Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Distal Orta Arter Oklüzyonu Tekniği Kullanılarak Farelerde Akut İskemik İnme İndüksiyonu

3.7K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/66134

⸱

15 Aralık 2023

 ,  ,  , 
1Wuhan Institute of Biomedical Sciences, School of Medicine, Jianghan University

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Burada, C57BL/6J farelerde transkraniyal elektrokoagülasyon yoluyla distal orta serebral arter tıkanıklığı (dMCAO) modeli oluşturmak ve sonraki nörolojik davranışları ve histopatolojik özellikleri değerlendirmek için bir protokol sunuyoruz.

Özet

İskemik inme, tüm dünyada erişkin popülasyonlar arasında mortalite ve fonksiyonel bozukluğun baskın nedeni olmaya devam etmektedir. İskemik inme hastalarının sadece küçük bir kısmı en uygun zaman aralığında intravasküler tromboliz veya mekanik trombektomi tedavisi almaya uygundur. İnme geçirenler arasında, yaklaşık üçte ikisi uzun bir süre boyunca nörolojik işlev bozukluklarından muzdariptir. İskemik inme için patofizyolojik mekanizmaların daha fazla araştırılması ve etkili terapötik stratejilerin geliştirilmesi için stabil ve tekrarlanabilir bir deneysel iskemik inme modelinin oluşturulması son derece önemlidir. Orta serebral arter (MCA), insanlarda iskemik inmenin baskın lokalizasyonunu temsil eder ve MCA oklüzyonu, fokal serebral iskeminin sık kullanılan modeli olarak hizmet eder. Bu protokolde, C57BL/6 farelerde transkraniyal elektrokoagülasyon yoluyla distal MCA oklüzyonu (dMCAO) modelinin kurulması metodolojisini açıklıyoruz. Oklüzyon bölgesi MCA'nın kortikal dalında yer aldığından, bu model korteksle sınırlı orta derecede enfarktüslü bir lezyon oluşturur. Nörolojik davranışsal ve histopatolojik karakterizasyon, bu modelde görünür motor disfonksiyon, nöron dejenerasyonu ve mikroglia ve astrositlerin belirgin aktivasyonunu göstermiştir. Bu nedenle, bu dMCAO fare modeli, iskemi inmeyi ve popülerleşmenin değerini araştırmak için değerli bir araç sağlar.

Giriş

İnme, yüksek sakatlık ve mortalite insidansı ile karakterize yaygın bir akut serebrovasküler hastalıktır1. Tüm inme vakalarının yaklaşık %80'i iskemik inme2'ye aittir. Şimdiye kadar, intravenöz tromboliz, akut iskemik inme tedavisinde sınırlı sayıda üretken yaklaşımdan biri olmaya devam etmektedir. Bununla birlikte, trombolitik tedavinin etkinliği, dar etkili zaman penceresi ve hemorajik dönüşümün ortaya çıkması ile sınırlıdır3. İskemik inmeyi takiben uzun süreli rehabilitasyon aşamasında, önemli sayıda hastanın kalıcı nörolojik işlev bozuklukları yaşaması muhtemeldir4. İskemik inmenin altta yatan patofizyolojik mekanizmalarını ortaya çıkarmak ve iskemik inmeyi hedefleyen yeni terapötik stratejilerin geliştirilmesini kolaylaştırmak için acilen daha fazla araştırmaya ihtiyaç vardır. Güvenilir ve tekrarlanabilir bir iskemik inme modelinin oluşturulması, temel araştırmaların yanı sıra iskemik inme alanındaki müteakip translasyonel araştırmalar için çok önemlidir.

1981'de Tamura ve ark. orta serebral arterin (MCA) proksimal bölgesinde transkraniyal elektrokoagülasyon kullanarak bir fokal serebral iskemi modeli geliştirdi5. O zamandan beri, çok sayıda araştırmacı, geçici veya kalıcı iskemik inme modelleri oluşturmak için distal MCA oklüzyonunu (dMCAO) indüklemek için ligasyon, kompresyon veya kırpma gibi çeşitli metodolojiler kullanmıştır 6,7,8. Filament modeliyle karşılaştırıldığında, dMCAO modeli, daha küçük enfarktüs boyutu ve daha yüksek sağkalım oranı gibi dikkate değer avantajlar sergiler ve bu da onu iskemik inme9'u takiben uzun vadeli fonksiyonel iyileşmeyi araştırmak için daha uygun hale getirir. Ek olarak, dMCAO modeli, filament modeline kıyasla yaşlı kemirgenlerde daha yüksek bir hayatta kalma oranı gösterir, bu da onu yaşlı ve komorbid hayvan modellerinde iskemik inmeyi araştırmak için avantajlı bir araç haline getirir10. Fototrombotik (PT) inme modelinin daha az cerrahi invazivlik ve önemli ölçüde düşük mortalite oranı özelliklerine sahip olduğu gösterilmiştir. Bununla birlikte, PT modeli, dMCAO modeline kıyasla daha fazla hücresel nekroz ve doku ödemi sergiler ve bu da kollateral dolaşımın olmamasına yol açar11. Ayrıca, PT modelinde gözlenen iskemik lezyonların ağırlıklı olarak mikrovasküler oklüzyondan kaynaklandığı ve dMCAO model12'deki büyük damar embolisinin neden olduğu serebral iskemiden önemli ölçüde farklı olduğu dikkat çekicidir.

Bu yazıda, küçük kemik penceresi kraniyotomi ile distal MCA'yı koagüle ederek murin dMCAO modelini indükleme metodolojisini sunuyoruz. Ek olarak, bu deneysel modelde iskemik hakaretleri ve inme sonuçlarını kapsamlı bir şekilde karakterize etmek için histolojik incelemeler ve davranışsal değerlendirmeler yaptık. Amacımız, araştırmacıları bu model hakkında bilgilendirmek ve iskemik inmenin patolojik mekanizmaları hakkında daha fazla araştırma yapılmasını kolaylaştırmaktır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Deney protokolü, Jianghan Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylandı ve Çin Hastalık Kontrol Merkezi tarafından yayınlanan Deney Hayvanları Etik Yönergelerine uygun olarak yürütüldü. Bu protokolde 10 haftalık, 24-26 g ağırlığında yetişkin erkek C57BL / 6J fareleri kullanıldı. Tüm fareler, yiyecek ve su ad libitum ile 12 saatlik aydınlık / karanlık döngüsü kontrollü bir ortam altında barındırıldı.

1. Ameliyat öncesi hazırlık

NOT: Bu protokol için gerekli olan temel aletler ve ekipmanlar Şekil 1'de gösterilmiştir.

  1. İşlemden önce cerrahi aletleri otoklavlama ile sterilize edin.
  2. Ameliyattan 60 dakika önce analjezi için 5 mg / kg'lık bir dozda deri altından meloksikam uygulayın.
  3. Fareyi bir indüksiyon odasında% 5 izofluran ile uyuşturun.
  4. Isıtma ameliyat panelini %75 etanol ile silin ve sıcaklık 37 °C'ye ayarlandığında ısıtma anahtarını etkinleştirin. Ardından, fareyi, başı cerrahtan uzağa ve kuyruğu cerraha bakacak şekilde tahta üzerinde sol yanal konuma getirin.
  5. Fare yüzüne, idame anestezisi için sabit bir %2 izofluran ve 0,3 L/dk oksijen sağlayan bir maske takın. İşlem sırasında kurumasını önlemek için korneanın üzerine göz merhemi sürün.
  6. Kürkü sol yörüngeden sol kulak kanalına kadar bir tıraş makinesi ile tıraş edin. Sterilizasyon için kalan kürkü çıkarmak için tüy dökücü kremler kullanın.
  7. Üç kez povidon-iyot dezenfektan ve% 75 etanol uygulayarak ameliyat bölgesini hazırlayın.

2. Distal MCAO modeli

  1. Ayak parmağı tutamının reflekslerini değerlendirerek farenin derin anestezi uygulanıp uygulanmadığını kontrol edin.
  2. Steril bir neşter bıçağı kullanarak sol yörünge ile sol kulak kanalı arasında dikey bir kesi yapın.
  3. Cildin yumuşak dokusunu ekartörlerle geri çekin ve temporal kası açığa çıkarın.
  4. Temporal kasın apikal ve dorsal segmentlerini kafatasından ayırmak için düz mikroforseps kullanın.
  5. Temporal kemiğin altında kafatasının tabanına doğru bir önyargı ile "Y" şeklini alan MCA'nın çatallanmasını tanımlayın (Şekil 2A).
    NOT: MCA'nın çatallanması görsel olarak fark edilemezse (anatomik olarak normal bir varyasyon nedeniyle), en rostral damarı belirleyin.
  6. Yarı saydam dokusu ile dura mater görünür hale gelene kadar bir kemik penceresi (4 mm çapında) yapmak için kafatasını inceltmek için elektrikli bir kraniyal matkap kullanın.
    NOT: Bu işlem sırasında aşırı ısınmayı önlemek için kafatasına aralıklı olarak normal salin damlaları ekleyin.
  7. MCA dalını ortaya çıkarmak için arterin üzerindeki dura materini kavisli mikro forseps ile çıkarın.
  8. Elektrokoteriyi 7 W'a ayarlayın MCA'nın bifurkasyonunun proksimal ve distal bölgelerinde elektrikli pıhtılaşma forsepslerini kullanarak arteri pıhtılaştırın (Şekil 2A). Anatomik bir varyasyon nedeniyle çatallanma görünmediğinde, pıhtılaşmayı doğru bir şekilde tanımlanmış MCA dalı üzerinde (yukarıda belirtildiği gibi) yaklaşık 1 mm aralıklarla iki ayrı yerdegerçekleştirin 13.
  9. Bir lazer benekli kan akış ölçer kullanarak sol MCA kortikal dalının kan akışını izleyin.
    NOT: Elektrokoagülasyonu takiben başlangıç değerinin% 40'ından daha az kan akışı azalması gösteren fareler çalışmadan çıkarıldı.
  10. 5-0 poliglikolik asit sütürler kullanarak kas ve cildi ayrı ayrı dikin. Steril bir pamuklu çubuk kullanarak cilt insizyonuna diklofenak sodyum jeli ve mupirosin merhem uygulayın.
  11. Fareyi bir kurtarma odasına yerleştirin. Tüm fareleri tamamen uyanana kadar izleyin. Her 24 saatte bir 72 saate kadar analjezi için meloksikam (5 mg / kg, SC) sağlayın.

3. Sahte Operasyon

  1. Arteriyel pıhtılaşma süreci hariç, yukarıda belirtilenlerle aynı prosedürü çoğaltın.

4. Davranış testleri

NOT: dMCAO'dan önce, farelere 3 gün boyunca günde iki kez davranış eğitimi verildi. dMCAO'dan sonraki 3. günde , testten önce 2 saatlik bir çevresel adaptasyon için fareleri davranışsal test odasına taşıyın.

  1. Kavrama gücü testi14
    NOT: Kavrama gücü ölçer, bir itme-çekme gerinim ölçer ve bir metal yatay çubuk içerir.
    1. Fare kuyruğunun tabanını kavrayın. Fareyi, her iki ön ayağıyla yatay çubuğu kavrayana kadar kademeli olarak metal tutma çubuğuna doğru indirin (Şekil 2B).
    2. Fareyi yaklaşık 2 cm/sn'lik sabit bir hızla geriye doğru çekin ve gövdesini yatay tutun.
    3. Fare ön ayaklarını çubuktan serbest bıraktığında en yüksek kuvveti gram (g) cinsinden kaydedin.
  2. Kutup testi15
    1. Fareyi dikey bir ahşap direğin (50 cm yüksekliğinde, 1 cm çapında) tepesine, başı yukarı bakacak şekilde yerleştirin ve direkten aşağı inmesine izin verin (Şekil 2B).
    2. Farenin dönmesi için geçen süreyi (T dönüşü) ve direğe inmek için toplam süreyi (T toplamı) 60 saniyelik bir kesme süresiyle kaydedin.
  3. Yapışkan bant çıkarma testi16
    1. Fareyi tutun ve farenin sağ ön kısmına bir parça yapışkan bant (2 × 2 mm) yapıştırın (Şekil 2B).
    2. Fareyi yetiştirme kafesine geri koyun ve serbestçe hareket etmesine izin verin.
    3. Yapıştırıcıyı çıkarmak için farenin harcadığı süreyi 60 s sınırıyla kaydedin.
  4. Silindir testi17
    1. Fareyi üstü açık, şeffaf bir cam silindire (çap: 14 cm; yükseklik: 20 cm) yerleştirin ve bir kamera kullanarak 3 dakika boyunca spontan ayakta keşif davranışını kaydedin (Şekil 2B).
      NOT: Deneysel prosedür sırasında, ön ayak hareketlerinin en iyi şekilde kaydedilmesini sağlamak için silindirin yanına iki ayna yerleştirildi.
    2. Sonraki fareyi test etmeden önce kalıntı koku ipuçlarını ortadan kaldırmak için silindiri %75 etanol ile silin.
    3. Videonun oynatma hızını gerçek hızın 1 / 5'ine düşürün ve sol (L) veya sağ ön pençe ( R ) ile duvar dokunuşlarının sayısını veya her iki ön panın (B) aynı anda kullanımını sayın. Sağ ön pençenin kullanım oranını (L-R)/(L + R + B) × %100 olarak hesaplayın.

5. Perfüzyon ve numune hazırlama

  1. Fareyi periton enjeksiyonu aşırı dozda pentobarbital (300 mg / kg) ile ötenazi yapın. Fareyi sırtüstü yatırın ve uzuvları hareketsiz hale getirin.
  2. Ciltte orta karın boşluğundan başlayıp üst göğüs bölgesine doğru uzanan orta hat kesisi yapın.
  3. Cerrahi makas kullanarak göğsü açın ve bir hemostat kullanarak ksifoidi yukarı doğru katlayın. Kalbi ortaya çıkarmak için akciğeri ve diyaframı dikkatlice çıkarın.
  4. Perfüzyon iğnesinin ucunu sol ventriküle yerleştirin ve sağ atriyumu makasla delin. Sol ventrikül yoluyla kalbi 20 mL normal salin ile perfüze edin.
  5. Farenin başını kesin ve kafa derisini gözler arasındaki orta hat boyunca kesin. Kafatası tabanından başlayarak göz yuvasına kadar açılan kemiği her iki taraftan kesin.
  6. Kalvaryumu kaldırın ve bir forseps kullanarak beyni kafatasının tabanından nazikçe ayırın.
    NOT: Farelerin yarısının beyinleri 2,3,5-trifenil tetrazolyum klorür (TTC) boyamasına tabi tutulurken, diğer yarısının beyinleri histolojik incelemeye tabi tutuldu.
  7. Takip histolojik analizi için beyinleri gece boyunca %4 paraformaldehit solüsyonuna batırın.

6. Enfarktüs hacminin tanımlanması

  1. Beyni buzdolabının -20 °C'lik dondurucu bölmesine 20 dakika boyunca yerleştirin.
  2. Beyni 1 mm'lik beyin matriksinin içine yerleştirin ve mikrotom bıçakları kullanarak beyni 2 mm kalınlığında koroner bölümlere ayırın.
  3. Beyin bölümlerini 24 oyuklu bir kültür plakasına aktarın ve beyin dokusunu kaplamak için% 2 TTC ekleyin. 24 oyuklu kültür plakasını, sıcaklık 37 °C'ye ayarlanmış olarak 30 dakika boyunca sabit sıcaklıktaki bir fırına koyun.
  4. Beyin bölümlerini dikkatlice kaldırın ve 15 dakika boyunca% 4 paraformaldehit çözeltisine sabitleyin.
  5. Bu beyin bölümlerinin bir tarama cihazı ile 1200 x 1200 dpi çözünürlükte optik taramasını gerçekleştirin.
  6. Görüntü J yazılımını kullanarak her bölümün enfarktüs alanını (sağ hemisferin alanı eksi sol hemisferin yaralanmamış alanı) toplayarak serebral enfarktüs hacmini ölçün (https://imagej.net/software/imagej/index)18. Enfarktüs hacmi yüzdesini, sağ hemisferin enfarktüs hacmi/hacmi × %100 olarak hesaplayın.

7. Histopatolojik ve immünofloresan boyama analizi

  1. Beyin örneklerini paraformaldehit solüsyonundan alın ve 1 saat boyunca akan su ile yıkayın.
  2. Beyin örneklerini otomasyon-doku-dehidrasyon makinesine aktarın. Dehidrasyon, vitrifikasyon ve balmumu daldırma için önceden ayarlanmış programı başlatın. Susuz kalmış beyin örneklerini parafine gömün ve bir mikrotom ile 5 μm kalınlığında bölümler halinde dilimleyin.
  3. Hematoksilen ve eozin (H&E) boyama
    1. Bölümleri her biri 8 dakika boyunca 3 kez ksilen ile mumdan arındırın.
    2. Her seferinde 5 dakika boyunca gradyan etanol (%100, %95, %90, %80, %70) ve damıtılmış suya art arda daldırarak bölümleri yeniden sulandırın.
    3. Bölümleri hematoksilen çözeltisi ile 5 dakika boyayın.
    4. Kalan hematoksilen kalıntısını yıkamak için bölümleri damıtılmış suyla durulayın, ardından 5 saniyelik bir farklılaşma için %5 hidroklorik asit alkole batırın. Bölümleri 2 dakika damıtılmış su ile yıkayın.
    5. Bölümleri 30 saniye boyunca eozin solüsyonu ile boyayın ve fazla boyama sıvısını damıtılmış su kullanarak durulayın.
    6. Bölümleri her seferinde 5 dakika boyunca art arda %90 etanol, %95 etanol, %100 etanol ve ksilene (2 kez) daldırın. Bölümleri nötr bir balsam montaj ortamı ile monte edin.
  4. İmmünofloresan boyama
    1. Bölümleri her seferinde 8 dakika boyunca 3 kez ksilen ile mumdan arındırın.
    2. Her seferinde 5 dakika boyunca art arda gradyan etanol (%100, %95, %90, %80, %70) ve damıtılmış suya batırarak bölümleri yeniden sulandırın.
    3. Sitrat antijen alma solüsyonunu mikrodalgada kaynatmak için önceden ısıtın. Bölümleri antijen alma çözeltisine daldırın. Antijen alma tamponunu düşük güçte (20 W) 20 dakika boyunca tekrar ısıtın.
    4. Mikrodalgayı kapatın ve antijen alma tamponunun oda sıcaklığına (RT) soğumasını bekleyin.
    5. Bölümleri her seferinde 5 dakika boyunca 0.1 mM fosfat tamponlu tuzlu su (PBS) ile üç kez yıkayın.
    6. İmmünoglobulinin spesifik olmayan bağlanmasını bloke etmek için bölümleri RT'de 1 saat boyunca bir bloke edici solüsyon (% 5 sığır serum albümini) ile inkübe edin.
    7. Bölümleri tavşan anti-NeuN antikoru (1: 300), tavşan anti-Iba-1 antikoru (1: 500) ve fare anti-GFAP antikoru (1: 500) ile gece boyunca 4 ° C'de inkübe edin.
    8. Bölümleri her seferinde 5 dakika boyunca 0.1 mM PBS ile üç kez yıkayın.
    9. Bölümleri keçi anti-tavşan Alexa 594-konjuge IgG (1:500) veya keçi anti-fare Alexa 488-konjuge IgG (1:500) ile RT'de 1 saat inkübe edin.
    10. Bölümleri 0.1 mM PBS ile yıkayın ve bunları 4',6-diamidino-2-fenilindol (DAPI) içeren bir antifade montaj ortamı ile monte edin.
    11. Sırasıyla 594 nm × 488 nm'de bir floresan mikroskop kullanarak iskemik penumbra içindeki üç mikroskobik alanın (300 μm 300 μm) görüntülerini alın.
    12. ImageJ yazılımını (https://imagej.net/software/imagej/index) kullanarak, iskemik penumbra19'daki sayımların ortalamasını alarak pozitif boyanmış hücre yoğunluğunu tahmin edin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

DMCAO'yu gerçekleştirmek için kullanılan temel aletler, mikrocerrahi aletler seti, izofluran buharlaştırıcı ve Şekil 1'de gösterilen monopolar mikrocerrahi elektrokoagülasyon jeneratörüdür. Bu çalışmanın deneysel prosedürü Şekil 2'de gösterilmiştir. Kısacası, distal MCA'yı ortaya çıkarmak için küçük bir kemik penceresi kraniyotomisi kullanıldı ve daha sonra C57BL / 6 farelerinde kalıcı fokal serebral iskemiyi indüklemek için pıhtılaştırıldı. Ayrıca, iskemik insa...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Kraniyotomi elektrokoagülasyon dMCAO modelinin mevcut protokolünde, cerrahi prosedürler minimal invazivlik ile gerçekleştirilir, burada çiğneme fonksiyonu üzerindeki olumsuz etkileri azaltmak için temporalis kasının sadece bir kısmı ayrılır. Farelerin tümü işlemden sonra iyi bir şekilde iyileşti ve gözlemlenen herhangi bir beslenme güçlüğü vakası olmadı. MCA, farenin temporal kemiğinde kolayca ayırt edilebilir, böylece uygun kraniyotomi konumlarının hassas bir şekilde tanımlanmasını kolaylaştırır. Bu dMCAO modelinin nede...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek çatışan çıkarları yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma, Hubei Eyaleti Doğa Bilimleri Vakfı'ndan (2022CFC057) alınan Hibeler tarafından desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
2,3,5-Trifeniltetrazolium
Klorür (TTC)		Sigma-Aldrich108380TTC boyama için boya
24 oyuklu kültür plakasıCorning (ABD)CLS3527TTC boyama için gemi
%4 paraformaldehitWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1101Doku fiksasyonu
% 5 sığır serum albüminiWuhan BOSTER Bio Co., Ltd.AR004Spesifik olmayan antijen bloke
edici 5-0 Poliglikolik asit sütürJinhuan Medical Co., LtdKCR531Ameliyat malzemesi
Anestezi makinesiMidmark CorporationVMRAnestezi uygulanmış hayvan
Antifade montaj ortamıBeyotime BiotechP0131IF boyama için conta
Otomasyon-doku dehidrasyonu 
makinesi		Leica Biosystems (Almanya)TP1020Doku kurutun
Tüy dökücü kremVeet (Fransa)20220328Ameliyat malzemesi
Diklofenak ve nbsp; sodyum  jelWuhan Ma Yinglong İlaç < br / >   Co., Ltd.H10950214için analjezi
(0,8 mm)Rwd Life Science Co., Ltd.Ameliyat ekipmanları
Eosin boyama çözümüWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1001Boya E boyama
Göz merhemiGuangzhou Pharmaceutical Co., LtdH44023098Ameliyat malzemesi
Floresan mikroskobuOlympus (Japonya)BX51Görüntü elde etme
GFAP Fare monoklonal antikoruHücre Sinyalleme Teknolojisi A.Ş.
(Danvers, MA, ABD)		3670IF boyama için birincil antikor
Keçi anti-fare Alexa
488-konjuge IgG		Hücre Sinyalizasyon Teknolojisi A.Ş.
(Danvers, MA, ABD)		4408IF boyama için ikinci antikor
Keçi anti-tavşan Alexa
594-konjuge IgG		Hücre Sinyal Teknolojisi A.Ş.
(Danvers, MA, ABD)		8889IF boyama için ikinci antikor
Kavrama gücü ölçerShanghai Xinruan Information Technology Co., Ltd.XR501Davranış testi için ekipman
Hematoksilen boyama çözeltisiWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1004Boya E boyama
Iba1 Tavşan monoklonal antikoruAbcamab178846IF boyama için birincil antikor
İzofluranRwd Life Science Co., Ltd.R510-22-10Anestezi uygulanmış hayvan
Lazer doppler kan akış ölçerMoor Instruments (İngiltere)moorVMSKan akışı izleme
MeloksikamBoehringer-IngelheimJ20160020için Analjezi
Rwd Life Science Co., Ltd.78001Ameliyat ekipmanları
Mikrocerrahi aletleri setiRwd Life Science Co., Ltd.SP0009-RAmeliyat ekipmanı
MikrotomThermo Fisher Scientific (ABD)HM325Doku kesiti üretimi Mikrotom
bıçağıLeica Biosystems (Almanya)819Doku kesiti üretimi
Monopolar elektrokoagülasyon jeneratörüBahar Manzarası Tıbbi Alet
Co., Ltd.		CZ0001Ameliyat ekipmanları
Mupirosin merhemTianjin Smith Kline & Fransız
Laboratuvarları Ltd.		H10930064için anti-enfeksiyon
Hücre Sinyalleme Teknolojisi A.Ş.
(Danvers, MA, ABD)		24307IF boyama için birincil antikor
Nötr balsamAbsin Bioscienceabs9177H & için Mühür E boyama
Parafin gömme merkeziThermo Fisher Scientific (ABD)EC 350Parafin blokları üretin
Pentobarbital sodyumSigma-AldrichP3761Ötenazi hayvan
Fosfat tamponlu salinShanghai Beyotime Biotech Co., LtdC0221ADoku bölümü için durulama
Tıraş makinesiShenzhen Codos Elektrikli Ev Aletleri
Co., Ltd.		CP-9200Ameliyat ekipmanı
Sodyum sitrat çözeltisiShanghai Beyotime Biotech Co., Ltd.P0083IF boyaması için antijen alımı
Hayvan Matkap ucu H & için H & için Hayvan Microdrill Hayvan NeuN Tavşan monoklonal antikoru

Kaynaklar

  1. Patel, P., Yavagal, D., Khandelwal, P. Hyperacute management of ischemic strokes: JACC Focus Seminar. J Am Coll Cardiol. 75 (15), 1844-1856 (2020).
  2. GBD 2016 Stroke Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease study 2016. Lancet Neurol. 18 (5), 439-458 (2019).
  3. Joo, H., Wang, G., George, M. G. A literature review of cost-effectiveness of intravenous recombinant tissue plasminogen activator for treating acute ischemic stroke. Stroke Vasc Neurol. 2 (2), 73-83 (2017).
  4. Jones, A. T., O'Connell, N. K., David, A. S. Epidemiology of functional stroke mimic patients: a systematic review and meta-analysis. Eur J Neurol. 27 (1), 18-26 (2020).
  5. Tamura, A., et al. Focal cerebral ischaemia in the rat: Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
  6. Kuraoka, M., et al. Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice. Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).
  7. Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
  8. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  9. Candelario-Jalil, E., Paul, S. Impact of aging and comorbidities on ischemic stroke outcomes in preclinical animal models: A translational perspective. J Exp Neurol. 335, 113494(2021).
  10. Zuo, X., et al. Attenuation of secondary damage and Aβ deposits in the ipsilateral thalamus of dMCAO rats through reduction of cathepsin B by bis(propyl)-cognitin, a multifunctional dimer. Neuropharmacology. 162, 107786(2020).
  11. Shabani, Z., Farhoudi, M., Rahbarghazi, R., Karimipour, M., Mehrad, H. Cellular, histological, and behavioral pathological alterations associated with the mouse model of photothrombotic ischemic stroke. J Chem Neuroanat. 130, 102261(2023).
  12. Caleo, M. Rehabilitation and plasticity following stroke: Insights from rodent models. Neuroscience. 311, 180-194 (2015).
  13. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. J Vis Exp. (89), e51729(2014).
  14. Lavayen, B. P., et al. Neuroprotection by the cannabidiol aminoquinone VCE-004.8 in experimental ischemic stroke in mice. Neurochem Int. 165, 105508(2023).
  15. Hu, K., et al. Cathepsin B knockout confers significant brain protection in the mouse model of stroke. J Exp Neurol. 368, 114499(2023).
  16. Yu, S. P., et al. Optochemogenetic stimulation of transplanted iPS-NPCs enhances neuronal repair and functional recovery after ischemic stroke. J Neurosci. 39 (33), 6571-6594 (2019).
  17. Lin, Y. H., et al. Opening a new time window for treatment of stroke by targeting HDAC2. J Neurosci. 37 (28), 6712-6728 (2017).
  18. Shi, X. F., Ai, H., Lu, W., Cai, F. SAT: Free software for the semi-automated analysis of rodent brain sections with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride staining. Front Neurosci. 13, 102(2019).
  19. Jensen, E. C., et al. Quantitative analysis of histological staining and fluorescence using ImageJ. Anat Rec. 296 (3), 378-381 (2013).
  20. Donahue, J., Wintermark, M. Perfusion CT and acute stroke imaging: foundations, applications, and literature review. J Neuroradiol. 42 (1), 21-29 (2015).
  21. Sun, M., et al. Long-term L-3-n-butylphthalide pretreatment attenuates ischemic brain injury in mice with permanent distal middle cerebral artery occlusion through the Nrf2 pathway. Heliyon. 8 (7), e09909(2022).
  22. Balkaya, M. G., Trueman, R. C., Boltze, J., Corbett, D., Jolkkonen, J. Behavioral outcome measures to improve experimental stroke research. Behav Brain Res. 352, 161-171 (2018).
  23. Hao, T., et al. Inflammatory mechanism of cerebral ischemia-reperfusion injury with treatment of stepharine in rats. Phytomedicine. 79, 153353(2020).
  24. Pietrogrande, G., et al. Low oxygen post conditioning prevents thalamic secondary neuronal loss caused by excitotoxicity after cortical stroke. Sci Rep. 9 (1), 4841(2019).
  25. Shi, X., et al. Stroke subtype-dependent synapse elimination by reactive gliosis in mice. Nat Commun. 12 (1), 6943(2021).
  26. Chen, W. C., et al. Aryl hydrocarbon receptor modulates stroke-induced astrogliosis and neurogenesis in the adult mouse brain. JNeuroinflammation. 16 (1), 187(2019).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

İskemik İnme ModeliOrta Serebral ArterDistal MCA OklüzyonuFokal Serebral İskemiTranskraniyal ElektrokoagülasyonNörolojik Davranış DeğerlendirmesiHistopatolojik AnalizKavrama Gücü TestiBeyin Kesit AlmaTTC Boyama
Distal Orta Arter Oklüzyonu Tekniği Kullanılarak Farelerde Akut İskemik İnme İndüksiyonu
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.