Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Doku Mühendisliği İçin Nanofibriler Desenli Kollajen Üretimi

1.5K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/67165

⸱

20 Eylül 2024

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Oregon Health & Science University, 2Department of Orthopaedics and Rehabilitation, Oregon Health & Science University

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Aşağıdaki protokol, çok çeşitli doku mühendisliği uygulamalarına uygulanabilen nano ölçekli desenli fibrillere sahip kollajen hidrojellerin üretimi için kesme tabanlı bir ekstrüzyon yöntemi sunar.

Özet

Rejeneratif biyomalzemeler, hasarlı doku ve organların onarımına rehberlik etmek için hücre-materyal etkileşimlerini kolaylaştırmak üzere tasarlanmıştır. Bu materyaller, doğal dokunun biyofiziksel özelliklerini taklit etmek için tasarlanmıştır ve rejeneratif doku nişinin restorasyonuna katkıda bulunan hücresel fenotipik ve morfolojik rehberlik sağlar. Yaygın bir hücre dışı matris proteini olan kolajen, biyouyumluluğu ve diğer olumlu özellikleri nedeniyle bu rejeneratif biyomalzemelerin ortak bir bileşenidir. Bu çalışma, yönlendirilmiş fibril desenleme ile tasarlanmış nanofibriler kollajenin üretimi için yeni ve basit bir yöntemi tanımlamaktadır. Kayma gerilimi, sıcaklık ve pH'ın manipülasyonu sayesinde, kollajen fibrillogenezi ve hizalaması, özel ekipman gerektirmeden hassas bir şekilde kontrol edilir. Bu yaklaşım, anizotropik veya izotropik özellikler sergileyen dokuların doğal yapısını taklit eden nanofibriler kollajen biyomalzemelerinin oluşturulmasına izin verir. Kollajen nanofibril modellemedeki esneklik, yalnızca hücre davranışı üzerinde nano ölçekli modellemenin incelenmesini kolaylaştırmakla kalmaz, aynı zamanda desenli doku mühendisliği uygulamaları için çeşitli olanaklar sunar.

Giriş

Rejeneratif tıbbın amacı, tasarlanmış terapötiklerin uygulanması yoluyla doku yenilenmesini ve iyileşmesini arttırmaktır. Bir yaklaşım, doğal dokuların bileşimini ve yapısını yakından taklit eden biyomateryal yapıların imalatını içerir. Bu yapıları tasarlarken, kritik bir husus, hücre çoğalması, göçü ve farklılaşması için talimat ipuçları sağlayan ve sonuçta doku yenilenmesini sağlayan doğal altta yatan hücre dışı matristir (ECM) 1,2. Doğal ECM ağırlıklı olarak fibriller kollajen 3,4'ten oluşur. İskelet kası ve tendon gibi yüksek derecede organize dokularda, bu ECM'ler, doku boyunca kuvvet iletimini ve motor fonksiyonu desteklemenin anahtarı olan hizalanmış bir desen sergiler 5,6.

Kollajenin doku mühendisliği uygulamaları için bir biyomateryal olarak faydası, aynı zamanda iyi biyouyumluluk, biyolojik olarak parçalanabilirlik ve hücre afinitesi 7,8,9 gösterdiğinden, doğal dokulardaki yaygın prevalansının ötesine uzanır. Kollajen bazlı biyomalzemelerin geliştirilmesindeki son gelişmeler, spesifik doku rejenerasyonu için gerekli olan mekanik ve biyokimyasal ipuçlarını daha iyi yönlendirmek için biyofiziksel özelliklerin iyileştirilmesine odaklanmıştır. Asitte çözünen kollajen molekülleri, ılık sıcaklıklara ve nötr pH10,11'e maruz kaldıklarında nanofibriller halinde kendi kendine birleşebildiğinden, in vitro olarak fibriler bir yapıya sahip kollajen biyomalzemeleri oluşturmak nispeten basittir. Bununla birlikte, güdümlü manipülasyon olmadan, bu fibriller rastgele ağlar halinde oluşacak ve bu da onları anizotropik doku mühendisliği uygulamaları için uygun hale getirecektir. Hizalanmış fibriller üretebilen teknikler arasında elektroeğirme ve ıslak eğirme, diğer çözelti ekstrüzyon teknikleri12,13, dondurarak kurutma14, elektrokimyasal veya manyetik fabrikasyon15,16, kesme akışı biriktirme17, akış kaynaklı kristalizasyon18, jel ekstrüzyon19, gerinim kaynaklı hizalama20 ve sıvının manipülasyonu yoluyla kuvvet güdümlü hizalama yer alır Akış 21,22. Bununla birlikte, bu yöntemlerin birçoğu ya kollajen ile yüksek oranda uyumlu değildir, mikro ölçekte hizalama üretir ancak nano ölçekte değildir, hizalama ve stabiliteyi indüklemek için ek işlem sonrası adımlar gerektirir veya son derece özel ekipman ve reaktifler gerektirir, bu da yaygın olarak benimsenmelerini zorlaştırır.

Bu çalışma, şırınga pompaları veya elektrospinnerler gibi özel ekipmanlara ihtiyaç duymadan, hizalanmış veya rastgele yönlendirilmiş fibril desenleme ile nanofibriler kollajen üretimi için basit kesme tabanlı bir yöntem sunmaktadır. Bu teknik, kollajen fibrillogenezin pH bağımlılığından yararlanır. Nötralize edici bir tampon içinde asidik monomerik kollajene kesme kuvveti uygulanması, kesme yönü boyunca hizalanmış fibrillogenezi teşvik eder. Benzer şekilde, kollajen, rastgele desenlere sahip fibriller üreten kesme yokluğunda fibrillogeneze uğramaya indüklenebilir. Hizalanmış veya rastgele desenlenmiş nanofibriller kollajenden oluşan elde edilen 3D kollajen şeritleri, nano ölçekli modellemenin hücre davranışı üzerindeki etkilerini incelemek için araçlar olarak hizmet edebilir. Ek olarak, hem anizotropik hem de izotropik doku mühendisliği uygulamaları için çeşitli olanaklar sunarlar 23,24,25,26,27. Desenleme, ilgilenilen doğal dokunun yapısına uyacak şekilde özelleştirilebilir. Kollajen şeritleri ayrıca, çeşitli boyutlarda ve yaralanma şekillerinde nakledilen bir mühendislik terapötiği olarak hizmet etmek için çeşitli büyüklükte demetler halinde birleştirilebilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1. Diyalize kollajen hazırlanması ( Şekil 1)

  1. Diyaliz tüpünü yaklaşık 3 inç uzunluğunda kesin. Aşağıdaki özelliklere sahip hortum kullanın: 32 mm düz genişlik, 20 mm şişirilmiş çap ve 4,8 nm gözenek boyutu.
  2. Diyaliz tüpünü ultra saf suda rehidre edin.
  3. Tüpün bir ucunu diyaliz tüpü klipsi ile klipsleyin.
  4. 5-6 mL sıçan kuyruğu kollajen tip I'i (konsantrasyon: 0.02 N asetik asitte 9-10 mg / mL) 18 G iğne ile donatılmış 10 mL'lik bir şırınga kullanarak tüpe aktarın. Kapatmak için borunun diğer ucunu klipsleyin.
  5. Bir cam kabın dibine 0,5-1 cm kalınlığında bir polietilen glikol (PEG) pulu tabakası yerleştirin ve ardından kollajen dolgulu diyaliz tüpünü PEG tabakasının üzerine yerleştirin.
    NOT: 13 inç x 9 inç x 2 inçlik bir cam tabak tipik olarak bir sıra 4-5 kollajen dolu tüpü barındırabilir. Çanak boyutu, ihtiyaç duyulan kolajen hacmine göre ayarlanabilir.
  6. Boruyu tamamen kaplamak için daha fazla PEG gevreği ekleyin ve tepsiyi 4 °C'lik bir buzdolabına koyun.
  7. Her 10-15 dakikada bir, ıslak PEG pullarını diyaliz tüpünün yüzeyinden çıkarın ve tüpü yeni bir kuru PEG tabakası ile yeniden örtün. Çanağı 4 °C buzdolabına geri koyun.
  8. Adım 1.7'yi iki kez daha tekrarlayın ve 30-35 dakika sonra ıslak PEG pullarını musluk suyu kullanarak durulayın.
  9. Tüpü ultra saf su kullanarak bir kez daha durulayın ve tüpü bir mendille kurulayın.
  10. Tüpün bir ucunu açın ve diyalize edilmiş kollajeni (son konsantrasyon: ~ 30 mg / mL) mikrosantrifüj tüplerine aktarın. Bir mini santrifüj (2.000 x g, ≤30 s, oda sıcaklığında [RT]) kullanarak kollajendeki hava kabarcıklarını kısaca döndürün ve daha sonra kullanmak üzere 4 ° C'de saklayın.
  11. Kullanmadan bir gün önce, kolajeni şırıngalara yükleyin.
    1. 16 gauge bir iğne kullanarak, 1 mL'lik bir şırıngaya ~ 1 mL diyalize edilmiş kollajen çekin.
      NOT: Kollajen viskoz bir maddedir. Daha fazla kollajen çekmeden önce iğne başının kollajen ile önceden yüklenmesi gerekebilir. İğne başını çıkarın ve gerektiğinde büyük hava ceplerini dışarı atın
    2. İğneyi çıkarın ve şırınga kafasını parafilm ile sarın.
    3. Küçük hava kabarcıklarının patlamasına izin vermek için kollajen ile doldurulmuş şırıngayı gece boyunca 4 ° C'de dik olarak saklayın.

2. Cam yongalarının hazırlanması ( Şekil 1)

DİKKAT: Protokolün bu kısmı için göz koruması kullanın.

NOT: Hücre kültürü deneyleri için özel olarak kaplanmış hidrofobik cam slaytlar kullanılmaktadır. Yüzey kaplamasının çıkarılmasını önlemek için kızaklar kenarlardan tutulmalıdır. Cam kesme işlemini uygun bir kesme yüzeyinde gerçekleştirin.

  1. Kalıcı bir işaretleyici kullanarak cam çipin istenen boyutlarını ölçün ve işaretleyin
    1. 8 şeritli iskeleler oluşturuyorsanız, sürgünün uzun kenarı boyunca yaklaşık 1 cm'lik artışlarla işaretleyin. İstenen iskele boyutuna göre boyutları gerektiği gibi ayarlayın.
  2. Düz bir kenar (yani, 6 oyuklu bir plaka kenarı) kullanarak, camı çentiklemek için cam kesiciyi ilk ölçümün uzunluğu boyunca aşağı kaydırın.
  3. Slayt ya çentikli çizgi boyunca kendi kendine kırılacak ya da slaytı bir doku üzerine (hidrofobik tarafı aşağı) ters çevirecek ve çentikli bölgeye manuel olarak baskı uygulayacaktır.
  4. Hidrofobik cam sürgünün kaplanmış tarafını bir etanol işaretleyici kalem kullanarak işaretleyin.
  5. Kalan cam tozunu temizlemek için cam çipini ultra saf suda durulayın.
  6. Cam talaşlarını basınçlı hava için bir tezgah üstü nozul kullanarak veya çeker ocakta belirli bir açıyla istifleyerek kurutun.
  7. Gerekli sayıda fiş için gerektiği kadar tekrarlayın. Çipleri RT'de saklayın. En iyi hücre kültürü sonuçları için, 7 gün içinde hazırlanmış cipsleri kullanın.

3. 10x fosfat tamponlu salin (PBS) hazırlanması

  1. Bir cam şişeyi 500 mL ultra saf su ile doldurun.
  2. Şişeye 10 PBS tablet ekleyin.
    NOT: Bu protokol, 1x PBS için tablet oranının 500 mL'de 1 tablet olduğunu varsayar. Farklı bir tablet boyutu veya markası kullanıyorsanız tablet sayısını gerektiği gibi ayarlayın.
  3. Şişeye bir karıştırma çubuğu ekleyin ve tabletler eriyene kadar bir karıştırma plakasına yerleştirin.
  4. Hidrojel üretim gününde, gerekli 10x PBS hacmini 50 mL konik tüplere aktarın.
  5. PBS dolgulu tüpleri, kollajen üretiminden önce en az 15 dakika boyunca 37 ° C'lik bir su banyosuna yerleştirin.

4. Hizalanmış kollajen nanofibrillerin üretimi (Şekil 2)

  1. Buzdolabından bir kollajen şırıngası çıkarın ve künt 22 G'lik bir iğne takın.
  2. 4 oyuklu bir plakanın kapağına bir cam slayt yerleştirin.
  3. Slaytı suya daldırmak için yeterince ısıtılmış 37 °C 10x PBS (30-50 mL) ile örtün.
  4. Şırıngayı yaklaşık 30-45 ° 'lik bir açıyla tutarak, ~ 340 mm / s'lik bir hız ve ~ 3.2 mL / dak'lık bir akış hızı kullanarak ince kollajen şeritlerini cam çip üzerine manuel olarak sıkın.
    NOT: PBS'nin aşırı soğumamasını sağlamak için ısıtılmış PBS'yi ekledikten sonra 30-60 saniye içinde kollajen ekstrüzyonunu tamamlayın.
  5. Kollajenin fibrillogenezi tamamlaması için veya kollajen opak beyaz bir renge dönene kadar 1-2 dakika bekleyin.
  6. Kollajen şeritlerini uzunlamasına kesmek için forseps kullanın. Şeritlerin, çipin her iki ucunun altına 3-5 mm katlanabilecek kadar uzun olduğundan emin olun.
  7. Her seferinde bir tane, kollajen şeritlerini hazırlanmış bir cam çipin üzerine uzunlamasına (çentikli bölgeye paralel olarak) nazikçe örtün. Kenarları çipin altına sıkıştırın.
  8. İstenilen boyutlara ulaşılana kadar kollajen şeritlerini yerleştirmeye devam edin.
  9. Yeni oluşan kollajen hidrojeli 12 oyuklu bir plakanın iki kuyusuna yerleştirin. Bu, kurutma işlemi sırasında hava akışını sağlar ve kollajenin kuyruk uçlarının istenmeyen yüzeylere yapışmasını önler.
  10. Hidrojelleri 1-3 saat veya PBS tuz kristalleri hidrojel yüzeyinin %50-90'ını kaplayana kadar kurumaya bırakın.
    NOT: Kuruma süresi, hidrojel boyutuna ve fazla sıvının varlığına bağlı olarak değişecektir.
  11. Her bir hidrojeli yaklaşık 30-60 s veya tuz kristalleri çözülene kadar 1x PBS'ye daldırın.
  12. Fazla PBS'yi bir mendille nazikçe silin.
  13. Hidrojelleri tekrar kuyu plakasına yerleştirin ve gece boyunca çeker ocakta kurumaya bırakın.
  14. Kurutulmuş hidrojelleri yaklaşık 1 hafta RT'de saklayın.

5. Rastgele kollajen nanofibrillerin üretimi (Şekil 3)

  1. Buzdolabından bir kollajen şırıngası çıkarın ve künt 22 G'lik bir iğne takın.
  2. Kollajeni ~ 3.2 mL / dk'da kuru bir cam yonga üzerine sıkın. Hizalanmış kollajen hidrojellerine benzer boyutlar elde etmek için yeterli miktarda kollajen ekstrüde edin. Gerektiğinde hava kabarcığı birikimini önleyin.
  3. Cam çipinin kenarlarını sarmak için ek kolajen ekstrüde edin. Bu, kazara ayrılma riskini en aza indirir.
  4. Ekstrüde edilmiş kolajeni 50 mL'lik ısıtılmış 10x PBS tüpüne batırmak için forseps kullanın.
  5. Kollajenin fibrillogenezi tamamlaması için 45-60 s veya kollajen opak beyaz bir renge dönene kadar bekleyin.
  6. Fazla PBS'yi bir mendille nazikçe silin.
  7. Hidrojelleri durulamak ve kurutmak için 4.9-4.14 adımlarını tamamlayın

6. Sterilizasyon ve rehidrasyon

NOT: Bir biyogüvenlik kabininde aşağıdaki tüm adımları tamamlayın

  1. Kollajen hidrojelleri ve çevresindeki kuyucuk plakasını 15 dakika boyunca% 70 etanol içinde sterilize edin.
    1. Hem cam çipin alt tarafının hem de hidrojelin etanol ile temas halinde olduğundan emin olmak için forseps kullanarak hidrojelleri sterilizasyonun yarısında kısaca yükseltin.
  2. Etanolü çıkarın ve hidrojellerin 10 dakika havada kurumasını bekleyin.
  3. Artık etanolü çıkarmak ve hidrojelleri yeniden sulandırmak için hidrojelleri steril 1x PBS'de her biri 10 dakika boyunca 3 kez yıkayın. Hidrojeller artık kullanıma hazırdır (hücre kültürü vb.). Hidrojeller, hemen kullanıma hazır değilse, son yıkama adımından sonra kısa bir süre PBS'de bırakılabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu protokol, hizalanmış (Şekil 2) veya rastgele (Şekil 3) yönlendirilmiş nanofibrillerden oluşan kollajen hidrojellerin üretimi için basit bir kesme tabanlı ekstrüzyon tekniğini tanımlar. Nanofibril modelleme, şırınga hızı ve kollajen ekstrüzyon hızının birleşik modülasyonu yoluyla elde edilen kesme kuvvetlerinin hassas kontrolüne dayanır. Fibril hizalamasını indüklemek için optimal değerler daha önce 340 mm/s'lik bir şırınga hızı ve 3,2 mL/dk'lık bir kollajen e...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Protokolün kritik adımları üç ana bölüme ayrılabilir: 1) kollajen fibrillogenezi, 2) hidrojel montajı ve 3) yıkama. Kollajen fibrillogenez süreci, nötralize edici koşullar altında kendiliğinden gerçekleşir ve tek tek kollajen moleküllerinin daha büyük stabilize fibriler yapılara kendi kendine monte edilmesine dayanır10,11. Bu, 37 ° C'ye ısıtılan 10x PBS gibi nötralize edici tamponlu bir ortamın uygulanmasıyla elde edilir ve kolla...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Beyan edilecek herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Bu araştırma kısmen Rejeneratif Rehabilitasyon Araştırma ve Eğitim İttifakı, MTF Biologics, Oregon Sağlık ve Bilim Üniversitesi Vakfı ve Collins Medical Trust'tan sağlanan fonlarla desteklenmiştir. K.M.H., Ulusal Bilim Vakfı Lisansüstü Araştırma Bursu (DGE-1937961) ve Oregon Öğrencileri Öğrenme ve Deneyimleme Araştırmaları (OSLER) Bursu (5TL1TR2371-8) tarafından desteklenmiştir. K.H.N., NIH/NHLBI (R00HL136701) ve NIH/NIAMS (R01AR080150) tarafından sağlanan hibelerle desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Kollajen I, Yüksek Konsantrasyon, Sıçan KuyruğuCorningCB354249
Eclipse TE-2000-U mikroskobuNikonTE-2000-U Ters mikroskop
Ekstra Kalın Mikroskop SlaytlarıFisher Scientific22-267-005Kollajen ekstrüzyon yüzeyi için iyi çalışır
FEI Helios G3 NanoLab DualBeamThermo Fisher ScientificN/ATaramalı elektron mikroskobu
Cam Kesici Alet Seti 2mm-20mm Kalem Stili Yağ Besleme Karbür UcuAmazon/MOARMORB07Y1D243HCam kesici seçeneği
Hamilton Kel-F Hub Künt Uçlu İğneler (Luer Lock, 22 G)Fisher Scientific14-815-574Kollajen ekstrüzyonu için iğneler
Nexterion Slide H 3-DSchottNC0782819 Hidrofobik slaytlar
PBS TabletlerThermo Fisher Scientific18912014
Polietilen Glikol 8000Fisher BioReagentsBP233-1
Dikişsiz Selüloz Diyaliz Tüpü ve nbsp;Fisher ScientificS25645G
SnakeSkin Diyaliz KlipsleriThermo Fisher ScientificPI68011
Synthware Cam KesiciSynthware31-501-927Cam kesici seçeneği

Kaynaklar

  1. Padhi, A., Nain, A. S. ECM in differentiation: A review of matrix structure, composition and mechanical properties. Ann Biomed Eng. 48 (3), 1071-1089 (2020).
  2. Schlie-Wolter, S., Ngezahayo, A., Chichkov, B. N. The selective role of ECM components on cell adhesion, morphology, proliferation and communication in vitro. Exp Cell Res. 319 (10), 1553-1561 (2013).
  3. Ricard-Blum, S. The collagen family. Cold Spring Harb Perspect Biol. 3 (1), a004978(2011).
  4. Shoulders, M. D., Raines, R. T. Collagen structure and stability. Annu Rev Biochem. 78, 929-958 (2009).
  5. Gillies, A. R., Lieber, R. L. Structure and function of the skeletal muscle extracellular matrix. Muscle Nerve. 44 (3), 318-331 (2011).
  6. Silver, F. H., Freeman, J. W., Seehra, G. P. Collagen self-assembly and the development of tendon mechanical properties. J Biomech. 36 (10), 1529-1553 (2003).
  7. Friess, W. Collagen-biomaterial for drug delivery. Eur J Pharm Biopharm. 45 (2), 113-136 (1998).
  8. Lee, C. H., Singla, A., Lee, Y. Biomedical applications of collagen. Int J Pharm. 221 (1-2), 1-22 (2001).
  9. Liu, X., Zheng, C., Luo, X., Wang, X., Jiang, H. Recent advances of collagen-based biomaterials: Multi-hierarchical structure, modification and biomedical applications. Mater Sci Eng C. 99, 1509-1522 (2019).
  10. Harris, J. R., Reiber, A. Influence of saline and pH on collagen type I fibrillogenesis in vitro: Fibril polymorphism and colloidal gold labelling. Micron. 38 (5), 513-521 (2007).
  11. Williams, B. R., Gelman, R. A., Poppke, D. C., Piez, K. A. Collagen fibril formation. Optimal in vitro conditions and preliminary kinetic results. J Biol Chem. 253 (18), 6578-6585 (1978).
  12. Zhong, S., et al. An aligned nanofibrous collagen scaffold by electrospinning and its effects on in vitro fibroblast culture. J Biomed Mater Res A. 79A (3), 456-463 (2006).
  13. Malladi, S., et al. Continuous formation of ultrathin, strong collagen sheets with tunable anisotropy and compaction. ACS Biomater Sci Eng. 6 (7), 4236-4246 (2020).
  14. Lowe, C. J., Reucroft, I. M., Grota, M. C., Shreiber, D. I. Production of highly aligned collagen scaffolds by freeze-drying of self-assembled, fibrillar collagen gels. ACS Biomater Sci Eng. 2 (4), 643-651 (2016).
  15. Torbet, J., Ronzière, M. C. Magnetic alignment of collagen during self-assembly. Biochem J. 219 (3), 1057-1059 (1984).
  16. Provenzano, P. P., Eliceiri, K. W., Inman, D. R., Keely, P. J. Engineering three-dimensional collagen matrices to provide contact guidance during 3d cell migration. Curr Protoc Cell Biol. Chpater 10 (Unit 10.17), (2010).
  17. Saeidi, N., Sander, E. A., Zareian, R., Ruberti, J. W. Production of highly aligned collagen lamellae by combining shear force and thin film confinement. Acta Biomater. 7 (6), 2437-2447 (2011).
  18. Paten, J. A., et al. Flow-induced crystallization of collagen: A potentially critical mechanism in early tissue formation. ACS Nano. 10 (5), 5027-5040 (2016).
  19. Yunoki, S., Hatayama, H., Ebisawa, M., Kondo, E., Yasuda, K. A novel method for continuous formation of cord-like collagen gels to fabricate durable fibers in which collagen fibrils are longitudinally aligned. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 107 (4), 1011-1023 (2019).
  20. Vader, D., Kabla, A., Weitz, D., Mahadevan, L. Strain-induced alignment in collagen gels. PLoS One. 4 (6), e5902(2009).
  21. Ahmed, A., et al. Local extensional flows promote long-range fiber alignment in 3d collagen hydrogels. Biofabrication. 14 (3), (2022).
  22. Su, C. Y., et al. Engineering a 3D collective cancer invasion model with control over collagen fiber alignment. Biomaterials. 275, 120922(2021).
  23. Nakayama, K. H., et al. Bilayered vascular graft derived from human induced pluripotent stem cells with biomimetic structure and function. Regen Med. 10 (6), 745-755 (2015).
  24. Nakayama, K. H., et al. Nanoscale patterning of extracellular matrix alters endothelial function under shear stress. Nano Lett. 16 (1), 410-419 (2016).
  25. Nakayama, K. H., et al. Rehabilitative exercise and spatially patterned nanofibrillar scaffolds enhance vascularization and innervation following volumetric muscle loss. NPJ Regen Med. 3, 16(2018).
  26. Nakayama, K. H., et al. Treatment of volumetric muscle loss in mice using nanofibrillar scaffolds enhances vascular organization and integration. Commun Biol. 2 (1), 170(2019).
  27. Alcazar, C. A., Hu, C., Rando, T. A., Huang, N. F., Nakayama, K. H. Transplantation of insulin-like growth factor-1 laden scaffolds combined with exercise promotes neuroregeneration and angiogenesis in a preclinical muscle injury model. Biomater Sci. 8 (19), 5376-5389 (2020).
  28. Lai, E. S., Huang, N. F., Cooke, J. P., Fuller, G. G. Aligned nanofibrillar collagen regulates endothelial organization and migration. Regen Med. 7 (5), 649-661 (2012).
  29. Huang, N. F., et al. Spatial patterning of endothelium modulates cell morphology, adhesiveness and transcriptional signature. Biomaterials. 34 (12), 2928-2937 (2013).
  30. Weadock, K. S., Miller, E. J., Bellincampi, L. D., Zawadsky, J. P., Dunn, M. G. Physical crosslinking of collagen fibers: Comparison of ultraviolet irradiation and dehydrothermal treatment. J Biomed Mater Res. 29 (11), 1373-1379 (1995).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Nanofibriler KolajenKolajen DesenlemeKolajen FibrillogeneziHücre Dışı MatriksDiyaliz TüpüKayma GerilmesiKolajen HidrojeliHücresel HizalanmaRejeneratif Biyomalzemeler
Doku Mühendisliği İçin Nanofibriler Desenli Kollajen Üretimi
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.