Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Mekanik Olarak İzole Edilmiş Stromal Vasküler Fraksiyon ve Fibrin Hidrojel Kombinasyonu: Bir İşleme Protokolü

1.4K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/65860

⸱

17 Kasım 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Triemli City Hospital Zurich, 2Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital Zurich, University of Zurich, 3Institute for Human Tissue Restoration, Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Yonsei University College of Medicine

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Mekanik olarak izole edilmiş stromal vasküler fraksiyon (SVF), bir fibrin hidrojel ile kombinasyon halinde, doku mühendisliği ve/veya yara iyileşmesi amaçları dahil olmak üzere çeşitli endikasyonlar için canlı adipoz türevli stromal hücreler için kolay ve verimli bir taşıyıcı sunar. Burada, translasyonel araştırma ve klinik uygulama için mekanik bir SVF (mSVF)-fibrin hidrojel yapısının hazırlanmasını sunuyoruz.

Özet

Adipoz kaynaklı stromal hücrelerin (ASC'ler) rejeneratif potansiyeli, rejeneratif ve translasyonel araştırmalarda önemli ölçüde dikkat çekmiştir. Geçmişte, bu hücrelerin yağ dokusundan ekstraksiyonu, çok aşamalı enzim bazlı bir işlem gerektiriyordu, bu da ACS'ler ve diğer hücrelerden oluşan ve birlikte stromal vasküler fraksiyon (SVF) olarak adlandırılan heterojen bir hücre karışımı ile sonuçlanıyordu. Daha yakın zamanda tanıtılan mekanik SVF (mSVF) izolasyon protokolleri daha az zaman alıcıdır ve düzenleyici endişeleri atlar. Yakın zamanda, emülsifikasyon ve santrifüjleme kombinasyonuna dayalı olarak stromal hücreler açısından zengin mSVF üreten bir protokol önerdik. Yara tedavisi uygulaması için mSVF uygulamasında güncel bir sorun, mekanik manipülasyon ve kurumaya karşı koruma sağlayan bir iskelenin olmamasıdır. Fibrin hidrojellerin geçmişte yara iyileşmesi amacıyla hücre transferinde yararlı bir yardımcı olduğu gösterilmiştir. Buradaki çalışmada, translasyonel araştırma ve klinik uygulama için yeni bir yaklaşım olarak bir mSVF-fibrin hidrojel yapısının hazırlık adımlarını açıklıyoruz.

Giriş

Son birkaç yılda, rejeneratif plastik cerrahi, plastik cerrahinin ek bir ayağı olarak ortaya çıkmıştır1. Rejeneratif plastik cerrahi, minimal invaziv bir şekilde doku restorasyonunu desteklemek için hastadan toplanan çözünür faktörleri, hücreleri ve dokuyu transfer ederek hasarlı dokuyu restore etmeyi amaçlar2. Adipoz kaynaklı kök hücreler (ASC'ler), çoklu mezenkimal soylara farklılaşma yetenekleri nedeniyle dikkat çekmiş ve bu da onları rejeneratif tıp araştırmaları için umut verici bir aday haline getirmiştir3. Sitokin profilleri anjiyojenik, immünosupresif ve antioksidatif etkiler gösterir4.

Geleneksel olarak, ASC'ler, kollajenaz ile enzimatik bir yaklaşım kullanılarak yağ dokusundan izole edildi, bu da daha sonra ASC'leri elde etmek için kültürlenen bir stromal vasküler fraksiyon (SVF) ile sonuçlandı. Bu laboratuvar tabanlı teknolojiler maliyetli, zaman alıcıdır ve daha da önemlisi katı düzenleyici kısıtlamalara tabidirve klinik çeviriyi karmaşıklaştırır 5,6,7. Buna karşılık, mekanik olarak izole edilmiş stromal vasküler fraksiyon (mSVF) protokolleri, yalnızca düzenleyici sorunları atlamakla kalmayıp aynı zamanda kontaminasyon risklerini en aza indirmenin klinik faydalarını da sunar 8,9.

SVF'yi mekanik olarak izole etmek için çok sayıda protokol tanımlanmıştır10. Bunlar arasında, Tonnard ve arkadaşları tarafından yayınlanan kaydırma protokolü, rejeneratif cerrahlar arasında en çok dikkat çeken protokoldür11. Lipoaspirat olarak bilinen standart liposuction prosedürleri ile toplanan yağ, bir bağlantı cihazına bağlı iki el şırıngası arasında transfer edilebilir ve bu da nanofat olarak adlandırılan sıvı bir formla sonuçlanır. Bu mSVF izolasyon protokollerinin bariz faydaları arasında işlem süresinin kısalması, tüm prosedürün iyi kontrol edilen bir ortamda yapılması nedeniyle minimum kontaminasyon riski ve olası anında klinik çeviriyer alır 12.

Klinik öncesi ve klinik kanıtlar, hücre canlılığı ve yara iyileşme özellikleri dahil olmak üzere mSVF'nin özelliklerinin standart enzimatik izolasyon yöntemleriyle karşılaştırılabilir olduğunu göstermektedir12. mSVF'nin sıçan ve fare modellerinde yara iyileşmesini destekleme potansiyeli, Chen ve ark. ve Sun ve ark.13,14 tarafından yapılan in vivo çalışmalarla doğrulanmıştır. Bununla birlikte, klinik ortamda yara iyileşmesi ile ilgili mevcut veri eksikliği vardır. Bir çalışma grubu, alt ekstremite15'in açık bir kırığında açıkta implantla yara alan 83 yaşındaki bir hastada otolog yağ nakli gerçekleştirdiğinde umut verici sonuçlar bildirilmiştir. Ayrıca, Lu ve ark. kronik yaraları olan 20 hastadan oluşan bir kohortta mSVF ile negatif basınçlı yara tedavisi arasında bir karşılaştırma yapmıştır16. Bulguları, mSVF tedavisinin negatif basınçlı yara tedavisine kıyasla daha yüksek bir yara iyileşmesi oranı ile sonuçlandığını ortaya koymuştur16. Bahsedilen her iki çalışmada da mSVF tek başına veya bir jel ile kombinasyon halinde hedeflenen yara bölgesine enjekte edilmiştir15,16.

Gerçek dünya senaryosunda, mSVF'nin klinik uygulaması, alıcı bölgelerdeki öngörülemeyen emilim oranları nedeniyle sınırlıdır17,18. İskeleler, hücre tutulmasına, vaskülarizasyona ve çevredeki dokuya entegrasyona yardımcı oldukları için bu soruna bir çare vaat ediyor 19,20,21. Fibrin hidrojeller, cerrahi disiplinlerde kullanılan, yaygın olarak kullanılan, FDA onaylı bir araçtır ve mSVF19'un etkili bir taşıyıcısı olduğu gösterilmiştir. Fibrin jel, hücre taşıyıcısı olarak işlev görmede çeşitli avantajlar sağlayan biyopolimerik bir malzemedir: mükemmel biyouyumluluk gösterir, hücre bağlanmasını teşvik eder ve kontrol edilebilir bir şekilde parçalama yeteneğine sahiptir 22,24,25. Ek olarak, minimal enflamatuar ve yabancı cisim reaksiyonu gösterir ve yara iyileşmesinin doğal seyri sırasında kolayca emilir22. Bahsedilen mSVF hücrelerinin çeşitli rejeneratif yeteneklerinin ve bir fibrin hidrojel ile avantajlı kombinasyonun, yara iyileşme süreçlerini iyileştirmek için yenilikçi bir yaklaşım sağlayabileceğine inanıyoruz. Genel olarak, bu yaklaşım, canlı mSVF hücrelerinin verimli bir topikal şekilde verilmesine izin verir. Bu vesileyle, mSVF'yi yara iyileşmesi amacıyla uygulanması amaçlanan bir fibrin hidrojel ile birleştiren protokolü sunuyoruz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu çalışma Helsinki Bildirgesi'ne uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Tüm yetişkin bağışçılar, toplanan doku örneklerinin daha fazla kullanılmasına izin vermek için yazılı bilgilendirilmiş onam verdiler. Protokol, kurumumuzun insan araştırmaları etik komitesinin yönergelerini takip eder.

1. Yağ dokusu hasadı

  1. Önceki yayınlarda açıklanan geleneksel bir yağ toplama tekniğinde standart bir liposuction yaparak yağ dokusunu toplayın26,27. 1: 200.000 oranında düzenli zil laktatı ve epinefrin içeren şişen bir çözelti kullandığınızdan emin olun.
  2. Liposuction işlemini 4 mm'lik aspirasyon kanülü ile negatif basınç ve titreşim altında steril bir torbaya uygulayın. Alınan yağı hemen laboratuvara aktarın.

2. mSVF İzolasyonu

  1. Aseptik bir çalışma alanı sağlamak için bir hücre kültürü başlığında aşağıdaki adımları (bölüm 2 ve 3) gerçekleştirin. Biyolojik güvenlik seviyesi 2'yi sağlamak için normal bir laboratuvar önlüğü ve eldiven giyin.
  2. Kültür ortamını hazırlayın: 500 mL yüksek glikozlu Dulbecco'nun Modifiye Eagles's Medium'unu (DMEM) 50 mL fetal sığır serumu (FBS), 5 mL penisilin-streptomisin ile destekleyin.
  3. Lipoaspiratı 50 mL'lik bir santrifüj tüpüne aktarın.
  4. Lipoaspiratı steril 20 mL'lik Luer kilitli bir şırıngaya aktarın ve 1,4 mm'lik bir konektör takın. Şırınganın içinde hava olmadığından emin olun.
  5. 20 mm'lik konektörün karşı tarafına ikinci bir 1.4 mL Luer kilitli şırınga takın.
  6. Yağ dokusunu bir şırıngadan diğerine toplam 30 kez itin.
  7. Emülsifiye edilmiş yağı 50 mL'lik taze bir santrifüj tüpüne aktarın.
  8. Emülsifiye edilmiş yağı 10 dakika boyunca 500 x g'da santrifüjleyin.
  9. Santrifüjlemeden sonra yağlı üst tabakayı atın. Ardından, merkezi saflaştırılmış mSV katmanını toplayın. 50 mL'lik yeni bir santrifüj tüpüne aktarın ve sulu fazı atın.
  10. Santrifüj tüpünü 40 mL işaretine kadar kültür ortamıyla (adım 2.2'den itibaren) doldurun.
  11. Santrifüj tüpünü santrifüje yerleştirin ve bir kez daha 500 x g'da 5 dakika santrifüjleyin.
  12. Elde edilen mSVF tabakasını toplayın ve 50 mL'lik yeni bir santrifüj tüpüne aktarın.

3. mSVF-fibrin hidrojel imalatı

  1. 100 μL mSVF'yi 10 μL trombin (100 U/mL), 10 μLCaCl2 (80 mM) ve 70 μL traneksamik asit (100 mg/mL) ile steril 1.5 mL'lik bir tüpte birleştirin.
  2. Uygulamadan kısa bir süre önce son bileşen olarak 10 μL fibrinojen (100 mg / mL) eklemek için yeni bir pipet ucu kullanın. Hidrojel polimerizasyonunun yaklaşık 10-30 s içinde gözlendiğine dikkat edin.
  3. Klinik uygulama için, bu son adımı topikal uygulamadan kısa bir süre önce, tercihen yatak başında gerçekleştirin. Analitik amaçlar için, pipetleme ile 12 oyuklu bir plakaya aktarın.

4. Canlılık testi ve histoloji

  1. Adım 3.3'ten itibaren 200 μL mSVF-hidrojel karışımını 12 oyuklu bir plakanın bir kuyucuğuna pipetleyin.
  2. 100 μL mSVF toplama (adım 2.12.) kısmını pozitif bir kontrol kuyusuna pipetleyin.
  3. 200 μL fibrin hidrojeli sadece bir kuyuya ve negatif kontrole pipetleyin.
  4. 12 oyuklu plakayı 37 ° C'de ve% 5 CO2'de 30 dakika boyunca normal bir inkübatöre yerleştirin.
  5. Bu süreden sonra, her bir oyuğa 1 mL resazurin (alamar mavisi,% 10 konsantrasyon, kültür ortamında seyreltilmiş) ekleyin.
  6. Eklemeden sonra, 12 kuyulu plakayı 37 ° C'de ve% 5 CO2'de 24 saat inkübe edin.
  7. 24 saat sonra, 555 nm'lik bir uyarma dalga boyu ve 596 nm'lik bir emisyon dalga boyu kullanan bir hücre görüntüleme çok modlu mikroplaka okuyucu kullanarak ilk floresan yoğunluğunu ölçün.
  8. 3. ve 7. günlerde ardışık floresan yoğunluğu ölçümleri yapın.
  9. Histolojik değerlendirme gerekliyse, deneyi 1, 3 ve 7. günlerde durdurun ve fibrin hidrojeli 24 saat boyunca 4 ° C'de% 4 paraformaldehit içinde sabitleyin. Fiksasyondan sonra,% 1 fosfat tamponlu salin (PBS) ekleyin ve 4 ° C'de saklayın.
  10. Hidrojelleri optimum kesme sıcaklığına (OCT) sahip bir bileşiğin içine gömün ve donmuş blokları bir kriyostat ile 10 μm kalınlığında kesit alın. Bölümleri standart protokollere28 göre hematoksilen ve eozin (H & E) çözeltisi ile boyayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Resazurin tahlili
İlk olarak mSVF hücrelerinin in vitro hücre canlılığını inceledik. Bu amaçla, 0, 3 ve 7. günlerde bir resazurin hücre canlılığı testi gerçekleştirdik. Toplam dört numunenin 0, 3 ve 7. günlerindeki hücre canlılığı Şekil 1'de


&E

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

SVF'nin mekanik izolasyonu, geleneksel enzimatik yaklaşıma zarif bir alternatif sunar ve klinik uygulama için geniş erişim sağlar29. Aslında, mSVF, bu makalede önerildiği gibi, yara izlerinin yumuşak doku tedavisi için veya kozmetik prosedürler için bir ek olarak zaten klinik kullanımdadır30. Burada sunulan protokol, canlı mSVF hücrelerinin verimli topikal uygulaması için basit bir yöntem sağlar. Sadece mSVF hücreleri ile yapılan pozitif ko...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Bong-Sung Kim, Alman Araştırma Vakfı (KI 1973/2-1) ve Novartis Tıbbi-Biyolojik Araştırma Vakfı (#22A046) tarafından desteklenmektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
12-Kuyu plakasıSarstedt83.3921
4′,6-diamidino-2-fenilindol (DAPI)BiochemicaA1001.0010
50 mL-FalconFalcon352070
Emici Havlu, İki PaketHalyard89701
Alamar mavisi 25 mLİnvitrojenDAL1025
Albümin, Sığır (BSA)VWR0332-500G
Biotek Sitasyon 5 AgilentHücre Görüntüleme Çok Modlu Mikroplaka Okuyucu 
CaCl2 Sigma-AldrichC5670-500G
KriyostatMikrotom
DMEM, 4,5 g/L glikozlu, L-Glutaminli, sodyum piruvat ileVWR392-0416
DPBSGibco14190-144
EpinefrinSigma-AldrichE4250
Fetal Sığır SerumuBiowestS181H-500
Fibrinojen İnsan Plazması 100 mgSigma-Aldrich341576-100MG
FormalinFisher ScientificSF100-4
Formalin% 4Formafix1308069
FSC 22-Einbettmedium, blauBiosystems3801481S
Hematoksilen ve EozinÇözeltisi Sigma-AldrichH3136 / HT110132
Emzirilmiş Zil Sesi s Çözeltisi 1000 mLB BraunR5410-01
Mercedes Kanül 4mmMicroAirePAL-R404LL
NaCl %0.9Bbraun570160
Ekim Gömme Matrisi 125 mLCellPathKMA-0100-00A
ParaformaldehitFisher Scientific10342243
PBS %1Sigma-AldrichP4474
PenStrepSigma-AldrichP4333-100ML
Petridish 150mmSarstedt83.1803
Phalloidin-iFluor 488 ReaktifAbcamab176753
Steril Şırınga 20 mL LuerHENKE-JECT5200-000V0
Steril Şırınga 30 mL Luer-LockBD10521
İnsan Plazmasından TrombinSigma-AldrichT6884-100UN
Traneksamik asitOrpha İsviçre6837093
Lale filtresi 1.2Lencion CerrahiATLLLL
Lale filtresi 1.4Lencion CerrahiATLLLL

Kaynaklar

  1. Daar, A. S., Greenwood, H. L. A proposed definition of regenerative medicine. J Tissue Eng Regen Med. 1 (3), 179-184 (2007).
  2. Machens, H. G., Mailänder, P. Regenerative medicine and plastic surgery. Chirurg. 76 (5), 474-480 (2005).
  3. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  4. Hassan, W. U., Greiser, U., Wang, W. Role of adipose-derived stem cells in wound healing. Wound Repair Regen. 22 (3), 313-325 (2014).
  5. Gir, P., Oni, G., Brown, S. A., Mojallal, A., Rohrich, R. J. Human adipose stem cells: current clinical applications. Plast Reconstr Surg. 129 (6), 1277-1290 (2012).
  6. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  7. Raposio, E., Ciliberti, R. Clinical use of adipose-derived stem cells: European legislative issues. Ann Med Surg (Lond). 24, 61-64 (2017).
  8. Condé-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: Review of upcoming techniques. Plast Reconstr Surg Glob Open. 4 (9), e1017(2016).
  9. Dykstra, J. A., et al. Concise review: Fat and furious: Harnessing the full potential of adipose-derived stromal vascular fraction. Stem Cells Transl Med. 6 (4), 1096-1108 (2017).
  10. Aronowitz, J. A., Lockhart, R. A., Hakakian, C. S. Mechanical versus enzymatic isolation of stromal vascular fraction cells from adipose tissue. Springerplus. 4, 713(2015).
  11. Tonnard, P., et al. Nanofat grafting: basic research and clinical applications. Plast Reconstr Surg. 132 (4), 1017-1026 (2013).
  12. Tiryaki, K. T., Cohen, S., Kocak, P., Canikyan Turkay, S., Hewett, S. In-vitro comparative examination of the effect of stromal vascular fraction isolated by mechanical and enzymatic methods on wound healing. Aesthet Surg J. 40 (11), 1232-1240 (2020).
  13. Sun, M., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel secretes angiogenic factors and enhances skin wound healing in a murine model. Biomed Res Int. 2017, 3105780(2017).
  14. Chen, L., et al. Autologous nanofat transplantation accelerates foot wound healing in diabetic rats. Regen Med. 14 (3), 231-241 (2019).
  15. Lin, Y. N., et al. Fat grafting for resurfacing an exposed implant in lower extremity: A case report. Medicine (Baltimore). 96 (48), e8901(2017).
  16. Deng, C., Wang, L., Feng, J., Lu, F. Treatment of human chronic wounds with autologous extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A STROBE-compliant study. Medicine (Baltimore). 97 (32), e11667(2018).
  17. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  18. Gonzalez, A. M., Lobocki, C., Kelly, C. P., Jackson, I. T. An alternative method for harvest and processing fat grafts: an in vitro study of cell viability and survival. Plast Reconstr Surg. 120 (1), 285-294 (2007).
  19. Kim, B. S., et al. In vivo evaluation of mechanically processed stromal vascular fraction in a chamber vascularized by an arteriovenous shunt. Pharmaceutics. 14 (2), 417(2022).
  20. Dryden, G. W., Boland, E., Yajnik, V., Williams, S. Comparison of stromal vascular fraction with or without a novel bioscaffold to fibrin glue in a porcine model of mechanically induced anorectal fistula. Inflamm Bowel Dis. 23 (11), 1962-1971 (2017).
  21. Mahoney, C. M., Imbarlina, C., Yates, C. C., Marra, K. G. Current therapeutic strategies for adipose tissue defects/repair using engineered biomaterials and biomolecule formulations. Front Pharmacol. 9, 507(2018).
  22. Li, Y., Meng, H., Liu, Y., Lee, B. P. Fibrin gel as an injectable biodegradable scaffold and cell carrier for tissue engineering. ScientificWorldJournal. 2015, 685690(2015).
  23. Malafaya, P. B., Silva, G. A., Reis, R. L. Natural-origin polymers as carriers and scaffolds for biomolecules and cell delivery in tissue engineering applications. Adv Drug Deliv Rev. 59 (4-5), 207-233 (2007).
  24. Jackson, M. R. Fibrin sealants in surgical practice: An overview. Am J Surg. 182 (2 Suppl), 1s-7s (2001).
  25. Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1451-H1460 (2005).
  26. Alharbi, Z., et al. Conventional vs. micro-fat harvesting: how fat harvesting technique affects tissue-engineering approaches using adipose tissue-derived stem/stromal cells. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 66 (9), 1271-1278 (2013).
  27. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  28. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  29. Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 21 (18), 4252-4260 (2017).
  30. Pallua, N., Kim, B. S. Microfat and lipoconcentrate for the treatment of facial scars. Clin Plast Surg. 47 (1), 139-145 (2020).
  31. Pallua, N., Grasys, J., Kim, B. S. Enhancement of progenitor cells by two-step centrifugation of emulsified lipoaspirates. Plast Reconstr Surg. 142 (1), 99-109 (2018).
  32. Lehnhardt, M., et al. Major and lethal complications of liposuction: a review of 72 cases in Germany between 1998 and 2002. Plast Reconstr Surg. 121 (6), 396e-403e (2008).
  33. Shoshani, O., et al. The effect of lidocaine and adrenaline on the viability of injected adipose tissue--an experimental study in nude mice. J Drugs Dermatol. 4 (3), 311-316 (2005).
  34. Girard, A. C., et al. New insights into lidocaine and adrenaline effects on human adipose stem cells. Aesthetic Plast Surg. 37 (1), 144-152 (2013).
  35. Grambow, F., et al. The impact of lidocaine on adipose-derived stem cells in human adipose tissue harvested by liposuction and used for lipotransfer. Int J Mol Sci. 21 (8), 2869(2020).
  36. Xiao, S., et al. Mechanical micronization of lipoaspirates combined with fractional CO2 laser for the treatment of hypertrophic scars. Plast Reconstr Surg. 151 (3), 549-559 (2023).
  37. Zhang, J., et al. Adipose tissue-derived pericytes for cartilage tissue engineering. Curr Stem Cell Res Ther. 12 (6), 513-521 (2017).
  38. Yao, Y., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A novel adipose tissue-derived injectable for stem cell therapy. Plast Reconstr Surg. 139 (4), 867-879 (2017).
  39. Williams, S. K., Touroo, J. S., Church, K. H., Hoying, J. B. Encapsulation of adipose stromal vascular fraction cells in alginate hydrogel spheroids using a direct-write three-dimensional printing system. Biores Open Access. 2 (6), 448-454 (2013).
  40. Denost, Q., et al. Colorectal wall regeneration resulting from the association of chitosan hydrogel and stromal vascular fraction from adipose tissue. J Biomed Mater Res A. 106 (2), 460-467 (2018).
  41. Nilforoushzadeh, M. A., et al. Engineered skin graft with stromal vascular fraction cells encapsulated in fibrin-collagen hydrogel: A clinical study for diabetic wound healing. J Tissue Eng Regen Med. 14 (3), 424-440 (2020).
  42. Lin, S. D., et al. Injected implant of uncultured stromal vascular fraction loaded onto a collagen gel: In vivo study of adipogenesis and long-term outcomes. Ann Plast Surg. 76 (Suppl 1), S108-S116 (2016).
  43. Lv, X., et al. Comparative efficacy of autologous stromal vascular fraction and autologous adipose-derived mesenchymal stem cells combined with hyaluronic acid for the treatment of sheep osteoarthritis. Cell Transplant. 27 (7), 1111-1125 (2018).
  44. de Boer, M. T., Boonstra, E. A., Lisman, T., Porte, R. J. Role of fibrin sealants in liver surgery. Dig Surg. 29 (1), 54-61 (2012).
  45. Fuller, C. Reduction of intraoperative air leaks with Progel in pulmonary resection: a comprehensive review. J Cardiothorac Surg. 8, 90(2013).
  46. Ratnalingam, V., Eu, A. L., Ng, G. L., Taharin, R., John, E. Fibrin adhesive is better than sutures in pterygium surgery. Cornea. 29 (5), 485-489 (2010).
  47. Sierra, D. H. Fibrin sealant adhesive systems: a review of their chemistry, material properties and clinical applications. J Biomater Appl. 7 (4), 309-352 (1993).
  48. Rampersad, S. N. Multiple applications of Alamar Blue as an indicator of metabolic function and cellular health in cell viability bioassays. Sensors (Basel). 12 (9), 12347-12360 (2012).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Mekanik zolasyonAdipoz DokuYara yile mesiEm lsifikasyon ProtokolSantrif j Y ntemiRezazurin AnaliziH cre Canl lHistolojik Analiz
Mekanik Olarak İzole Edilmiş Stromal Vasküler Fraksiyon ve Fibrin Hidrojel Kombinasyonu: Bir İşleme Protokolü
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.