Yöntem makalesi

Farelerde Katarakt Cerrahisinin Modellenmesi

DOI:

10.3791/66050

⸱

1 Aralık 2023

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, University of Delaware

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu yöntem, katarakt ameliyatını modeller: in vivo yetişkin farelerden lens lifi hücrelerini çıkararak ve bağlı lens epitel hücreleri (LEC'ler) ile kapsül torbasını geride bırakarak. Yaralanma yanıtı daha sonra cerrahi sonrası moleküler ve morfolojik kriterler kullanılarak çeşitli zamanlarda değerlendirilir.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Katarakt cerrahisi (CS), dünya çapında görme bozukluğunun önemli bir nedeni olan katarakt için etkili bir tedavi yöntemidir. Bununla birlikte, CS oküler inflamasyona yol açar ve uzun vadede, lens epitel hücrelerinin (LEC'ler) cerrahi sonrası aşırı büyümesi ve bunların miyofibroblastlara ve/veya anormal lif hücrelerine dönüşümü nedeniyle posterior kapsüler opaklaşma (PCO) ve/veya lens çıkığı ile sonuçlanabilir. Bununla birlikte, CS'nin inflamasyon ve PCO ile sonuçlandığı moleküler mekanizmalar hala belirsizdir, çünkü çoğu in vitro model, in vivo olarak görülen LEC'lerin yara iyileşme tepkisini özetlemezken, tavşanlar gibi geleneksel katarakt cerrahisi hayvan modelleri, gen ekspresyonunun genetik manipülasyonuna izin vermez. Son zamanlarda, laboratuvarımız ve diğerleri, proinflamatuar sinyalleme ve LEC epitelinden mezenkimal geçişe indüksiyonu yönlendiren moleküler mekanizmaları incelemek için genetik olarak değiştirilmiş fareleri başarıyla kullandı ve bu da PCO patogenezine yeni bir bakış açısı getirdi. Burada, farelerde katarakt cerrahisinin modellenmesi için yerleşik protokolü rapor ediyoruz, bu da LEC'lerin RNAseq yoluyla lens lifi hücresinin çıkarılmasına verdiği yanıtın sağlam transkripsiyonel profillenmesine, yarı kantitatif immünofloresan ile protein ekspresyonunun değerlendirilmesine ve inflamasyon gibi akut sekellerin patogenezine katıldığı varsayılan genlerin işlevini test etmek için modern fare genetiği araçlarının kullanılmasına ve ayrıca LEC'lerin daha sonra miyofibroblastlara dönüştürülmesine izin veriyor ve/veya anormal lens fiber hücreleri.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lens, retina 1,2,3 üzerine net bir şekilde odaklanmış bir görüntü üretmek için ışığı kıran oldukça organize, şeffaf bir dokudur. Bu özel organ, lensi gözün diğer kısımlarından izole eden kesintisiz bir bazal membran (kapsül) ile çevrilidir. Kapsülün iç ön yüzeyi, daha sonra lens ekvatorunda lens3'ün büyük çoğunluğunu oluşturan lens fiber hücrelerine farklılaşan tek katmanlı bir lens epitel hücresi (LEC'ler) oluşturur. Yaşlanma, genetik mutasyon, UV radyasyonu, oksidatif stres ve oküler travma gibi faktörler nedeniyle lens şeffaflığını kaybettiğinde katarakt oluşur4. Katarakt, dünya çapında, özellikle de tıbbi bakımın yetersiz olduğu ülkelerde körlüğün önde gelen bir nedenidir5. Bununla birlikte, bu durum artık opak lens hücrelerinin, merkezi lens kapsülünün ve bağlı lens epitelinin çıkarıldığı fakoemülsifikasyon yoluyla cerrahi olarak çıkarılması ve ardından lensin hücresel kütlesini emilebilen daha küçük parçalara ayırmak için titreşimli bir probun kullanılmasıyla kolayca tedavi edilmektedir; bazı ekli ekvator LEC'leri ile kapsüler bir çanta bırakarak1. Görme daha sonra en yaygın olarak yapay bir göz içi lensin (GİL) cerrahi sonrası implantasyonu ile geri yüklenir.

Katarakt cerrahisi (CS) katarakt için oldukça etkili ve minimal invaziv bir tedavi olsa da, bir hastanın cerrahi sonrası iyileşmesi, oküler inflamasyonun gelişmesiyle akut olarak engellenebilir 5,6,8. Bu iltihaplanma ameliyat sonrası ağrıya, retina dekolmanına yol açan retina ödemine ve ayrıca üveit ve glokom gibi diğer enflamatuar ve fibrotik durumların alevlenmesine neden olabilir 4,7,8,9. KS sonrası oküler inflamasyon (PKS) genellikle kötü hasta uyumu veya damlasız katarakt cerrahisi ile boğuşan ve uçuşan cisimlerin prevalansının artmasına yol açabilen anti-inflamatuar göz damlaları ile tedavi edilir 8,10,11. Uzun vadede, CS'nin sonuçları posterior kapsüler opaklaşmanın (PCO) gelişmesiyle tehlikeye girebilir12. PCO, ameliyattan sonra geride kalan rezidüel LEC'ler yara iyileşme tepkisi verdiğinde, çoğaldığında ve aylar ila yıllar sonra arka lens kapsülüne göç ettiğinde ortaya çıkar ve PCS ikincil görme tıkanıklığına katkıda bulunur13,14.

PCO'yu araştıran literatürün çoğu, aktif dönüştürücü büyüme faktörü beta (TGFβ) ile tedavi yoluyla kültürde miyofibroblastlara LEC dönüşümünün indüksiyonuna dayandığından, CS'nin bu tür akut ve kronik yanıtlara yol açtığı moleküler mekanizmaları anlamak, bu alanda büyük bir zorluk teşkil etmektedir12,15. İn vitro kültürlenmiş kadavra lenslerinden oluşturulan insan kapsüler torba modelleri, LEC'ler doğal bazal membranları üzerinde kültürlendiğinden, ancak mekanik olarak manipüle edilmesi zor olduğundan, göz içi ortamı özetlemediğinden ve lensten lense (veya donörden donöre) değişkenlik nedeniyle doğal olarak değişken olduğundan, lens PCS'nin biyolojisini daha iyi yansıtır16,17. Tavşan 1,18 ve insan olmayan primat19,20 in vivo katarakt cerrahisi modelleri bu sorunların bazılarının üstesinden gelir, ancak yine de mekanik çalışmalar için manipüle edilmesi kolay değildir. Özellikle, memeli lens rejenerasyonu ile ilgili önceki bir çalışma, lens lifi hücrelerinin farelerden çıkarılmasından sonraki dört hafta içinde önemli lens rejenerasyonu buldu, lens epitel hücrelerini ve kapsülü geride bırakırken, tüm lens çıkarıldığında lens büyümesi meydana gelmedi21,22. Daha sonra bu prosedürü kolaylaştırdık ve LEC'lerin lens fiber hücresinin çıkarılmasına akut tepkisinin incelenmesi ve daha sonra bunların miyofibroblast ve fiber hücre özelliklerine sahip karışık bir hücre popülasyonuna dönüştürülmesi için optimize ettik. 

Katarakt cerrahisinin bu fare modelini kullanarak, lens epitel hücrelerinin, kanonik TGFβ sinyallemesinin başlamasından önce 24 saat PCS12,23 gibi erken bir sürede fibrotik belirteçleri eksprese etmeye başlarken, çok sayıda proinflamatuar sitokin23 üretmek için transkriptomlarını 6 saatlik PCS ile büyük ölçüde yeniden şekillendirdiğini gösterdik. Bu modeli kullanan nakavt farelerde yapılan mekanik deneyler, LEC'ler tarafından hücresel fibronektin ekspresyonunun, muhtemelen hem fibrotik ECM'nin montajındaki rolü hem de hücre sinyalizasyonu12 nedeniyle, sürekli bir fibrotik yanıt PCS için gerekli olduğunu ortaya koymuştur. Diğer çalışmalar, TGFβ aktivasyonundaki işlevi nedeniyle LEC'lerin miyofibroblastlara geçişi için αVβ8-integrinin gerekli olduğunu gösterdi ve bu yaklaşımın anti-PCO terapötik lead'leri tanımlama potansiyeli, bir αVβ8-integrin antagonisti de LEC EMT15'i bloke etti.

Burada, katarakt cerrahisine LEC yanıtını modellemek için lens kapsülünü ve LEC'leri geride bırakırken canlı farelerden (Şekil 1ve Şekil 4) lens lifi hücrelerinin nasıl çıkarılacağını açıklayan ayrıntılı bir protokol sunuyoruz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aşağıdaki protokol, Delaware Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından #1039-2021-1 protokolü kapsamında onaylanmıştır. Görme ve Görme Araştırmaları Derneği (ARVO) Oftalmik ve Görme Araştırmalarında Hayvanların Kullanımıiçin 24 uyarınca, tüm oküler sağkalım ameliyatları sadece bir gözde yapılabilir. Bu protokolde kullanılan reaktifler ve aletler hakkında ayrıntılar için Malzeme Tablosuna bakın. Lens liflerinin çıkarılması ve dikilmesi için alternatif yaklaşımlar Şekil 2 ve Şekil 3'te gösterilmiştir.

1. Hayvanlar

  1. Bu prosedür için sağlam lensli gözleri olan herhangi bir vahşi tip veya genetik olarak değiştirilmiş laboratuvar faresi türü kullanın.
    1. C57BL/6 farelerini başlangıç noktası olarak kullanın, çünkü yanıtları hem morfolojik hem de moleküler seviyelerde yüksek oranda tekrarlanabilir25,26.
      NOT: C57BL/6 veya herhangi bir fare türü kullanılabilir. Video protokolünde, daha iyi görsel gösterim için FVB fare kullanılır.
    2. Suş uyumlu kontrollerle mutantların diğer fare suşları üzerindeki tepkisi üzerine çalışmalar yapın.
      NOT: Uygulamada, bu prosedür, lens kapsülü sağlam olduğu ve lens önemli bir sıvılaşma geçirmediği sürece lenslerinde katarakt olan farelerde gerçekleştirilebilir. Transkripsiyon faktörü Sip127'nin lens koşullu silinmesi ile farelerin çalışmasına bakın.
  2. Bu ameliyatı 8 haftadan 24 aya kadar her iki cinsiyetten farelerde gerçekleştirin25,26.
    1. Bu ameliyatı daha genç farelerde (göz kapağı açıldıktan sonra) pratikle gerçekleştirin, ancak bu gözler önemli ölçüde daha küçük olacağından daha zor olacaktır.
    2. Anestezi toleranslarının düşük olması nedeniyle yaşlı farelerde yapılan ameliyatlara özellikle dikkat edin25,26.
      NOT: Ameliyat yanıtlarındaki cinsiyet farklılıkları yaşlı farelerde daha yaygındır26.

2. Solüsyonların ve cerrahi aletlerin hazırlanması

  1. Anestezik ve analjezik ajanlar, dilatasyon damlaları, steril tek kullanımlık neşter, # 5 Dumont forseps, 2-110 sütür forseps, iğneler (26 G 1/2 ve 27 G 45 ° bükülmüş dağıtım ucu 1 "), şırıngalar ve dengeli salin solüsyonu (BSS) edinin.
  2. Cerrahi aletleri otoklavda sterilize edin.

3. Anesteziden önce

  1. Anesteziden önce, ameliyat geçiren gözün göz bebeğini genişletmek için fareye %1 atropin ve %2.5 fenilefrin birer damla verin (bkz. Şekil 1A). Yüzeyin kurumasını önlemek için ameliyat edilmeyen göze oftalmik merhem sürün.
    NOT: Göz araştırmalarında hayvanların kullanımına ilişkin ARVO beyanı24 , yalnızca tek bir gözün hayatta kalma ameliyatı geçirmesine izin verir, diğer göze dokunulmaz, böylece hayvanın görüşünü korur. Bu nedenle, hayatta kalma ameliyatları her zaman tek taraflıdır; Bununla birlikte, kontralateral, ameliyat edilmemiş göz, hayvanlarla eşleşen 'Sıfır Zamanı' kontrolleri oluşturmak için kurban edilmeden hemen önce ameliyat edilebilir.
  2. Göz damlalarının farenin yüzünden aşağı akmadığından ve buruna girmediğinden emin olun, çünkü bu nefes almasını engelleyebilir.
  3. Steril 26 G 1/2 iğne kullanarak steril BSS ile bir şırınga hazırlayın. Şırıngayı, 1 inçlik steril 27 G 45° bükülmüş künt dağıtım ucu ile takın (aşağıda dağıtım ucu olarak anılır).

4. Anestezi

  1. Göz damlalarını takiben, fareyi intraperitoneal ksilazin / ketamin / asepromazin (35 mg / kg, 80 mg / kg ve 0.5 mg / kg) çözeltisi enjeksiyonu ile uyuşturun (Şekil 1B).
    NOT: Ameliyat için gerekli olan göze erişim sağlamak için özel bir burun konisi kullanılmadıkça inhalasyon anestezisi mümkün olmayabilir.

5. Kesi yapılması

  1. Fare tamamen anestezi altına alındığında, ayak parmağını sıkıştırma refleksinin olmaması ile ölçüldüğünde ve göz bebeği tamamen genişlediğinde (Şekil 4A), fare ameliyata hazırdır.
    1. Anestezi uygulanmış fareyi bileşik diseksiyon ışık mikroskobu aşamasına getirin. Farenin yeterli termal düzenlemeye sahip olduğundan emin olmak için bir ısıtıcı ped kullanın ve steril perdeler kullanın.
    2. Diseksiyon mikroskobu kullanarak gözü 10x-20x büyütme altında görüntüleyin (ayrıntılar için Malzeme Tablosuna bakın).
  2. Steril bir cerrahi neşter kullanarak korneanın merkezinde 1-1,5 mm'lik bir kesi yapın. Kesinin kornea boyunca uzandığından ve ön lens kapsülünü kestiğinden emin olun (Şekil 1C ve Şekil 4B).

6. Lens liflerinin kapsül torbasından ayrılması

  1. Şırıngayı steril BSS içeren bir dağıtım ucuyla kavrayın ve daha fazla manipülasyon için yüzeyi ıslatmak için korneanın üzerine 1 damla BSS'yi nazikçe boşaltın.
  2. Lens lifi kütlesini lens kapsülünden ayırın.
    1. Dağıtım ucunu merkezi kornea insizyonundan lens kapsülü insizyonuna sokun, ardından lens epiteli ve fiber hücreleri arasındaki apikal-apikal bağlantıları ayırmak için BSS'yi yavaşça serbest bırakırken iğneyi dairesel bir hareketle nazikçe hareket ettirin (hidro diseksiyon) ve sonuçta lens lifi kütlesini dışarı atın (Şekil 1D).
    2. Çoğu durumda, lif kütlesi bu prosedür sırasında sonunda dağıtım ucuna yapışacaktır (Şekil 2A). Böyle bir durumda, dağıtım ucunu gözün iç kısmından nazikçe çıkarın; ve bu dokuyu çıkarmak için steril bir havluyla temizleyin. Tüm lens fiber hücreleri çıkarılana kadar tekrarlayın.
    3. Alternatif olarak, lens çekirdeğini çıkarmak için mikro forseps (5 numara Dumont) kullanın (Şekil 2B). Bu yöntemi kullanıyorsanız, kolay çıkarılmasını sağlamak için orijinal kornea kesisinin çekirdeğin çapını aşmasına dikkat edin.
  3. Kalan lifleri çıkarmak için lens kapsülünü steril BSS ile durulayın.
  4. Mikroskopta yarı saydam/camsı görünümünü görüntüleyerek lens kapsülünün gözün içinde kaldığını doğrulayın (Şekil 1E ve Şekil 4C).

7. Ön kamaranın şişirilmesi ve kornea kesisinin dikilmesi

  1. BSS'yi insizyondan ön odaya enjekte ederek ön kamarayı normal derinliğine kadar şişirin.
    1. Lens yaralanması yanıtındakirollerini test etmek için BSS'ye ilgilenilen sinyal yollarının inhibitörlerini veya aktivatörlerini ekleyin 12,15.
      NOT: Hayvanlar ayrıca, cerrahi sonrası sulu mizah dengesi yeniden kurulduğundan, ilaç döngüsünün farmakokinetiğine bağlı olarak ihtiyaç duyulabilecek yol inhibitörleri ile sistemik olarak tedavi edilebilir15.
  2. Konik, kavisli 5,3 mm 1/2c iğne ile 10-0 naylon iplik kullanarak kornea kesisini kare düğümlerle dikin (Şekil 1F ve Şekil 4D-F).
    1. Kesiğin orta kısmına bir kare düğüm dikişi veya orijinal kesiğin hem üst hem de alt yarısına iki kare düğüm dikişi yerleştirin (bkz. Şekil 3). Dikiş sayısı kornea kesisinin uzunluğuna bağlıdır.
    2. Her iki kornea flebini aynı anda delmeyin. Bunun yerine, baskın olmayan elinizde forseps kullanarak bir kornea flebi tutun ve iğneyi/naylonu itin. Korneanın bir tarafı delindiğinde, iğneyi/naylonu bir sonraki kornea flebinden itin. Kare düğüm dikişleri kullanarak kornea fleplerini kapatın.

8. Ameliyat sonrası bakım

NOT: Göze topikal antibiyotikli merhem sürülür ve analjezik ajanlar uygulanır. Fareler genellikle ilk ameliyattan sonra sıkıntı belirtileri göstermezler. Gerekirse, buprenorfinin yavaş salınımlı versiyonu kullanılabilir.

  1. Bu ameliyatın hemen ardından aşağıdaki alt adımları uygulayın.
    1. Bir damla% 0.5 eritromisin oftalmik merhem doğrudan sütürün üzerine uygulayın. Tüm insizyonun merhemle kaplı olduğundan emin olun.
    2. İntraperitoneal buprenorfin (0.1 mg / kg) enjeksiyonu uygulayın.
  2. Termal desteği optimize etmek için farenin bir ısıtma yastığı üzerine yerleştirilmiş bir kafeste anesteziden kurtulmasına izin verin.
    NOT: Hayvanı travma, sıkıntı veya rahatsızlık belirtileri açısından izleyin. Bazı belirtiler arasında ameliyat bölgesinde enfeksiyon/çizilme, yer değiştirmiş dikiş, kürk kaybı vb. yer alır.

9. Hayvan iyileşmesinin izlenmesi

  1. Anesteziden uyanana kadar ameliyattan sonra hayvanın iyileşmesini izleyin.
  2. Ameliyattan sonraki ilk 3 gün boyunca fareleri her gün kontrol edin.
    NOT: Dikişlerin çıkarılmasına genellikle gerek yoktur, çünkü fareler ya tam iyileşmeden önce feda edilir (2 hafta PCS) ya da dikişler kendiliğinden dökülür.
  3. Ameliyattan 4-8 saat sonra ağrı yönetimi için gerektiği gibi, 0.5 mg / kg'lık bir dozda (Jello'da) veya yemek yemeyenler için 0.1 mg / kg'lık bir dozda buprenorfini oral yoldan uygulayın. Alternatif olarak, ameliyattan hemen önce buprenorfin uzatılmış salımını uygulayın.
    NOT: Mümkün olduğunda, önleyici analjezikler kullanılmalıdır, ancak bu, kurumsal hayvan bakımı ve kullanımı komitesinin gözden geçirmesini ve onayını gerektiren analjezik protokolünde ayarlamalar gerektirebilir.

10. Ötenazi

  1. Ameliyat sonrası fareyi istediğiniz bir zamanda ötenazi yapın
    1. Ameliyat edilmemiş gözü kontrol dokusu olarak kullanarak ameliyat edilen gözü çıkardı; veya hayvanı yeniden uyuşturun, daha önce ameliyat edilmemiş kontralateral göze lens lifi hücresi çıkarma ameliyatı yapın, ardından sıfır zamanlı bir kontrol sağlamak için hayvanı hemen (anesteziden uyanmasına izin vermeden) kurban edin.
    2. Hızlı diseksiyon ve doku hasadı sağlayın.
      NOT: LEC'ler ameliyattan birkaç dakika sonra transkriptomik değişikliklere uğrar, bu nedenle cerrahiye erken LEC yanıtlarını incelerken hızlı doku hasadı ve fiksasyon/dondurma gereklidir.

11. Toplanan lens dokuları üzerinde daha fazla analiz yapılması

  1. Elde edilen dokuyu immün boyama, RNA dizilimi, hücre kültürü veya batı analizi için kullanın 12,15,23,25,26,28. Akış sitometrisi teorik olarak da mümkündür12, ancak fare merceğindeki az sayıda LEC (~ 40.000)29 ve ameliyatı takiben kapsülle ilişkili hücre kalıntılarının varlığı bunu zorlaştırır.
  2. İmmün boyama
    1. Fareyi bir gaz silindirinden CO2 soluma (4 L / dak) yoluyla bir odada ötenazi yapın. Fare bilinçsiz hale geldiğinde akış hızını 8-10 L/dk'ya yükseltin ve bu maruziyete solunum tamamen durana kadar artı 1 dakika devam edin.
      NOT: Fare, Hayvanların Ötenazisi için AVMA Yönergelerine veya Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylanan yönergelere veya politikalara göre uygun bir yöntem kullanılarak ötenazi yapılabilir.
    2. İkincil bir ötenazi yöntemi, örneğin servikal çıkık kullanarak uygun fedakarlığı sağlayın.
      NOT: Duncan laboratuvarı, PCS 12,15,23 dakikalardan aylara kadar değişen zaman noktalarını araştırdı.
    3. Fare insancıl bir şekilde kurban edildikten sonra, analiz için ameliyat edilen gözü izole edin.
      1. Baskın elinde mikro makas tutarken ameliyat edilen gözü kavramak için baskın olmayan elinde mikro forseps tutun.
      2. Gözü sabitleyen optik siniri ve kasları nazikçe klipsleyin.
        NOT: PCS'yi iyileştirmek için daha uzun süre geçirenlere karşı yakın zamanda ameliyat edilmiş gözleri kullanırken özellikle dikkatli olun. Son zamanlarda ameliyat edilen gözler yapısal olarak daha kırılgandır.
    4. Diseke edilen gözü daha sonra kriyo-kesit, immün boyama ve yarı kantitatif konfokal mikroskopi için OCT ortamına yerleştirin28,30.
  3. RNA dizilimi, hücre kültürü veya western blot analizi için kapsül torbasının ilişkili hücrelerle izolasyonu
    1. Fareyi bir gaz silindirinden CO2 soluma (4 L / dak) yoluyla bir odada ötenazi yapın. Fare bilinçsiz hale geldiğinde akış hızını 8-10 L/dk'ya yükseltin ve bu maruziyete solunum tamamen durana kadar artı 1 dakika devam edin.
    2. İkincil bir ötenazi yöntemi, örneğin servikal çıkık kullanarak uygun fedakarlığı sağlayın.
    3. Erken bir zaman noktası PCS (1-2 gün içinde) gerekiyorsa, doku ekstraksiyonundan önce dikişleri çıkarın veya lens kapsülünü çıkarmak için korneada başka bir kesi yapın.
      NOT: Daha sonraki zaman noktalarında PCS, dikişler muhtemelen düşmüş olacaktır, bu nedenle yeni bir kesi gerekecektir.
  4. Yarı saydam lens kapsülünü bulun.
    1. Mikro forsepsleri kornea açıklığından nazikçe sokun, kapsülü kavrayın ve ön kamaradan çıkarın.
    2. Daha fazla analiz için kapsülü 1.5 mL'lik bir mikrosantrifüj tüpüne veya kültür kabına yerleştirin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu cerrahi yöntemden elde edilen sonuçlara dayanarak, Duncan Laboratuvarı, ameliyat sonrası lens epitel hücrelerinin yaralanma tepki süresi seyrini oluşturmak için katarakt cerrahisinin bu fare modelini kullanmıştır (Şekil 5). Ameliyattan 6 saat sonra, lens epitelyal transkriptomunun %5'i, çok sayıda acil erken yanıt geninin ve proinflamatuar sitokinlerin23 yukarı regülasyonu dahil olmak üzere diferansiyel olarak eksprese edilir (Şekil 6A...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu cerrahi teknik, geliştirmek için pratik gerektiren gelişmiş fare kullanımı ve mikro cerrahi beceriler gerektirir. Ustalaşması en zor olanı, yarayı kapatmak için korneaya ince dikişlerin yerleştirilmesidir. Deneycinin dikiş atma konusunda tamamen acemi olduğunu varsayalım. Bu durumda, önce ip ve bez kullanarak pratik yapmanız, ardından cerrahi kare düğümler yapmak için gerekli el hareketlerinde ustalaşmak için küçük meyveler üzerinde büyük çaplı dikişler kullanarak pratik yapmanız öner...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Duncan laboratuvarı, bu ameliyat modelini kullanarak anti-PCO tedavilerini test etmek için Pliantx'ten finansal destek aldı.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma Ulusal Göz Enstitüsü (EY015279 ve EY028597) ve Delaware INBRE (P20 GM103446) tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 0.5 Eritriomisin oftalmik merhem USPBaush Lomb24208-910-55
% 1 Atropin sülfat oftalmik çözeltiAmneal60219-1748-2
% 1 Tropikamid oftalmik çözelti USPAkorn17478-102-12
10-0 Naylon sütürEthicon7707G
% 2.5 Fenilefrin hidroklorür oftahizmik çözelti USPAkorn17478-200-12
26 G 1/2 İğneler - düzBD PrecisionGlide5111
27 G 45° bükülmüş dağıtım ucu 1 "Harfington
Dengeli tuzlu su çözeltisiPhoenix57319-555-06
Bupranorfin (0.1 mg / kg)APP Pharmaceticals401730D
Klorheksidin çözeltisi
İğne tutucu 2-110Duckworth & Kent2-110-3E
Noyes makas, düzGüzel Bilim Araçları12060-02
SMZ800 Nikon model mikroskopNikon
Steril tek kullanımlık neşter No.11Tüy2975#11
Cımbız #5 DumontElektron Mikroskobu Bilimleri72700-D
Ksilazin/Ketamin/Asepromazin (35 mg/kg, 80 mg/kg, 0.5 mg/ kg) çözümAPP Pharmaceticals401730D

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wormstone, I. M., Wormstone, Y. M., Smith, A. J. O., Eldred, J. A. Posterior capsule opacification: What's in the bag. Prog Retin Eye Res. 82, 100905(2021).
  2. Bassnett, S., Shi, Y., Vrensen, G. F. Biological glass: structural determinants of eye lens transparency. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 366 (1568), 1250-1264 (2011).
  3. Danysh, B. P., Duncan, M. K. The lens capsule. Exp Eye Res. 88 (2), 151-164 (2009).
  4. Liu, Y. C., Wilkins, M., Kim, T., Malyugin, B., Mehta, J. S. Cataracts. Lancet. 390 (10094), 600-612 (2017).
  5. Khairallah, M., et al. Number of people blind or visually impaired by cataract worldwide and in world regions, 1990 to 2010. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (11), 6762-6769 (2015).
  6. Chan, E., Mahroo, O. A., Spalton, D. J. Complications of cataract surgery. Clin Exp Optom. 93 (6), 379-389 (2010).
  7. Taravati, P., Lam, D. L., Leveque, T., Van Gelder, R. N. Postcataract surgical inflammation. Curr Opin Ophthalmol. 23 (1), 12-18 (2012).
  8. Shihan, M. H., Novo, S. G., Duncan, M. K. Cataract surgeon viewpoints on the need for novel preventative anti-inflammatory and anti-posterior capsular opacification therapies. Curr Med Res Opin. 35 (11), 1971-1981 (2019).
  9. El-Harazi, S. M., Feldman, R. M. Control of intra-ocular inflammation associated with cataract surgery. Curr Opin Ophthalmol. 12 (1), 4-8 (2001).
  10. Lindstrom, R. L., Galloway, M. S., Grzybowski, A., Liegner, J. T. Dropless Cataract Surgery: An Overview. Curr Pharm Des. 23 (4), 558-564 (2017).
  11. Assil, K. K., et al. Dropless cataract surgery: modernizing perioperative medical therapy to improve outcomes and patient satisfaction. Curr Opin Ophthalmol. 32 (Suppl 1), S1-S12 (2021).
  12. Shihan, M. H., et al. Fibronectin has multifunctional roles in posterior capsular opacification (PCO). Matrix Biol. 90, 79-108 (2020).
  13. Wormstone, I. M., Wang, L., Liu, C. S. Posterior capsule opacification. Exp Eye Res. 88 (2), 257-269 (2009).
  14. Awasthi, N., Guo, S., Wagner, B. J. Posterior capsular opacification: a problem reduced but not yet eradicated. Arch Ophthalmol. 127 (4), 555-562 (2009).
  15. Shihan, M. H., et al. αVβ8 integrin targeting to prevent posterior capsular opacification. JCI Insight. 6 (21), e145715(2021).
  16. Wormstone, I. M. The human capsular bag model of posterior capsule opacification. Eye (Lond). 34 (2), 225-231 (2020).
  17. Wormstone, I. M., Collison, D. J., Hansom, S. P., Duncan, G. A focus on the human lens in vitro. Environ Toxicol Pharmacol. 21 (2), 215-221 (2006).
  18. Konopińska, J., Młynarczyk, M., Dmuchowska, D. A., Obuchowska, I. Posterior capsule opacification: A review of experimental studies. J Clin Med. 10 (13), 2847(2021).
  19. Koopmans, S. A., et al. Prevention of capsule opacification after accommodating lens refilling: pilot study of strategies evaluated in a monkey model. J Cataract Refract Surg. 40 (9), 1521-1535 (2014).
  20. Koopmans, S. A., et al. Accommodative lens refilling in rhesus monkeys. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47 (7), 2976-2984 (2006).
  21. Call, M. K., Grogg, M. W., Tsonis, P. A. Eye on regeneration. Anat Rec B New Anat. 287 (1), 42-48 (2005).
  22. Call, M. K., Grogg, M. W., Del Rio-Tsonis, K., Tsonis, P. A. Lens regeneration in mice: implications in cataracts. Exp Eye Res. 78 (2), 297-299 (2004).
  23. Novo, S. G., et al. The immediate early response of lens epithelial cells to lens injury. Cells. 11 (21), 3456(2022).
  24. ARVO Statement for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research. , https://www.arvo.org/About/policies/arvo-statement-for-the-use-of-animals-in-ophthalmic-and-vision-research/ (2021).
  25. Faranda, A. P., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. The aging mouse lens transcriptome. Exp Eye Res. 209, 108663(2021).
  26. Faranda, A. P., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. The effect of sex on the mouse lens transcriptome. Exp Eye Res. 209, 108676(2021).
  27. Grabitz, A. L., Duncan, M. K. Focus on molecules: Smad Interacting Protein 1 (Sip1, ZEB2, ZFHX1B). Exp Eye Res. 101, 105-106 (2012).
  28. Shihan, M. H., Novo, S. G., Le Marchand, S. J., Wang, Y., Duncan, M. K. A simple method for quantitating confocal fluorescent images. Biochem Biophys Rep. 25, 100916(2021).
  29. Shi, Y., De Maria, A., Lubura, S., Sikic, H., Bassnett, S. The penny pusher: a cellular model of lens growth. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (2), 799-809 (2014).
  30. Reed, N. A., Oh, D. J., Czymmek, K. J., Duncan, M. K. An immunohistochemical method for the detection of proteins in the vertebrate lens. J Immunol Methods. 253 (1-2), 243-252 (2001).
  31. Jiang, J., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. Lens epithelial cells initiate an inflammatory response following cataract surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 59 (12), 4986-4997 (2018).
  32. Mamuya, F. A., et al. The roles of αV integrins in lens EMT and posterior capsular opacification. J Cell Mol Med. 18 (4), 656-670 (2014).
  33. Manthey, A. L., et al. The Zeb proteins δEF1 and Sip1 may have distinct functions in lens cells following cataract surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (8), 5445-5455 (2014).
  34. Hupy, M. L., et al. Suppression of epithelial to mesenchymal transition markers in mouse lens by a Smad7-based recombinant protein. Chem Biol Interact. 344, 109495(2021).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Cataract SurgeryPosterior Capsule OpacificationLens Epithelial CellsMouse Cataract ModelTGF Beta SignalingAlpha V Beta Eight IntegrinMyofibroblast FormationOcular InflammationGenetic ManipulationImmunofluorescence Analysis

İlgili makaleler