Yöntem makalesi

Dorsal lateral genikülat çekirdeğin nöronlarında içsel nöronal uyarılabilirliğin uzun süreli plastisitesinin indüklenmesi

951 görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/65950

⸱

20 Eylül 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Unité de Neurobiologie des canaux Ioniques et de la Synapse (UNIS), UMR1072, INSERM, Aix-Marseille University

Bu makalede

Özet

Burada, ex vivo beyin dilimlerinde tutulan dorsal lateral genikülat çekirdekten röle nöronlarında nöronal içsel uyarılabilirliğin uzun vadeli plastisitesini indüklemek için bir protokol açıklıyoruz.

Özet

Dorsal lateral genikülat çekirdek (dLGN), retinadan kortikal alanlara giden görsel bilgi için temel bir röle görevi görmek üzere uzun süredir kabul edilmektedir, ancak son bulgular, dLGN ana hücrelerinin fonksiyonel plastisitesini büyük ölçüde hafife aldığını göstermektedir. Bununla birlikte, bu değişiklikleri destekleyen hücresel mekanizmalar tam olarak araştırılmamıştır. Burada, genç sıçanların akut beyin dilimlerinden dorsal dLGN röle hücrelerinde içsel nöronal uyarılabilirliğin (LTP-IE) uzun süreli güçlenmesini indüklemek için bir protokol sunuyoruz. İçsel plastisite genellikle sinaptik plastisite ile paralel olarak indüklenir. Bununla birlikte, dLGN nöronlarında, LTP-IE, 10 dakika boyunca 40 Hz'lik bir frekansta ani aktivite ile güvenilir bir şekilde indüklenir. dLGN röle nöronlarındaki LTP-IE, indüksiyon protokolünden sonra 40 dakikaya kadar takip edilebildiği için uzun ömürlüdür. Sonuç olarak, bu çalışmanın sonuçları, dLGN röle hücrelerinde içsel plastisitenin indüksiyonu için ilk kanıtları sağlamakta, böylece aktiviteye bağlı görsel plastisitede talamik nöronların rolüne daha fazla işaret etmektedir.

Giriş

Bu yöntem makalesinin genel amacı, yama kelepçe tekniğinin standart akım-kelepçe modunu kullanarak, in vitro olarak sıçanın görsel talamik nöronlarında nöronal uyarılabilirliğin uzun süreli plastisitesini indüklemek için basit bir yol sağlamaktır1,2. Bu tekniğin geliştirilmesinin arkasındaki mantık, basitliği ve tekrarlanabilirliğidir. Belirli bir zamanlama ile sağlanan postsinaptik aksiyon potansiyelleri ile eşleştirilmiş veya eşleştirilmiş sinaptik girdilerin uyarılması gibi alternatif tekniklere göre avantajı, güvenilirliğidir.

Görsel sistemdeki plastisitenin geleneksel olarak yalnızca kortikal düzeyde ifade edildiği düşünülürken, talamik düzeyde retinal girdilerin birincil alıcı yapısı olan dorsal lateral genikülat çekirdek (dLGN), geleneksel olarak sadece bir görsel bilgi rölesi olarak kabul edilir3. Bununla birlikte, bu ilk sonuca, bu basit görüşün longer4,5,6 geçerli olmadığını gösteren son çalışmalar tarafından itiraz edilmiştir. Örneğin, görsel yanıtta fonksiyonel eksiklikler, LGN7 aşamasındaki ambliyopik hastalarda zaten gözlenmiştir. Ek olarak, belirli bir monoküler bölgedeki dLGN röle nöronlarının büyük bir kısmı, her gözden girdiler alır, bu da dLGN nöronlarının büyük bir kısmı için potansiyel dürbünlüğü gösterir8,9,10. Ayrıca, monoküler yoksunluk, dLGN nöronlarında oküler baskınlıkta önemli bir kaymaya neden olur5,11,12.

Oküler dominans kaymasında ortaya çıkabilecek fonksiyonel plastisite mekanizmaları arasında intrinsik nöronal uyarılabilirliğin plastisitesi potansiyel bir adaydır. Gerçekten de, görsel alanlar da dahil olmak üzere birçok beyin bölgesi, çeşitli davranışsal görevleri takiben içsel plastisiteyi ifade eder13,14. Afferent glutamat girişlerinin uyarılmasını takiben merkezi nöronlarda uzun süreli içsel plastisite bildirilmiştir15,16,17,18, spiking activity19,20, duyusal stimülasyon21 veya ardından aktivite veya duyusal yoksunluk20,22,23. Burada, 40 Hz'lik bir frekansta ani yükselme aktivitesini takiben dLGN röle nöronlarında içsel uyarılabilirliğin (LTP-IE) uzun süreli güçlendirilmesinin indüksiyonuna izin veren bir protokolü açıklıyoruz. 40 Hz ateşleme frekansı, görsel uyarım üzerine in vivo olarak çoğu dLGN nöronunda gözlenen bir frekansa karşılık gelir24,25.

Protokol

Tüm deneyler Avrupa ve Kurumsal yönergelere (Konsey Direktifi 86/609/EEC ve Fransız Ulusal Araştırma Konseyi) göre yürütülmüş ve yerel sağlık otoritesi (Veterinary Services, Préfecture des Bouches-du-Rhône, Marsilya) tarafından onaylanmıştır.

1. Hayvanlar

  1. Her iki cinsiyetten (50-90 g ağırlığında) 19-25 günlük Long Evans sıçanlarını kullanarak deneyler yapın.
  2. Hayvanları, anneleri ve yavrularıyla birlikte geleneksel plastik kafeslerde barındırın. 12 saatlik aydınlık/karanlık döngüsü ve su ve yiyeceğe ad libitum erişim ile sıcaklığı sabit tutun.

2. Sıçan dLGN'nin akut dilimleri

  1. Kesme/kurtarma ve hücre dışı kayıt çözümlerini hazırlayın.
    1. Kesme/geri kazanım çözeltisini hazırlamak için 92 mM n-metil-D-glutamin, 30 mM NaHCO3, 25 mM D-glikoz, 10 mM MgCl2, 2.5 mM KCl, 0.5 mM CaCl2, 1.2 mM NaH2PO4, 20 mM Hepes, 5 mM sodyum askorbat ve 3 mM sodyum piruvat karıştırın ve% 95 O%2-5 CO2 (pH 7.4) ile köpürtülür. Dilimleme işlemi sırasında kesme solüsyonunu soğuk tutun.
    2. 125 mM NaCl, 26 mM NaHCO3, 2 mM CaCl2, 2.5 mM KCl, 2 mM MgCl2, 0.8 mM NaH2PO4 ve 10 mM D-glikozu karıştırarak kayıt çözeltisini (yapay beyin omurilik sıvısı, ACSF) hazırlayın ve %95 O%2-5 CO2 ile kalıcı olarak dengeleyin.
  2. Diseksiyon aletlerini ve iki buz platformunu hazırlayın (Şekil 1A).
  3. Dış tanka buz koyun ve vibratomun dilimleme haznesini buz gibi soğuk bir kesme solüsyonu ile doldurun (Şekil 1B).
  4. Genç Long Evans sıçanını (yaş: P19-P25) izofluran (% 5) ile derinlemesine anestezi altına alın. Hayvanın derin bir şekilde uyuşturulduğunu doğruladıktan sonra (ayağı yanıt vermeden sıkıca sıkıştırarak), medulla seviyesinde makas veya giyotin ile (hayvanın yaşına/büyüklüğüne bağlı olarak) başı kesilerek hayvana ötenazi yapın. Başlığı ilk buzlu platforma yerleştirin ve izole edilen dokuyu her 10 saniyede bir oksijenli buz gibi dilimleme solüsyonu ile sulayın.
    NOT: Anestezi ve ötenazi işlemleri hayvan tesisinin ayrı bir odasında yapılmalıdır.
  5. Kafa derisini kuyruk yönünde kesin ve küçük bir makas kullanarak kafatasını iki taraflı olarak kesin. Künt forseps kullanarak kafatasını açın ve bir spatula ile beyni kafatasından hızla çıkarın ve ikinci buz platformuna koyun.
    NOT: Dekapitasyondan beynin çıkarılmasına kadar geçen süre 2 dakikayı geçmemelidir.
  6. Beynin ön planında tüm beyin üzerinde 2 kesi yapın; ilki korteksin ön kısmını ve koku soğancıklarını çıkarmak için (bkz. Şekil 1C) ve ikincisi korteksin ve beyinciğin arka kısmını çıkarmak için inferior kollikulus seviyesinde.
  7. Beyin bloğunu, rostral tarafı yukarı bakacak şekilde vibratom plakasına yapıştırın (bkz. Şekil 1D,E). Beyni, vibratomun dilimleme odasına daldırılana kadar tüm prosedür boyunca düzenli olarak (her 10 saniyede bir) sulayın.
  8. Vibratom ile dLGN içeren 350 μm ince dilimler yapın (Şekil 1G). Bu yapıları nazikçe çekerek korteksi ve hipokampusu orta beyinden bir kalemle çıkarın.
  9. Dilimleri, esnek bir kauçuk emiciye (Şekil 1H) bağlı kırık bir Pasteur pipeti ile aspire edin.
  10. Dilimlerin geri kazanım solüsyonunda 20-30 dakika iyileşmesine izin verin (Şekil 1I).

3. Tüm hücre yama-kelepçe elektrofizyolojisi

NOT: dLGN röle nöronlarından tüm hücre yama kelepçesi kayıtları için, özel bir yama kelepçesi amplifikatörü kullanın.

  1. Hücre dışı kayıt salininin (adım 2.1'deki bileşime bakın) kayıt odasında dolaşmasını sağlamak için teçhizatın pompalarını açın.
  2. 120 mM K-glukonat, 20 mM KCl, 10 mM Hepes, 0.5 mM EGTA, 2 mM MgCl2, 2 mM Na2ATP ve 0.3 mM NaGTP (pH 7.4) karıştırarak hücre içi çözeltiyi hazırlayın.
    NOT: Hücre içi çözelti önceden hazırlanabilir ve -80 ° C'de donmuş halde tutulabilir. Dondurulmadığında, çözelti 4 ° C'de tutulur.
  3. Hücre dışı saline GABAA kanal blokeri, pikrotoksin (100 μM nihai konsantrasyon) ve iyonotropik glutamat reseptör antagonisti kinürenat (2 mM, son konsantrasyon) ekleyin.
  4. Dilimi dik bir mikroskop üzerine monte edilmiş batık bir odaya aktarın. Oda, 30 °C'de sıcaklık kontrollüdür ve dengelenmiş aCSF ile sürekli olarak perfüze edilir.
  5. U şeklindeki platin teli dilimin üzerine yerleştirin ve dLGN'yi görselleştirmek için dilimi konumlandırın (Şekil 2A).
  6. Bir çektirme ile çekilen borosilikat cam tüplerden yama pipetleri hazırlayın. Yama pipetlerinin hücre içi çözelti ile doldurulduğunda 5-10 MΩ dirence sahip olduğundan emin olun.
  7. dLGN'yi yüksek büyütmede (40x veya 60x) görselleştirin ve diferansiyel girişim kontrast kızılötesi video mikroskobu (Şekil 2B) kullanarak yama kelepçesi kaydı için bir nöron seçin. Nöronları sağlıklı görünümlerine göre seçin (yani, keskin zar konturları ile hafifçe şişmiş).
  8. Mikromanipülatörü kullanarak yama pipetini sabit pozitif basınçla seçilen nöronun üzerine yerleştirin.
    1. Amplifikatörü VC moduna ayarlayın ve 5 mV'luk bir voltaj adımı enjekte edin. Voltajı -65 mV'a ayarlayın. Ardından, yüksek dirençli bir conta elde etmek için pozitif basıncı serbest bırakın (voltaj adımlarına yanıt olarak akımın azalmasına karşılık gelir). Net geçişler elde etmek için pipetten hafifçe aspire edin.
    2. Amplifikatörü CC moduna ayarlayın, erişim direncini telafi etmek için köprüyü dengeleyin ve nöronu -65 mV'de tutun.

4. Veri toplama

  1. Hızlı aksiyon potansiyellerini daha iyi tespit etmek için 20 KHz'de sinyaller alın. Voltaj ve akım sinyalleri için alçak geçiren filtreyi 10 kHz'e ayarlayın.
  2. 0.1 Hz frekansında kontrol koşullarında 3-5 aksiyon potansiyeli ortaya çıkarmak için yeterli pozitif bir akım darbesi (tipik olarak 500 ms sırasında ~ 80-250 pA) enjekte ederek yaklaşık 10 dakikalık bir kontrol periyodu boyunca nöronal uyarılabilirliği izleyin.
  3. Deney boyunca nöronun giriş direncini kısa bir negatif akım darbesi ile izleyin (tipik olarak 100 ms sırasında -20 pA). LTP-IE'nin indüksiyonundan önce ve sonra akım darbesinin genliğini sabit tutun.

5. LTP-IE'nin İndüksiyonu

  1. Kontrol periyodundan sonra, 10 dakika boyunca 40 Hz'de verilen 15 kısa adım (2-5 ms) depolarize edici akımın uyandırdığı 15 sivri uçlu trenleri ortaya çıkararak LTP-IE'yi indükleyin.
  2. Her seferinde tek bir aksiyon potansiyeli ortaya çıkarmak için akım darbesinin genliğini seçin (yani, tren başına 15 aksiyon potansiyeli).
    NOT: 15 sivri uçlu her tren 0.1 Hz frekansında ortaya çıkar (yani, 60 tren ve 900 sivri uç).

6. Veri analizi

NOT: Analiz prosedürü, LTP-IE indüksiyonundan önce (kontrol koşulları) ve sonrasında aynıdır.

  1. Kaydedilen her iz için, akımın test adımından önce enjekte edilen küçük negatif akım darbesine voltaj yanıtından giriş direncini (Rinç = Vadım/Iadımı) hesaplayın. Kontrol süresi boyunca giriş direncinde bir artış veya tükenme (%10'dan fazla) varsa, deneyi atın.
  2. Herhangi bir akım enjeksiyonundan önce membran potansiyeline dayalı olarak kaydedilen izleri seçin. Sadece -67 ila -63 mV arasında bir dinlenme membranı potansiyeli olan izleri tutun.
  3. LTP-IE'yi indüksiyon sonrası dönemin başlangıcından 20 dakika sonra, her bir akım darbesi tarafından uyarılan AP sayısını ölçerek ve bir veri analiz yazılımında ev yapımı bir rutin kullanarak her dakikanın ortalamasını alarak 10 dakikalık bir süre boyunca ölçün ( Igor Pro rutini için Ek Dosya 1'e bakın). Voltaj sinyali 0 mV.
    'yi geçtiğinde ani yükselmeleri tespit edin NOT: LTP-IE, indüksiyon protokolünden sonra akım darbe enjeksiyonu tarafından ortaya çıkan aksiyon potansiyellerinin sayısı olarak ifade edilir. Analiz, taban çizgisi için -10-0 dakika ve test için +20/+30 dakika tarihinde yapıldı.

Sonuçlar

dLGN nöronları, tüm hücre konfigürasyonunda kaydedilmiş ve LTP-IE, ionotropik glutamat ve GABA reseptör antagonistleri varlığında 10 dk boyunca 40 Hz frekansında aksiyon potansiyeli tetiklemesiyle indüklenmiştir (Şekil 3A). İndüklemeden 20-30 dk sonra, giriş direncinde (Rin) herhangi bir değişiklik olmaksızın (Şekil 3C), aksiyon potansiyeli sayısında üç katlık bir artış gözlemlenmiştir (Şekil 3B). Bu protokol, dLGN nöronlarında LTP-IE'yi güvenilir şekilde indüklemiştir (Şekil 3D)26. Bu sonuçlar, burada açıklanan protokolün dLGN nöronlarında nöronal eksitabilitenin uzun süreli plastisitesini indüklemede in vitro ne kadar etkili olduğunu göstermektedir.

Mikroskopi için doku hazırlama ve kesit alma; mikrotom kurulumu ve dilimleme işlemi; deney basamakları.
Şekil 1: dLGN içeren beyin kesitlerini elde etme yöntemi. (A) Beyni çıkarmak için gerekli aletler. (B) Dilimleyici. (C) Beynin frontal planlarda kesilmesi. (D) Plaka üzerindeki yapıştırıcı. (E) Beynin plaka üzerindeki yerleşimi. (F) Plakaya yapıştırılmış beyin. (G) Dilimleme. (H) Kesitin alınması. (J) Toplama solüsyonu içindeki kesitler. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Fare dLGN ve vLGN'nin mikroskop görüntüsü, hücresel detay. Ölçek çubukları: 150 µm, 10 µm.
Şekil 2: dLGN'yi içeren kesitin görünümü ve nöronların mikroskop altındaki görselleştirilmesi. (A) dLGN ve vLGN'yi içeren, bir naylon ip yardımıyla kayıt odasına sabitlenmiş kesitin 4x objektif ile genel görünümü. (B) Panel A'da noktalı dikdörtgenle belirtilen dLGN'nin kontralateral bölgesindeki dLGN nöronlarının 40x objektif ile görünümü. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

dLGN'deki AP değişikliklerini gösteren elektrofizyoloji sonuçları; nöronal yanıtın grafiği ve veri analizi.
Şekil 3Bir dLGN nöronunda LTP-IE indüksiyonu. (A) Kayıt konfigürasyonu ve indüksiyon stimülası. LTP-IE indüksiyonu için kullanılan stimülasyon, her depolarizan akım palsi ile bir aksiyon potansiyeli oluşturmak amacıyla ~1 nA şiddetinde 15 palsten oluşmuştur. (B) LTP-IE'nin zaman seyri. Üstte, LTP-IE indüksiyonu öncesi (siyah) ve sonrası (kırmızı) temsilci izler. Altta, depolarize eden pals başına normalize edilmiş aksiyon potansiyeli sayısının zamana bağlı zaman seyri. Zamanla azalma göstermeyen artmış spike sayısına dikkat ediniz. >40 dk. (C) Giriş direncinin stabilitesi. LTP-IE indüksiyonundan önce (siyah) ve sonra (kırmızı) negatif bir akım basamağı ile indüklenen potansiyel sapması. Giriş direnci, sabit bir gecikmede ( * ile sembolize edilmiştir) ölçülmüştür. (D) Solda, LTP-IE'nin tekrarlanabilirliğini gösteren 8 dLGN nöronundan elde edilen grup verileri. Sağda, 8 dLGN nöronundan elde edilen ve R eksikliğini gösteren grup verileriiçinde değişiklik. Panel B, Duménieu ve ark.'dan izin alınarak yeniden kullanılmıştır.26. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Ek Dosya 1: Igor LTP-IE analizi. Bu dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışma

Burada, kaydedilen nöronun 10 dakika boyunca 40 Hz frekansında aksiyon potansiyellerini uyandırmak için uyarılmasıyla akut beyin dilimlerinde canlı tutulan dLGN nöronlarında LTP-IE'nin indüksiyonunu rapor ediyoruz. Bu protokolün herhangi bir nörofizyoloji laboratuvarında uygulanması kolaydır, çünkü minimum sayıda ekipman (dilimleyici, mikroskop, 1 amplifikatör, 1 toplama kartı ve bilgisayar) gerektirir. Ancak, değerli verileri toplamak için birkaç kritik adıma uyulmalıdır. Protokol kapsamındaki ilk kritik adım, beyin dokusunun kalitesidir. Sağlıklı bir talamik dilim, yüzeyden dilimin ortasına (~150 μm) kadar birçok nöron içerir. Sağlıklı nöronlar hafifçe şişmiş görünürken, ölmekte olan nöronlar genellikle buruşur. İkinci kritik adım, taban çizgisi sırasında kaydın kararlılığıdır. Aksiyon potansiyellerinin sayısı, herhangi bir artış veya azalma olmaksızın sabit olmalıdır. Ek olarak, kısa bir hiperpolarize akım darbesi ile test edilen giriş direnci, %10'dan daha büyük bir değişiklik göstermemelidir. Son olarak, tutma akımı +/- 10 pA içinde sabit olmalıdır. Bu tür indüksiyon protokolü ilk olarak görsel kortikal nöronlarda19,20 LTP-IE'yi indüklemek için kullanılmıştır. Burada, bu protokolün görsel sistemin26 talamik röle nöronlarında içsel güçlenmeyi de indükleyebileceğini gösteriyoruz. Doğru akım enjeksiyonu ile sivri uçların indüklenmesinin, normalde dLGN nöronlarını çalıştıran retina girdi stimülasyonunu taklit etmesi beklenir, çünkü tek bir retina lifinin uyarılması genellikle dLGN nöronunda27,28 bir aksiyon potansiyelini tetikleyebilen uyarıcı postsinaptik potansiyeli (EPSP) uyandırır. LTP-IE'nin dLGN nöronlarındaki ekspresyon mekanizmaları orijinal yayın26'da araştırılmış ve LTP-IE'nin indüklenmesini takiben Kv1 kanallarının aşağı regüle edildiğini ortaya koymuştur. Bu nedenle, Kv1 kanallarının aşağı regülasyonu, hem hızlı yükselen kortikal internöronlar16 ve dLGN nöronları26'daki LTP-IE'den hem de CA3 bölgesi 29,30'daki homeostatik plastisiteden sorumludur. Bununla birlikte, protein kinaz A (PKA) dLGN nöronlarında yer aldığından sinyal yolu farklılık gösterirken, hızlı yükselen internöronlarda mTOR için önemli bir rol önerilmiştir.

Mevcut protokol, burada kullanılan deneysel koşullarda tekrarlanabilir sonuçlar sağlar: 3 mMCa2+, 2 mMMg2+, pikrotoksin ve kinürenat, 19-25 günlük sıçanlarda 40 Hz'de 10 dakikalık stimülasyon26. Gerçekten de, ortalama olarak, bu protokol uyarılabilirlikte 2 kat artışa izin verir. Arttırılmış uyarılabilirliğin büyüklüğü, stimülasyon süresi, stimülasyon sıklığı veya hayvanın yaşı26 ile azalır. Göz açmadan önce LTP-IE gözlemlenemez. İçsel nöronal uyarılabilirliğin uzun süreli plastisitesini indüklemek için kullanılan frekans, duyusal algı31 için bağlanma frekansı olduğu ve görsel sistemdeplastisiteyi 32 teşvik ettiği bilinen beyin salınımlarının gama bandına karşılık gelir.

Bununla birlikte, daha düşük bir kalsiyum konsantrasyonu kullanılmışsa (yani, 1.5 mMCa2+), daha önce sinaptik plastisite33 için gösterildiği gibi protokolün muhtemelen revize edilmesi gerekir. Bu durumda, stimülasyon frekansının muhtemelen 60-80 Hz'e yükseltilmesi gerekecektir. LTP-IE'nin indüksiyonu üzerine mevcut protokolde kullanılan GABA reseptör blokerlerinin (gabazin pikrotoksini) insidansının, doğru akım enjeksiyonu ile sivri uçlar uyandırıldığından sınırlı olduğu düşünülmektedir. Bununla birlikte, retina stimülasyonu ile dLGN nöronlarında aksiyon potansiyellerinin uyarıldığı in vivo durumda, işe alınan GABAerjik girdi34 muhtemelen ani eşik eşiğini yükseltecektir. Bu nedenle, dLGN nöronlarında LTP-IE'yi tetiklemek için muhtemelen daha güçlü retina girdileri gerekli olacaktır. Bununla birlikte, oreksin gibi uyarılma sırasında aktif olan nöromodülatör sistemler eşiği35 azaltabilir.

dLGN röle nöronlarında uzun süreli içsel plastisitenin indüklenmesi, ya görsel yoksunluk, aksiyon potansiyellerini uyandırmak için retina girdilerinin uyarılması ya da kaydedilen nöronlarda akım enjeksiyonu yoluyla doğrudan aksiyon potansiyellerinin ortaya çıkarılmasıyla elde edilebilir26. Bu son protokol, uygulanması hızlı olduğu ve sinaptik simülasyon prosedürü26'ya eşdeğer sonuçlar sağladığı için açık ara en basit yöntemdir.

Bu protokolün hem görsel kortikal piramidal nöronlarda19 hem de talamik röle nöronlarında26 LTP-IE'yi indüklediği gösterilmiştir. Muhtemelen, ventral LGN (vLGN) veya superior kollikulus (SC) dahil olmak üzere diğer subkortikal görsel çekirdeklerde nöronal uyarılabilirliğin uzun süreli plastisitesini indüklemek için de kullanılabilir.

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan etmemektedir.

Teşekkürler

INSERM, CNRS (DD'ye), AMU (MR'ye), FRM (DVS20131228768'den DD'ye ve DEQ20180839583'dan DD'ye), NeuroSchool (Fransa 2030" programı A*Midex (Initiative d'Excellence d'Aix-Marseille Université, AMX-19-IET-004) ve ANR finansmanı (ANR-17-EURE-0029'dan AW'ye) ve ANR (LoGiK, ANR-17-CE16-0022'den DD'ye, Plastinex, ANR-21-CE16-013'ten DD'ye) tarafından desteklenir. Mükemmel hayvan bakımı için A Venture & K Milton'a teşekkür ederiz.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Otomatik titreşimli bıçak mikrotomuLeicaVT-1200Svibratom / dilimleyici
Borosilikat cam tüpPhymepB-15086-10
Kontrol Cihazı Typ VLuigs & NeumannTyp Vsıcaklık kontrol cihazı
Igor yazılımıwavemetricsanaliz yazılımı
Kızılötesi video mikroskobuOlympusXM-10 Kamera
KynurenateMerk/SigmaK3375AMPA/NMDA reseptör engelleyici
Düşük gürültülü Veri Toplama SistemiAxon - Moleküler cihazlarDigidata 1440Aanalog/dijital arayüz
MikromanipülatörlerLuigs & NeumannLN Mini25
Multiclamp 200BAxon - Moleküler cihazlarN/AYama kelepçesi amplifikatörü
Multiclamp 700BAxon - Moleküler cihazlarN/Ayama kelepçesi amplifikatörü
PC-100 çektirmeNarishigePC-100mikropipet çektirme
PClamp10Axon - Moleküler cihazlarN/Ayama kelepçesi kayıt yazılımı
PikrotoksinAbCamab120315GABAA reseptörleri bloker
Dilim mini oda Luigs & NeumannLN Chambre Slice mini I-IIBatık Hazne
Dik mikroskopOlympusBX51 WI

Kaynaklar

  1. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  2. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annu Rev Physiol. 46, 455-472 (1984).
  3. Wiesel, T. N., Hubel, D. H. Effect of visual deprivation on morphology and physiology of cells in the cat's lateral geniculate body. J Neurophysiol. 26, 978-993 (1963).
  4. Sherman, S. M. The thalamus is more than just a relay. Curr Opin Neurobiol. 17 (4), 417-422 (2007).
  5. Rose, T., Bonhoeffer, T. Experience-dependent plasticity in the lateral geniculate nucleus. Curr Opin Neurobiol. 53, 22-28 (2018).
  6. Duménieu, M., Marquèze-Pouey, B., Russier, M., Debanne, D. Mechanisms of plasticity in subcortical visual areas. Cells. 10 (11), 3162(2021).
  7. Hess, R. F., Thompson, B., Gole, G., Mullen, K. T. Deficient responses from the lateral geniculate nucleus in humans with amblyopia. Eur J Neurosci. 29 (5), 1064-1070 (2009).
  8. Hammer, S., Monavarfeshani, A., Lemon, T., Su, J., Fox, M. A. Multiple retinal axons converge onto relay cells in the adult mouse thalamus. Cell Rep. 12 (10), 1575-1583 (2015).
  9. Morgan, J. L., Berger, D. R., Wetzel, A. W., Lichtman, J. W. The fuzzy logic of network connectivity in mouse visual thalamus. Cell. 165 (1), 192-206 (2016).
  10. Rompani, S. B., et al. Different modes of visual integration in the lateral geniculate nucleus revealed by single-cell-initiated transsynaptic tracing. Neuron. 93 (4), 767-776 (2017).
  11. Sommeijer, J. -P., et al. Thalamic inhibition regulates critical-period plasticity in visual cortex and thalamus. Nat Neurosci. 20 (12), 1715-1721 (2017).
  12. Jaepel, J., Hübener, M., Bonhoeffer, T., Rose, T. Lateral geniculate neurons projecting to primary visual cortex show ocular dominance plasticity in adult mice. Nat Neurosci. 20 (12), 1708-1714 (2017).
  13. Mozzachiodi, R., Byrne, J. H. More than synaptic plasticity: role of nonsynaptic plasticity in learning and memory. Trends Neurosci. 33 (1), 17-26 (2010).
  14. Debanne, D., Inglebert, Y., Russier, M. Plasticity of intrinsic neuronal excitability. Curr Opin Neurobiol. 54, 73-82 (2019).
  15. Sourdet, V., Russier, M., Daoudal, G., Ankri, N., Debanne, D. Long-term enhancement of neuronal excitability and temporal fidelity mediated by metabotropic glutamate receptor subtype 5. J Neurosci. 23 (32), 10238-10248 (2003).
  16. Campanac, E., Gasselin, C., Baude, A., Rama, S., Ankri, N., Debanne, D. Enhanced intrinsic excitability in basket cells maintains excitatory-inhibitory balance in hippocampal circuits. Neuron. 77 (4), 712-722 (2013).
  17. Incontro, S., et al. Endocannabinoids tune intrinsic excitability in O-LM interneurons by direct modulation of postsynaptic Kv7 channels. J Neurosci. 41 (46), 9521-9538 (2021).
  18. Sammari, M., Inglebert, Y., Ankri, N., Russier, M., Incontro, S., Debanne, D. Theta patterns of stimulation induce synaptic and intrinsic potentiation in O-LM interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (44), e2205264119(2022).
  19. Cudmore, R. H., Turrigiano, G. G. Long-term potentiation of intrinsic excitability in LV visual cortical neurons. J Neurophysiol. 92 (1), 341-348 (2004).
  20. Nataraj, K., Le Roux, N., Nahmani, M., Lefort, S., Turrigiano, G. Visual deprivation suppresses L5 pyramidal neuron excitability by preventing the induction of intrinsic plasticity. Neuron. 68 (4), 750-762 (2010).
  21. Aizenman, C. D., Akerman, C. J., Jensen, K. R., Cline, H. T. Visually driven regulation of intrinsic neuronal excitability improves stimulus detection in vivo. Neuron. 39 (5), 831-842 (2003).
  22. Desai, N. S., Rutherford, L. C., Turrigiano, G. G. Plasticity in the intrinsic excitability of cortical pyramidal neurons. Nat Neurosci. 2 (6), 515-520 (1999).
  23. Brown, A. P. Y., Cossell, L., Margrie, T. W. Visual experience regulates the intrinsic excitability of visual cortical neurons to maintain sensory function. Cell Rep. 27 (3), 685-689 (2019).
  24. Denman, D. J., Contreras, D. On parallel streams through the mouse dorsal lateral geniculate nucleus. Front Neural Circuits. 10, 20(2016).
  25. Sriram, B., Meier, P. M., Reinagel, P. Temporal and spatial tuning of dorsal lateral geniculate nucleus neurons in unanesthetized rats. J Neurophysiol. 115 (5), 2658-2671 (2016).
  26. Duménieu, M., et al. Visual activity enhances neuronal excitability in thalamic relay neurons. bioRxiv. , (2023).
  27. Chen, C., Regehr, W. G. Developmental remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 28 (3), 955-966 (2000).
  28. Sherman, S. M. Thalamus plays a central role in ongoing cortical functioning. Nat Neurosci. 19 (4), 533-541 (2016).
  29. Cudmore, R. H., Fronzaroli-Molinieres, L., Giraud, P., Debanne, D. Spike-time precision and network synchrony are controlled by the homeostatic regulation of the D-type potassium current. J Neurosci. 30 (38), 12885-12895 (2010).
  30. Zbili, M., et al. Homeostatic regulation of axonal Kv1.1 channels accounts for both synaptic and intrinsic modifications in the hippocampal CA3 circuit. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (47), e2110601118(2021).
  31. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  32. Galuske, R. A. W., Munk, M. H. J., Singer, W. Relation between gamma oscillations and neuronal plasticity in the visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 116 (46), 23317-23325 (2019).
  33. Inglebert, Y., Aljadeff, J., Brunel, N., Debanne, D. Synaptic plasticity rules with physiological calcium levels. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (52), 33639-33648 (2020).
  34. Blitz, D. M., Regehr, W. G. Timing and specificity of feed-forward inhibition within the LGN. Neuron. 45 (6), 917-928 (2005).
  35. Chrobok, L., Palus-Chramiec, K., Chrzanowska, A., Kepczynski, M., Lewandowski, M. H. Multiple excitatory actions of orexins upon thalamo-cortical neurons in dorsal lateral geniculate nucleus - implications for vision modulation by arousal. Sci Rep. 7 (1), 7713(2017).

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

G rsel Talamik N ronlarYama Kenetleme KaydBeyin Kesiti Haz rlamaT m H cre Konfig rasyonuAksiyon Potansiyeli Ate lemesiyon Kanal PlastisitesiG rsel Plastisite
Dorsal lateral genikülat çekirdeğin nöronlarında içsel nöronal uyarılabilirliğin uzun süreli plastisitesinin indüklenmesi
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.