Yöntem makalesi

Bir İnsan Çip Üzerinde Vajinada Sağlıklı ve Disbiyotik Vajinal Mikro Ortamların Modellenmesi

4.1K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/66486

⸱

16 Şubat 2024

 ,  ,  , 
1Wyss Institute for Biologically Inspired Engineering, Harvard University, 2Vascular Biology Program and Department of Surgery, Boston Children's Hospital and Harvard Medical School, 3Harvard John A. Paulson School of Engineering and Applied Sciences

Bu makalede

Özet

Bu makale, mikroaerofilik koşullar altında canlı bir vajinal mikrobiyom ile insan konakçı etkileşimlerinin incelenmesini sağlayan bir mikroakışkan çip üzerinde vajina (Vajina Çipi) kültür cihazı oluşturmak için bir protokolü açıklamaktadır. Bu çip, vajinal hastalıkları araştırmak ve potansiyel terapötik karşı önlemleri geliştirmek ve test etmek için bir araç olarak kullanılabilir.

Özet

Kadın sağlığı ve özellikle kadın üreme sistemi (FRT) hastalıkları, sağlıksız bir üreme sistemi hamilelik sırasında yaşamı tehdit eden hastalıklara, kısırlığa veya olumsuz sonuçlara yol açabilse de, hak ettikleri ilgiyi görmemiştir. Alandaki bir engel, FRT'nin fizyolojisini ve patofizyolojisini sadık bir şekilde taklit eden klinik öncesi, deneysel modellerin kıtlığının olmasıdır. Mevcut in vitro ve hayvan modelleri hormonal değişiklikleri, mikroaerobik koşulları ve vajinal mikrobiyom ile etkileşimleri tam olarak özetlememektedir. Doku-doku arayüzlerini, vasküler perfüzyonu, interstisyel sıvı akışlarını ve insan organlarının önemli bir alt biriminin fiziksel mikro çevresini taklit edebilen Çip Üzerinde Organ (Organ Çipi) mikroakışkan kültür teknolojisinin ortaya çıkışı, potansiyel olarak bu soruna bir çözüm olarak hizmet edebilir. Son zamanlarda, insan vajinal mikrobiyal konsorsiyumunun birincil insan vajinal epiteli ile aynı zamanda vajinal stroma ile arayüzlenen ve dinamik sıvı akışı deneyimleyen ko-kültürünü destekleyen bir insan Vajina Çipi geliştirilmiştir. Bu çip, insan vajinasının sağlıklı ve disbiyotik mikrobiyomlara verdiği fizyolojik tepkileri çoğaltır. Bu makalede insan Vajina Cipsleri oluşturmak için ayrıntılı bir protokol açıklanmıştır.

Giriş

Asidik bir mikro ortamın korunmasına yardımcı olan Lactobacillus spp.'nin hakim olduğu bir vajinal mikrobiyom, kadın üreme sağlığının korunmasında önemli bir rol oynar1. Bununla birlikte, zaman zaman mikrobiyomu oluşturan mikrobiyal toplulukların bileşiminde bir değişiklik olabilir ve bu da vajinal bakteri çeşitliliğinde bir artışa neden olur. Genellikle Lactobacillus'un baskın olduğu bir durumdan daha çeşitli anaerobik bakteri türlerinin (örneğin, Gardnerella vaginalis) egemen olduğu bir duruma geçişle sonuçlanan bu disbiyotik değişiklikler, bakteriyel vajinoz, atrofik vajinit, idrar yolu enfeksiyonu, vulvovajinal kandidiyazis, üretrit ve koryoamniyonit gibi çeşitli üreme sistemi hastalıklarıyla ilişkilidir 2,3,4,5 . Bu hastalıklar, sırayla, bir kadının cinsel yolla bulaşan hastalıklara ve pelvik inflamatuar hastalığa yakalanma şansını arttırır6,7,8,9. Ayrıca hamile kadınlarda erken doğum ve düşükler için daha yüksek risk oluştururlar10,11,12 ve ayrıca kısırlık 13,14,15,16 ile ilişkilendirilmişlerdir.

Statik, iki boyutlu (2D) kültür sistemlerindekültürlenen vajinal epitel hücreleri kullanılarak vajinal disbiyozu modellemek için çaba sarf edilmiş olsa da 17,18, vajinal mikroçevrenin fizyolojisini ve karmaşıklığını etkili bir şekilde taklit etmezler19. Hayvan modelleri ayrıca vajinal dysbiozu incelemek için kullanılmıştır; Bununla birlikte, adet evreleri ve konak-mikrobiyom etkileşimleri insanlardakinden büyük ölçüde farklıdır ve bu nedenle, bu çalışmalardan elde edilen sonuçların fizyolojik önemi belirsizliğini korumaktadır 19,20,21. Bu sorunlara karşı koymak için, FRT 19,22,23,24'teki konak-patojen etkileşimlerini incelemek için insan vajinal dokusunun organoidleri ve Transwell insert modelleri de kullanılmıştır. Ancak bunlar statik kültürler oldukları için, insan hücrelerinin canlı mikroplarla ko-kültürünü yalnızca kısa bir süre için (<16-24 saat) destekleyebilirler ve mukus üretimi ve sıvı akışı gibi insan vajinal mikro çevresinin potansiyel olarak önemli diğer birçok fiziksel özelliğinden yoksundurlar22.

Organ Çipleri, dinamik sıvı akışı altında kültürlenmiş canlı hücreler tarafından kaplanmış bir veya daha fazla paralel içi boş mikro kanal içeren üç boyutlu (3D) mikroakışkan kültür sistemleridir. İki kanallı çipler, iki paralel kanalı ayıran gözenekli bir zarın zıt taraflarında farklı hücre tiplerini (örneğin, epitel ve stromal fibroblastlar veya epitel ve vasküler endotel) kültürleyerek organ düzeyinde doku-doku arayüzlerinin yeniden oluşturulmasını sağlar (Şekil 1). Her iki doku da bağımsız olarak sıvı akışına maruz kalabilir ve ayrıca karmaşık bir mikrobiyom25,26,27,28 ile ko-kültürü mümkün kılmak için mikroaerobik koşulları deneyimleyebilirler. Bu yaklaşım yakın zamanda, epitel lümeninde düşük bir fizyolojik oksijen konsantrasyonunu sürdüren ve en az 3 gün boyunca sağlıklı ve disbiyotik mikrobiyomlarla ko-kültürü mümkün kılan, altta yatan stromal fibroblastlarla arayüzlenmiş hormona duyarlı, birincil vajinal epitel ile kaplı bir insan Vajina Çipi geliştirmek için kullanıldı in vitro29. Vajina Çipinin, optimal (sağlıklı) L. crispatus konsorsiyumu tarafından kolonizasyonu incelemek ve optimal olmayan (sağlıklı olmayan) G. vaginalis içeren konsorsiyumların neden olduğu iltihabı ve yaralanmayı tespit etmek için kullanılabileceği gösterilmiştir. Burada, insan Vajina Çipini oluşturmak ve çip üzerinde sağlıklı ve disbiyotik bakteri toplulukları oluşturmak için kullanılan yöntemleri ayrıntılı olarak açıklıyoruz.

Protokol

Bu araştırma, insan hücrelerinin kullanımı için kurumsal yönergelere uygun olarak gerçekleştirilmiştir. Hücreler ticari olarak elde edildi (bkz . Tüm adımlar bir biyogüvenlik kabininde (BSC) aseptik olarak gerçekleştirilmelidir. Bu protokol için yalnızca filtre (veya bariyer) pipet uçları kullanın.

1. İnsan vajinal epitel hücrelerinin kültürlenmesi

  1. 50 mL vajinal epitel ortamını (VEM, Malzeme Tablosuna bakınız) 37 ° C'ye ısıtın.
  2. 15 mL'lik bir tüpe 9 mL VEM ekleyin. Daha sonra, insan vajinal epitel hücrelerinin (HVEC'ler) bir şişesini çözün ve VEM içeren tüpe ekleyin.
  3. 15 mL'lik tüpü oda sıcaklığında (RT) 5 dakika boyunca 300 x g'da santrifüjleyin ve peleti geride bırakarak süpernatanı aspire edin.
  4. Peleti 2 mL VEM içinde nazikçe yeniden süspanse edin ve 14 mL VEM içeren iki T75 şişesinin her birine 1 mL ekleyin.
  5. Şişeleri 37 °C'de% 5 CO 2 ile inkübe edin. HVEC'ler yaklaşık% 70 birleşene kadar (yaklaşık 5 gün) VEM'i her 2 günde bir değiştirin.

2. İnsan uterus fibroblast hücrelerinin kültürlenmesi

  1. Çift damıtılmış suda (ddH2O) 10 mL 15 μg / mL Poli-L-lizin çözeltisi (PLL) hazırlayın. İki T75 şişesinin her birine 5 mL PLL çözeltisi ekleyin ve 37 ° C'de 1 saat inkübe edin.
  2. 50 mL fibroblast ortamını (FM, Malzeme Tablosuna bakınız) 37 ° C'ye ısıtın.
  3. PLL solüsyonunu aspire edin ve her şişeyi 5 mL ddH2O ile yıkayın.
  4. 9 mL FM'yi 15 mL'lik bir tüpe bağlayın ve bir insan uterus fibroblastı (HUF'ler) şişesini çözün.
  5. HUF'ları FM içeren 15 mL'lik tüpe ekleyin.
  6. 15 mL'lik tüpü RT'de 5 dakika boyunca 300 x g'da santrifüjleyin ve süpernatanı aspire edin, hücre peletini geride bırakın.
  7. Peleti 2 mL FM'de nazikçe yeniden süspanse edin ve 14 mL FM içeren iki T75 şişesinin her birine 1 mL ekleyin.
  8. Şişeleri 37 ° C'de% 5 CO2 ile, hücreler yaklaşık% 70 birleşene kadar inkübe edin ve ortamı 2 günde bir değiştirin.

3. Çip aktivasyonu ve kanal kaplama

  1. Talaşları (ticari olarak elde edilir, Malzeme Tablosuna bakınız) bir vakumlu desikatörde 30 dakika boyunca gazdan arındırın.
  2. Aktivasyon Reaktifi 1'in (AR-1) ve Aktivasyon Reaktifi 2'nin (AR-2) (Malzeme Tablosuna bakın) ambalajlarını çıkarmadan 15 dakika boyunca RT'ye dengelenmesine izin verin.
  3. Işıktan korumak için 15 mL'lik konik bir tüpü folyoya sarın. AR-1 şişesinin duvarlarına yavaşça 1 mL AR-2 çözeltisi ekleyin ve iyice karıştırın. Karışımı folyoya sarılmış 15 mL'lik tüpe aktarın.
  4. AR-1 tozu flakondan tamamen yıkanana kadar AR-1 şişesine 1 mL'lik artışlarla tekrar tekrar AR-2 çözeltisi ekleyin.
  5. AR-1 sulandırılmış çözeltisini AR-2 çözeltisi ile 10 mL'ye kadar doldurun.
  6. Çıkıştan aspire ederken her bir çipin apikal kanal girişine bu çözeltiden 200 μL ekleyin (Şekil 1A). Bazal kanal için tekrarlayın. Engelsiz akışla sıkı bir sızdırmazlık sağlamak için çözeltiyi eklerken pipeti çipe dik tutun.
  7. Tüm çipler için adım 3.6'yı tekrarlayın.
  8. Tüm cipslerde baloncuk olup olmadığını kontrol edin. Etkilenen kanal(lar)a daha fazla çözelti ekleyerek baloncukları çıkarın.
  9. Kanal giriş ve çıkışlarından kaçınırken talaş yüzeyindeki tüm fazla AR-1 solüsyonunu aspire edin.
  10. Cipsleri 150 mm'lik bir Petri kabına yerleştirin ve bu üstü açık kabı bir UV ışık kutusuna yerleştirin.
  11. UV ışık kutusunu BSC'nin arkasına doğru çevirin ve cipsleri 30 dakika boyunca sabit UV ışığı altında bırakın. Cipslerdeki çözeltinin rengi koyu pembeden mauna değişecektir.
  12. Girişe 200 μL AR-2 solüsyonu ekleyerek her kanalı yıkayın ve aynı anda çıkıştan aspire edin.
  13. Girişe 200 μL soğuk DPBS (-/-) ekleyerek ve aynı anda çıkıştan aspire ederek her kanalı iki kez yıkayın.
  14. Apikal kanal kaplamasını hazırlayın (DMEM'de 200 μg/mL Kollajen I ve 30 μg/mL Kollajen IV karışımı) ( Malzeme Tablosuna bakınız). Buz üzerinde tutun.
  15. Bazal kanal kaplamasını hazırlayın (DMEM'de 15 μg/mL PLL ve 200 μg/mL kollajen I karışımı). Buz üzerinde tutun.
  16. Bazal kanal girişine 200 μL bazal kanal kaplaması ekleyin. Prizde kaplama solüsyonu göründüğünde prizi bir P200 ucuyla takın. Çözeltiyi giriş ve çıkış ucu hacimleri eşit olana kadar dağıtın ve ardından pipet ucunu pipetten serbest bırakın ve ucu girişte bırakın.
  17. Benzer şekilde, apikal kanala 200 μL apikal kanal kaplaması ekleyin.
  18. Talaş yüzeyinden fazla çözeltiyi aspire edin.
  19. Tüm cipslerde baloncuk olup olmadığını kontrol edin. Etkilenen kanal(lar)a daha fazla kanal kaplaması ekleyerek baloncukları çıkarın.
  20. Cipsleri gece boyunca 150 mm'lik bir Petri kabında 37 ° C'de% 5 CO 2 ile inkübeedin.

4. HUF'lar ile tohumlama çipi bazal kanalı

  1. Şişedeki HUF'ların büyümesini günlük olarak mikroskop altında görüntüleyin.
  2. HUF kültürleri %70-90 birleştiğinde (kaplamadan ~ 3 gün sonra), 25 mL FM, 5 mL Ca2 + / Mg2+ serbest DPBS (DPBS (-/-), 10 mL tripsin / EDTA ve 15 mL tripsin nötralize edici çözelti (TNS, Malzeme Tablosuna bakınız) 37 ° C'ye kadar.
  3. Ortamı şişelerden aspire edin. 5 mL DPBS (-/-) ile yıkayın, ardından tekrar aspire edin.
  4. Her şişeye 4 mL tripsin-EDTA ekleyin ve hücreler ayrılana kadar 37 ° C'de 3-5 dakika inkübe edin.
  5. Her şişeye 6 mL TNS ekleyin ve hücre süspansiyonunu 15 mL'lik konik bir tüpe aktarın.
  6. Süspansiyonu bir pipetle iyice karıştırın ve hücre sayımı için 10 μL'lik bir alikot alın. 10 μL hücre süspansiyonunu 10 μL tripan mavisi ile karıştırın ve bir hemositometre kullanarak sayın.
  7. RT'de 5 dakika boyunca 300 x g'da santrifüj hücresi süspansiyonu. Süpernatanı aspire edin ve peleti ılık FM'de 7.5 x 105 hücre / mL'lik bir nihai konsantrasyona kadar yeniden süspanse edin.
  8. Bazal kanalı 200 μL FM ile yıkayın.
  9. 15 mL VEM'i 37 °C'ye ısıtın. Apikal kanalı 200 μL VEM ile yıkayın.
  10. Çıkışı bir pipet ucuyla tıkarken apikal kanal girişine 200 μL tam VEM ekleyin. Ortamı giriş ve çıkış ucu hacimleri eşit olana kadar dağıtın, ardından pipet ucunu pipetten serbest bırakın ve ucu girişte bırakın. Üst kanalı hem girişte hem de çıkışta dolu ve tıkalı tutun.
  11. 50 μL HUF hücre süspansiyonunu bazal kanal girişine yavaşça pipetleyin ve aynı anda çıkıştan aspire edin. Kabarcık oluşumunu önlemek için pipet pistonuna bastırmadan veya bırakmadan pipet ucunda ~2 μL hücre süspansiyonu kaldığında, pipet ucunu girişten çıkarın. Giriş ve çıkışı pipet uçlarıyla takın.
  12. Mikroskop altında kabarcık olup olmadığını kontrol edin. Varsa, bazal kanalı FM ile yıkayın ve adım 4.11'i tekrarlayın.
  13. Tıkalı cipsleri 15 mL'lik bir tüp rafında ters çevirin ve 37 °C'de %5 CO2 ile 1 saat inkübe edin. İnkübasyondan sonra çipleri gözlemleyin ve hücre ekini kontrol edin.
  14. Bazal kanalın çıkışını bir pipet ucuyla takın. Pipet pistonunu aşağı bastırmadan bazal kanal girişine 200 μL FM ekleyin. Ucu pipetten serbest bırakın ve ortamın yerçekimi akışıyla kanaldan çıkış pipet ucuna serbestçe akmasına izin verin.
  15. HUF tohumlu cipsleri gece boyunca 37 °C'de %5 CO2 ile inkübe edin.

5. Vajinal epitel hücreleri ile tohumlama çip apikal kanalı

  1. 50 mL VEM'i 37 °C'ye ısıtın.
  2. Apikal kanal kaplaması hazırlayın (DMEM'de 200 μg/mL Kollajen I). Buz üzerinde tutun.
  3. Apikal kanal çıkışını bir pipet ucuyla takın.
  4. Apikal kanal girişine 200 μL apikal kanal kaplaması ekleyin. Apikal kaplama solüsyonunu giriş ve çıkış ucu hacimleri eşit olana kadar dağıtın, ardından pipet ucunu pipetten serbest bırakın ve ucu girişte bırakın.
  5. Çipin yüzeyinden fazla çözeltiyi aspire edin.
  6. Cipsleri 37 ° C'de% 5 CO2 ile 1 saat inkübe edin.
  7. 1 saat sonra, çıkıştan aspire ederken apikal kanal girişine 200 μL VEM ekleyerek apikal kanal kaplamasını yıkayın.
  8. ~% 70 -% 90 birleşme için mikroskop altında HVEC büyümesini kontrol edin.
  9. Hücreler% 70 -% 90 birleşikse, şişe başına 6 mL tam vajinal epitel hücre ortamını ve 4 mL tripsin / EDTA'yı 37 ° C'ye ısıtın.
  10. HVEC şişesinden besiyerini aspire edin ve 5 mL DPBS (-/-) ile yıkayın, ardından aspire edin.
  11. Her şişeye 4 mL tripsin ekleyin ve hücreler ayrılana kadar 3-5 dakika boyunca% 5 CO2 ile 37 ° C'de inkübe edin.
  12. Tripsini inaktive etmek ve hücre süspansiyonunu 15 mL'lik bir konik tüpe aktarmak için şişeye 6 mL VEM ekleyin.
  13. Süspansiyonu bir pipetle iyice karıştırın ve hücre sayımı için 10 μL'lik bir alikot alın. 10 μL hücre süspansiyonunu 10 μL tripan mavisi ile karıştırın ve bir hemositometre kullanarak sayın.
  14. RT'de 5 dakika boyunca 300 x g'da santrifüj hücresi süspansiyonu. Süpernatanı aspire edin ve peleti VEM'de 3.5-4 milyon hücre / mL'lik bir nihai konsantrasyona yeniden süspanse edin.
  15. 25 mL FM'yi 37 °C'ye ısıtın.
  16. Apikal kanal çıkışını bir pipet ucuyla takın. Apikal kanal girişine en az 40 μL HVEC hücre süspansiyonunu yavaşça pipetleyin. Giriş ve çıkış ucu hacimleri eşit olana kadar hücre süspansiyonunu dağıtın, ardından pipet ucunu pipetten serbest bırakın ve ucu girişte bırakın. Bazal kanalı FM ile dolu tutun ve hem girişe hem de çıkışa takılı tutun.
  17. Talaşların yüzeyindeki fazla ortamı dikkatlice aspire edin ve mikroskop altında kabarcık olup olmadığını kontrol edin. Varsa, adım 5.16'yı tekrarlayın.
  18. Cipsleri büyük bir Petri kabına koyun ve gece boyunca %5 CO2 ile 37 °C'de inkübe edin.
  19. Ertesi gün, hücre bağlantısı için mikroskop altında cipsleri gözlemleyin.
  20. Pipet uçlarını hem apikal hem de bazal kanalların giriş ve çıkışlarından çıkarın.
  21. Bazal kanal çıkışını bir pipet ucuyla takın ve pipet pistonunu aşağı bastırmadan bazal kanal girişine 200 μL FM ekleyin. Pipet ucunu pipetten serbest bırakın ve ortamın yerçekimi akışıyla kanaldan çıkış pipet ucuna serbestçe akmasına izin verin.
  22. VEM kullanarak apikal kanal için adım 5.21'i tekrarlayın.
  23. Çift tohumlu cipsleri 37 ° C'de% 5 CO2 ile 24 saat inkübe edin.

6. Çiplerin bölmelere bağlanması ve vajinal epitel hücrelerinin ayırt edilmesi

  1. 50 mL konik tüpleri ayırmak ve 37 ° C'ye ısıtmak için 50 mL FM ve VEM ekleyin.
  2. FM ve VEM ortamının gazını alın, steril bir vakum altında 5 dakika boyunca 37 °C'ye ısıtılır.
  3. Dinamik Akış Modülü (DFM, Malzeme Tablosuna bakın) için tepsileri dezenfekte edin ve temizleyin. Bölmeleri ambalajından çıkarın ve tepsilere yerleştirin.
  4. Apikal giriş rezervuarına 2 mL gazı alınmış VEM ekleyin (sağ üst rezervuar; Şekil 1B). Kabarcık oluşumunu önlemek için rezervuar duvarları boyunca orta ekleyin.
  5. Bazal giriş rezervuarına 3 mL gazı alınmış FM ekleyin (sol üst rezervuar, Şekil 1B). Kabarcık oluşumunu önlemek için rezervuar duvarları boyunca orta ekleyin.
  6. Apikal çıkış rezervuarına 500 μL gazı alınmış VEM ekleyin (sağ alt rezervuar, Şekil 1B). Bölmeyi, ortam rezervuarın tüm alt yüzeyini kaplayacak şekilde eğin.
  7. Bazal çıkış rezervuarına 500 μL gazı alınmış FM ekleyin (sol alt rezervuar, Şekil 1B). Bölmeyi, ortam rezervuarın tüm alt yüzeyini kaplayacak şekilde eğin.
  8. Bölme içeren tepsileri DFM'ye kaydırın ve Prime döngüsünü iki kez çalıştırın. Her bölmenin alt tarafındaki bağlantı noktalarından damlacık çıkıp çıkmadığını kontrol edin.
  9. 4 "Prime" döngüsünden sonra bir damlacık oluşmazsa, ortamın rezervuar ile kanal arasında akmasına izin vermek için bölmenin çıkış rezervuarının içindeki portla doğrudan temas edin (Şekil 1B) ve ilgili ortamdan 200 μL pipetleyin. Buna "Elle astarlama" denir.
  10. Pipet uçlarını çiplerden çıkarın ve her çip için tüm bağlantı noktalarının üzerine ilgili ortamdan bir damlacık yerleştirin.
  11. Cipsleri bölmelere kaydırın ve bölmeleri tepsilere yerleştirin.
  12. Talaşların yüzeyindeki herhangi bir ortamı aspire edin ve her tepsiyi bir DFM'ye kaydırın.
  13. DFM'de aşağıdaki parametreleri şu şekilde ayarlayın: Üst ve Alt - Sıvı; Apikal (Üst Kanal) Akış - 15 μL/h; Bazal (Alt Kanal) Akış - 30 μL/h; Uzatma = % 0; Frekans = 0 Hz.
  14. DFM'de Düzenleme döngüsünü çalıştırın ve gece boyunca akışa izin verin.
  15. 24 saat sonra, apikal kanal için akış ayarlarını 0 μL/s olarak değiştirin ve bazal kanalı 24 saat daha 30 μL/s akış hızında tutun.
  16. 4 mM L-glutamin, 20 mM Hidrokortizon, 1x ITES, 20 nM Triiyodotironin, 100 μM O-Fosforil Etanolamin, 180 μM Adenin, 3.2 mM Kalsiyum klorür, %2 Isı ile inaktive edilmiş FBS, %1 Pen-strep ve 120 mL Ham F-12 ortamını Düşük glikozlu DMEM'e ekleyerek 500 mL farklılaşma ortamı (DM) hazırlayın (Malzeme Tablosuna bakınız) ve filtreyle sterilize edin.
  17. 50 mL DM'yi 37 °C'ye ısıtın.
  18. 50 mL DM'ye 20 μL 10 μM Estradiol ( Malzeme Tablosuna bakınız) ekleyin, iyice karıştırın ve steril bir vakum altında 5 dakika boyunca gazdan arındırın.
  19. 50 mL VEM'i bir su banyosunda 37 °C'ye ısıtın ve steril bir vakum altında 5 dakika boyunca gazdan arındırın.
  20. Tepsileri DFM'den çıkarın, bir BSC'ye yerleştirin ve rezervuarlardaki bağlantı noktalarından kaçınarak bölmelerden ortamı aspire edin (Şekil 1A). Ardından, apikal kanal giriş rezervuarına 2 mL VEM ve bazal kanal giriş rezervuarına 3 mL DM ekleyin.
  21. Tepsileri DFM'ye geri koyun ve apikal kanal akışını 15 μL/s'ye ve bazal kanal akışını 30 μL/s'ye ayarlayın.
  22. DFM'nin 4-7 saat akmasına izin verin. Ardından, apikal kanal akışını 0 μL/h'ye ayarlayarak durdurun. Bazal kanal akışının 30 μL/s'de devam etmesine izin verin.
  23. Her 48 saatte bir 6.16-6.19 adımlarını izleyerek ortamı değiştirin.
  24. 6.20-6.21 adımlarını izleyerek 5 gün daha her gün 4-7 saat apikal kanalda aralıklı olarak ortam akışı sağlayın.
  25. 1.26 mM Kalsiyum klorür, 0.49 mM Magnezyum klorür hekzahidrat, 0.406 mM Magnezyum sülfat, 5.33 mM Potasyum klorür, 137.93 mM Sodyum klorür, 0.441 mM Potasyum fosfat monobazik ve 5.55 mM D- Glikozu dd H2O'yaekleyerek Glikoz (HBSS (LB/+G)) ortamı ile düşük tamponlama kapasitesine sahip Hanks'in Dengeli Tuz Çözeltisini hazırlayın (bkz. Malzeme Tablosu); pH 4.8'dir.
  26. 4 mM L-glutamin, 20 mM Hidrokortizon, 1x ITES, 20 nM Triiyodotironin, 100 μM O-Fosforil Etanolamin, 180 μM Adenin, 3.2 mM Kalsiyum klorür,% 2 Isı ile etkisiz FBS ve 120 mL Ham'ın F-12 ortamını ekleyerek 500 mL Pen-Strep-içermeyen DM hazırlayın Düşük glikozlu DMEM'e ve filtreyle sterilize edin.
  27. 6. günde, 6.16-6.19 adımlarını izleyerek apikal kanal ortamını (HBSS (LB/+G)) ile ve bazal kanal ortamını Pen-Strep-free DM ile değiştirin.
  28. Bakteriyel aşılamaya devam etmeden önce DFM üzerindeki akışı apikal kanal için 15 μL/s ve bazal kanal için 30 μL/s olarak 24 saat ayarlayın.

7. Farklılaşmış cipslerin bakteriyel aşılanması

NOT: Mikropları işleme düzenlemelerine uygun bir Laboratuvarda ve BSC'de aşağıdaki adımları gerçekleştirin.

  1. İnokuluma dahil edilecek her bir bakteri suşunun CFU/mL'sini hesaplayın. Her bakteri suşunun gerekli miktarını toplam ~ 5 x 106 CFU / mL'ye kadar karıştırın.
  2. Karışımı 7.000 x g'da 4 ° C'de 7 dakika santrifüjleyin ve süpernatanı dikkatlice çıkarın. Peleti (HBSS (LB/+G)) içinde yeniden süspanse edin. Bu bakteri aşısı olacaktır.
  3. Talaşları bölmelerden ayırın. Bazal kanalın çıkışını bir pipet ucuyla tıkayın ve pipet pistonunu aşağı doğru itmeden bazal kanal girişine 200 μL Pen-Strep-free DM ekleyin. Pipet ucunu pipetten serbest bırakın ve ortamın yerçekimi akışıyla kanaldan çıkışa serbestçe akmasına izin verin.
  4. Çıkıştan aspire ederken apikal kanal girişine 37 μL bakteri inokulum ekleyin. Pipet ucunda yaklaşık 2 μL kaldığında, ucu dışarı çekin ve apikal kanal giriş ve çıkışını pipet uçlarıyla tıkayın.
  5. Kontrol (aşılanmamış) çipleri için, 37 μL (HBSS (LB/+G)) ile adım 7.4'ü tekrarlayın.
  6. Çipin yüzeyindeki herhangi bir ortamı aspire edin. Cipsleri 150 mm'lik bir Petri kabına koyun ve 37 °C'de %5 CO2 ile 24 saat inkübe edin.
  7. Bölmeleri (cipssiz) tepsilere yerleştirin ve 24 saat boyunca %5 CO2 ile 37 °C'de inkübatöre koyun.
  8. 50 mL (HBSS (LB/+G)) ve 50 mL Pen-Streptokok içermeyen DM'yi 37 °C'ye ısıtın.
  9. 50 mL Pen-Streptokok içermeyen DM'ye 20 μL 10 μM Estradiol ekleyin, iyice karıştırın ve steril bir vakum altında 5 dakika boyunca gazdan arındırın. (HBSS (LB/+G)) vakum altında 5 dakika gazdan arındırın.
  10. Rezervuar giriş ve çıkış portlarından kaçınırken bölmelerdeki ortamı dikkatli bir şekilde aspire edin.
  11. Apikal giriş pod rezervuarına 3 mL gazı alınmış (HBSS (LB/+G)) ve apikal çıkış pod rezervuarına 500 μL gazı alınmış (HBSS (LB/+G)) ekleyin.
  12. Bazal giriş pod rezervuarına 3 mL gazı alınmış Pen-Strep-free DM ve bazal çıkış pod rezervuarına 500 μL gazı alınmış antibiyotik içermeyen DM ekleyin.
  13. Tepsileri bölmelerle birlikte (talaşlar olmadan) DFM'ye kaydırın ve Prime döngüsünü iki kez çalıştırın. Bölmenin alt tarafındaki her bir bağlantı noktasından damlacık çıkıp çıkmadığını kontrol edin.
    NOT: 4 "Prime" döngüsünden sonra bir damlacık oluşmazsa, ortamın rezervuar ile kanal arasında akmasına izin vermek için bölmenin çıkış haznesinin içindeki portla doğrudan temas edin (Şekil 1B) ve ilgili ortamın 200 μL'sini pipetleyin.
  14. Pipet uçlarını talaşlardan çıkarın ve tüm kanal giriş ve çıkışlarına bir damla ilgili ortam yerleştirin.
  15. Cipsleri bölmelere kaydırın ve bölmeleri tepsilere yerleştirin.
  16. Apikal ve bazal çıkış pod rezervuarlarındaki ortamları ve talaşların yüzeyindeki herhangi bir ortamı aspire edin. Ardından, tepsileri DFM'ye kaydırın.
  17. DFM'de aşağıdaki parametreleri ayarlayın: Üst ve Alt - Sıvı; apikal (üst) akış - 40 μL/s; Bazal (Alt) Akış - 40 μL/h; Streç - % 0; Frekans - 0 Hz. Düzenleme döngüsünü çalıştırın.
  18. Akışı 4 saat sonra durdurun ve atık suyu, yani ortamı apikal ve bazal çıkış rezervuarlarında toplayın.
  19. Atık su hacimlerini ölçün ve kaydedin.
  20. Çipleri DFM'ye geri yerleştirin ve apikal akış hızını 0 μL/s'ye ve bazal akışı 30 μL/s'ye ayarlayın. Akışı gece boyunca çalışacak şekilde başlatın.
  21. Toplanan atık suyu çeşitli planlı tahliller için ayırın ve uygun sıcaklıklarda saklayın.
    NOT: CFU ölçümü için, %16'lık bir nihai konsantrasyona kadar gliserol ekleyin ve hemen -80 °C'de saklayın.
  22. Ortamı sadece bazal çıkış rezervuarlarında aspire edin ve DFM'de apikal ve bazal akış hızlarını 40 μL / s'ye ayarlayın. Akışı 4 saat boyunca başlatın ve 7.18-7.21 adımlarını tekrarlayın. Bu, 48 saat boyunca atık su toplama işlemi olacaktır.
  23. 7.22 adımını 72 saat boyunca veya deney sona erene kadar tekrarlayın.
  24. Deneyin uç noktasında, 7.18-7.19 adımlarını izleyerek atık suları toplayın.
  25. TrypLE express'e 1 mg / mL Kollajenaz IV ekleyerek sindirim solüsyonu hazırlayın. 10 mL sindirim solüsyonunu 37 °C'ye ısıtın.
  26. Bazal kanalın çıkış portunu bir pipet ucuyla takın. Bazal kanala 100 μL sindirim çözeltisi ekleyin. İyice karıştırın ve bir pipet kullanarak kanaldaki tüm çözeltiyi 'Tüp B' olarak etiketlenmiş bir tüpte toplayın.
  27. Apikal kanalın çıkış portunu bir pipet ucuyla takın. Apikal kanala 100 μL sindirim çözeltisi ekleyin. İyice karıştırın ve bir pipet kullanarak kanaldaki tüm çözeltiyi 'Tüp A' olarak etiketlenmiş bir tüpte toplayın.
  28. Pipet uçlarıyla çıkışları tıkarken hem apikal hem de bazal kanal girişlerine 100 μL daha sindirim solüsyonu ekleyin. Talaşları ve Tüp A ve B'yi 37 °C'de 1-1,5 saat inkübe edin.
  29. Sindirim içeriklerini, girişlere ve çıkışlara önceden yerleştirilmiş tıkalı uçları kullanarak kanalların içinde iyice karıştırın. Apikal ve bazal kanalların içeriğini sırasıyla Tüp A ve B'ye toplayın. Bunlar çip apikal ve bazal sindirimdir.
  30. Bir hemositometre kullanarak Tüp A'daki hücreleri sayın. Ayrıca, adım 7.21'i izleyerek CFU ölçümü için çip özetlerinden bir alikotu çıkarın.

8. Talaş atık sularının ve çürütücülerin analizi

  1. Atık sulardan ve digestlerden bakteri sayımı için, atık suları veya digestleri steril DPBS (-/-) içinde seri olarak seyreltin ve uygun bir ortam plakası üzerinde plakalayın, 37 °C'de 24-48 saat inkübe edin ve plaka üzerindeki kolonileri sayın.
  2. pH ölçümü için, toplandıktan hemen sonra 72 saatlik atık suyun 10 μL'sini alın ve atık suyun pH'ını ölçmek için bir pH şeridi kullanın.
  3. Sitokinlerin analizi için, Luminex bazlı test, ELISA veya başka herhangi bir uygulanabilir teknik29,30 kullanarak spesifik sitokinleri tespit etmek için atık suları kullanın.

Sonuçlar

İnsan vajinası, fibroblast açısından zengin kollajen bir stroma üzerinde yer alan tabakalı bir epitel ile kaplıdır. Bunu modellemek için, iki kanallı bir mikroakışkan Organ Çipi cihazı içinde ortak bir gözenekli zarın zıt taraflarında birincil insan vajinal epiteli ve fibroblastların kültürlenmesiyle bir doku arayüzü oluşturuldu. Vajinal epitelin oluşumu, aşamalı olarak birden fazla hücre tabakası oluşturan sürekli bir hücre tabakasının oluşumunu ortaya çıkaran parlak alan mikroskobik görüntüleme kullanılarak izlenir (Şekil 2A). Önceki raporlar, bu morfolojinin, enine kesit29'da bakıldığında tamamen tabakalı bir epitelin gelişimi ile ilişkili olduğunu doğruladı. Bununla birlikte, epitel tabakası düzensiz ve süreksiz görünüyorsa (Şekil 2B), Vajina Çipi deneylerde kullanım için uygun olmayabilir.

Şekil 3, Vajina Çipinin neslinin şematik bir temsilini göstermektedir. Vajina Çipinin işlevselliğini doğrulamak için, çipler sırasıyla sağlıklı ve disbiyotik vajinal ortamları modellemek için L . crispatus ve G. vaginalis ile aşılandı. G. vaginalis bakteriyel vajinoziste primer olarak yer alan bakteridir. Sağlıklı ve disbiyotik bakterilerin Vajina Cipsleri üzerinde aşılanıp aşılanmadığını kontrol etmek için, farklı bakteri popülasyonları ile aşılanmış Vajina Cipslerinde bakteri yükü, kanal atık suları ve sindirilmiş hücre katmanları seçici bakteri üreme ortamı ( L. crispatus için De Man-Rogosa-Sharpe (MRS) agar ve G. vaginalis için Brucella kan agar (BBA)) (bkz. Malzeme Tablosu) ve orijinal aşı kullanılarak benzer kültürlerle karşılaştırılarak ölçüldü. L. crispatus ve G. vaginalis kolonileri, kaplamadan sonraki 48 saat içinde tespit edildi (Şekil 2C), bu da hem sağlıklı hem de disbiyotik bakterilerin Vajina Cipslerine aşılandığını doğruladı. Bununla birlikte, aşıları içeren plakalarda bakteri kolonileri gözlenirse, ancak gerekli inkübasyondan sonra atık suyu veya sindirimi içeren plakalarda gözlenmezse, bakterilerin aşılanmadığı sonucuna varılabilir.

Sağlıklı bir vajinal ortam asidiktir ve dysbiosis vajinal pH31'de bir artışa neden olur. Bu nedenle, Vajina Çipinin apikal epitel kanalının atık suyunun pH'ı da analiz edildi. L. crispatus ile aşılanan Vajina Cipslerinin pH'ı, aşılanmamış kontrol çiplerininkine benzerdi ve G. vaginalis ile birlikte kültürlendiklerinde pH önemli ölçüde artmış oldular (Şekil 2D). Enfekte olmamış bir Vajina Çipinin pH'ının yüksek olduğu gözlemlenirse bu bir sorun olduğunu ve bu çiplerin deneyler için kullanılmaması gerektiğini gösterir.

Vajinal dokunun enflamatuar durumu, disbiyotik bir mikrobiyom uyarıcı inflamasyon ile vajinal mikrobiyomun bileşimine de duyarlıdır. L. crispatus veya G. vaginalis ile inokülasyondan 3 gün sonra Vajina Çipinin apikal kanalındaki proinflamatuar sitokinlerin analizi üzerine, pro-inflamatuar yanıtın benzer şekilde G. vaginalis ile enfekte olmayan cips ve cipslere kıyasla daha yüksek olduğu bulundu . L. crispatus ile aşılanmıştır (Şekil 2E). Birlikte ele alındığında, bu sonuçlar Vajina Çipinin hem sağlıklı hem de disbiyotik durumlarda insan vajinal mikro çevresini yakından taklit ettiğini göstermektedir.

figure-results-1
Şekil 1: İki kanallı bir çip ve kapsülü. (A) Kanallarını ve bağlantı noktalarını gösteren iki kanallı bir PDMS çipinin görüntüsü. (B) Apikal ve bazal kanallar için rezervuarları ve portları gösteren bir kapsülün görüntüsü. (C) Mikroplarla enfekte olmuş bir Vajina Çipinin kesit görünümünü gösteren şematik diyagram. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-2
Şekil 2: Vajina Çipi, sağlıklı ve disbiyotik insan vajinal mikro ortamlarını taklit eder. (A) Sağlam bir Vajina Çipinin apikal kanalındaki vajinal epitel hücreleri. Ölçek çubuğu, üst görüntüde çipin 1 mm'sini ve alt görüntüde 500 μm'yi temsil eder. (B) Yetersiz bir Vajina Çipinin apikal kanalındaki vajinal epitel hücreleri. Ölçek çubuğu, üst görüntüde çipin 1 mm'sini ve alt görüntüde 500 μm'yi temsil eder. (C) Vajina çipinde L. crispatus (LC) ve G. vaginalis (GV) aşılanması. (D) L. crispatus (LC) ve G. vaginalis (GV) ile 72 saatlik inkübasyondan sonra Vajina Cipslerinin pH'ı, enfekte olmamış (kontrol) Vajina Cipslerine kıyasla. (E) Vajina Cipslerinin L. crispatus (LC) ve G. vaginalis'e (GV) 72 saatlik inkübasyondan sonra, enfekte olmamış (kontrol) Vajina Cipslerine kıyasla pro-inflamatuar yanıtı. (C-E) Grafikler, 4-6 yonga için ortalama ± SD'yi gösterir; *p < 0.05, **p < 0.01, ***p < 0.001 kontrol Vajina Cipsleri ile karşılaştırıldığında; Her biri (●) 1 çipten gelen verileri temsil eder. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-3
Şekil 3: Vajina Çipinin üretilmesi için protokolün şematik gösterimi. Hücrelerin tohumlanması ve Vajina Çipinin oluşturulmasında yer alan adımların şematik gösterimi. HVEC'ler - İnsan vajinal epitel hücreleri; HUF'lar - İnsan uterus fibroblastları; VEM - Vajinal epitel ortamı; FM - Fibroblast media; DM - Farklılaşma ortamı; PS - Penisilin Streptomisin. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışma

İnsan vajinasının geçmiş in vitro modelleri, vajinal doku yapılarını, sıvı akışını ve konakçı-patojen etkileşimlerini aslına uygun olarak kopyalamaz19,22. Hayvan modelleri ayrıca mikrobiyomdaki türler arası varyasyon ve kızgınlık veya adet döngüsündeki farklılıklarla sınırlıdır19,22. Bu el yazması, sağlıklı ve disbiyotik mikrobiyal topluluklara insan tepkilerini etkili bir şekilde taklit edebilen insan vajinasının bir Organ Çipi modelini oluşturmak için bir protokolü açıklamaktadır.

Bu protokol, vajinal epitel ve fibroblast hücrelerinin, ticari olarak temin edilebilen iki kanallı bir Organ Çip cihazında paralel mikrokanalları ayıran ortak bir gözenekli zarın zıt taraflarına tohumlanmasını içerir (bkz. Gözenekli zar, büyüme faktörlerinin ve diğer hücreler arası iletişim biçimlerinin göçüne izin verir. Bununla birlikte, kollajen kaplama ve hücre tek tabakalarının varlığı, ortamın kanallar arasında karışmasını önler. Apikal kanalda bir vajinal epitel hücre tek tabakasının oluşması üzerine, interstisyel boşluktan geçen ve böylece tabakalı bir epitel oluşturmak için vajinal epitel hücrelerinin farklılaşmasını teşvik eden bazal kanalda akan ortama farklılaşma faktörleri eklenir. Tohumlama sırasında vajinal epitel hücrelerinin yoğunluğu, farklılaşma aşamasının sonunda Vajina Çipinin sağlığının çok önemli bir belirleyicisidir. Bu nedenle, vajinal epitel hücrelerinin yoğunluğu, farklılaşmaya başlamadan önce değerlendirilmeli ve bu, tek bir tabaka oluşturulana kadar başlatılmamalıdır. Farklılaşma faktörlerine maruz kalma, vajinal epitel hücrelerinin istenen yoğunluğu elde edilene kadar ve bakteri aşılamasından önce devam edilebilir. Ayrıca, büyüme hızının farklı donörlerden (veya ticari kaynaklardan) alınan birincil vajinal epitel hücreleri için değişebileceği ve bunun da üretilen Vajina Çipinin kalitesini etkileyebileceği unutulmamalıdır. Tüm mikroakışkan Organ Çipi çalışmalarında, çip kültürü boyunca kanallarda oluşabilecek kabarcıkların, ortam akışına müdahale ettikleri ve sonunda besin mevcudiyetinin azalmasına ve hücre canlılığının kaybına neden olacakları için çıkarılması son derece önemlidir.

Bu protokol aynı zamanda, sağlıklı vajinal durumu veya bakteriyel vajinozu taklit eden çip üzerinde bakteri toplulukları oluşturmak için Vajina Çipinin nasıl kullanılacağını da açıklar. Vajina Çipi ayrıca diğer vajinal hastalıkları veya bozuklukları incelemek için de kullanılabilir; Bununla birlikte, bu çalışmaları yürütürken her hastalığın özelliklerini ve sonuçları klinik bulgularla ilişkilendirmenin en iyi yolunu anlamak için özen gösterilmelidir. Özetle, insan Vajina Çipi, FRT ile ilgili çok sayıda hastalık ve durumu incelemek için yeni yollar açar ve potansiyel terapötikleri araştırmak için değerli bir araç olabilir.

Açıklamalar

Donald Ingber, Emulate'in kurucusu, yönetim kurulu üyesi, bilimsel danışma kurulu başkanı ve hisse sahibidir. Diğer yazarlar çatışan çıkarları olmadığını beyan ederler.

Teşekkürler

Bu araştırma, Bill ve Melinda Gates Vakfı (INV-035977) ve Harvard Üniversitesi'ndeki Wyss Biyolojik Olarak Esinlenmiş Mühendislik Enstitüsü'nün finansmanıyla desteklenmiştir. Ayrıca bu el yazmasını düzenlediği için Wyss Enstitüsü'nden Gwenn E. Merry'ye teşekkür ederiz. Şekil 1'deki diyagram BioRender ile oluşturulmuştur.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
0.22 & mikro; m SteriflipMillipore SCGP00525Degas media'ya
2 kanallı çipTaklit etBRK-S1-WER-24İki kanallı Chip kitinin bir parçası
200 μ L bariyer uçları (veya filtre uçları)Thomas Scientific, SHARP1159M40Cips tohumlaması için kullanılan uçlar
Aktivasyon Reaktivi 1 (veya ER-1 tozu) Taklit etChip S1 Temel Araştırma Kiti-24PKİki kanallı Chip kitinin bir parçası; Depolama sıcaklığı -20 derece ve derece; C   
Aktivasyon Reaktif 2 (veya ER-2 çözümü) Taklit etChip S1 Temel Araştırma Kiti-24PKİki kanallı Chip kitinin bir parçası; Depolama sıcaklığı 4 derece ve derece; C
AdeninSigma Aldrich A2786Farklılaşma Medyasının Bileşeni
Brucella kan agar plakalarıVWR International Inc. 89405-032Hemin ve Vitamin K ile; Gardnerella vaginalis sayımı için
Ca2+ ve Mg2+ serbest DPBS (DPBS (-/-)ScienCell303Hücreleri yıkamak için
Kalsiyum klorürSigma Aldrich C5670Farklılaşma Medyasının Bileşeni
Kalsiyum klorür (anhyd.) Sigma Aldrich 499609HBSS Bileşeni (LB/+G)
Collagen I Corning354236HVEC için kaplama çözümü için
Kollajen IV Sigma Aldrich C7521HVEC için kaplama çözümü için
Kollagenaz IVGibco17104019Vajina Çiplerinden hücrelerin ayrılması için
Tam fibroblast ortamı ScienCell2301HUF kültürü için medya
Tam vajinal epitel ortamıYaşam SimidiLL-0068HVEC kültürü için medya
D-Glikoz (dekstroz) Sigma Aldrich 158968HBSS Bileşeni (LB/+G)
DMEM (Düşük Glikoz) Termobalıkçı12320-032Farklılaşma Medyasının Bileşeni
Dinamik Akış Modülü (veya Zoë)Taklit etZoë-CM1Çiplerin akış hızını düzenler
Ham's F12Termobalıkçı11765-054Farklılaşma Medyasının Bileşeni
Isı etkisizleştirildi FBS Thermofisher 10438018Farklılaşma Medyasının Bileşeni
İnsan rahim fibroblastlarıScienCell7040HUF
İnsan vajinal epitel hücreleriYaşam SimidiFC-0083HVEC
HidrokortizonSigma Aldrich H0396Farklılaşma Medyasının Bileşeni
ITESLonza17-839ZFarklılaşma Medyasının Bileşeni
L-glutaminTermobalıkçı25030081Farklılaşma Medyasının Bileşeni
Magnezyum klorür heksahidratSigma Aldrich M2393HBSS Bileşeni (LB/+G)
Magnezyum sülfat heptahidratSigma Aldrich M1880HBSS Bileşeni (LB/+G)
MRS agar plakalarıVWR International Inc. 89407-214Lactobacillus'un sayımı için
O-fosforiletanolaminSigma Aldrich P0503Farklılaşma Medyasının Bileşeni
Pen/StreprepThermofisher 15070063Farklılaşma Medyasının Bileşeni
pH şeritleriFischer-Scientific13-640-520pH  ölçümü için;
Podlar (1/çip) Taklit etBRK-S1-WER-24İki kanallı Chip kitinin bir parçası
Poli-L-lizinScienCell403HUF'lar için kaplama çözümü için
Potasyum klorür Sigma Aldrich P3911HBSS Bileşeni (LB/+G)
Potasyum fosfat monobazıSigma Aldrich P0662HBSS Bileşeni (LB/+G)
Steril %80 gliserol MP Biomedicals 113055034Bakteri örneklerinin dondurulması için
TriiodotironinSigma Aldrich   T6397Farklılaşma Medyasının Bileşeni
Trypan Blue Solution (%0,4) Sigma Aldrich T8154Canlı/ölü hücreleri saymak için
TrypLE ExpressThermofisher 12605010Vajina Çiplerinden hücrelerin ayrılması için
Tripsin Nötralize Edici Çözelti (TNS) & nbsp;ScienCell113Tripsinin nötralize edilmesi için
Tripsin/EDTA Solutiom (%0,25)ScienCell103Hücre ayrışması için 
β-estradiol Sigma Aldrich E2257Farklılaşma ortamı için hormon

Kaynaklar

  1. Smith, S. B., Ravel, J. The vaginal microbiota, host defence and reproductive physiology. J Physiol. 595 (2), 451-463 (2017).
  2. Van De Wijgert, J., Jespers, V. The global health impact of vaginal dysbiosis. Res Microbiol. 168 (9-10), 859-864 (2017).
  3. Ralph, S. G., Rutherford, A. J., Wilson, J. D. Influence of bacterial vaginosis on conception and miscarriage in the first trimester: Cohort study. BMJ. 319 (7204), 220-223 (1999).
  4. Goldenberg, R. L., Hauth, J. C., Andrews, W. W. Intrauterine infection and preterm delivery. N Engl J Med. 342 (20), 1500-1507 (2000).
  5. Han, Y., Liu, Z., Chen, T. Role of vaginal microbiota dysbiosis in gynecological diseases and the potential interventions. Front Microbiol. 12, 643422(2021).
  6. Leitich, H., Kiss, H. Asymptomatic bacterial vaginosis and intermediate flora as risk factors for adverse pregnancy outcome. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol. 21 (3), 375-390 (2007).
  7. Torcia, M. G. Interplay among vaginal microbiome, immune response and sexually transmitted viral infections. Int J Mol Sci. 20 (2), 266(2019).
  8. Van Oostrum, N., De Sutter, P., Meys, J., Verstraelen, H. Risks associated with bacterial vaginosis in infertility patients: A systematic review and meta-analysis. Hum Reprod. 28 (7), 1809-1815 (2013).
  9. Lewis, F. M. T., Bernstein, K. T., Aral, S. O. Vaginal microbiome and its relationship to behavior, sexual health, and sexually transmitted diseases. Obstet Gynecol. 129 (4), 643-654 (2017).
  10. Hong, X., et al. The association between vaginal microbiota and female infertility: A systematic review and meta-analysis. Arch Gynecol Obstet. 302 (3), 569-578 (2020).
  11. Peelen, M. J., et al. The influence of the vaginal microbiota on preterm birth: A systematic review and recommendations for a minimum dataset for future research. Placenta. 79, 30-39 (2019).
  12. Smith, P. P., et al. Outcomes in prevention and management of miscarriage trials: A systematic review. BJOG. 126 (2), 176-189 (2019).
  13. Harp, D. F., Chowdhury, I. Trichomoniasis: Evaluation to execution. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 157 (1), 3-9 (2011).
  14. Pastorek, J. G., Cotch, M. F., Martin, D. H., Eschenbach, D. A. Clinical and microbiological correlates of vaginal trichomoniasis during pregnancy. The vaginal infections and prematurity study group. Clin Infect Dis. 23 (5), 1075-1080 (1996).
  15. Petrin, D., Delgaty, K., Bhatt, R., Garber, G. Clinical and microbiological aspects of trichomonas vaginalis. Clin Microbiol Rev. 11 (2), 300-317 (1998).
  16. Edwards, T., Burke, P., Smalley, H., Hobbs, G. Trichomonas vaginalis: Clinical relevance, pathogenicity and diagnosis. Crit Rev Microbiol. 42 (3), 406-417 (2016).
  17. Eade, C. R., et al. Identification and characterization of bacterial vaginosis-associated pathogens using a comprehensive cervical-vaginal epithelial coculture assay. PLoS One. 7 (11), e50106(2012).
  18. Fichorova, R. N., Yamamoto, H. S., Delaney, M. L., Onderdonk, A. B., Doncel, G. F. Novel vaginal microflora colonization model providing new insight into microbicide mechanism of action. mBio. 2 (6), e00168(2011).
  19. Herbst-Kralovetz, M. M., Pyles, R. B., Ratner, A. J., Sycuro, L. K., Mitchell, C. New systems for studying intercellular interactions in bacterial vaginosis. J Infect Dis. 214, S6-S13 (2016).
  20. Johnson, A. P., et al. A study of the susceptibility of three species of primate to vaginal colonization with gardnerella vaginalis. Br J Exp Pathol. 65 (3), 389-396 (1984).
  21. Yildirim, S., et al. Primate vaginal microbiomes exhibit species specificity without universal lactobacillus dominance. ISME J. 8 (12), 2431-2444 (2014).
  22. Edwards, V. L., et al. Three-dimensional models of the cervicovaginal epithelia to study host-microbiome interactions and sexually transmitted infections. Pathog Dis. 80 (1), 026(2022).
  23. Zhu, Y., et al. Ex vivo 2D and 3D HSV-2 infection model using human normal vaginal epithelial cells. Oncotarget. 8 (9), 15267-15282 (2017).
  24. Barrila, J., et al. Modeling host-pathogen interactions in the context of the microenvironment: Three-dimensional cell culture comes of age. Infect Immun. 86 (11), e00282(2018).
  25. Bein, A., et al. Microfluidic organ-on-a-chip models of human intestine. Cell Mol Gastroenterol Hepatol. 5 (4), 659-668 (2018).
  26. Jalili-Firoozinezhad, S., et al. A complex human gut microbiome cultured in an anaerobic intestine-on-a-chip. Nat Biomed Eng. 3 (7), 520-531 (2019).
  27. Valiei, A., Aminian-Dehkordi, J., Mofrad, M. R. K. Gut-on-a-chip models for dissecting the gut microbiology and physiology. APL Bioeng. 7 (1), 011502(2023).
  28. Izadifar, Z., et al. Mucus production, host-microbiome interactions, hormone sensitivity, and innate immune responses modeled in human endo- and ecto-cervix chips. bioRxiv. , (2023).
  29. Mahajan, G., et al. Vaginal microbiome-host interactions modeled in a human vagina-on-a-chip. Microbiome. 10 (1), 201(2022).
  30. Masson, L., et al. Inflammatory cytokine biomarkers to identify women with asymptomatic sexually transmitted infections and bacterial vaginosis who are at high risk of HIV infection. Sex Transm Infect. 92 (3), 186-193 (2016).
  31. Amsel, R., et al. Nonspecific vaginitis. Diagnostic criteria and microbial and epidemiologic associations. Am J Med. 74 (1), 14-22 (1983).

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Vajina ipiOrgan ipiVajinal MikrobiyomVajinal EpitelMikroak kan K lt rDinamik S v AkVajinal Disbiyoznsan Uterin FibroblastlarBakteriyel Ko K lt rKad n reme Kanal
Bir İnsan Çip Üzerinde Vajinada Sağlıklı ve Disbiyotik Vajinal Mikro Ortamların Modellenmesi
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.