Yöntem makalesi

Farelerde öksürük ve hava yolu iltihabını tespit etme yöntemleri

1.9K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/67122

⸱

2 Ağustos 2024

 ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Respiratory Disease, Guangzhou Institute of Respiratory Health, The First Affiliated Hospital of Guangzhou Medical University, 2Guangzhou National Laboratory

Bu makalede

Özet

Burada, noninvaziv ve gerçek zamanlı bir tüm vücut pletismografi (WBP) sistemi kullanılarak öksürük ölçümünü ve farelerin doku örneklerinin toplanması için normatif prosedürleri açıklıyoruz ve hava yolu iltihabını değerlendirmek için bazı yöntemler sunuyoruz.

Özet

8 haftadan uzun süren kronik öksürük, tıbbi müdahale gerektiren en yaygın şikayetlerden biridir ve hastalar büyük bir sosyoekonomik yük ve yaşam kalitesinde belirgin bir düşüşten muzdariptir. Hayvan modelleri öksürüğün karmaşık patofizyolojisini taklit edebilir ve öksürük araştırmaları için önemli araçlardır. Öksürük duyarlılığı ve hava yolu iltihabının saptanması, öksürüğün karmaşık patolojik mekanizmasının incelenmesi için büyük önem taşımaktadır. Bu makale, noninvaziv ve gerçek zamanlı bir tüm vücut pletismografi (WBP) sistemi kullanılarak öksürük ölçümünü ve farelerin doku örneklerinin (kan, akciğer, dalak ve trakea dahil) toplanması için normatif prosedürleri açıklamaktadır. Hematoksilen ve eozin (HE) ile boyanmış akciğer ve trakea bölümlerindeki patolojik değişiklikler, toplam protein konsantrasyonu, ürik asit konsantrasyonu ve bronkoalveoler lavaj sıvısının (BALF) süpernatantındaki laktat dehidrojenaz (LDH) aktivitesi ve BALF'ın lökositleri ve diferansiyel hücre sayıları dahil olmak üzere hava yolu inflamasyonunu değerlendirmek için bazı yöntemler sunar. Bu yöntemler tekrarlanabilir ve öksürüğün karmaşık patofizyolojisini incelemek için değerli araçlar olarak hizmet eder.

Giriş

Öksürük, hava yolu açıklığını korumak ve akciğerleri potansiyel olarak zararlı maddelerden korumak için önemli bir savunma davranışıdır. Bununla birlikte, düzensiz olduğunda, öksürük patolojik bir durum haline gelir1. Genellikle sekiz hafta veya daha uzun süren kronik öksürük, tıbbi müdahale gerektiren en sık görülen semptomlardan biridir2. Kronik öksürük sıklıkla yıllarca devam ettiğinden, hastalar büyük bir sosyoekonomik yükten ve yaşam kalitesinde belirgin bir düşüşten muzdariptir 3,4,5. Kronik öksürük, yaygın olarak bir öksürük aşırı duyarlılık sendromu olarak kabul edilir ve genellikle düşük termal, mekanik veya kimyasal maruziyet seviyeleri ile tetiklenen zahmetli öksürük ile karakterizedir6. Öksürük aşırı duyarlılığının ortaya çıkması hava yolu iltihabı ile yakından ilişkilidir7. Bununla birlikte, öksürük duyarlılığının modülasyonunun altında yatan patofizyolojik mekanizmaların daha fazla aydınlatılması gerekmektedir.

Hayvan modelleri öksürüğün karmaşık patofizyolojisini taklit edebilir ve öksürük araştırması için önemli araçlardır 8,9. Önceki çalışmalar, viral enfeksiyon, intrapulmoner İnterferon-γ (IFN-γ) damlatma, hidroklorik asidin özofagus perfüzyonu, kirletici maruziyeti, sigara dumanı ve sitrik asidin hayvanlarda öksürüğe neden olabileceğini bulmuştur 10,11,12,13,14,15,16,17 . Öksürük ve hava yolu iltihabını daha iyi değerlendirmek için, bu çalışmada ölümcül olmayan bir H1N1 virüsü dozu kullanılarak bir fare öksürük modeli oluşturulmuştur. Öksürüğün saptanması için, öksürüğü ölçmek için subjektif ve objektif yöntemler de dahil olmak üzere klinik olarak bazı öksürük ölçüm araçları oluşturulmuştur18. Öksürük şiddetini değerlendirmek için subjektif değerlendirme araçları öncelikle görsel bir analog ölçek, öksürük skoru ve yaşam kalitesi anketleri vb. içerir19,20. Bununla birlikte, hayvanlarda öksürüğü değerlendirmek için kullanılmaları olası değildir. Ek olarak, öksürük, bir öksürük meydan okuma testi ve öksürük sıklığı izleme yoluyla objektif olarak değerlendirilebilir. Tüm vücut pletismografi (WBP) sistemi kullanan öksürük meydan okuma testi, öksürük duyarlılığını ölçmek ve öksürüğün altında yatan mekanizmaları ortaya çıkarmak için hayvan çalışmalarında yaygın olarak kullanılan objektif bir yöntemdir13,16. Öksürük refleksinin nöroanatomik özelliklerine bağlı olarak, sitrik asit, kapsaisin, adenozin 5'-trifosfat (ATP), alil izotiyosiyanat (AITC) ve inflamatuar mediatör bradikinin, öksürüğü indüklemek için tussive ajanlar olarak yaygın olarak kullanılmaktadır21,22. Sitrik asit, öksürük duyarlılığını ölçmek için doğrulanmış öksürük reflekslerini tetikleyen en eski ve en yaygın kullanılan tussive ajanlardan biridir. Ayrıca, sitrik asit tehdidi iyi güvenlik, fizibilite ve tolere edilebilirliğe sahiptir ve öksürük tedavilerine yanıt olarak öksürük refleks duyarlılığını değerlendirmek için önerilmektedir23. Bu nedenle, bu makale, noninvaziv ve gerçek zamanlı bir WBP sistemi kullanan farelerde sitrik aside yanıt olarak öksürük duyarlılığını ölçme yöntemini açıklayacaktır.

Öksürüğün patofizyolojisi üzerine yapılan çalışmalar, anahtar faktörlerin seviyelerindeki değişiklikleri doğrulamak için kan, bronkoalveoler lavaj sıvısı (BALF) ve akciğer ve trakea dokularından alınan numuneler de dahil olmak üzere test numuneleri gerektirir24. Şu anda, farelerin doku örneklerinin toplanması için normatif prosedürler eksiktir ve ilgili çalışmalar, hava yolu iltihabının değerlendirilmesini zorlaştıran farklı yaklaşımlar kullanmaktadır. Bronkoalveoler lavaj, solunum yolu hastalıklarında hava yolu inflamasyonunu değerlendirmek için önemli bir yöntemdir25. Farklı bronkoalveoler lavaj yöntemleri, ilgili çalışmalar arasında karşılaştırılabilirlik eksikliğine yol açacaktır. Ayrıca, farklı bronkoalveoler lavaj yöntemlerinin BALF'deki inflamatuar hücreler ve inflamatuar sitokinler üzerinde etkisi vardır. Bu nedenle, bu makale, H1N1 virüsünün ölümcül olmayan bir dozu ile bir fare öksürük modelinin oluşturulmasını, bir WBP sistemi kullanılarak öksürük ölçümünü ve farelerin güvenilir, güvenli ve oldukça başarılı bir bronkoalveoler lavaj yöntemini açıklayacaktır.

Protokol

Tüm prosedürler Guangzhou Tıp Üniversitesi (20240248) Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylandı ve onaylanmış yönergelere sıkı sıkıya bağlı olarak gerçekleştirildi. Bu çalışmada 20-25 g ağırlığında erkek spesifik patojen içermeyen C57BL/6 fareler kullanıldı. Tüm fareler, kontrollü sıcaklık (22 ± 2 °C), nem (%50 ± %20) ve aydınlatma (06:30 - 18:30 arası) altında, yiyecek ve su ile birlikte katı tabanlı kafeslere yerleştirildi. Protokolün zaman çizelgesi Şekil 1'de gösterilmiştir.

1. Öksürük için bir fare modelinin kurulması

  1. Influenza A/California/7/2009 (H1N1) virüsünü kullanın. Farelerde H1N1 virüsünün öldürücü dozunu belirleyin.
    1. Kısaca, fareleri (grup başına n = 10) pentobarbital sodyum (80 mg · kg-1) ile uyuşturun ve daha sonra intranazal olarak 10 kat seri olarak seyreltilmiş bir virüs ile enfekte edin.
    2. Ölümü 15 günlük bir süre boyunca izleyin. Reed-Muench yöntemi26 ile medyan öldürücü dozu (LD50) hesaplayın.
  2. Fareyi H1N1 virüsü ile enfekte edin.
    1. 0.8 x LD50 H1N1 virüsünü 50 μL fosfat tamponlu salin (PBS) içinde çözün.
    2. Fareleri pentobarbital sodyum (80 mg · kg-1) ile uyuşturun.
    3. Fareler derin bir şekilde uyuşturulduğunda, fareyi burun delikleri yukarı bakacak şekilde sırtüstü pozisyona getirin.
    4. 5-10 μL H1N1 virüs solüsyonu veya PBS solüsyonu (kontrol olarak) bir pipet kullanarak farelerin bir burun deliğine intranazal olarak damlatın (Şekil 2A).
    5. Daha sonra, burun boşluğundaki H1N1 virüs çözeltisinin akciğerlere tamamen solunması için farenin ağzını başparmağınızla kapalı tutun ve burnunun sert bir şekilde nefes almasını sağlayın (Şekil 2B).
    6. Farelerin diğer burun boşluğunda 1.2.4 ve 1.2.5 adımlarını tekrarlayın.
    7. Adım 1.2.1'de hazırlanan tüm H1N1 virüsü intranazal olarak farenin akciğerlerine damlatıldığında, dinlenmek için sırtüstü pozisyona getirin (Şekil 2C).
  3. Model oluşturulduktan sonra farenin öksürük hassasiyetini Buxco küçük hayvan tüm vücut pletismografi sistemini kullanarak ölçün. 21. günde, fareyi pentobarbital sodyum (150 mg · kg-1) ile intraperitoneal olarak anestezi altına alın. Kan, dalak, BALF, akciğer ve trakea dokularını toplayın ve işleyin (Şekil 1).

2. Öksürük duyarlılığı ölçümü

  1. Sitrik asit hazırlayın (0,4 M): 0,1537 mg sitrik asidi 5 mL'lik bir santrifüj tüpüne yerleştirin ve 2 mL'lik bir hacme normal salin ekleyin.
  2. Cihaz denetimi
    1. Kanalları kontrol edin: Tüm vücut pletismograf odalarını üreticinin talimatlarına göre bağlayın ve kalibrasyon düğmesine tıklayın - kalibrasyon düğmesi turuncudan yeşile döner, bu da kalibrasyonun başarılı olduğunu gösterir (Şekil 3A).
    2. Nebulizatörü kalibre edin:
      1. Nebulizatörü bağladıktan sonra, nebulizatöre 500 μL normal salin ekleyin ve nebulizasyon düğmesine tıklayın.
      2. Nebulizatördeki sıvı tamamen aerosol haline geldiğinde, nebulizatörün genellikle yaklaşık 0,3 mL/dk olan gücünü görmek için nebulizasyon düğmesine tekrar tıklayın. Mevcut nebulize gücü kabul etmek için nebulizasyon düğmesine tekrar tıklayın.
    3. Kanalları kontrol ettikten sonra hata değerinin %0,5'ten az olduğundan emin olun.
  3. Parametrelerin ayarlanması
    1. Yeni Çalışma Oluştur'a tıklayın, Öksürük seçeneğini belirleyin, Türler'de Fare'yi seçin ve İleri'ye tıklayın.
    2. CCnt parametrelerini seçin: Alışma süresinin süresini 1 dakikaya, yanıt süresini 10 dakikaya, aerosol hacmini 1 mL'ye ve uygulama süresini 10 dakikaya ayarlayın.
    3. Bilinçli, dizginlenmemiş fareyi ayrı ayrı plastik şeffaf tüm vücut pletismograf odalarına yerleştirin. Farenin Ağırlık ve Konu Kimliğini girin ve İleri'ye tıklayın.
    4. Nebulizatöre 1 mL sitrik asit (0.4 M) çözeltisi ekleyin ve CCnt'deki gerçek zamanlı değişiklikleri gözlemleyin (Şekil 3B).
    5. Sitrik asit tamamen kullanıldıktan sonra, deneyi tamamlamak için Dosya ve Oturumu Sonlandır'a tıklayın.

3. Farenin kan, dalak, BALF, akciğer ve trakea dokularının alınması (Şekil 4)

  1. Kan toplamak.
    1. Öksürük tespitinden sonra, fareyi intraperitoneal enjeksiyon ile pentobarbital sodyum (150 mg · kg-1) ile uyuşturun. Derin anestezi uygulanmış farenin yörüngelerinden kan toplayın. 1 mL kanı 0.1 mL antikoagülan tampon (PBS içinde çözünmüş 9.9 mg / mL heparin sodyum) içinde 4 ° C'de karıştırın (Şekil 4A).
    2. Kan pıhtılaşmasını önlemek için kan ve antikoagülanı tamamen karıştırmak için kan alma tüpünü sallayın.
    3. Toplanan kanı 800 x g'da 4 ° C'de 5 dakika boyunca santrifüjleyin. Süpernatanı toplayın, -80 ° C'de saklayın (sitokin ölçümü için kullanılır) ve peleti 1 mL D-Hank çözeltisinde yeniden süspanse edin. Hücre profillerini belirlemek için 10 μL kan hücresi süspansiyonunu cam slayt üzerine yayın.
  2. Dalağı hasat edin.
    1. Farenin göğsünü açın, kanı toplayın ve arter yoluyla kan kaybedin (Şekil 4B).
    2. Sol kulak kepçesini çıkarın ve ardından pulmoner ve sistemik dolaşımı 5 mL normal salin ile perfüze edin (Şekil 4C, D). Cerrahi forseps kullanarak tüm dalağı fareden çıkarın (Şekil 4E).
    3. Dalağın ağırlığını ölçtükten sonra ikiye bölün. Histopatolojik analiz için ilk yarıyı oda sıcaklığında (RT) %4 paraformaldehit ile sabitleyin. Sitokin ölçümü için ikinci yarıyı -80 °C'de saklayın.
  3. Bronkoalveoler lavaj
    1. Bir Pasteur pipeti kullanarak bronkoalveoler lavaj tüpünü yapın. Pasteur pipetini bir alkol lambası kullanarak ısıtın. Yumuşadığında, ince bir tüp oluşturacak şekilde uzatın. Bronkoalveoler lavaj tüpünün uzunluğu 5 cm'dir. Üst çap 5 mm, alt çap 1 mm'dir (Şekil 5).
    2. BALF toplanması için, sağ ana gövde bronşunda bağlanarak sağ akciğeri ayırın. Buz üzerinde önceden soğutulmuş 0,5 mL PBS ile üç kez lavaj yaparak BALM'yi sol akciğerlerden toplayın. BALBS'nin geri kazanım oranı %80'den fazladır (Şekil 4F).
    3. Toplanan BALIF'ı 800 x g'da 4 °C'de 5 dakika santrifüjleyin. Süpernatanı toplayın ve toplam protein konsantrasyonunu, ürik asit konsantrasyonunu, LDH aktivitesini ve sitokin konsantrasyonlarını ölçün.
      NOT: BALF süpernatantındaki toplam protein konsantrasyonu, ürik asit konsantrasyonu ve LDH aktivitesi dahil olmak üzere enflamatuar belirteçler, üreticinin yönergelerine göre test kiti kullanılarak tespit edilir24.
    4. Peletleri 200 μL PBS'de tekrar süspanse edin ve bir sayma slaytı yardımıyla BALB'deki lökositleri sayın.
    5. Hücre profillerini diferansiyel sayımlarla belirlemek için, 50 μL hücre süspansiyonunu cam slaytlara sürün ve kurumasını bekleyin.
    6. Slaytı gece boyunca %4 paraformaldehit ile sabitleyin ve ardından hematoksilen-eozin (HE) ile boyayın. Slayt başına en az 400 hücreyi nötrofiller, makrofajlar, lenfositler veya eozinofiller olarak sınıflandırın.
  4. Histopatolojik analiz için akciğer ve trakea dokularının toplanması
    1. BALF toplandıktan sonra, histopatolojik analiz için sağ akciğerin yarısını (Şekil 4G) ve trakeayı (Şekil 4H) RT'de %4 paraformaldehit ile çıkarın ve sabitleyin. Diğer yarısını western blotlama, Gerçek zamanlı kantitatif polimeraz zincir reaksiyonu (qPCR) ve Enzime bağlı immünosorbent testi (ELISA) için -80 ° C'de saklayın.

Sonuçlar

Şekil 6 , HE ile boyanmış akciğer (Şekil 6A, B), trakea (Şekil 6C, D) ve dalak (Şekil 6E, F) patolojik değişikliklerin temsili görüntülerini göstermektedir. H1N1 virüsü enfeksiyonu, fare akciğerlerinde ödem ve birçok lenfosit ve nötrofil infiltrasyonu dahil olmak üzere inflamatuar değişikliklere neden oldu. H1N1 virüsü enfeksiyonu ayrıca kirpik dökülmesi ve enflamatuar hücre infiltrasyonları (birçok lenfosit ve az sayıda nötrofil) dahil olmak üzere fare trakealarında inflamatuar değişikliklere neden oldu. Ek olarak, enfeksiyon ayrıca beyaz pulpa alanının farelerin tüm dalak alanına oranını önemli ölçüde arttırdı. Lenfositler dalağın beyaz hamurunda birikir. Doku örneklerinin toplanması için bu standartlaştırılmış prosedür, hava yolu iltihabını daha iyi değerlendirebilir.

figure-results-1
Şekil 1: Öksürüğün fare modelini oluşturmak için kullanılan protokol. Fareler pentobarbital sodyum ile uyuşturuldu ve intranazal olarak 0.8 x LD50 H1N1 virüsü ile aşılandı ve 0. günde bir kez 50 μL PBS içinde çözüldü. Öksürük ölçümü 20. günde yapıldı ve ertesi gün fareler sakrifiye edildi. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-2
Şekil 2: H1N1 virüsünün intranazal damlatılması. (A) 50 μL PBS'de 0.8 x LD50 H1N1 virüsünün intranazal damlatılması. (B) Başparmağınızla farenin ağzını kapalı tutmak. (C) Fareleri sırtüstü pozisyona getirmek. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-3
Şekil 3: Öksürük duyarlılığı ölçümü. (A) Fare öksürük tespit ekipmanı ve (B) öksürük refleks eğrisi. Nebulize sitrik asit çözeltisine (0.4 M) yanıt olarak öksürük olaylarının sayısı, modelleme sonrası tüm vücut pletismografi (WBP) sistemi kullanılarak tespit edildi. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-4
Şekil 4: Farenin kanının, dalağının, BALF'ın, akciğerinin ve trakeasının toplanmasının temsili görüntüleri. (A) Kan alma, (B) göğsün açılması, (C) sol kulak kepçesinin kesilmesi, (D) pulmoner dolaşım perfüzyonu, (E) dalağın çıkarılması, (F) bronkoalveoler lavaj ve (G) histopatolojik analiz için akciğer lobunun ve (H) trakeanın çıkarılması. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-5
Şekil 5: Bronkoalveoler lavaj tüpü spesifikasyonu. Bronkoalveoler lavaj tüpünün uzunluğu 5 cm'dir. Üst çap 5 mm ve alt çap 1 mm'dir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-6
Şekil 6: H1N1 virüsünün farenin akciğeri, trakeası ve dalağındaki patolojik değişiklikler üzerindeki etkileri. (A,B) (A) kontrol ve (B) H1N1 gruplarından HE ile boyanmış akciğer bölümlerindeki patolojik değişikliklerin temsili rakamları. "↑" sembolü, lenfositlerin (kırmızı) ve nötrofillerin (mavi) infiltrasyonunu işaretler. Ölçek çubukları: 50 μm. (C,D) (C) kontrol ve (D) H1N1 gruplarından HE ile boyanmış trakea kesitlerindeki patolojik değişikliklerin temsili şekilleri. "↑" sembolü, lenfositlerin (kırmızı) ve nötrofillerin (mavi) infiltrasyonunu işaretler. Ölçek çubukları: 20 μm. (E,F) (E) kontrol ve (F) H1N1 gruplarından HE ile boyanmış dalak bölümlerindeki patolojik değişikliklerin temsili rakamları. "↑" sembolü beyaz posayı (yeşil) işaretler. Ölçek çubukları: 500 μm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışma

Bazı kronik refrakter ve postenfeksiyöz öksürükler, solunum yolu virüsü enfeksiyonu ile ilişkili yaygın durumlardır27. Öksürük duyarlılığını ve hava yolu iltihabını daha iyi değerlendirmek için, bu çalışmada H1N1 virüsü kullanılarak bir fare öksürük modeli oluşturulmuştur. Çalışmanın amacına göre diğer çalışmalar için uygun fare öksürüğü modelleri seçilmelidir. Önceki çalışmaların çoğu, kobuyu mekanik çalışmalarda veya öksürük için yeni ilaç denemelerinde bir hayvan modeli olarak kullanmıştır 28,29,30. Son çalışmalar, farelerin öksürük davranışlarının hala tartışılmasına rağmen, daha kısa üreme döngüleri, daha fazla reaktif ve genetik manipülasyonlara hazır olmaları nedeniyle öksürük patofizyolojisini değerlendirmek için kullanılabileceğini düşündürmektedir16,31. Sitrik asit, bu çalışmada öksürüğü indüklemek için tüsif bir ajan olarak kullanıldı. Sitrik asit tarafından indüklenen öksürük refleksi mekanizmaları, juguler C-liflerinin ve nodoz Aδ-liflerinin(32) aktivasyonu ile ilişkili olabilir. Ayrıca, WBP sistemi farelerde öksürük refleksindeki değişiklikleri noninvaziv bir şekilde ölçer ve psikolojik stresin etkilerini en aza indirir. Öksürük hassasiyeti tespit edildiğinde dış ortamın fareler üzerindeki etkisi en aza indirilmelidir. Fare, test odasına yerleştirilmeli ve daha sonra dış ortamın neden olduğu tahrişi azaltmak için plastik bir torba ile örtülmelidir.

Bu çalışma, farelerin kan, dalak, BALF, akciğer ve trakea dokularının toplanması için normatif prosedürleri detaylandırır ve hava yolu iltihabını değerlendirmek için bazı ölçümler sunar. Hava yolu iltihabını tespit etmek için, genel histopatolojiyi değerlendirmek için akciğer ve trakea bölümleri hematoksilen ve eozin ile boyanır24. BALIF'ın süpernatanında artan toplam protein ve ürik asit konsantrasyonu, hava yolunda iltihaplanma ve hücre hasarı ile ilişkilidir33. BALF'ın süpernatantındaki LDH aktivitesi, hücre hasarını ve nekrozuyansıtır 34. BALF ve kandaki lökositler, hastalığın iltihaplanma derecesini yansıtabilir35. BALB'nin diferansiyel hücre sayımları, kronik hava yolu hastalıklarında hava yolu inflamasyonunun değerlendirilmesinde yaygın olarak kullanılmaktadır ve kronik solunum yolu hastalıkları için patogenezin incelenmesinde, tanı konulmasında ve yönetim stratejilerinin araştırılmasında önemli bilgiler sağlamaktadır36.

Bu deneyin sınırlaması, çok sayıda doku örneğinin toplanmasının farelerin uzun süre çalıştırılmasına neden olması ve bu da doku örneklerinin aktivitesini etkileyebilmesidir. Bu nedenle, fare dokusu örneklerinin toplandıktan hemen sonra buz üzerine yerleştirilmesi gerekir. Ek olarak, bu çalışmada kullanılan bronkoalveoler lavaj tüpü fareler için uygundur, ancak daha büyük hayvanlar için uygun değildir.

Özetle, farelerde öksürük ve hava yolu iltihabının tespit yöntemlerinin ayrıntılı bir tanımını sunuyoruz. Bu yöntemler, araştırmacılara öksürüğün karmaşık patofizyolojisini incelemek için araçlar sağlar.

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu çalışma, Guangzhou Bilim ve Teknoloji Planlama Projesi (202002030151), Guangzhou Ulusal Laboratuvarı (GZNL2024A02001) Büyük Projesi ve Devlet Solunum Hastalıkları Anahtar Laboratuvarı (SKLRD-Z-202202) hibesi ile desteklenmiştir.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
% 4 paraformaldehit BiosharpBL539A
Buxco Küçük Hayvan Tüm Vücut Pletismografi Sistemi DSI—
Kalsiyum ve magnezyum içermeyen Hank' s Dengeli Tuz ÇözeltisiBeyotimeC0219
Sitrik asitSigma-AldrichC2404
Hematoksilen-EozinBASO BiyoteknolojiBA-4098
Heparin sodyum ve nbsp;AlfaAesar A16198
İnfluenza A / Kaliforniya / 7/2009 (H1N1) virüsüATCCVR-1894
İzofluranRWDR510-22
Laktat dehidrojenaz test kitiNanjing Jiancheng Biyomühendislik EnstitüsüA020-2-2
Normal tuzlusu Guangzhou Zhongbo Biyoteknoloji1234-1
Pastör pipetiNEST318415
Pentobarbital sodyumMerckP3761
Fosfat tamponlu salin MeilunbioMA0015
Toplam protein tahlil kitiNanjing Jiancheng Biyomühendislik EnstitüsüA045-3
Ürik asit tahlil kitiThermo Fisher ScientificA22181

Kaynaklar

  1. Brooks, S. M. Perspective on the human cough reflex. Cough. 7, 10(2011).
  2. Lai, K., Long, L. Current status and future directions of chronic cough in china. Lung. 198 (1), 23-29 (2020).
  3. Zeiger, R. S., et al. Patient-reported burden of chronic cough in a managed care organization. J Allergy Clin Immunol Pract. 9 (4), 1624-1637.e10 (2021).
  4. Marchant, J. M., et al. What is the burden of chronic cough for families. Chest. 134 (2), 303-309 (2008).
  5. Chamberlain, S. A., et al. The impact of chronic cough: A cross-sectional european survey. Lung. 193 (3), 401-408 (2015).
  6. Morice, A. H., et al. Expert opinion on the cough hypersensitivity syndrome in respiratory medicine. Eur Respir J. 44 (5), 1132-1148 (2014).
  7. Chung, K. F., et al. Cough hypersensitivity and chronic cough. Nat Rev Dis Primers. 8 (1), 45(2022).
  8. Deng, Z., et al. Pulmonary IFN-γ causes lymphocytic inflammation and cough hypersensitivity by increasing the number of IFN-γ-secreting t lymphocytes. Allergy Asthma Immunol Res. 14 (6), 653-673 (2022).
  9. Hiramatsu, Y., et al. The mechanism of pertussis cough revealed by the mouse-coughing model. mBio. 13 (2), e0319721(2022).
  10. Lin, L., et al. The duration of cough in patients with H1N1 influenza. Clin Respir J. 11 (6), 733-738 (2017).
  11. Deng, Z., et al. IFN-γ enhances the cough reflex sensitivity via calcium influx in vagal sensory neurons. Am J Respir Crit Care Med. 198 (7), 868-879 (2018).
  12. Chen, Z., et al. Dorsal vagal complex modulates neurogenic airway inflammation in a guinea pig model with esophageal perfusion of HCl. Front Physiol. 5, 536(2018).
  13. Zhi, H., et al. Gabapentin alleviated the cough hypersensitivity and neurogenic inflammation in a guinea pig model with repeated intra-esophageal acid perfusion. Eur J Pharmacol. 959, 176078(2023).
  14. Fang, Z., et al. Traffic-related air pollution induces non-allergic eosinophilic airway inflammation and cough hypersensitivity in guinea-pigs. Clin Exp Allergy. 49 (3), 366-377 (2019).
  15. Xiang, J., et al. Fructus mume protects against cigarette smoke induced chronic cough guinea pig. J Med Food. 23 (2), 191-197 (2020).
  16. Chen, Z., et al. A descending pathway emanating from the periaqueductal gray mediates the development of cough-like hypersensitivity. iScience. 25 (1), 103641(2022).
  17. Chen, Z., et al. Glial activation and inflammation in the nts in a rat model after exposure to diesel exhaust particles. Environ Toxicol Pharmacol. 83, 103584(2021).
  18. Mai, Y., et al. Methods for assessing cough sensitivity. J Thorac Dis. 12 (9), 5224-5237 (2020).
  19. Lee, K. K., et al. A longitudinal assessment of acute cough. Am J Respir Crit Care Med. 187 (9), 991-997 (2013).
  20. Birring, S. S., et al. Development of a symptom specific health status measure for patients with chronic cough: Leicester cough questionnaire (LCQ). Thorax. 58 (4), 339-343 (2003).
  21. Mazzone, S. B., Farrell, M. J. Heterogeneity of cough neurobiology: Clinical implications. Pulm Pharmacol Ther. 55, 62-66 (2019).
  22. Morice, A. H., Kastelik, J. A., Thompson, R. Cough challenge in the assessment of cough reflex. Br J Clin Pharmacol. 52 (4), 365-375 (2001).
  23. Nurmi, H. M., Lätti, A. M., Brannan, J. D., Koskela, H. O. Comparison of mannitol and citric acid cough provocation tests. Respir Med. 158, 14-20 (2019).
  24. Ding, W., et al. Amg487 alleviates influenza a (H1N1) virus-induced pulmonary inflammation through decreasing IFN-γ-producing lymphocytes and IFN-γ concentrations. Br J Pharmacol. 181 (13), 2053-2069 (2024).
  25. Connett, G. J. Bronchoalveolar lavage. Paediatr Respir Rev. 1 (1), 52-56 (2000).
  26. Wu, X., et al. Correlation of adhesion molecules and non-typeable haemophilus influenzae growth in a mice coinfected model of acute inflammation. Microbes Infect. 23 (8), 104839(2021).
  27. Capristo, C., Rossi, G. A. Post-infectious persistent cough: Pathogenesis and therapeutic options. Minerva Pediatr. 69 (5), 444-452 (2017).
  28. Kollarik, M., Brozmanova, M. Cough and gastroesophageal reflux: Insights from animal models. Pulm Pharmacol Ther. 22 (2), 130-134 (2009).
  29. Driessen, A. K., et al. A role for neurokinin 1 receptor expressing neurons in the paratrigeminal nucleus in bradykinin-evoked cough in guinea-pigs. J Physiol. 598 (11), 2257-2275 (2020).
  30. Ruhl, C. R., et al. Mycobacterium tuberculosis sulfolipid-1 activates nociceptive neurons and induces cough. Cell. 181 (2), 293-305.e211 (2020).
  31. Chen, L., Lai, K., Lomask, J. M., Jiang, B., Zhong, N. Detection of mouse cough based on sound monitoring and respiratory airflow waveforms. PLoS One. 8 (3), e59263(2013).
  32. Wallace, E., Guiu Hernandez, E., Ang, A., Hiew, S., Macrae, P. A systematic review of methods of citric acid cough reflex testing. Pulm Pharmacol Ther. 58, 101827(2019).
  33. Ding, W., et al. Intrapulmonary ifn-γ instillation causes chronic lymphocytic inflammation in the spleen and lung through the CXCR3 pathway. Int Immunopharmacol. 122, 110675(2023).
  34. Liu, B., et al. Anti-IFN-γ therapy alleviates acute lung injury induced by severe influenza a (H1N1) pdm09 infection in mice. J Microbiol Immunol Infect. 54 (3), 396-403 (2021).
  35. Domagała-Kulawik, J. Bal in the diagnosis of smoking-related interstitial lung diseases: Review of literature and analysis of our experience. Diagn Cytopathol. 36 (12), 909-915 (2008).
  36. Miyata, Y., et al. The effect of bronchoconstriction by methacholine inhalation in a murine model of asthma. Int Arch Allergy Immunol. 181 (12), 897-907 (2020).

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Kronik ks r kks r k TespitiT m V cut PletismografisiBronkoalveoler LavajHematoksilin Eozin BoyamaL kosit Say mDalak Sitokin l mH1N1 Fare ModeliAkci er Histopatolojisi
Farelerde öksürük ve hava yolu iltihabını tespit etme yöntemleri
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.