Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Patlamaya Bağlı Koklear Yaralanmayı İncelemek için Lazer Kaynaklı Şok Dalgasının Araştırma Uygulaması

1.2K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/66396

⸱

1 Mart 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Otolaryngology, Head and Neck Surgery, National Defense Medical College, 2Division of Bioinformation and Therapeutic Systems, National Defense Medical College, 3Department of Biochemistry, National Defense Medical College

Bu makalede

Özet

Burada, lazer kaynaklı şok dalgası (LISW) kullanarak patlamaya bağlı koklear hasarın bir hayvan modelini oluşturmak için deneysel protokolleri açıklıyoruz. Temporal kemiğin LISW'ye maruz kalması, blast ile indüklenen koklear patofizyolojinin çoğaltılmasına izin verir. Bu hayvan modeli, koklear patolojiyi aydınlatmak ve patlama yaralanmaları için potansiyel tedavileri keşfetmek için bir platform olabilir.

Özet

Kulak, patlama aşırı basıncına en duyarlı organdır ve koklear yaralanmalar sıklıkla patlamaya maruz kaldıktan sonra meydana gelir. Patlamaya maruz kalma, yaşam kalitesini olumsuz yönde etkileyen geri dönüşü olmayan bir işitme kaybı olan sensörinöral işitme kaybına (SNHL) yol açabilir. Tüy hücrelerinin kaybı, spiral ganglion nöronları, koklear sinapslar ve stereosiliaların bozulması gibi blast kaynaklı ayrıntılı koklear patolojiler daha önce belgelenmiştir. Bununla birlikte, bir patlama yaralanmasından sonra koklear sensörinöral bozulmanın belirlenmesi zordur, çünkü patlama aşırı basıncına maruz kalan hayvanlar genellikle timpanik membran perforasyonu (TMP) yaşar ve bu da eşzamanlı iletim tipi işitme kaybına neden olur. Saf sensörinöral koklear disfonksiyonu değerlendirmek için, lazer kaynaklı bir şok dalgası kullanarak patlamaya bağlı koklear hasarın deneysel bir hayvan modelini geliştirdik. Bu yöntem, TMP ve eşlik eden sistemik yaralanmaları önler ve LISW maruziyetinden sonra SNHL bileşenindeki fonksiyonel düşüşü enerjiye bağlı bir şekilde yeniden üretir. Bu hayvan modeli, patolojik mekanizmaları aydınlatmak ve blast kaynaklı koklear disfonksiyon için potansiyel tedavileri araştırmak için bir platform olabilir.

Giriş

İşitme kaybı ve kulak çınlaması, gazilerin %62'sinde bildirilen en yaygın engeller arasındadır1. Blast aşırı basıncına maruz kalan kişilerde sensörinöral işitme kaybı (SNHL) ve timpanik membran perforasyonu (TMP) dahil olmak üzere patlamaya bağlı çeşitli işitsel komplikasyonlar bildirilmiştir2. Ayrıca, patlamalara maruz kalan bireyler üzerinde yapılan araştırmalar, patlamaya maruz kalmanın, işitme eşikleri normal aralıkta olsa bile, "gizli işitme kaybı (HHL)" olarak bilinen işitsel zamansal çözünürlükteki kusurlara yol açtığını göstermektedir3. Blast ile ilişkili koklear patolojide iç tüylü hücreler (IHC'ler) ve işitsel nöronlar (AN'ler) arasında önemli bir koklear sinaps kaybı olduğu iyi bilinmektedir4. Sinaptik dejenerasyon, işitsel işlemenin bozulmasına neden olur ve HHL5'in gelişiminde önemli bir faktördür. Bu nedenle, işitme organları karmaşık ve oldukça organize yapılar içeren kırılgan bileşenlerdir. Bununla birlikte, patlama dalgalarının iç kulağı hücresel düzeyde etkilediği kesin mekanizma belirsizliğini korumaktadır. Bunun nedeni, laboratuvar ortamlarında patlama yaralanmalarının kesin klinik ve mekanik karmaşıklıklarının tekrarlanmasındaki zorluklar ve patlamaya bağlı koklear patolojilerin karmaşıklığıdır.

Bir patlama yaralanmasının birincil bileşeni, tepe basıncında hızlı ve yüksek bir artış ile karakterize edilen şok dalgasıdır (SW)6. Patlama yaralanmalarının karmaşıklığı çok sayıda retrospektif çalışmada kapsamlı bir şekilde araştırılmıştır 7,8,9. Farklı basınç seviyelerinde sıkıştırılmış gaz10, şok tüpleri11 ve küçük büyüklükteki patlayıcılar12 gibi patlama üretimi için çeşitli cihazlar vardır. Yakın zamanda geliştirilen cihazlar tarafından üretilen SW'nin basınç dalga biçimi, gerçek bir patlamanınkine çok benziyordu. Patlamaya bağlı sensörinöral işitme kaybının bir hayvan modelinin oluşturulmasında önemli bir kavram, hayvan ölümünü azaltmak için işitsel hasar dışında eşlik eden yaralanmaları en aza indirmektir. Bu nedenle, şok tüplerinin minyatürleştirildiği ve çıktının hassas bir şekilde kontrol edilebildiği patlama yaralanması çalışmaları geliştirilmiştir, böylece maruz kalan hayvanlar nadiren ölür. Bununla birlikte, bu hayvan modelleri genellikle TMP gibi komplikasyonlar geliştirse de, eşzamanlı iletim tipi işitme kaybı nedeniyle koklear fonksiyonun değerlendirilmesi zordur2. Daha önce kulak tıkacı kullanarak patlama yaralanması üzerine kulak korumalı bir hayvan çalışması yaptık ve TMP13 insidansı bulamadık. Kulak tıkaçları ciddi koklear hasarı kısmen azaltabilir, ancak merkezi işitsel nörodejenerasyon veya kulak çınlaması gelişimini azaltamaz. Böylece kulak tıkaçları kokleaları ve kulak zarını korur. Bununla birlikte, patlama yaralanmalarının neden olduğu koklear patofizyolojiyi incelemek için TMP'siz patlamaya bağlı saf koklear hasarın bir hayvan modeli gereklidir.

Daha önce, lazer kaynaklı bir şok dalgası (LISW) kullanarak sıçanlarda ve farelerde iç kulağın topikal bir patlama yaralanması modeli geliştirmiştik14,15. Bu yöntem, standart bir laboratuvar düzeyinde güvenli ve kolay bir şekilde gerçekleştirilebilir ve akciğer ve kafa patlaması yaralanmalarının modellerini oluşturmak için kullanılmıştır16,17. LISH'nin enerjisi, lazer tipi ve gücü değiştirilerek ayarlanabilir, bu da koklear hasarın derecesi üzerinde kontrol sağlar. LISW ile indüklenen koklear yaralanma modeli, patlama yaralanmalarının neden olduğu SNHL mekanizmalarını incelemek ve potansiyel tedavileri araştırmak için değerlidir. Bu çalışmada, LISW kullanarak patlamaya bağlı koklear hasarın bir fare modelini oluşturmak için ayrıntılı deneysel protokolleri tanımladık ve LISW maruziyetini takiben farelerde enerjiye bağlı bir şekilde tüy hücrelerinin (HC'ler), koklear sinapsların ve spiral ganglion nöronlarının (SGN'ler) kaybı dahil olmak üzere koklear dejenerasyonu gösterdik.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Tüm deneysel prosedürler, Ulusal Savunma Tıp Koleji Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (onay # 18050) tarafından onaylandı ve Ulusal Sağlık Enstitüleri ve Japonya Eğitim, Kültür, Spor, Bilim ve Teknoloji Bakanlığı'nın yönergelerine uygun olarak gerçekleştirildi. Hayvanların sayısını ve acılarını en aza indirmek için her türlü çaba gösterildi.

1. Hayvanlar

  1. Bu protokolü takip etmek için 8 haftalık erkek CBA/J fareleri kullanın. Deneyden önce, normalliği sağlamak için fareleri bir işitme fonksiyonu testine ve timpanik zarın endoskopik gözlemine tabi tutun.
  2. 27 CBA/J fareyi üç gruba ayırın: (1) 2.0 J/cm2 maruz kalan grup (n = 9 fare); (2) 2.25 J /cm2 maruz kalan grup (n = 9 fare); ve (3) 2.5 J /cm2 maruz kalan grup (n = 9 fare). LISW maruziyetinden 1 ay sonra değerlendirme için tüm kulakları çıkarın.

2. LISW maruziyetinin deneysel ayarları

  1. Lazer hedefi, 10 mm çapında ve 0,5 mm kalınlığında siyah, doğal bir kauçuk disktir. LISW darbesini artırmak için, 1.0 mm kalınlığında, şeffaf, polietilen tereftalat levhayı (PET) hedef alanın üstüne yapıştırmak için bir akrilik reçine kaynak yapıştırıcısı kullanın. Hedefin arkasında LISW oluşturmak için 532 nm Q-anahtarlı Nd: YAG lazeri ışınlayın (Şekil 1A).
  2. Lazer darbesini plano-dışbükey bir lensle lazer hedefi üzerindeki 3.0 mm çapında bir noktaya odaklayın.
  3. İki malzemenin bağlanma yüzeyinde plazma oluşturmak için LISW ışınlamasını kullanın ve kauçuğu buharlaştırın (plazma aracılı ablasyon), boşlukta buharlaşmış kauçuğu bırakın.
  4. LISH'nin basınç dalgasını canlı dokuda değil, su altında 1.0 mm'de ölçmek için bir hidrofon kullanın. LISW basınç dalga formlarını kaydetmek ve bunları dijital bir osiloskop kullanarak ölçmek için su yüzeyinin 0.25 mm altındaki siyah kauçuğun altına 1.0 mm çapında bir fiber optik hidrofon yerleştirin.
    NOT: Basınç dalga biçimleri, Şekil 1B'de gösterildiği gibi benzer maksimum basınç ve darbe ile kararlı özellikler göstermiştir.
  5. Tüm hayvan prosedürlerini genel anestezi altında 1 mg / kg medetomidin hidroklorür ve 75 mg / kg ketamin intraperitoneal enjeksiyonları kullanarak gerçekleştirin. Kurumayı önlemek ve ısı desteği sağlamak için farenin her iki gözüne de oftalmik bir merhem sürün.
  6. Kürkte sıkışan havanın tutulmasını önlemek için postauricular bölgeleri dikkatlice tıraş edin. Fareleri bir plakaya sabitleyin ve postauricular bölgeleri LISS'nin odak alanına dikey olarak yukarı doğru konumlandırın.
  7. Fare kulağının postauricular bölgesine perkütan olarak siyah kauçuk bir hedef takın. Akustik empedans eşleşmesini sağlamak için, lazer hedefi ile cilt yüzeyi arasında bir ultrason iletken jeli kullanın.
  8. Temporal kemik yoluyla kokleaya tek bir LISW darbesi uygulayın. Lazer darbelerinin çıkışlarını üç enerji yoğunluğuna ayarlayın: 2.0 J/cm2 , 2.25 J/cm2 ve 2.5 J/cm2.

3. Koklear fonksiyon testi

NOT: İşitsel beyin sapı yanıtı (ABR) testleri daha önce bildirildiği gibi yapılmıştır14,15.

  1. ABR ölçümünü LISW maruziyetinden 1 gün önce ve 1 gün ve 1 ay sonra gerçekleştirin.
  2. ABR, işitsel uyaranlara yanıt olarak işitsel olarak uyarılan bir potansiyeldir ve yaygın olarak dört frekansta (12.0 kHz, 16.0 kHz, 20.0 kHz ve 24.0 kHz) işitme eşiklerini değerlendirmek için kullanılır.
  3. Stimülasyon sesini küçük bir kulaklık üzerinden sunun ve kulaklığın yanına yerleştirilmiş küçük bir mikrofon kullanarak farenin kulak zarının yakınındaki ses basıncı seviyesini ölçün. Bir ses üretecinden 37 döngü/sn'de patlama uyarısı verin ve ses basıncını 5 dB SPL'lik adımlarla 20 dB ses basıncı seviyesinden (SPL) 80 dB SPL'ye yükseltin.
  4. Kulak kanalının ve kulağın ön bölgesinin altına elektroensefalogram kaydı için paslanmaz çelik bir iğne elektrot yerleştirin ve kuyruğun kaudal bölgesinin altına bir toprak elektrodu yerleştirin.
  5. ABR pik I (P1) amplitüdünü ölçerek koklear fonksiyonları değerlendirin. Daha önce bildirildiği gibi ABR tepe analiz yazılımını kullanarak ABR dalga formlarını işitme eşiklerine ve ABR P1 genliğine göre otomatik olarak analiz edin18.
  6. Maruz kalmadan önce elde edilen eşikleri çıkararak ABR eşik kaymalarını hesaplayın. Maruz kalan üç gruptaki ABR eşik kaymalarını, maruz kalmayan kontralateral kulaklarınkilerle karşılaştırın (kontrol). 80 dB SPL stimülasyonu sırasında ABR dalga biçimini kullanarak ABR genliklerini ölçün.

4. Histolojik değerlendirme

NOT: Histolojik değerlendirme daha önce tarif edildiği gibi yapıldı14,15.

  1. HC'ler ve koklear sinaps
    1. LISW maruziyetinden 1 ay sonra kokleanın patolojik incelemesini yapın.
    2. Perfüzyondan önce anestezi derinliğini ayak parmağınızı sıkıştırarak onaylayın. Emzirilmiş Ringer solüsyonu ile hemoperfüzyondan sonra, 1 mL / g% 4 paraformaldehit (PFA) ile transkardiyak perfüzyon gerçekleştirin. Dekapitasyondan sonra, kokleayı çıkarın ve doğrudan% 4 PFA ile perfüze yapın, ardından gece boyunca 4 ° C'de sabitleyin.
    3. Fiksasyondan sonra, 2 gün boyunca 0,5 mol / L etilendiamintetraasetik asit (EDTA) çözeltisi içinde çalkalayarak kokleayı kireçten arındırın.
    4. Demineralize kokleayı dört parçaya bölün. Her bir koklea parçasını kuru buz üzerinde 10 dakika dondurduktan sonra, geçirgenlik için basitçe %0.3 Triton X ile konjuge edilmiş %5'lik normal at serumunda 1 saat oda sıcaklığında blokaj gerçekleştirin.
    5. Birincil antikorlar olarak anti-miyozin 7a (Myo7A), anti-C-terminal bağlayıcı protein (CtBP2) ve anti-nörofilament (NF) antikorları kullanın ve gece boyunca 37 ° C'de inkübe edin. HC'leri, presinaptik şeritleri ve koklear sinir liflerini değerlendirmek için sırasıyla Myo7A, CtBP2 ve NF antikorlarını kullanın.
    6. Bağlanmamış primer antikoru fosfat tamponlu salin (PBS) ile 5 x 3 dakika boyunca yıkayın. Numuneleri uygun ikincil antikorlarla 37 ° C'de 2 saat inkübe edin. Boyamadan sonra, numuneleri PBS ile 3 x 5 dakika yıkayın ve numuneleri kapak camı kullanarak suda çözünür bir kapsülleyici ile sürgülü cam üzerinde kapsülleyin.
    7. Değerlendirme için, 10x büyütmede kokleanın tüm görüntüsünü (dört parçaya bölünmüş) elde edin ve 12,0 kHz, 16,0 kHz, 20,0 kHz ve 24,0 kHz frekansında belirli koklear bölgeleri hassas bir şekilde lokalize etmek için referans verilen ImageJ yazılım eklentisini kullanarak koklear frekans haritasını hesaplayın.
    8. HC sağkalım oranlarını ve her frekanstaki sinaps sayısını hesaplayın.
      1. HC sağkalım oranlarını hesaplamak için, her frekansta 200 μm uzunluk başına hayatta kalan ve eksik HC'lerin sayısını sayın ve aşağıda gösterilen denklemi (1) kullanarak HC'lerin hayatta kalma oranını hesaplayın:
        HC sağkalım oranı (%) = (Hayatta kalan HC sayısı / Hayatta kalan ve eksik HC sayısı) × 100 (1)
      2. Sinaps sayısını hesaplamak için, konfokal floresan mikroskobu altında 3,1x dijital yakınlaştırma ve 0,25 μm adım boyutuna sahip bir yağa daldırma objektif lensi (63×) kullanarak iç HC alanının yüksek çözünürlüklü z-yığını görüntülerini elde edin. Görüntü yığınlarını ImageJ'e aktarın ve her görüntü yığınında 50 μm'lik bir aralıkta IHC başına CtBP2 puncta'yı otomatik olarak sayın. Denklem (2) kullanarak sinaptik şeritlerin hayatta kalma oranını hesaplayın:
        Sinaptik kurdelelerin sağkalım oranı (%) = (LISN'ye maruz kalan kulaklardaki sinaptik kurdele sayısı / Kontrol kulaklarındaki sinaptik kurdele sayısı) × 100 (2)
    9. Taramalı elektron mikroskobu (SEM) için, daha önce tarif edildiği gibi kokleayı çıkarın ve ardından gece boyunca 4 °C'de %2 PFA ve %2,5 glutaraldehit ile sabitleyin. 7 gün boyunca 4 ° C'de 0,5 mol / L EDTA çözeltisi içinde çalkalayarak kokleanın dekalsifikasyonundan sonra, kokleaları tam montaj hazırlığı için dört parçaya bölün.
    10. Dokuları 30 dakika boyunca 4 ° C'de% 1 osmiyum tetroksit ile sabitleyin, oda sıcaklığında% 50 etanol içinde 10 dakika dehidre edin, % 70,% 80,% 95 ve sonra% 100 etanol ile tekrarlayın, osmiyum ile püskürtün, püskürtün ve daha önce bildirildiği gibi 5.0 kV'da elektron mikroskobu altında inceleyin14.
    11. SEM görüntülerini kullanarak her bir enerji grubundaki bozulmuş stereosilia (bozulmuş OHC stereosilia sayısı / toplam OHC stereosilia sayısı) oranını hesaplayarak dış saç hücrelerinde (OHC'ler) stereosiliyer demet bozulmasının kantitatif bir analizini yapın14. 16.0 ve 24.0 kHz bölgelerinin merkezinde 100 μm başına stereocilia sayısını sayın. Yanal tarafa doğru bükülmüş, dolaşmış veya tabanları olmayan bir veya daha fazla OHC demeti sırasını bozulmuş olarak belirleyin.
  2. SGN'ler
    1. LISW maruziyetinden 1 ay sonra SGN sayısını kantitatif olarak değerlendirmek için,% 4 PBS ile transkardiyak perfüzyon gerçekleştirin, dekapitasyon yapın, kokleayı çıkarın ve yukarıda tarif edildiği gibi aynı koşullar altında posterior fiksasyon gerçekleştirin. Kokleayı 1 hafta boyunca 0,5 M EDTA'da kireçten arındırın.
    2. Dekalsifikasyondan sonra, kokleaları gece boyunca% 30 sükroz içine daldırın, bunları kriyoseksiyon bileşiğine gömün, Rosenthal kanalının yakınında 15 μm kalınlığında bölümler hazırlamak için sıvı nitrojen içinde dondurun, hematoksilen ve eozin ile boyayın ve bunları bir ışık mikroskobu altında görüntüleyin14.
    3. SGN yoğunluk ölçümü için, Rosenthal kanalının orta dönüşündeki SGN'lerin sayısını sayın ve kontrol başına SGN sağkalımını hesaplayın.

5. İstatistiksel analiz

  1. Tercih ettiğiniz yazılımı kullanarak istatistiksel analizler yapın.
  2. ABR eşik kayması, HC, SGN ve sinaptik sayımlardaki istatistiksel farklılıkları, iki yönlü tekrarlanan ölçümler ANOVA ["frekans veya koklear parçalar (apikal/orta/baz)" × "hayvan grupları"], iki yönlü varyans analizi (ANOVA) ve ardından post-hoc Tukey'in çoklu karşılaştırma testi kullanarak analiz edin.
  3. Tüm verileri standart hata ± ortalama olarak sunun ve istatistiksel anlamlılık düzeyini p < 0.05 olarak ayarlayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

LISW dalga formu
LISW basınç dalga formunun tekrarlanabilirliği 2.0 J/cm2'de 5x olarak aşağıdaki gibi ölçüldü. Dalga formları genellikle benzer ve kararlıydı ve zaman genişliği, tepe basıncı ve 0.43±0.4 μs, 92.1 ± 6.8 MPa ve 14.1 ± 1.9 Pa (medyan ± SD) darbe ile keskin bir artış gösterdi, bu da SW özelliklerine karşılık gelir (Şekil 1B). LISW'ler hızlı yükselme süresi, yüksek tepe basıncı, kısa süre ve pozitif basınç baskınlığı ile karakterize edilir. Biyolojik...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu çalışma, LISW kullanarak patlamaya bağlı koklear hasarın bir fare modelini doğrulamayı amaçladı. Bulgularımız, temporal kemik yoluyla LISW uygulamasını takiben, maruz kalan fare kulağının kokleada tutarlı bir patolojik ve fizyolojik düşüş sergilediğini ve buna LISW aşırı basıncında bir artışın eşlik ettiğini gösterdi. Bu sonuçlar, bu fare modelinin LISW çıktısını ayarlayarak çeşitli koklear patolojileri çoğaltmak için uygun olduğunu göstermektedir. Spesifik olarak, bu LISW kaynaklı ko...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

Bu çalışma, JSPS KAKENHI'den iki hibe ile desteklenmiştir (Hibe Numaraları 21K09573 (K.M.) ve 23K15901 (T.K.)).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
532 nm Q-anahtarlı Nd:YAG lazer QuantelBrilliant b
ABR tepe analiz yazılımıKütle Göz ve KulakN/AEPL Koklear Fonksiyon Test Paketi
Akrilik reçine kaynak yapıştırıcısı ve nbsp;Acrysunday Co., LtdN / A
konfokal floresan mikroskobuLeicaTCS SP8
kriyoseksiyon bileşiğiSakuraTissue-Tek OCT
CtBP2 antikoruBD İletimi# 612044
Dielektrik çok katmanlı aynalarSIGMAKOKI CO., LTDTFMHP-50C08-532M1-M3
Dijital osiloskopTektronixDPO4104B
KulaklıkCUICDMG15008-03A
HidrofonRP akustiği e.K.
Image J yazılım eklentisiNIHölçüm hattıhttps://myfiles.meei.harvard.edu/xythoswfs/webui/_xy-e693768_1-t_wC4oKeBD
Işık mikroskobuKeyence CorporationBZ-X700
Miyozin 7A antikoruProteus Biosciences#25– 6790 
Nörofilament antikorSigma#AB5539
Plano-dışbükey lensSIGMAKOKI CO.,LTDSLSQ-30-200PM
Prizma yazılımıGraphPadN/Aver.8.2.1
Taramalı elektron mikroskobuJEOL LtdJSM-6340F
Küçük dijital endoskopAVS Co., Ltd,AE-C1
Ultrasonik jöleHitachi Aloka MedicalN/A
Değişken zayıflatıcıShowa Optronics Co.YokŞu anda mevcut halefi: KYOCERA SOC Corporation, RWH-532HP II
Suda çözünür kapsülleyici ve nbsp;Dako#S1964
FOPH2000

Kaynaklar

  1. Arun, P., et al. Blast exposure causes long-term degeneration of neuronal cytoskeletal elements in the cochlear nucleus: A potential mechanism for chronic auditory dysfunctions. Front Neurol. 12, 652190(2021).
  2. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Shiotani, A. Correlation of blast-induced tympanic membrane perforation with peripheral cochlear synaptopathy. J Neurotrauma. 39 (13-14), 999-1009 (2022).
  3. Liberman, M. C., Epstein, M. J., Cleveland, S. S., Wang, H., Maison, S. F. Toward a differential diagnosis of hidden hearing loss in humans. PLoS One. 11 (9), e0162726(2016).
  4. Koizumi, Y., et al. Y-27632, a rock inhibitor, improved laser-induced shock wave (lisw)-induced cochlear synaptopathy in mice. Mol Brain. 14 (1), 105(2021).
  5. Parthasarathy, A., Kujawa, S. G. Synaptopathy in the aging cochlea: Characterizing early-neural deficits in auditory temporal envelope processing. J Neurosci. 38 (32), 7108-7119 (2018).
  6. Kurioka, T., et al. Characteristics of laser-induced shock wave injury to the inner ear of rats. J Biomed Opt. 19 (12), 125001(2014).
  7. Paik, C. B., Pei, M., Oghalai, J. S. Review of blast noise and the auditory system. Hear Res. 425, 108459(2022).
  8. Bryden, D. W., Tilghman, J. I., Hinds, S. R. Blast-related traumatic brain injury: Current concepts and research considerations. J Exp Neurosci. 13, 1179069519872213(2019).
  9. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal models of traumatic brain injury and assessment of injury severity. Mol Neurobiol. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  10. Shao, N., et al. Central and peripheral auditory abnormalities in chinchilla animal model of blast-injury. Hear Res. 407, 108273(2021).
  11. Ou, Y., et al. Traumatic brain injury induced by exposure to blast overpressure via ear canal. Neural Regen Res. 17 (1), 115-121 (2022).
  12. Cho, S. I., et al. Mechanisms of hearing loss after blast injury to the ear. PLoS One. 8 (7), e67618(2013).
  13. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Kobayashi, Y., Shiotani, A. Blast-induced central auditory neurodegeneration affects tinnitus development regardless of peripheral cochlear damage. J Neurotrauma. , (2023).
  14. Niwa, K., et al. Pathophysiology of the inner ear after blast injury caused by laser-induced shock wave. Sci Rep. 6, 31754(2016).
  15. Kimura, E., et al. Effect of shock wave power spectrum on the inner ear pathophysiology in blast-induced hearing loss. Sci Rep. 11 (1), 14704(2021).
  16. Satoh, Y., et al. Pulmonary blast injury in mice: A novel model for studying blast injury in the laboratory using laser-induced stress waves. Lasers Surg Med. 42 (4), 313-318 (2010).
  17. Kawauchi, S., et al. Effects of isolated and combined exposure of the brain and lungs to a laser-induced shock wave(s) on physiological and neurological responses in rats. J Neurotrauma. 39 (21-22), 1533-1546 (2022).
  18. Cassinotti, L. R., et al. Cochlear neurotrophin-3 overexpression at mid-life prevents age-related inner hair cell synaptopathy and slows age-related hearing loss. Aging Cell. 21 (10), e13708(2022).
  19. Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Adding insult to injury: Cochlear nerve degeneration after "temporary" noise-induced hearing loss. J Neurosci. 29 (45), 14077-14085 (2009).
  20. Hickman, T. T., Smalt, C., Bobrow, J., Quatieri, T., Liberman, M. C. Blast-induced cochlear synaptopathy in chinchillas. Sci Rep. 8 (1), 10740(2018).
  21. Jiang, S., Sanders, S., Gan, R. Z. Hearing protection and damage mitigation in chinchillas exposed to repeated low-intensity blasts. Hear Res. 429, 108703(2023).
  22. Nakagawa, A., et al. Mechanisms of primary blast-induced traumatic brain injury: Insights from shock-wave research. J Neurotrauma. 28 (6), 1101-1119 (2011).
  23. Wu, P. Z., Liberman, M. C. Age-related stereocilia pathology in the human cochlea. Hear Res. 422, 108551(2022).
  24. Kurabi, A., Keithley, E. M., Housley, G. D., Ryan, A. F., Wong, A. C. Cellular mechanisms of noise-induced hearing loss. Hear Res. 349, 129-137 (2017).
  25. Kim, J., Xia, A., Grillet, N., Applegate, B. E., Oghalai, J. S. Osmotic stabilization prevents cochlear synaptopathy after blast trauma. Proc Natl Acad Sci U S A. 115 (21), E4853-E4860 (2018).
  26. Hu, N., Rutherford, M. A., Green, S. H. Protection of cochlear synapses from noise-induced excitotoxic trauma by blockade of ca(2+)-permeable ampa receptors. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (7), 3828-3838 (2020).
  27. Wan, G., Gomez-Casati, M. E., Gigliello, A. R., Liberman, M. C., Corfas, G. Neurotrophin-3 regulates ribbon synapse density in the cochlea and induces synapse regeneration after acoustic trauma. Elife. 3, e03564(2014).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Sensörinöral İşitme Kaybıİşitsel Beyin Sapı YanıtıKoklear Tüy HücreleriSpiral Ganglion NöronlarıTimpanik Membran PerforasyonuHayvan Modeli KokleasıSinaptik Şerit SayımlarıKoklear Frekans Haritası
Patlamaya Bağlı Koklear Yaralanmayı İncelemek için Lazer Kaynaklı Şok Dalgasının Araştırma Uygulaması
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.