramic scaffold for in situ condylar osteochondral repair. Acta Biomaterialia. 123, 364-378 (2021).
  38. Yamazaki, S., et al. Hyaluronic acid hydrogels support to generate integrated bone formation through endochondral ossification in vivo using mesenchymal stem cells. PLoS One. 18 (2), e0281345(2023).
  39. Zarembinski, T., Skardal, A. Hydrogels - Smart Materials for Biomedical Applications. , (2019).
  40. Vinardell, T., Sheehy, E. J., Buckley, C. T., Kelly, D. J. A comparison of the functionality and in vivo phenotypic stability of cartilaginous tissues engineered from different stem cell sources. Tissue Engineering Part A. 18 (11-12), 1161-1170 (2012).
  41. Mueller, M. B., et al. Hypertrophy in mesenchymal stem cell chondrogenesis: effect of TGF-beta isoforms and chondrogenic conditioning. Cells Tissues Organs. 192 (3), 158-166 (2010).
  42. Lertkiatmongkol, P., Liao, D., Mei, H., Hu, Y., Newman, P. J. Endothelial functions of platelet/endothelial cell adhesion molecule-1 (CD31). Current Opinion in Hematology. 23 (3), 253-259 (2016).
  43. Kloxin, A. M., Kasko, A. M., Salinas, C. N., Anseth, K. S. Photodegradable hydrogels for dynamic tuning of physical and chemical properties. Science. 324 (5923), 59-63 (2009).
  44. Chan, C. K., et al. Endochondral ossification is required for haematopoietic stem-cell niche formation. Nature. 457 (7228), 490-494 (2009).
  45. Murdoch, A. D., et al. Chondrogenic differentiation of human bone marrow stem cells in transwell cultures: generation of scaffold-free cartilage. Stem Cells. 25 (11), 2786-2796 (2007).
  46. Tortelli, F., Tasso, R., Loiacono, F., Cancedda, R. The development of tissue-engineered bone of different origin through endochondral and intramembranous ossification following the implantation of mesenchymal stem cells and osteoblasts in a murine model. Biomaterials. 31 (2), 242-249 (2010).
  47. Knuth, C. A., Witte-Bouma, J., Ridwan, Y., Wolvius, E. B., Farrell, E. Mesenchymal stem cell-mediated endochondral ossification utilising micropellets and brief chondrogenic priming. European Cells and Materials. 34, 142-161 (2017).
  48. Simmons, C. A., Alsberg, E., Hsiong, S., Kim, W. J., Mooney, D. J. Dual growth factor delivery and controlled scaffold degradation enhance in vivo bone formation by transplanted bone marrow stromal cells. Bone. 35 (2), 562-569 (2004).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Bone RegenerationArtificial CartilageHyaluronic Acid HydrogelsCartilage DifferentiationIn Vivo Bone FormationChondrogenic DifferentiationScaffold MaterialsAngiogenesis Induction

İlgili makaleler