Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Aşil Tendonu Sıkışmasının Mekanobiyolojisini İncelemek için Murin Hind Limb Eksplant Modeli

2K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/65801

⸱

8 Aralık 2023

 ,  ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, University of Rochester, 2Department of Orthopaedics, Center for Musculoskeletal Research, University of Rochester Medical Center, 3Department of Pharmacology and Physiology, University of Rochester Medical Center

Bu makalede

Özet

Tendon sıkışmasının mekanobiyolojisini keşfetmek için uygun bir model sağlayarak, sürekli hücre canlılığı ile murin arka ekstremite eksplantlarında Aşil tendonu insokulasyonunun sıkışmasının neden olduğu fibrokartilajinöz değişikliği yeniden yaratan özel bir deneysel platform ve doku kültürü protokolü sunuyoruz.

Özet

Tendonun kemiğe çarpması, glikozaminoglikan (GAG) açısından zengin matris birikimi ve kollajen ağının yeniden şekillenmesi ile karakterize lokalize bir fibrokartilaj fenotipi ortaya çıkaran, belirgin şekilde yükselmiş enine kompresyon gerilmesi ile çok eksenli bir mekanik gerilme ortamı oluşturur. Fibrokartilaj, sağlıklı tendonların sıkışmış bölgelerinde normal bir özellik iken, aşırı GAG birikimi ve kollajen ağının düzensizliği tendinopatinin ayırt edici özellikleridir. Buna göre, sıkışma klinik olarak tendinopatinin başlamasında ve ilerlemesinde önemli bir ekstrinsik faktör olarak kabul edilmektedir. Bununla birlikte, tendon sıkışmasının altında yatan mekanobiyoloji yeterince çalışılmamıştır. Tendon sıkışmalarına hücresel yanıtı aydınlatmaya yönelik önceki çabalar, hücrelere tek eksenli kompresyon uygulamış ve tendon eksplantlarını in vitro olarak eksize etmiştir. Bununla birlikte, izole hücreler, mekanoyanıt için çok önemli olan üç boyutlu bir hücre dışı ortamdan yoksundur ve hem in vitro hem de eksize edilmiş eksplant çalışmaları, sıkışan bölgenin anatomik özelliklerine bağlı olarak in vivo tendon sıkışması tarafından üretilen çok eksenli gerilme ortamını özetlemekte başarısız olur. Ayrıca, in vivo tendon sıkışma modelleri, mekanik gerilme ortamı üzerinde kontrolden yoksundur. Bu sınırlamaların üstesinden gelmek için, Aşil tendonu sıkışmasının mekanobiyolojisini incelemek için uygun yeni bir murin arka uzuv eksplant modeli sunuyoruz. Bu model, lokal anatomiyi korumak için Aşil tendonunu yerinde tutar ve hücreleri doğal ortamlarında tutarken, pasif olarak uygulanan ayak bileği dorsifleksiyonu sırasında Aşil tendonunun kalkaneus üzerine sıkışmasının oluşturduğu çok eksenli gerilme ortamını yeniden üretir. Bu modelin ayrılmaz bir parçası olan bir doku kültürü protokolünü tanımlıyoruz ve 7 gün boyunca sürekli eksplant canlılığını belirleyen verileri sunuyoruz. Temsili sonuçlar, artmış histolojik GAG boyaması ve sıkışmaya sekonder azalmış kollajen lif dizilimi olduğunu gösterir, bu da artmış fibrokartilaj oluşumunu düşündürür. Bu model, farklı mekanik yükleme rejimlerini araştırmak için kolayca uyarlanabilir ve sıkışmaya yanıt olarak Aşil tendonundaki fenotipik değişime aracılık eden mekanizmaları tanımlamak için ilgilenilen moleküler yolların manipülasyonuna izin verir.

Giriş

Aşil tendonu ve rotator manşet tendonları da dahil olmak üzere çok sayıda tendon, normal anatomik konumlandırma nedeniyle kemik sıkışması yaşar1,2,3,4. Tendon sıkışması, uzunlamasına lif eksenine enine yönlendirilmiş basınç gerilimi oluşturur5,6,7. Tendon sıkışma bölgeleri, büzülmüş, yuvarlak hücrelerin (fibrokondrositler) belirgin şekilde artmış glikozaminoglikan (GAG) içeriğine sahip düzensiz bir kollajen ağı içine gömüldüğü benzersiz bir fibrokartilaj fenotipi gösterir2,3,4,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24. Önceki çalışmalar, tendon sıkışması tarafından üretilen farklı mekanik ortamın, altta yatan mekanizmalar belirsiz olsa da, büyük agrega eden proteoglikanların, özellikle de agreganın birikmesini sağlayarak bu GAG açısından zengin matrisi sürdürdüğünü göstermektedir1,3,12,13,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38,39. Fibrokartilaj, sağlıklı tendonların sıkışmış bölgelerinde normal bir özellik iken, aşırı fibrokartilaj oluşumu ile ilişkili anormal proteoglikan metabolizması, kronik olarak sıkışan tendonlarda orantısız bir şekilde ortaya çıkan yaygın ve zayıflatıcı bir hastalık olan tendinopatinin ayırt edici bir özelliğidir1,40,41,42,43,44,45,46,47,48,49. Buna göre, tendon sıkışması, rotator manşet hastalığı ve insersiyonel Aşil tendinopatisi (IAT) dahil olmak üzere en yaygın tendinopatilerin birçoğunu tetikleyen önemli bir ekstrinsik faktör olarak klinik olarak kabul edilmektedir50,51,52. Günümüzde tendinopati tedavisi yetersizdir. Örneğin, ÖÇT'li hastaların yaklaşık% 47'si başarısız konservatif tedaviden sonra cerrahi müdahaleye ihtiyaç duyar ve postoperatif sonuçlar değişkendir53,54,55,56. Sıkışma ve tendinopati arasındaki belirgin ilişkiye rağmen, sıkışan tendondaki hücrelerin mekanik ortamlarını algıladıkları ve tepki verdikleri mekanobiyolojik mekanizmalar yetersiz tanımlanmıştır, bu da tendinopati patogenezinin anlaşılmasını engellemekte ve yetersiz tedaviye neden olmaktadır.

Eksplant modelleri, tendon mekanobiyolojisi57,58 çalışmasında yararlı araçlardır. Tendon sıkışmasının mekanobiyolojisini anlamaya yönelik ilk adım olarak, daha önce yapılan birkaç çalışma, hücrelere basit tek eksenli kompresyon uygulanmasını veya eksize edilentendon eksplantlarını takiben hücresel yanıtı araştırmıştır 27,29,30,31,32,33,34,39. Bununla birlikte, in vitro hücreler, gerinim transferini kolaylaştıran, mekanik deformasyonla salınan önemli büyüme faktörlerini ve sitokinleri tutan ve mekanotransdüksiyonda rol oynayan fokal yapışma kompleksleri için substrat sağlayan hücre dışı ve periselüler matrislerden yoksundur57,59. Ek olarak, hem in vitro hem de eksize edilmiş eksplant çalışmaları, sıkışan bölgeninanatomik özelliklerine bağlı olarak in vivo tendon sıkışması tarafından üretilen çok eksenli mekanik gerilme ortamını özetlemekte başarısız olmaktadır 5,6. Sıkışan Aşil tendonu girişi bağlamında, bu, retrokalkaneal bursa ve Kager yağ yastığı 60,61,62,63 gibi çevre dokuları içerir. Tersine, tendon sıkışmasının in vivo modelleri 25,28,36,37,38,64,65,66, doğrudan tendona uygulanan yükün büyüklüğü ve sıklığı üzerinde minimum kontrole izin verir, bu da tendon mekanobiyolojisini incelemek için in vivo modellerin iyi bilinen bir sınırlamasıdır 57,58,67,68,69,70. Tendon gerilmesinin in vivo olarak ölçülmesindeki zorluklar göz önüne alındığında, bu modellerde üretilen iç gerinim ortamı genellikle zayıf bir şekilde karakterize edilir.

Bu yazıda, bu doku kültürü protokolü ile eşleştirildiğinde, eksplant kültüründe 7 gün boyunca canlılığı koruyan ve tendon sıkışmasının biyolojik sekellerinin incelenmesine izin veren, tüm murin arka uzuv eksplantları içinde kalkaneus üzerine Aşil tendonu girişinin sıkışmasını yeniden oluşturan özel bir deneysel platform sunuyoruz. Platform, kulpların tutturulması için temel sağlayan 3D baskılı bir polilaktik asit (PLA) tabanı ve 3D baskılı PLA hacim azaltma eki üzerine inşa edilmiştir. Tutamaklar, üst bacak ve dizini Aşil miyotendinöz bileşkesine proksimal, arka bacak kaudal yönü yukarı bakacak şekilde sıkıştırmak için kullanılır ve Aşil tendonunun bir ultrason probu veya ters mikroskop kullanılarak yukarıdan görüntülenmesine izin verir (Şekil 1A). Hacim azaltma eki, tabandaki bir iz boyunca kayar ve gerekli doku kültürü ortamı hacmini azaltır. Arka pençenin etrafına sarılmış örgülü bir çizgi, taban tasarımı ve 3D baskılı bir PLA klipsi kullanılarak platformdan dışarı yönlendirilir. İpi çekerek, arka pençe dorsiflekse edilir ve Aşil tendonu girişi kalkaneusa çarparak enine basınç gerilmesininartmasına neden olur 5,6 (Şekil 1A). Platform, doku kültürü ortamına batırılmış arka bacak eksplantlarını koruyan akrilik bir banyo içinde bulunur. Gergin ipin yapışkan bantla banyonun dışına sabitlenmesi, Aşil tendonu girişinin statik sıkışmasını sağlamak için ayak bileği dorsifleksiyonunu korur. 3D baskılı bileşenler için CAD dosyaları, deneysel ihtiyaçlara uyacak şekilde değişiklik için bir dizi ticari ve ücretsiz, açık kaynaklı CAD yazılımına içe aktarmaya izin veren birden fazla formatta (Ek Dosya 1) sağlanır. İmalat için 3D yazıcılara erişim mevcut değilse, CAD dosyaları, parçaları düşük maliyetle basacak ve gönderecek çevrimiçi 3D baskı hizmetlerine sağlanabilir.

Daha da önemlisi, triceps surae-Achilles kas külotendinöz kompleksi hem diz hem de ayak bileği eklemlerini kapsar 71,72,73. Sonuç olarak, Aşil tendonundaki gerilme gerilmesi diz fleksiyonundan etkilenir. Diz ekstansiyonu Aşil tendonunu gergin hale getirirken, diz fleksiyonu gerginliği azaltır. Önce dizi uzatarak ve daha sonra ayak bileğini pasif olarak dorsiflekse ederek, sıkışan yerleştirmedeki basınç gerilmeleri, gerilme gerilmelerinin üzerine bindirilebilir. Tersine, diz bükülmüş durumdayken ayak bileğini pasif olarak dorsiflekse ederek, gerilme gerilmesi azalır ve basınç gerilmesi kalır. Mevcut protokol bu tür üç koşulu araştırıyor. 1) Statik sıkışma için, gerginliği azaltmak için diz bükülürken, girişi sıkıştırmak için ayak tibiaya göre < 110°'ye kadar dorsifleks edilir. 2) Başlangıç gerginlik grubu için, ayak bileği diz uzatılmış olarak 145 ° dorsifleksiyonun üzerine uzatılır ve yerleştirmede ağırlıklı olarak gerilme gerilimi oluşturur. 3) Yüksüz grup için, eksplantlar, dışarıdan uygulanan yükün yokluğunda diz ve ayak bileği nötr pozisyonlarda olacak şekilde bir Petri kabında kültürlenir. Yukarıda belirtilen açılar, ayak ve kaval kemiğinin 180°'lik bir açıyla paralel ve 90°'lik bir açıyla dik olduğu bir koordinat sistemine göre fotoğrafik olarak ölçülür.

Protokolün temel adımları şunları içerir: 1) arka bacak eksplantlarının diseksiyonu ve cildin ve plantaris tendonunun dikkatli bir şekilde çıkarılması; 2) 48 saatlik bir deksametazon ön işlemini takiben eksplant kültürü; 3) doku kesiti ve histolojik boyama; ve 4) fibrokartilaj oluşumunu değerlendirmek için renkli görüntü analizi. Diseksiyonu takiben, her bir arka ekstremite eksplantı, deksametazon74 ile takviye edilmiş kültür ortamında 48 saat boyunca ön işleme tabi tutulur. Her fareden alınan kontralateral uzuvlar, biyolojik değişkenliği kontrol etmeye yardımcı olan ikili karşılaştırma için ayrı deney gruplarına atanır. Ön işlemden sonra, eksplantlar yukarıda tarif edildiği gibi platformlara yerleştirilir ve 7 gün daha kültürlenir (Şekil 1B). 48 saatlik ön işlemden hemen sonra eksplantların çıkarıldığı bir ön işlem görmüş (0. gün) grubuna ek karşılaştırmalar yapılır.

Eksplant kültüründen sonra, arka bacaklar kesilir, formalin sabitlenir, kireçten arındırılır ve parafine gömülür. Sagital oryantasyonda seri kesitleme, Aşil tendonunun miyotendinöz bileşkeden kalkaneal girişe kadar görselleştirilmesini sağlarken, kesit derinliğinin tüm tendon boyunca izlenmesine izin verir. Terminal deoksinükleotidil transferaz (TdT) aracılı dUTP X-nick etiketleme (TUNEL), apoptoza sekonder DNA hasarını görselleştirmek ve canlılığı değerlendirmek için kullanılır. GAG boyamasındaki değişiklikleri ölçmek için toluidin mavisi histolojisi ve özel renkli görüntü analizi yapılır. Toluidin mavisi boyalı doku kesitleri daha sonra kollajen lif organizasyonundaki değişiklikleri karakterize etmek için SHG görüntülemesi için kullanılır (Şekil 1B).

Sağlanan temsili sonuçlar, GAG'den zengin matrisin histolojik olarak boyanmasının değiştiğini ve model içinde 7 günlük statik sıkışma ile oluşturulan hücre dışı kollajen ağının düzensizliğini göstermektedir. Bu model, sıkışmaya bağlı fibrokartilajinöz değişimin altında yatan moleküler mekanizmaları araştırmak için kullanılabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm hayvan çalışmaları, Rochester Üniversitesi Hayvan Kaynakları Komitesi tarafından onaylandı.

1. Doku kültürü ortamının hazırlanması

  1. Dulbecco'nun Modifiye Kartal Ortamında (1x DMEM) tüm eksplantları 37 °C ve% 5 CO2'de bir inkübatörde %1 v / v penisilin-streptomisin ve 200 μM L-askorbik asit ile kültürleyin. İlk 48 saatlik ön işlem için, her bir eksplantın 100 nM deksametazon74 ile desteklenmiş 70 mL kültür ortamında kültürlenmesi. Ön tedaviden sonra, her 48-72 saatte bir ortam değiştirerek, deksametazon olmadan 7 gün daha kültür uzuvları.
    NOT: Kültür ortamına fetal sığır serumu gibi serumların eklenmesi, Wunderli, Blache ve Snedeker57 tarafından sağlanan önerilere uygun olarak tavsiye edilmez. Kısaca, serumsuz koşullar, in vivo olarak var olan avasküler, besin açısından fakir tendon mikro ortamını daha iyi temsil eder. Ayrıca, serum takviyesi, belirli kültür koşulları altında doku bozulmasınıteşvik edebilir 75 ve tendon patolojisinin57 her iki özelliği olan hücre proliferasyonunu ve doku dışına göçü uyarabilir.
  2. Yüksüz grup için, her bir eksplantı 70 mL besiyerinde kültürleyin. Temel gerilim ve statik çarpma grupları için, her platform, uzvu su altında tutmak için yaklaşık 125 mL kültür ortamı gerektirir. Bu hacim, üst bacağın tutamaklardaki konumuna ve başta dolgu yoğunluğu olmak üzere 3D baskı parametrelerine bağlı olarak değişebilir.

2. Eksplant diseksiyon ve deksametazon ön tedavisi

  1. Fareleri CO2 inhalasyonu ve sekonder servikal çıkık yoluyla veya kurumsal yönergelere göre ötenazi yapın. Bu protokol, 1 yaşından küçük C57BL/6 fareleri kullanır. Arka uzuv boyutu yaşla birlikte artacaktır ve tutamaklara sığması zorlaşabilir.
  2. Diseksiyondan önce, 70 mL önceden ısıtılmış (37 °C) kültür ortamını steril bir biyolojik güvenlik kabininde (BSC) 100 mm (çap) x 25 mm (yükseklik) Petri kabına aktarın. 100 nM çalışma konsantrasyonu elde etmek için deksametazon ekleyin.
  3. Diseksiyonlar, arka ekstremite eksplantlarını BSC'ye aktarmadan önce diseksiyon boyunca hızlı bir şekilde çalışarak, emici alt pedler kullanılarak tezgah üzerinde gerçekleştirilebilir. Pürüzsüz, düz, ince uçlu forseps içeren bu diseksiyon için gerekli cerrahi aletleri bir araya getirin; tırtıklı dişlere sahip düz, ince uçlu forseps; ve düz, keskin, ince makas.
  4. Arka bacak eksplantlarının diseksiyonu için, fareyi sırtüstü pozisyona getirin ve kalça eklemini tanımlayın. İnce makas kullanarak, üst bacağın proksimal ve anterior (kraniyal) yönünü kaplayan deriden küçük (5-10 mm) bir kesi yapın.
  5. Genişletmek için kesiği ayırın, açıkta kalan üst bacağı parmaklarınızı kullanarak sıkıştırın ve arka uzuvu ayak bileği seviyesine çıkarmak için cildi dikkatlice distal olarak çekin. Bir makas bıçağını ayağın dorsal yönü boyunca derinin altına nazikçe sokun ve ayak parmaklarına uzanan bir kesi yapın. Tamamen çıkarmak için cildi distal olarak çekmeye devam edin.
  6. Aşil tendonunun ayak bileğine yakın kalkaneusun arka (kaudal) yönüne yerleştirilmesini görselleştirmek için fareyi konumlandırın. Aşil tendonu girişinin proksimalinde, plantaris tendonu doğrudan Aşil tendonunun medial sınırına bitişik olarak uzanır ve kalkaneusun arka yönünden geçerek ayağın plantar yönüne doğru distal olarak uzanır.
  7. Plantaris tendonunu çıkarmak için, pürüzsüz, ince uçlu forsepslerin bir ucunu iki tendon arasına dikkatlice yerleştirin ve ucu plantaris tendonunun altından medial olarak uzatın. Ucu proksimal olarak çizin ve plantaris kasını yırtın. İnce uçlu, tırtıklı forseps kullanarak, plantaris tendonunun ayrılmış proksimal ucunu tutun ve çıkarmak için distal olarak çekin.
  8. Kalça ekleminde, pelvisi kesmek ve arka bacakları izole etmek için ince makas kullanın. Kalan pelvisi kaldırmak ve femur başını ortaya çıkarmak için makası kullanın.
  9. Arka bacak eksplantını BSC'ye ve deksametazon içeren hücre kültürü ortamı içeren tabağa aktarın. Çanağı inkübatöre taşıyın ve 48 saat boyunca ön işlemden geçirin.

3. Eksplant kültürü ve yükleme platformları

  1. 48 saatlik ön işlem sona erdiğinde, yeterli miktarda kültür ortamını önceden ısıtın (bölüm 1). Bu noktadan itibaren, kültür ortamına deksametazon eklenmeyecektir. Şu anda, ön işlem görmüş (0. gün) grubundaki uzuvlar sabitlenebilir, kireçten arındırılabilir ve gelecekteki kesit, boyama ve analiz için parafine gömülebilir.
  2. Yüksüz grup için, ön işlem ortamını aspire edin ve eksplantları taze Petri kaplarına aktarın, her birine 70 mL kültür ortamı ekleyin ve inkübatöre geri dönün.
  3. Temel gerilim ve statik çarpma grupları için eksplant platformları hazırlayın. Kavrama plakalarına benzer boyutta zımpara kağıdı parçaları kesin. Statik çarpma grubu için, yaklaşık 18 inç uzunluğunda örgülü ip parçalarını kesin ve hattın uzunluğu boyunca yarıya kadar gevşek bir el üstü düğümü önceden bağlayın. Her akrilik banyoyu kaplayacak şekilde alüminyum folyo parçalarını yırtın ve p etanol (EtOH) püskürtün. Hazırlıkları BSC'ye aktarın.
  4. Her platform bir akrilik banyo, taban, hacim azaltma eki, klips ve kulplar içerir. Her tutamak, iki merdane ve tutamakları tabana bağlayan bir M5 x 0,8 mm diş x 10 mm uzunluğunda vida dahil olmak üzere üç farklı tipte vida içerir; kulpları sıkıştırmak için plakaları uzatan iki M6 x 1 mm diş x 20 mm uzunluğunda vida; ve dört sıkıştırma yayı ile birlikte kulpları açmak için plakaları geri çeken dört adet M3 x 0,5 mm diş x 14 mm uzunluğunda vida.
  5. Tüm bileşenleri, bir sızıntı durumunda tüm kültür ortamlarını yakalayabilen ikincil kaplara yerleştirin. % 10'luk ≥ çamaşır suyu çözeltisine batırın ve en az 1 saat bekletin. Çamaşır suyu solüsyonunu musluk suyuyla durulayın (gerektiğinde otoklav) ve BSC'ye geçin.
    NOT: Kirlenmeyi gidermek için tüm musluk suyunu otoklavlamayı veya arıtılmış su kullanmayı düşünün. Kontaminasyonu ele alırken ek ipuçları için Tartışma'ya bakın.
  6. Merdaneleri tutamaklara takmak için M3 vidaları ve sıkıştırma yaylarını kullanın, M5 vidayı kullanarak tutamakları tabana sabitleyin ve M6 vidaları merdanelere oturana kadar takın. Zımpara kağıdını plakalara yapıştırmak için çift taraflı bant kullanın, ardından zımpara kağıdının plakalara yapışmasını sağlamak için tutamakları kapatın. Tüm platformlar için tekrarlayın.
  7. Bir platform yüklemeye hazır olduğunuzda, tutamakları tamamen açın ve forseps kullanarak, üst bacağı ve dizini Aşil tendonunun yüzeysel yüzeyi yukarı bakacak şekilde plakaların arasına yerleştirin (Şekil 1A). Yavaşça yerinde tutmak için tutamakları gevşek bir şekilde kapatın.
  8. Açıkta kalan femur başını veya ayağını tutmak için forseps kullanın ve yerine sabitlemek için tutamakları kademeli olarak kapatırken diz fleksiyon açısını manipüle edin. Başlangıç gerginlik grubu için, diz eklemini daha önce açıklandığı gibi uzatın. Diz uzatıldığında kavramalar sıkılaştıkça, ayak bileği doğal olarak uzamalıdır. Statik sıkışma grubu için, diz eklemini daha önce açıklandığı gibi tutamaklar arasında esnetin.
  9. Statik çarpma grubu için, ipin üst düğümünü distal pençenin etrafına yerleştirin ve sıkın. İpi, eksplantın altında bulunan tabandaki bir yuvadan ve klips deliğinden geçirin. Tabanı akrilik banyoya yerleştirin ve klipsi banyonun üst kenarına sabitleyin (Şekil 1A).
  10. Ayağı kaval kemiğine göre en az 110° dorsiflex yapmak için ipi çekin ve ipi klipsten çıkarken işaretlemek için kalıcı bir işaretleyici kullanın. Daha sonra dorsifleksiyon açısını ölçmek için bu pozisyonda eksplantın bir fotoğrafını çekin (Şekil 1A).
  11. Tabanı çıkarın ve tabandaki bir ray boyunca kaydırarak hacim azaltma ekini takın. Tabanı (şimdi hacim azaltma ekine takılı) akrilik banyoya geri yerleştirin ve klipsi üst kenara yeniden yerleştirin. İşaretli ipi kılavuz olarak kullanarak orijinal dorsifleksiyon açısına dönmek için ipi çekin ve statik dorsifleksiyonu korumak için ipi banyonun dışına bantla sabitleyin.
  12. Temel gerginlik grubu için, eksplant tutamaklar arasına yerleştirildikten sonra hacim azaltma eki olan tabanı akrilik banyoya yerleştirin ve dorsifleksiyon açısının ölçülmesi için bir fotoğraf çekin.
  13. Eksplantları daldırmak için her platforma 125 mL önceden ısıtılmış (37 °C) kültür ortamı ekleyin. Banyonun üstünü alüminyum folyo ile örtün, ikincil bir kaba koyun ve inkübatöre taşıyın. 7 ek gün boyunca kültür, her 48-72 saatte bir medya değiştirme.
    NOT: Banyonun üst kısmına yerleştirilen bant, PLA parçalarının yüzmesini önleyebilir.

4. Fiksasyon, dekalsifikasyon ve parafin gömme

  1. Eksplant kültürünü takiben, ayak tırnaklarını/distal ayak parmaklarını kesmek için makas kullanın ve Aşil miyotendinöz bileşkesinin proksimalindeki üst bacağı kesin. Kesilen her ayak bileği eklemini köpük biyopsi pedleriyle kaplı bir işleme kasetine yerleştirin. Ayak bileğini yaklaşık 90° dorsifleksiyonda konumlandırmak için ayak bileğini kaset köşesine itin ve yerinde tutmak için kaseti kapatın.
  2. % 10 nötr tamponlu formalin (NBF) içinde 3 gün boyunca sabitleyin ve pH'ı 7.4-7.6'ya ayarlanmış pH'ı 7.4-7.6'ya ayarlanmış damıtılmış suda (diH2O) çözülmüş% 14 etilendiamentetraasetik asit (EDTA) içinde 2 hafta boyunca kireçten arındırın.
  3. Tuzları çıkarmak için, numuneleri her iki 1x fosfat tamponlu salin (PBS) ve ardından diH2O, her biri 5 dakika içinde üç kez iyice durulayın. Parafin histolojisi için rutin numune işleme gerçekleştirin: dereceli bir dizi EtOH ile dehidre edin, ksilen içinde temizleyin ve parafin mumu ile sızın. Aşağıdaki bölüm 5'te açıklandığı gibi medial-lateral ilerlemede Aşil tendonu boyunca sagital doku kesitleri elde etmek için örnekleri parafine yönlendirin ve gömün (Şekil 1B).

5. Doku kesiti

  1. Bir mikrotomla, bölümler blok yüzüne paralel olana kadar numuneyi dikkatlice kesin. Eklemin medial yönünden ayak bileğine kaba bir şekilde kesin, Aşil tendonu girişinin medial sınırına ulaşmadan önce durun.
  2. Sıcaklığı ve hidrasyonu ayarlamak için numuneyi bir buz bloğuna aktarın ve bıçakları değiştirin (veya mevcut bıçağın yeni bir bölümüne geçin). Numuneye 10 μm kalınlığında kesit almaya devam edin ve parlak alan mikroskobu ile Aşil tendonu girişine girişi dikkatlice belirleyin. Tanımlandıktan sonra, tüm Aşil tendonu yerleştirme boyunca seri kesit izleme bölüm numarasını (yani doku derinliği) gerçekleştirin.

6. Deparafinizasyon/rehidrasyon ve lam seçimi



  12. figure-protocol-1

  13. figure-protocol-2


Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

TUNEL boyalı doku kesitlerinin temsili görüntüleri, deney gruplarında 7 günlük eksplant kültüründen sonra Aşil tendonunun gövdesinde minimal apoptotik çekirdekleri göstermektedir (Şekil 2A). Bu görüntülerin nicelleştirilmesi, doku kültürü protokolünün, yükleme koşulları boyunca 7 günlük eksplant kültüründen sonra Aşil tendonu içinde ortalama x'e kadar canlılığı koruduğuna dair kanıt sağlar (Şekil 2B).

Kalitatif olarak, gelişmiş Toluid...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu çalışmada tarif edilen doku kültürü protokolü ile eşleştirilmiş deneysel murin arka ekstremite eksplant platformu, Aşil tendonu girişinde sıkışmaya bağlı fibrokartilaj oluşumunun mekanobiyolojisini incelemek için uygun bir model sağlar. Bu eksplant modelinin faydası, 7 günlük statik sıkışmadan sonra Toluidin mavisi boyamasında önemli ve mekansal olarak heterojen bir değişiklikle birlikte hücre canlılığının korunmasını gösteren temsili sonuçlarla gösterilmiştir. Bu bulgular, diğer modeller ve klinik çalışmalarla tutarl...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Yazarlar, Rochester Üniversitesi Kas-İskelet Araştırmaları Merkezi'nin Histoloji, Biyokimya ve Moleküler Görüntüleme (HBMI) Çekirdeği'nden Jeff Fox ve Vidya Venkatramani tarafından sağlanan ve kısmen P30AR06965 tarafından finanse edilen destek ve yardım için minnettardır. Ek olarak, yazarlar multifoton mikroskobu ile ilgili yardımları için Rochester Üniversitesi Tıp Merkezi'ndeki Işık Mikroskobu ve Nanoskobu Merkezi'ne (CALMN) teşekkür eder. Bu çalışma R01 AR070765 ve R01 AR070765-04S1'in yanı sıra 1R35GM147054 ve 1R01AR082349 tarafından finanse edilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Emici alt pedlerVWR82020-845Tezgah üstü diseksiyon için
Akrilik banyoKaynak BirX001G46CB1Kültür ortamına batırılmış eksplant platformunu içerir
Otoklav kutusuThermo Scientific13-361-20İkincil muhafaza olarak kullanılır, iki platform tutar
Taban-Ek Dosyalar olarak sağlanan CAD dosyalarından 3D olarak basılmıştır
Örgülü çizgiKastKing30lb testiPençenin etrafını sarmak ve ayak bileği dorsifleksiyonunu uygulamak için kullanılır
Klips-Ek Dosyalar olarak sağlanan CAD dosyalarından 3D basılmıştır
Kapak camıFisherbrand12-541-034Dikdörtgen, No. 2, 50 mm x 24 mm
Cytoseal XYLVWR8312-4Lamel için ksilen bazlı montaj ortamı Toluidin mavisi lekeli doku bölümler
DeksametazonMP Biyomedikal LLC194561CAS # 50-02-2
Dimetil sülfoksit (DMSO),ThermoFisherD12345CAS # 67-68-5 tarafından susuz Invitrogen, deksametazonu konsantre stok çözeltilerine çözündürmek için kullanın
Çift taraflı bantScotch Marka34-8724-5195-9Kavrama plakalarına zımpara kağıdı takmak için
Dulbecco'nun Modifiye Eagle Medium (1X) DMEM)Gibco by ThermoFisher 11965092yüksek glikoz, (-) piruvat, (+) glutamin
EDTA tetrasodyum tuzu dihidratThermo Scientific ChemicalsJ15700. A1CAS # 10378-23-1, numune dekalsifikasyonu için% 14 EDTA çözeltisi yapmak için kullanılır
Etanol, 200 kanıtThermo ScientificT038181000CAS # 64-17-5, 1 L besleme
Köpük biyopsi pedleriLeica3801000İşleme kasetleri ile birlikte kullanılır, sabitleme ve dekalsifikasyon sırasında ayak bileği eklemlerini istenen pozisyonda tutmaya yardımcı olur
Forseps, #SS Standart InoxDumont11203-23Düz, pürüzsüz, ince ipuçları
Forseps, Micro-Adson 4.75 "Fisherbrand13-820-073Tırtıklı dişli düz, ince uçlar
Garnet Zımpara Kağıdı, 50-D GritNortonM600060 01518Veya diğer kaba kumlu zımpara kağıdı
Buzlu asetik asitFisher ChemicalA38S-500CAS # 64-19-7, Toluidin mavisi histolojisi için kullanılan sodyum asetat tamponunun pH'ını ayarlamak için ve% 14 EDTA dekalsifikasyon çözeltisi
SaplarADMETGV-100NT-A4Protokolde açıklanan paslanmaz çelik mengene kulpları, vidalar ve yaylar dahildir
Histobond Yapıştırıcı Mikroskop SlaytlarıVWR16005-108Arka bacakların sagital bölümleri eksplantlar, tüm boyama protokolleri aracılığıyla bu slaytlara güvenilir bir şekilde yapışır
Yerinde Hücre Ölümü Tespit Kiti, TMR KırmızıRoche12156792910TUNEL testi
Etiketleme bandıFisherbrand15-959Veya tercih edilen başka bir etiketleme bandı
L-askorbik asitSigma-AldrichA4544-100GCAS # 50-81-7, kültür ortamı formülasyonu için
Nötr tamponlu formalin,% 10Leica3800600Numune fiksasyonu için, 5 galon tedarik
Nunc petri kaplarıSigma-AldrichP7741-1CS100 mm çap x 25 mm yükseklik, protokolde tarif edildiği gibi 70 mL kültür ortamına batırılmış eksplantları koruyun
Penisilin-streptomisin (100X)Gibco by ThermoFisher15140122500 mL'ye 5 mL ekleyin %1 v/v (1X) çalışma konsantrasyonu için 1X DMEM
Polilaktik asit (PLA) 1.75 mm filamentHatchbox-3Dyazıcı ekstruderinizle uyumlu filament çapını seçin, seçim renginde.
İşleme kasetleriLeica3802631Fiksasyon, dekalsifikasyon ve parafin gömme için
P36931Invitrogenile Altın Antifade Reaktifini Uzatınsonrası kayma dokusu kesitleri için montaj ortamı
, TUNEL protokolünde antijen alımı için kullanılır
Makas, İnceFST14094-11Düz, keskin
Kaydırak Boyama Seti, 12'liMercedes Scientific MER 1011Toluidin mavisi histolojisi için 12 leke tabağı ve sürgülü kepçeli raf
Sodyum asetat, susuzThermo Scientific ChemicalsA1318430CAS # 127-09-3, Toluidin mavisi histolojisi için tampon yapmak için kullanılır
Tissue-Tek Accu-Edge Düşük Profilli Mikrotom BıçaklarıVWR25608-964Parafin kesitleme için
Toluidin Blue OThermo Scientific Chemicals348601000CAS # 92-31-9
Hacim Azaltma Eki-Ek Dosyalar olarak sağlanan CAD dosyalarından 3D baskı
XylenesLeica3803665histolojik boyama için 4 galon tedarik
ThermoFisher tarafından DAPI TUNEL Proteinaz K Fisher BioReagents BP1700-50 CAS#39450-01-6

Kaynaklar

  1. Cook, J. L., Purdam, C. Is compressive load a factor in the development of tendinopathy. Br J Sports Med. 46 (3), 163-168 (2012).
  2. Benjamin, M., Qin, S., Ralphs, J. R. Fibrocartilage associated with human tendons and their pulleys. J Anat. 187 (Pt 3), 625-633 (1995).
  3. Benjamin, M., Ralphs, J. R. Fibrocartilage in tendons and ligaments - an adaptation to compressive load. J Anat. 193 (4), 481-494 (1998).
  4. Benjamin, M., Theobald, P., Suzuki, D., Toumi, H. The anatomy of the Achilles tendon. The Achilles Tendon. 3, 5-16 (2007).
  5. Chimenti, R. L., et al. Insertional achilles tendinopathy associated with altered transverse compressive and axial tensile strain during ankle dorsiflexion. J Orthop Res. 35 (4), 910-915 (2017).
  6. Mora, K. E., et al. Ultrasound strain mapping of the mouse Achilles tendon during passive dorsiflexion. J Biomech. 132, 110920(2022).
  7. Pringels, L., et al. Intratendinous pressure changes in the Achilles tendon during stretching and eccentric loading: Implications for Achilles tendinopathy. Scand J Med Sci Sports. 33 (5), 619-630 (2023).
  8. Koob, T. J., Vogel, K. G. Site-related variations in glycosaminoglycan content and swelling properties of bovine flexor tendon. J Orthop Res. 5 (3), 414-424 (1987).
  9. Vogel, K. G., Koob, T. J. Structural specialization in tendons under compression. Int Rev Cytol. 115, 267-293 (1989).
  10. Vogel, K. G., Ordög, A., Pogány, G., Oláh, J. Proteoglycans in the compressed region of human tibialis posterior tendon and in ligaments. J Orthop Res. 11 (1), 68-77 (1993).
  11. Vogel, K. G., Sandy, J. D., Pogány, G., Robbins, J. R. Aggrecan in bovine tendon. Matrix Biol. 14 (2), 171-179 (1994).
  12. Robbins, J. R., Vogel, K. G. Regional expression of mRNA for proteoglycans and collagen in tendon. Eur J Cell Biol. 64 (2), 264-270 (1994).
  13. Vogel, K. Repetitive motion disorders of the upper extremity. Gordon, S. I., Blair, S. J., Fine, L. J. , American Academy of Orthopedic Surgeons, Michigan. (1995).
  14. Benjamin, M., Tyers, R. N., Ralphs, J. R. Age-related changes in tendon fibrocartilage. J Anat. 179, 127-136 (1991).
  15. Ralphs, J. R., Benjamin, M., Thornett, A. Cell and matrix biology of the suprapatella in the rat: a structural and immunocytochemical study of fibrocartilage in a tendon subject to compression. Anat Rec. 231 (2), 167-177 (1991).
  16. Rufai, A., Benjamin, M., Ralphs, J. R. Development and ageing of phenotypically distinct fibrocartilages associated with the rat Achilles tendon. Anat Embryol (Berl). 186 (6), 611-618 (1992).
  17. Rufai, A., Ralphs, J. R., Benjamin, M. Ultrastructure of fibrocartilages at the insertion of the rat Achilles tendon. J Anat. 189 (Pt 1), 185-191 (1996).
  18. Waggett, A. D., Ralphs, J. R., Kwan, A. P. L., Woodnutt, D., Benjamin, M. Characterization of collagens and proteoglycans at the insertion of the human achilles tendon. Matrix Biol. 16 (8), 457-470 (1998).
  19. Ralphs, J., et al. Regional differences in cell shape and gap junction expression in rat Achilles tendon: relation to fibrocartilage differentiation. J Anat. 193 (pt 2), 215-222 (1998).
  20. Milz, S., et al. Three-dimensional reconstructions of the Achilles tendon insertion in man. J Anat. 200 (Pt 2), 145-152 (2002).
  21. Tischer, T., Milz, S., Maier, M., Schieker, M., Benjamin, M. An immunohistochemical study of the rabbit suprapatella, a sesamoid fibrocartilage in the quadriceps tendon containing aggrecan. J Histochem Cytochem. 50 (7), 955-960 (2002).
  22. Esquisatto, M. A., Joazeiro, P. P., Pimentel, E. R., Gomes, L. The effect of age on the structure and composition of rat tendon fibrocartilage. Cell Biol Int. 31 (6), 570-577 (2007).
  23. Matuszewski, P. E., et al. Regional variation in human supraspinatus tendon proteoglycans: Decorin, biglycan, and aggrecan. Connect Tissue Res. 53 (5), 343-348 (2012).
  24. Buckley, M. R., Huffman, G. R., Iozzo, R. V., Birk, D. E., Soslowsky, L. J. The location-specific role of proteoglycans in the flexor carpi ulnaris tendon. Connect Tissue Res. 54 (6), 367-373 (2013).
  25. Gillard, G. C., Reilly, H. C., Bell-Booth, P. G., Flint, M. H. The influence of mechanical forces on the glycosaminoglycan content of the rabbit flexor digitorum profundus tendon. Connect Tissue Res. 7 (1), 37-46 (1979).
  26. Giori, N. J., Beaupre, G. S., Carter, D. R. Cellular shape and pressure may mediate mechanical control of tissue composition in tendons. J Orthop Res. 11 (4), 581-591 (1993).
  27. Wren, T. A., Beaupré, G. S., Carter, D. R. Mechanobiology of tendon adaptation to compressive loading through fibrocartilaginous metaplasia. J Rehabil Res Dev. 37 (2), 135-143 (2000).
  28. Malaviya, P., et al. An in vivo model for load-modulated remodeling in the rabbit flexor tendon. J Orthop Res. 18 (1), 116-125 (2000).
  29. Shim, J. W., Elder, S. H. Influence of Cyclic Hydrostatic Pressure on Fibrocartilaginous Metaplasia of Achilles Tendon Fibroblasts. Biomech Model Mechanobiol. 5 (4), 247-252 (2006).
  30. Koob, T. J., Clark, P. E., Hernandez, D. J., Thurmond, F. A., Vogel, K. G. Compression loading in vitro regulates proteoglycan synthesis by tendon fibrocartilage. Arch Biochem Biophys. 298 (1), 303-312 (1992).
  31. Evanko, S. P., Vogel, K. G. Proteoglycan Synthesis in Fetal Tendon Is Differentially Regulated by Cyclic Compression in Vitro. Arch Biochem Biophys. 307 (1), 153-164 (1993).
  32. Vogel, K. G. The effect of compressive loading on proteoglycan turnover in cultured fetal tendon. Connect Tissue Res. 34 (3), 227-237 (1996).
  33. Thornton, G. M., et al. Changes in mechanical loading lead to tendon specific alterations in MMP and TIMP expression: influence of stress deprivation and intermittent cyclic hydrostatic compression on rat supraspinatus and Achilles tendons. Br J Sports Med. 44 (10), 698-703 (2010).
  34. Robbins, J. R., Evanko, S. P., Vogel, K. G. Mechanical Loading and TGF-β Regulate Proteoglycan Synthesis in Tendon. Arch Biochem Biophys. 342 (2), 203-211 (1997).
  35. Docking, S., Samiric, T., Scase, E., Purdam, C., Cook, J. Relationship between compressive loading and ECM changes in tendons. Muscles Ligaments Tendons J. 3 (1), 7-11 (2013).
  36. Wang, X., et al. Aberrant TGF-β activation in bone tendon insertion induces enthesopathy-like disease. J Clin Invest. 128 (2), 846-860 (2018).
  37. Cong, G. T., et al. Evaluating the role of subacromial impingement in rotator cuff tendinopathy: Development and analysis of a novel murine model. J Orthop Res. 36 (10), 2780-2788 (2018).
  38. Liu, Y., et al. Evaluating the role of subacromial impingement in rotator cuff tendinopathy: development and analysis of a novel rat model. J Shoulder Elbow Surg. 31 (9), 1898-1908 (2022).
  39. Majima, T., et al. Compressive compared with tensile loading of medial collateral ligament scar in vitro uniquely influences mRNA levels for aggrecan, collagen type II, and collagenase. J Orthop Res. 18 (4), 524-531 (2000).
  40. Hopkins, C., et al. Critical review on the socio-economic impact of tendinopathy. Asia Pac J Sports Med, Arthrosc, Rehabil Technol. 4, 9-20 (2016).
  41. Scott, A., Ashe, M. C. Common tendinopathies in the upper and lower extremities. Curr Sports Med Rep. 5 (5), 233-241 (2006).
  42. Maffulli, N., Wong, J., Almekinders, L. C. Types and epidemiology of tendinopathy. Clin Sports Med. 22 (4), 675-692 (2003).
  43. Bah, I., et al. Tensile mechanical changes in the Achilles tendon due to Insertional Achilles tendinopathy. J Mech Behav Biomed Mater. 112, 104031(2020).
  44. Chondral Metaplasia in Calcific Insertional Tendinopathy of the Achilles Tendon. Clin J Sport Med. Maffulli, N., Reaper, J., Ewen, S. W. B., Waterston, S. W., Barrass, V. 16 (4), 329-334 (2006).
  45. Corps, A. N., et al. Increased expression of aggrecan and biglycan mRNA in Achilles tendinopathy. Rheumatology (Oxford). 45 (3), 291-294 (2006).
  46. Scott, A., et al. Increased versican content is associated with tendinosis pathology in the patellar tendon of athletes with jumper's knee. Scand J Med Sci Sports. 18 (4), 427-435 (2008).
  47. Attia, M., et al. Greater glycosaminoglycan content in human patellar tendon biopsies is associated with more pain and a lower VISA score. Br J Sports Med. 48 (6), 469-475 (2014).
  48. Kujala, U. M., Sarna, S., Kaprio, J. Cumulative Incidence of Achilles Tendon Rupture and Tendinopathy in Male Former Elite Athletes. Clin J Sport Med. 15 (3), 133-135 (2005).
  49. Corps, A. N., et al. Changes in matrix protein biochemistry and the expression of mRNA encoding matrix proteins and metalloproteinases in posterior tibialis tendinopathy. Ann Rheum Dis. 71 (5), 746-752 (2012).
  50. Neer, C. S. 2nd Anterior acromioplasty for the chronic impingement syndrome in the shoulder: a preliminary report. J Bone Joint Surg Am. 54 (1), 41-50 (1972).
  51. Bigliani, L. U., Ticker, J. B., Flatow, E. L., Soslowsky, L. J., Mow, V. C. The relationship of acromial architecture to rotator cuff disease. Clin Sports Med. 10 (4), 823-838 (1991).
  52. Chimenti, R. L., Cychosz, C. C., Hall, M. M., Phisitkul, P. Current Concepts Review Update Insertional Achilles Tendinopathy. Foot Ankle Int. 38 (10), 1160-1169 (2017).
  53. Nicholson, C. W., Berlet, G. C., Lee, T. H. Prediction of the Success of Nonoperative Treatment of Insertional Achilles Tendinosis Based on MRI. Foot Ankle Int. 28 (4), 472-477 (2007).
  54. Lohrer, H., David, S., Nauck, T. Surgical treatment for achilles tendinopathy - a systematic review. BMC musculoskelet disord. 17 (1), 207(2016).
  55. McGarvey, W. C., Palumbo, R. C., Baxter, D. E., Leibman, B. D. Insertional Achilles Tendinosis: Surgical Treatment Through a Central Tendon Splitting Approach. Foot Ankle Int. 23 (1), 19-25 (2002).
  56. Maffulli, N., et al. Surgery for chronic Achilles tendinopathy produces worse results in women. Disabil Rehabil. 30 (20-22), 1714-1720 (1714).
  57. Wunderli, S. L., Blache, U., Snedeker, J. G. Tendon explant models for physiologically relevant in vitro study of tissue biology - a perspective. Connect Tissue Res. 61 (3-4), 262-277 (2020).
  58. Dyment, N. A., et al. A brief history of tendon and ligament bioreactors: Impact and future prospects. J Orthop Res. 38 (11), 2318-2330 (2020).
  59. Screen, H. R. C., Berk, D. E., Kadler, K. E., Ramirez, F., Young, M. F. Tendon Functional Extracellular Matrix. J Orthop Res. 33 (6), 793-799 (2015).
  60. Theobald, P., et al. The functional anatomy of Kager's fat pad in relation to retrocalcaneal problems and other hindfoot disorders. J Anat. 208 (1), 91-97 (2006).
  61. Ghazzawi, A., Theobald, P., Pugh, N., Byrne, C., Nokes, L. Quantifying the motion of Kager's fat pad. J Orthop Res. 27 (11), 1457-1460 (2009).
  62. Malagelada, F., et al. Pressure changes in the Kager fat pad at the extremes of ankle motion suggest a potential role in Achilles tendinopathy. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 28 (1), 148-154 (2020).
  63. Shaw, H. M., Benjamin, M. Structure-function relationships of entheses in relation to mechanical load and exercise. Scand J Med Sci Sports. 17 (4), 303-315 (2007).
  64. Soslowsky, L. J., et al. Rotator cuff tendinosis in an animal model: role of extrinsic and overuse factors. Ann Biomed Eng. 30 (8), 1057-1063 (2002).
  65. Schneeberger, A. G., Nyffeler, R. W., Gerber, C. Structural changes of the rotator cuff caused by experimental subacromial impingement in the rat. J Shoulder Elbow Surg. 7 (4), 375-380 (1998).
  66. Croen, B. J., et al. Chronic subacromial impingement leads to supraspinatus muscle functional and morphological changes: Evaluation in a murine model. J Orthop Res. 39 (10), 2243-2251 (2021).
  67. Andarawis-Puri, N., Flatow, E. L. Tendon fatigue in response to mechanical loading. J Musculoskelet Neuronal Interact. 11 (2), 106-114 (2011).
  68. Gains, C. C., Giannapoulos, A., Zamboulis, D. E., Lopez-Tremoleda, J., Screen, H. R. C. Development and application of a novel in vivo overload model of the Achilles tendon in rat. J Biomech. 151, 111546(2023).
  69. Williamson, P. M., et al. A passive ankle dorsiflexion testing system to assess mechanobiological and structural response to cyclic loading in rat Achilles tendon. J Biomech. 156, 111664(2023).
  70. Pedaprolu, K., Szczesny, S. E. A Novel, Open-Source, Low-Cost Bioreactor for Load-Controlled Cyclic Loading of Tendon Explants. J Biomech Eng. 144 (8), 084505(2022).
  71. Orishimo, K. F., et al. Effect of Knee Flexion Angle on Achilles Tendon Force and Ankle Joint Plantarflexion Moment During Passive Dorsiflexion. J Foot Ankle Surg. 47 (1), 34-39 (2008).
  72. Liu, C. L., et al. Influence of different knee and ankle ranges of motion on the elasticity of triceps surae muscles, Achilles tendon, and plantar fascia. Sci Rep. 10 (1), 6643(2020).
  73. Cruz-Montecinos, C., et al. Soleus muscle and Achilles tendon compressive stiffness is related to knee and ankle positioning. J Electromyogr Kinesiol. 66, 102698(2022).
  74. Connizzo, B. K., Grodzinsky, A. J. Lose-dose administration of dexamethasone is beneficial in preventing secondary tendon damage in a stress-deprived joint injury explant model. J Orthop Res. 38 (1), 139-149 (2020).
  75. Wunderli, S. L., et al. Tendon response to matrix unloading is determined by the patho-physiological niche. Matrix Biol. 89, 11-26 (2020).
  76. Yabusaki, K., et al. A Novel Quantitative Approach for Eliminating Sample-To-Sample Variation Using a Hue Saturation Value Analysis Program. PloS one. 9 (3), e89627(2014).
  77. Gao, J., Messner, K., Ralphs, J. R., Benjamin, M. An immunohistochemical study of enthesis development in the medial collateral ligament of the rat knee joint. Anat Embryol. 194 (4), 399-406 (1996).
  78. Han, S. K., Wouters, W. A. J., Clark, A., Herzog, W. Mechanically induced calcium signaling in chondrocytes in situ. J Orthop Res. 30 (3), 475-481 (2012).
  79. Han, W., et al. Impact of cellular microenvironment and mechanical perturbation on calcium signalling in meniscus fibrochondrocytes. Eur Cell Mater. 27, 321-331 (2014).
  80. Rossetti, L., et al. The microstructure and micromechanics of the tendon-bone insertion. Nat Mater. 16 (6), 664-670 (2017).
  81. Sartori, J., Köhring, S., Witte, H., Fischer, M. S., Löffler, M. Three-dimensional imaging of the fibrous microstructure of Achilles tendon entheses in Mus musculus. J Anat. 233 (3), 370-380 (2018).
  82. Eliasberg, C. D., et al. Identification of Inflammatory Mediators in Tendinopathy Using a Murine Subacromial Impingement Model. J Orthop Res. 37 (12), 2575-2582 (2019).
  83. Zhang, Y., et al. Expression of alarmins in a murine rotator cuff tendinopathy model. J Orthop Res. 38 (11), 2513-2520 (2020).
  84. Zhang, X., et al. Assessment of Mitochondrial Dysfunction in a Murine Model of Supraspinatus Tendinopathy. J Bone Joint Surg. Am. 103 (2), 174-183 (2021).
  85. Liu, Y., et al. The role of Indian Hedgehog Signaling in tendon response to subacromial impingement: evaluation using a mouse model. Am J Sports Med. 50 (2), 362-370 (2022).
  86. Wang, T., et al. Load-induced regulation of tendon homeostasis by SPARC, a genetic predisposition factor for tendon and ligament injuries. Sci Transl Med. 13 (582), eabe5738(2021).
  87. Passini, F. S., et al. Shear-stress sensing by PIEZO1 regulates tendon stiffness in rodents and influences jumping performance in humans. Nat Biomed Eng. 5 (12), 1457-1471 (2021).
  88. Jones, D. L., et al. Mechanoepigenetic regulation of extracellular matrix homeostasis via Yap and Taz. Proc Natl Acad Sci U S A. 120 (22), e2211947120(2023).
  89. Connizzo, B. K., Grodzinsky, A. J. Release of pro-inflammatory cytokines from muscle and bone causes tenocyte death in a novel rotator cuff in vitro explant culture model. Connect Tissue Res. 59 (5), 423-436 (2018).
  90. Rees, S. G., et al. Catabolism of aggrecan, decorin and biglycan in tendon. Biochem J. 350 (Pt 1), 181-188 (2000).
  91. Samiric, T., Ilic, M. Z., Handley, C. J. Large aggregating and small leucine-rich proteoglycans are degraded by different pathways and at different rates in tendon. Eur J Biochem. 271 (17), 3612-3620 (2004).
  92. Rees, S. G., Curtis, C. L., Dent, C. M., Caterson, B. Catabolism of aggrecan proteoglycan aggregate components in short-term explant cultures of tendon. Matrix Biol. 24 (3), 219-231 (2005).
  93. Taye, N., Karoulias, S. Z., Hubmacher, D. The "other" 15-40%: The Role of Non-Collagenous Extracellular Matrix Proteins and Minor Collagens in Tendon. J Orthop Res. 38 (1), 23-35 (2020).
  94. Carvalho, H. F., Felisbino, S. L. The development of the pressure-bearing tendon of the bullfrog, Rana catesbeiana. Anat Embryol. 200 (1), 55-64 (1999).
  95. Carvalho, H. F., Felisbino, S. L., Covizi, D. Z., Della Colleta, H. H., Gomes, L. Structure and proteoglycan composition of specialized regions of the elastic tendon of the chicken wing. Cell Tissue Res. 300 (3), 435-446 (2000).
  96. van Sterkenburg, M. N., Kerkhoffs, G. M., Kleipool, R. P., Niek van Dijk, C. The plantaris tendon and a potential role in mid-portion Achilles tendinopathy: an observational anatomical study. J Anat. 218 (3), 336-341 (2011).
  97. Lee, A. H., Elliott, D. M. Comparative multi-scale hierarchical structure of the tail, plantaris, and Achilles tendons in the rat. J Anat. 234 (2), 252-262 (2019).
  98. Lee, A. H., Elliott, D. M. Multi-Scale Loading and Damage Mechanisms of Plantaris and Rat Tail Tendons. J Orthop Res. 37 (8), 1827-1837 (2019).
  99. Fan, H. M., Shrestha, L., Guo, Y., Tao, H. R., Sun, Y. L. The twisted structure of the rat Achilles tendon. J Anat. 239 (5), 1134-1140 (2021).
  100. Cutlip, R. G., Stauber, W. T., Willison, R. H., McIntosh, T. A., Means, K. H. Dynamometer for rat plantar flexor muscles in vivo. Med Biol Eng Comput. 35 (5), 540-543 (1997).
  101. Rijkelijkhuizen, J. M., Baan, G. C., de Haan, A., de Ruiter, C. J., Huijing, P. A. Extramuscular myofascial force transmission for in situ rat medial gastrocnemius and plantaris muscles in progressive stages of dissection. J Exp Biol. 208 (Pt 1), 129-140 (2005).
  102. Saxena, A., Bareither, D. Magnetic Resonance and Cadaveric Findings of the Incidence of Plantaris Tendon. Foot Ankle Int. 21 (7), 570-572 (2000).
  103. dos Santos, M. A., Bertelli, J. A., Kechele, P. R., Duarte, H. Anatomical study of the plantaris tendon: reliability as a tendo-osseous graft. Surg Radiol Anat. 31 (1), 59-61 (2009).
  104. Sartori, J., Köhring, S., Bruns, S., Moosmann, J., Hammel, J. U. Gaining Insight into the Deformation of Achilles Tendon Entheses in Mice. Adv Eng Mater. 23 (11), 2100085(2021).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Tendon Sıkışma ModeliÇok Eksenli GerinimFibrokıkırdak OluşumuGlikosaminoglikan BirikimiKollajen Yeniden YapılanmasıStatik SıkışmaDoku Kültürü
Aşil Tendonu Sıkışmasının Mekanobiyolojisini İncelemek için Murin Hind Limb Eksplant Modeli
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.