Yarı Hidroponik Kök Eksüda Profillemesi için Çok Yönlü Cam Kavanoz Sistemi

Yoğun nüfuslu topraklarda, rizosfer karbon açısından zengin bir niş sunar. Asimile edilmiş karbonun %20'ye kadarının eksüdasyonu yoluyla bitki kökleri tarafından şekillendirilir ve yerleşik toprak mikrobiyomu 1,2,3,4,5,6'dan farklı mikrobiyal toplulukları barındırır. Araştırmacılar, kökle ilişkili mikropların yararlı işlevlerinden ve onunla birlikte gelen sürdürülebilir tarım potansiyelinden^{yararlandıkça}, 7, genellikle rizosfer etkisi olarak adlandırılan bu gözlem, artan bilimsel çabaların odak noktası olmuştur. Bununla birlikte, şimdiye kadar, rizosfer etkisinin itici gücü olduğu öne sürülen mikroorganizmalar ve bitkiler arasındaki kimyasal diyalog tam olarak anlaşılamamıştır ve bu nedenle, tarımda güvenilir mikrobiyal çözümlerin geliştirilmesine yönelik mekanik anlayış sınırlıdır ^8,9,10.

Metabolitlerin toprak parçacıkları tarafından kolayca emildiği ve mikrobiyal topluluklar tarafından hızla çevrildiği toprak ortamlarında kök eksüdalarının deşifre edilmesi, özellikle model bitki Arabidopsis thaliana¹¹ gibi ince kök sistemlerine sahip bitki türleri için kolay değildir. Bu nedenle, çoğu çalışmada kök eksüdaları hidroponik sistemlerden örneklenir. Bu mikro kozmoslarda, bitkilerin hava kısımları, özelleştirilmiş bitki tutucular veya ağ, agar ve cam boncuklar gibi daha düşük anahtar malzemeler tarafından yerinde tutulur. Kullanılan kaplar, çok kuyulu plakalar üzerindeki Petri kaplarından, havalandırma filtreli veya filtresiz çeşitli özel ve ticari kutulara^{kadar çeşitlilik gösterir} 12,13,14,15,16,17,18,19. Sisteme bağlı olarak, bitki yetiştirme koşulları büyük ölçüde değişecek ve doğal koşulları az ya da çok yansıtacaktır.

Burada, deneysel olarak uygun ve yüksek oranda tekrarlanabilir sonuçlar üreten cam bazlı, yarı hidroponik bir sistem sunuyoruz. Montajı ve kullanımı kolaydır ve yaygın olarak bulunan malzemelere dayanmaktadır. Sistem, cam eşyaların yeniden kullanılabilir doğasından ve düşük bağlayıcı özelliklerinden yararlanarak, cam boncuklarla doldurulmuş bir cam kavanoza dayanmaktadır (Şekil 1). Boncuklar, büyüyen bitki için fiziksel destek sağlar ve mekanik empedansı simüle ederek, hidroponik kurulumlara kıyasla daha fazla toprak benzeri kök mimarisine katkıda bulunur 19,20,21. Mikroplarla aşılanırsa, cam boncuklar bakterilerin tutunabileceği yüzeyler sunar.

Steriliteyi korumak için cam kavanoz kapatılabilir ve sistem, neme doymuş bir ortamdan kaçınarak yeterli üst boşluk ve hava sirkülasyonu sağlayacak şekilde tasarlanmıştır. Kavanozlar, farklı bitki türlerinin uzun süreli büyümesi için uygundur ve farklı büyüklükteki kavanozlar kullanılarak büyütülebilir ve küçültülebilir. Burada, C3 ve C4 otlarını, dikotları ve baklagilleri kapsayan altı bitki türü için uygulamalar gösterilmektedir. Bunlar arasında model türler A. thaliana (dicot), Brachypodium distachyon (C3 monokot), Medicago truncatula (baklagil) ve Solanum lycopersicum (domates, dikot), Triticum aestivum (buğday, C3 monokot) ve Sorghum bicolor (sorgum, C4 monokot) gibi mahsul türleri bulunmaktadır. Sunulan protokol, sistemin deneysel kurulumunu, altı bitki türünün tohum sterilizasyonunu ve çimlenmesini, fidelerin kavanozlara nakledilmesini, farklı büyüme ortamlarını, mikrop aşılamayı, kök eksüda örneklemesini ve analitik için eksüda işlemeyi içerir.

1. Fidelerin hazırlanması: Tohumların yüzey sterilizasyonu

NOT: Tohumların yüzey sterilizasyonu ve sonraki tüm adımlar, aksi belirtilmedikçe steril koşullarda yapılmalıdır. 1.1'den 1.4'e kadar olan adımlar, A. thaliana tohumlarının yüzey sterilizasyonu için spesifiktir. Diğer bitki türleri, tüp boyutunda (tohum sayısına ve tohum boyutuna bağlı olarak), çözeltilerde geçen süre ve sterilizasyon çözeltilerinde alternatif varyasyonlara sahiptir (Tablo 1).

1. Bir mikrosantrifüj tüpüne tohum ekleyin (maksimum 20 mg tohum) ve tohumları% 70 etanol ile kaplayın.
   DİKKAT: Etanol yanıcıdır. Açık alevin yakınında kullanmayın.
2. Kapalı mikrosantrifüj tüplerini 15 dakika boyunca bir çalkalayıcıya taşıyın ve dönüşü tohumlar hafifçe çalkalanacak şekilde ayarlayın.
3. % 70 etanolü bir pipetle dikkatlice çıkarın ve% 100 etanol ile değiştirin. Adım 1.2'yi tekrarlayın.
4. % 100 etanolü çıkarın ve mikrosantrifüj tüpü kapaklarını steril bir hava akışında açık bırakarak tohumları kurutun.
5. Tohumlar kuruduktan sonra, tüpü hafifçe vurarak veya steril forseps kullanarak% 0.7 fito agar ile 0.5x Murashige ve Skoog (MS) ortamına eşit olarak yayın. Agar plakalarını kapatın ve 1,25 cm mikro gözenekli bantla kapatın.
6. Plakaları büyüme odasındaki bir rafa yatay olarak yerleştirin (16 saat aydınlık/8 saat karanlık, 22 °C gündüz/18 °C gece, 150-160 μmol ^{m-2 s-1}).

2. Fidelerin hazırlanması: Çimlenen tohumların taze tabaklara aktarılması

NOT: Aşağıdaki adımlar A. thaliana'ya özeldir ve diğer türler için gerekli değildir.

1. Çimlenmeden sonra, fideleri üstten yaklaşık 3 cm uzağa doğrusal olarak yerleştirerek 5 ila 6 fideyi 0.5x MS ortamlı yeni% 0.7 fito agar plakalarına aktarın ( Şekil 2D'deki rozetin konumuna bakın).
2. Agar plakalarını 1.25 cm mikro gözenekli bantla kapatın ve fideler çimlenmeden 15-18 gün sonra kavanozlara aktarılmaya hazır olana kadar büyüme odasında dikey olarak büyütün (Şekil 2D) (Tablo 2).

3. Hidroponik sistemin hazırlanması: Kavanoz kurulumu

1. Her temiz kavanoza 150 mL temiz 5 mm cam boncuk ekleyin ve kapakla kapatın (Şekil 1A).
   NOT: Bu protokolde çoğu tür²² için 5 mm cam boncuklar uygundur, ancak istenirse boncuk boyutu ayarlanabilir.
2. Kapalı kavanozların üzerine, kapak-kavanoz bağlantısını ve otoklavı (20 dakika boyunca 121 °C) kaplayacak kadar alüminyum folyo yerleştirin (Şekil 1B).
3. Bitkiler aktarılmaya hazır olana kadar hazırlanan kavanozları kapalı tutun (Tablo 2).

4. Hidroponik sistemin hazırlanması: Fide ilavesi

1. Fideler kavanozlara aktarılmaya hazır olduğunda (Tablo 2), steril tezgahtaki kavanozların alüminyum folyosunu ve kapaklarını çıkarın.
2. Kavanozlara bakteri aşısı yapılacaksa, adım 4.3'e geçmeden önce aşağıdaki adımları uygulayın; Aksi takdirde, Adım 4.2'yi atlayın.
   1. Steril bir aşılama döngüsü kullanarak, agar plakaları üzerindeki saf bakteri kültürlerinden tek kolonileri seçin ve bunları 750 μL steril 10 mM MgCl₂ içinde süspanse edin. Çözelti bulanıklaşana kadar tekrarlayın.
   2. İsteğe bağlı: Süspansiyonu 3x 750 μL steril 10 mM MgCl₂ ile 1.000 × g ve oda sıcaklığında 5 dakika santrifüjleme ile yıkayın, ardından süpernatantın çıkarılması ve peletin 750 μL 10 mM MgCl_2'de yeniden süspansiyonu yapın.
   3. İsteğe bağlı: Birkaç farklı bakteri türü aşılanıyorsa, devam etmeden önce 4.2.1-4.2.2 adımlarında hazırlanan tek suşların süspansiyonlarını eşit oranlarda karıştırın.
   4. Optik yoğunluğu 600x MS ortamında (pH₆₀₀ ila 0.5, KOH ile ayarlanmış) veya tercih edilen başka bir büyüme ortamında 0.2-0.4 dalga boyunda (OD 5.5) ayarlayın (bkz. adım 4.3). Çözeltinin doğru şekilde seyreltilip seyreltilmediğini kontrol etmek için OD_600'ü tekrar ölçün.
      DİKKAT: KOH aşındırıcıdır; Eldiven ve laboratuvar önlüğü giyin.
   5. Süspansiyonu aynı ortamda OD₆₀₀ 0.002-0.004'e kadar seyreltin (1:100 seyreltme).
      NOT: Nihai hücre yoğunlukları kullanılan bakteri suşuna bağlı olacaktır, ancak deneyimlerimize göre bu aşı yaklaşık 3-6 × 10⁵ hücre ^mL-1'e karşılık gelir.
   6. Kavanoz başına 35 mL son seyreltme ekleyin. Kavanozları kontrol etmek için 35 mL steril büyüme ortamı ekleyin. Köklerin kurumaması için bitki transferinden önce boncukları 0.5x MS ortamı ile eşit şekilde kaplamak için karıştırın. Adım 4.4'e geçin.
3. Her kavanoza 35 mL 0.5x MS ortamı ekleyin (pH 5.7 ila 5.9, KOH ile ayarlayın). Bitki transferinden önce boncukları 0.5x MS ortamı ile eşit şekilde kaplamak için karıştırın, böylece kökler kurumaz.
   NOT: Büyüme ortamı, örneğin besin maddelerinin uzaklaştırılması, tuz stresini indüklemek için ozmolitlerin eklenmesi veya farklı pH değerlerinin veya büyüme ortamının kullanılmasıyla değiştirilebilir. DİKKAT: KOH aşındırıcıdır; Eldiven ve laboratuvar önlüğü giyin.
4. 3-5 adet A. thaliana bitkisini kök sistemlerini cam boncukların arasına yerleştirerek bir kavanoza koyun.
   NOT: Kavanoz başına düşen bitki sayısı diğer türler için farklıdır (Tablo 2).
5. Kökleri örtmek için boncukları steril forseps veya kaşıklarla hareket ettirin ve yaprakları ortamdan kaldırın (Şekil 1C).
   NOT: Kökleri kırmamak ve bitkileri strese sokmamak için bitkileri ve boncukları dikkatlice hareket ettirin.
6. Kavanozların üstüne 2 şerit 1.25 cm mikro gözenekli bant ekleyin ve kapağı yavaşça üstüne yerleştirin (Şekil 1D-F).
   NOT: Hava değişimini engellememek için kapağı aşağı bastırmayın.
7. Hava değişimine izin verirken steriliteyi korumak için kapak ile kavanoz arasındaki boşluğu 2.5 cm mikro gözenekli bantla kapatın ve kavanozları bir büyüme odasına yerleştirin (Şekil 1G,H).
8. Biyolojik soruya ve beklenen değişkenliğe bağlı olarak deneysel koşul başına 4-8 kavanoz ayarlayın.
9. Deney sisteminin metabolit arka planını hesaba katmak için biyolojik negatif kontrolleri (örneğin, bitkisiz kavanozlar) dahil ettiğinizden emin olun. Negatif kontroller için deneysel tedavilerle aynı sayıda kopya ayarlayın (örneğin, dörtlü kopyalar).
10. Uzun büyüme periyotları için, büyüme ortamını haftalık olarak değiştirin: büyüme ortamının geri kalanını 25 mL hacimsel pipetle çıkarın ve 35 mL taze ortam ekleyin.

5. Kök eksüdaların toplanması

1. Bitkiler istenilen yaşa ulaştığında steril tezgahtaki 2,5 cm'lik mikro gözenekli bandı ve kapağı çıkarın.
   NOT: Büyüme koşullarımızda A. thaliana için, çimlenmeden 21 gün sonra, çiçeklenme başlangıcından önce olgun bir vejetatif aşamayı temsil eder. Vejetatif gelişim aşaması bitki türüne özgüdür ve büyüme periyodunun zamanlaması bitki türlerine göre değişir; Bu zamanlama araştırma sorusuna bağlı olarak değiştirilebilir.
2. Sterilite testi için, 20 μL büyüme ortamını alikotlayın ve LB agar plakalarına pipetleyin.
   1. Aşılanmış kavanozlar için, Koloni Oluşturan Birim (CFU) sayımları için kullanılacak 100 μL büyüme ortamının alikotu (örneğin, bir seyreltme serisinde²³).
      NOT: Deneyimlerimize göre, bakteri yoğunlukları, büyüme ortamının 10^{5-10 8} canlı hücre ^mL-1'i arasında değişir.
3. Köklere zarar vermemek için 25 mL'lik bir hacimsel pipetle mümkün olduğunca fazla büyüme ortamını çıkarın.
4. Yaprakların ıslanmasını önlemek için kavanozun duvarları boyunca pipetleyerek 50 mL toplama ortamı (örneğin, 20 mM amonyum asetat; HCl ile ayarlanmış pH 5.7-5.9) ekleyin. Kavanozları kapaklarla kapatın ve istenen eksüda toplama süresi boyunca steril koşullarda inkübe edin. Zamana duyarlı deneyler için 2 saat iyi bir toplama aralığıdır.
   DİKKAT: HCl aşındırıcıdır; Eldiven ve laboratuvar önlüğü giyin. Daha uzun kök eksüda toplama süreleri için, kapakları tekrar bantla sarın ve kavanozları büyüme odasına taşıyın.
5. 2 saat sonra, istenen miktarda toplama ortamını tüplere çıkarın (ör., konsantre eksüdalar kullanılarak yapılan tahliller veya analizler için 50 mL veya doğrudan kullanım için 2 mL). Toplanan kök eksüdalarını daha fazla işleme veya analize kadar -80 °C'de saklayın.
   1. Aşılanmış kavanozlarla çalışırken, toplanan eksüdaları 5.000 × g ve 4 °C'de 10 dakika santrifüjleyin ve analiz için sadece süpernatanlar kullanın. Alternatif olarak, eksüdaları 0,22 μm veya 0,45 μm filtre ile filtreyle sterilize edin.
6. Deney bir zaman serisinin parçasıysa, kalan tüm toplama ortamını kavanozlardan çıkarın ve 35 mL 0,5x MS ortamı ekleyin. Kavanozları büyütme odasına geri koymadan önce kapağı ve 2,5 cm'lik bandı değiştirin.
7. Kökü ölçün ve daha sonra kök eksüdalarını bitki ağırlığına göre normalleştirmek için tüm bitkilerin taze ağırlığını bir kavanozda çekin.
   NOT: İstenirse bitki dokularından ek olarak numune alınabilir.

6. Kütle spektrometrisi için kök eksüdaların işlenmesi

1. Analitik yönteme bağlı olarak, toplama ortamını konsantre etmek ve çıkarmak için kök eksüdalarını dondurarak kurutun (sıvı kalmayana kadar 0,37 mbar'da -80 °C). Analize hazır olana kadar -80 °C'de saklayın.
   NOT: Burada sunulan veriler, doğru kütleli dört kutuplu bir uçuş süresi cihazında akış enjeksiyonlu TOF-MS analizi ile oluşturulmuştur.
2. Analitik cihaza enjeksiyondan önce, dondurularak kurutulmuş eksüdaları sulandırın veya işlenmemiş kök eksüdalarını kök taze ağırlığına göre toplama ortamı ile seyreltin.
   NOT: Toplama ortamı, kütle spektrometresi ile uyumlu olacak şekilde seçilmiştir. Bununla birlikte, analitik yönteme bağlı olarak, enjeksiyondan önce tuzdan arındırma adımları gerekli olabilir.

Burada tanıtılan deneysel sistem, kök eksüdasyon profillerini değiştiren deneysel ve çevresel faktörlerin kontrolüne izin verir. İki farklı laboratuvarda farklı aydınlatma koşulları, bitki yaşı ve bitki yoğunlukları altında A. thaliana büyümesini karşılaştırdık (Şekil 3). Bitkiler laboratuvarlarda sağlıklı görünüyordu (Şekil 3A,B). Kısa gün koşulları (10 saat ışıklara karşı 16 saat ışık, Şekil 3), uzun gün koşullarına kıyasla daha yüksek kök kütlesi ile sonuçlandı (Şekil 3C, D). Benzer şekilde, uzun gün koşullarında yetiştirilen tüm bitkilerin toplam kök kütlesi, kısa gün koşullarına göre daha küçüktü (Şekil 3C). Genel olarak, kavanozların içindeki ve arasındaki büyümenin değişkenliği laboratuvarlar arasında düşüktü.

Cam kavanoz sistemi, çeşitli bitki türleri ve gelişim aşamaları ile uyumludur. Kök eksüda analizi için son nokta tipik olarak 21 gündür, çünkü deney koşullarımızda birçok bitki türü üreme aşamasına geçmeden önce olgun bir vejetatif aşamadadır (Şekil 4A-E). Bitkiler, kök sistemine gözle görülür bir zarar vermeden deney sisteminden kolayca çıkarılabilir. Bu nedenle, doku ağırlıklarının belirlenmesi veya aşağı akış analizi için dokuların kullanılması basittir. En yüksek sürgün ağırlıkları buğdayda bulunurken, bunu sorgum ve domates izlemiştir. En yüksek kök ağırlıkları sorgum için bulunurken, bunu buğday ve M. truncatola izledi. Kök:sürgün oranı türler arasında farklılık gösterir. Genel olarak, doku ağırlıkları 100 mg ile 800 mg arasında değişmiştir.

Kök eksüda toplamaya izin veren deneysel sistemlerin merkezi bir yönü, tanımlanmış bir ortamda bitki-mikrop etkileşimlerini incelemek için mikroplarla kontrollü aşılamadır. Sunulan deney sistemi, tekrarlanan manipülasyonla bile steril tutulabilir (Şekil 5'teki 'kontrol' koşuluna bakınız) ve bakteriler eklenebilir ve uzun süreler boyunca korunabilir. 33 günlük A. thaliana bitkileri OD600 0.004'te bir kommensal bakteri karışımı ile aşılandığında, bakteriler deneyin tam süresi olan 12 gün boyunca devam etti (Şekil 5). Koloni oluşturan birimler büyüme ortamında 100 kat arttı ve ayrıca kökleri kolonize etti (Şekil 5C). Aşılanmış bitkilerin fenotipleri, steril bitkilerinkinden ayırt edilemezdi (Şekil 5A,B).

Sunulan deneysel sistem, birçok deneysel koşulda eksüda toplanmasına izin verir. Burada, aynı bitkilerden amonyum asetat veya suda art arda toplanan A. thaliana Col-0'ın eksüdasyon profillerini sunuyoruz (Şekil 6A). Eksüdalar, analize kadar -80 °C'de saklandı, kök ağırlığına göre normalize edildi ve kütle spektrometrisi ile analiz edildi. Bitki içeren kavanoz örnekleri, deneysel kontrollere (bitkisiz kavanozlar) göre filtrelendi. 2.163 metabolitten 436'sı arka planın üzerinde bir sinyal gösterdi (% 20.16) ve analiz için tutuldu. Bunlardan, bileşiklerin 416 veya% 95'i, deney koşulları arasında belirgin bolluk gösterdi. Bununla birlikte, 26 metabolit herhangi bir bileşiğe atfedilemez ve bu nedenle tanımlanmamıştır. Çoğu metabolit (% 406 veya% 98) su ile toplanan eksüdalarda daha bol miktarda bulunur. Eksüdaların önce amonyum asetatta ve daha sonra suda art arda toplanması, metabolik sinyaller zamanla seyrelebileceğinden eksüdasyon profilini etkileyebilir. Bununla birlikte, ikinci bir zaman noktası olarak toplanan sudaki neredeyse tamamen daha yüksek eksüdasyon sinyali bu hipotezi desteklememektedir: Saf suda eksüda toplanması muhtemelen bitkiler için ozmotik bir şok yaratır, bu da büyüme çözeltisine eşmolar bir toplama çözücüsüne kıyasla metabolit bolluğunun artmasına neden olur (20 mM amonyum asetat, 0.5x MS ortamına eşmolardır). Her iki büyüme koşulunda tanımlanan bileşiklerin kimyasal sınıflarının araştırılması, bileşiklerin çoğunluğunun organik asitler ve türevleri (% 28.6), ardından organik oksijen bileşikleri (% 18), organoheterosiklik bileşikler (% 14.2) ve lipitler (% 13.2) olduğunu göstermiştir. Metabolitlerin sadece küçük bir alt kümesi fenilpropanoidlere ve poliketidlere (% 8.7) ve benzenoidlere (% 6) aittir. Organik azot bileşikleri, nükleositler, organosülfür bileşikleri, alkaloidler, lignanlar ve ilgili bileşikler, sınıflandırılan bileşiklerin %2 ila %0.5'ini temsil eder (Şekil 6B). Burada gösterilen metabolitlerin dağılımı, diğer kök eksüda toplama sistemleri24 kullanılarak önceden yayınlanmış verilere karşılık gelir.

Şekil 1: Cam kavanoz kurulumu. (A) Cam boncuklu kavanoz. (B) Otoklavlanmaya hazır cam boncuklu kavanoz. (C) Kavanozlardaki fideler (üstten görünüm). (D) 1,25 cm mikro gözenekli bantlı bir kavanozda (üstten görünüm) fideler. (E) 1,25 cm mikro gözenekli bantlı kavanozlarda (yandan görünüm) fideler. (F) 1,25 cm mikro gözenekli bant ve kapaklı kavanozlarda (yandan görünüm) fideler. (G) 1,25 cm mikro gözenekli bant, kapak ve 2,5 cm mikro gözenekli bant ile kavanozlarda (yandan görünüm) fidelerle kavanoz kurulumunu tamamlayın. (H) Kavanoz kurulumunu tamamlayın (üstten görünüm). (I) 21 günlük ve hasada hazır bitkiler (üstten görünüm). Kavanoz boyutu 147 mm yükseklik x 100 mm çap. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Şekil 2: Bir büyüme odasında 0.5x Murashige ve Skoog orta agar plakaları üzerinde yüzeyde sterilize edilmiş fideler. (A) Arabidopsis thaliana (6 günlük), (B) Brachypodium distachyon (6 günlük), (C) Medicago truncatula (6 günlük), (D) A. thaliana (18 günlük). Agar plaka boyutu 120 mm x 120 mm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Şekil 3: Kısa ve uzun gün ışık koşullarında kavanozlarda yetiştirilen Arabidopsis thaliana Col-0 bitkileri. (A) Kısa gün koşullarında (10 saat aydınlık/14 saat karanlık, 220 μmol m-2 s-1 ışık yoğunluğu, 21 °C gündüz/18 °C gece) yetiştirilen 33 günlük üç bitki içeren kavanoz ve (B) uzun gün koşullarında (16 saat aydınlık/8 saat karanlık) yetiştirilen beş adet 21 günlük bitki içeren kavanoz, 150-160 μmol m-2 s-1 ışık yoğunluğu, 22 °C gündüz/18 °C gece). (C) bir kavanozdaki tüm bitkilerin ve (D) tek bitkilerin kök ağırlığı. ** t-testinin anlamlılık değerlerini temsil eder (p < 0.05). Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Şekil 4: Steril cam kavanoz sistemi kurulumunda 21. günde filogenetik olarak farklı beş tür. (A) Model monokot Brachypodium distachyon, (B) model baklagil Medicago truncatula, (C) dikot Solanum lycopersicum (domates), (D) dikot Sorgum bicolor, (E) monokot Triticum aestivum (buğday). (F) Cam kavanozlarda yetiştirilen türlerin köklerinin ve sürgünlerinin taze ağırlığı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Şekil 5: Arabidopsis thaliana Col-0 (33 günlük) kısa gün koşullarında yetiştirilir. (A) Steril bir kurulumda veya (B) 12 gün boyunca bir kommensal bakteri konsorsiyumu ile aşılanmıştır. (C) Büyüme substratının (solda) ve kökün (sağda) steril (kontrol) ve aşılanmış kavanozları için koloni oluşturan birimler. Steril kontrol koşulu için N = 4 kavanoz ve aşılanmış durum için n = 8 kavanoz. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Şekil 6: 21 günlük A. thaliana Col-0 için farklı kök eksüda profilleri. Eksüdalar, steril 20 mM amonyum asetat (pH 5.7) içinde 2 saat toplandı, ardından steril filtrelenmiş deiyonize suda 2 saat toplandı. Metabolitler, direkt enjeksiyon kullanılarak kütle spektrometresi ile tespit edildi. (A) Arka plan seviyesinin üzerinde tespit edilen 436 metabolitin temel bileşen analizi (bitkili kavanozların bitkisiz kavanozlarla karşılaştırılması). PC: açıklanan varyans miktarı ile ana bileşen. Mavi: su ile toplanan eksüdalar, sarı: amonyum asetat ile toplanan eksüdalar. (B) Üst sınıfa (https://cfb.fiehnlab.ucdavis.edu/) göre renklendirilmiş deney koşulları (Tukey testi) arasında önemli ölçüde farklı 416 metabolitin pasta grafiği. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Tablo 1: Birden fazla tür için yüzey tohumu sterilizasyon yöntemleri. * Etanol ve ağartıcı arasında ve sonunda filtrelenmiş deiyonize su ile 4-5 kez yıkanır; ağartıcıdan sonra 3-6 saat inkübasyon, her 30 dakikada birfiltrelenmiş deiyonize su ile değiştirilir.

Tablo 2: Fidanların kavanozlara transfer gün cinsinden yaşı ve çeşitli bitki türleri için kavanoz başına düşen bitki sayısı.

Yazarların ifşa edecek herhangi bir çıkar çatışması yoktur.