Yöntem makalesi

Dolaşım Ölümü Sonrası Sıçan Akciğerleri için Yeni Bir Ex Vivo Akciğer Perfüzyon Sisteminin Kurulması

1.6K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/67168

⸱

18 Ekim 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1China-Japan Friendship Institute of Clinical Medicine, 2Department of Thoracic Surgery, China-Japan Friendship Hospital, 3Department of Biochemistry and Molecular & Cellular Biology, Georgetown University School of Medicine

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

Amaç, EVLP boyunca 4 saat boyunca tutarlı akciğer fonksiyonunu sürdürebilen sıçanlarda yeni bir ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP) modeli geliştirmek ve endüstriye EVLP'yi kemirgen modellerine uygulamak için sağlam bir yöntem sunacak uygulama özellikleri sağlamaktır.

Özet

Transplantasyon için donör akciğerlerinin artan kıtlığı, kardiyak ölüm (DCD) sonrası donörlerden temin edilen organların kullanımına önemli bir ilgi uyandırmıştır. Bununla birlikte, klinik kullanım için katı kriterleri karşılayan canlı akciğerlerin sayısını en üst düzeye çıkarmada kritik bir zorluk devam etmektedir. Ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP), bağışlanan akciğerlerin işlevini değerlendirmek ve potansiyel olarak iyileştirmek için umut verici bir teknoloji olarak ortaya çıkmaktadır. Bu makale, EVLP araştırmaları için özel olarak tasarlanmış uygun maliyetli ve tekrarlanabilir bir küçük hayvan deney platformunun geliştirilmesini açıklamaktadır. Bu platform, araştırmacıların EVLP alanındaki belirli araştırma sorularını ele almak için deneysel parametreleri uyarlamalarına olanak tanıyan yüksek derecede özelleştirme sunar. Ekip, DCD'yi simüle etmek için bir sıçan modeli oluşturdu ve iki aşamalı bir koruma yaklaşımı uyguladı. Akciğerler, 4 saat boyunca 4 ° C'de bir perfüzat çözeltisi kullanılarak statik soğuk hava deposuna tabi tutuldu, ardından 4 saat daha normotermik EVLP uygulandı. Araştırmacılar, pulmoner vasküler direnç, pulmoner dinamik kompliyans, perfüzatın kan gazı ölçümleri ve akciğer dokularında apoptotik hücre ölümü dahil olmak üzere çeşitli akciğer fonksiyon parametrelerini değerlendirdi. Çalışma, EVLP'nin 4 ° C'deki basit soğuk depolamaya kıyasla DCD akciğerlerinin fonksiyonel performansını önemli ölçüde iyileştirebileceğini göstermektedir, bu da EVLP'nin iskemi-reperfüzyon hasarını hafifletme ve dolaşım ölümünü takiben greft fonksiyonunu geliştirme potansiyeline sahip olduğunu ve böylece nakledilebilir akciğer havuzunu artırdığını düşündürmektedir.

Giriş

Akciğer nakli (LTx), son dönem akciğer hastalığı olan hastalar için tek kesin tedavi olmaya devam etmektedir. Akciğer naklinin başarısı, yeterli işleve sahip yüksek kaliteli donör akciğerlerin mevcudiyetine bağlıdır. Bununla birlikte, donör akciğerleri1'in kritik bir eksikliği nedeniyle akciğer nakli için büyüyen bir bekleme listesi ortaya çıkmıştır. Bekleme listesindeki birçok hasta, makul bir zaman dilimi içinde uygun bir donör akciğeri beklerken sağlıkta bir düşüş ve hatta ölüm yaşar2. Bu nedenle, nakil bekleme listesindeki hastaların ihtiyaçlarını karşılamak için potansiyel greft havuzunu genişletmek çok önemlidir. Kardiyovasküler dolaşım ölümü (DCD) sonrası bağış1,3 ve ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP)4,5, transplantasyon için mevcut akciğer sayısını artırmak için iki umut verici stratejidir. Şu anda, beyin ölümünden sonra bağış (DBD)6, akciğer naklinin birincil kaynağıdır. Bununla birlikte, mevcut greft kıtlığı nedeniyle DCD çekiş kazanıyor. Bu değişim, kan akışındaki, mekanik ventilasyondaki, enfeksiyondaki ve aspirasyondaki değişikliklerin greft kalitesini tehlikeye atabileceği DBD greftlerinin sınırlamalarından kaynaklanmaktadır. Greftin kalitesi, nakil sonrası hasta sonuçlarını ve uzun süreli sağkalımı doğrudan etkiler. Ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP) işlemi, kardiyak ölümden (DCD) sonra donörlerden alınan akciğer greftlerini yeniden değerlendirerek mevcut akciğer nakli sayısını etkili bir şekilde artırdı ve hem kısa hem de uzun vadeli7,8'de benzer sonuçlarla sonuçlandı. Bu çalışmanın amacı, döngüsel olarak ölü akciğerleri olan sıçanlarda ekstrakorporeal bir akciğer perfüzyon sistemi geliştirmek ve DCD donörlerini doğru bir şekilde değerlendirmekti. Primer greft disfonksiyonu (PGD) olasılığını azaltmak için, moleküler tanı10 kullanılarak ve özel hedefe yönelik tedaviler kullanılarak DCD donörleri class="xref">9'a verilen zarar en aza indirilebilir.

EVLP, normal bir fizyolojik sıcaklığı koruyarak akciğerlerin doğal ortamını vücut dışında kopyalayan bir tekniktir. Lungs11,12'nin sürekli izlenmesine ve değerlendirilmesine olanak tanır, transplants class="xref">13'ün koruma süresini uzatır ve marjinal akciğerlerin kalitesini iyileştirmek için harici perfüzyon, ventilasyon ve ilaçlar kullanır, bu da onları transplantasyon14 için uygun hale getirir. EVLP kullanılarak akciğer nakli için marjinal donör akciğerlerinin ilk başarılı kullanımı Steen ve ark. tarafından 200715'te bildirilmiştir. O zamandan beri, EVLP teknolojisinin kullanımı yavaş yavaş klinik uygulamaya entegre edildi16,17. Toronto ekibi daha sonra, bir santrifüj pompanın ideal akciğer koruma stratejisiyle bağlantılı olarak düşük tidal hacimli ventilasyon ve düşük akış hızları kullanarak EVLP yaklaşımını uyarladı; Bu, 12 saat boyunca sabit perfüzyon ile sonuçlandı18.

EVLP, primer greft yetmezliği riskini azaltmak, pulmoner ödemi en aza indirmek, beyin ölümüne bağlı iltihabı hafifletmek, alıcının bağışıklık sistemini transplantasyon için hazırlamak ve akciğer enfeksiyonlarını, aspirasyonu, pulmoner emboliyi ve iskemi-reperfüzyon hasarını önlemek dahil olmak üzere çeşitli faydalar sunar14,19,20. EVLP önemli avantajlar sunarken, greft kalitesini artırmak için geliştirilmiş yöntemlere ihtiyaç vardır.

Şu anda, sıçan EVLP platformunda perfüzyon ve ventilasyon için belirli ayarlar üzerinde bir fikir birliği yoktur. Ohsumi ve ark.21, uzun süreli soğuk iskemi zamanından (CIT) geçirilen donör akciğerlerin ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP) sürecinde ve nakledildikten sonra akciğer fonksiyonlarını nasıl koruyabileceklerini incelemek için yeni bir model geliştirdi. Uluslararası olarak, sıçan ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP) modelleri oluşturmak için çeşitli çabalar olmuştur22,23,24,25,26,27. Bu nedenle, bu alanda daha fazla araştırmayı kolaylaştırmak için uygun maliyetli, yüksek oranda tekrarlanabilir ve sıkı bir şekilde kontrol edilen küçük bir hayvan EVLP sistemi geliştirmek çok önemlidir. Küçük hayvanlar için mevcut EVLP sistemleri genellikle pahalıdır ve farklı araştırma ihtiyaçları için çalışma koşullarını değiştirme açısından sınırlı esnekliğe sahiptir. Bu makale, uygun maliyetli ve uyarlanabilir bir EVLP sistem tasarımı önermektedir. Ayrıca, uygulanması için gerekli teknik ve cerrahi adımların ayrıntılı bir açıklamasını sağlar. EVLP'nin DCD akciğerlerinin kalitesini iyileştirdiğini ve böylece nakil için uygun akciğer donörlerinin havuzunu artırdığını göstermek için dolaşım durmasında ölen sıçanları kullanan bir model kullandık. Kardiyovasküler ölümden sonra küçük hayvanlar için hazır bir EVLP platformu oluşturmada diğer araştırmacılara yardımcı olmak için başarılı deneyimimizi paylaşmayı amaçlıyoruz.

Protokol

Deney hayvanları 250-400 g ağırlığında SD erkek sıçanlardı. Sıçanlar, kontrollü 12 saatlik bir aydınlık-karanlık döngüsü ile 18-22 ° C'de standart deney koşulları altında barındırıldı ve yiyecek ve suya serbest erişimleri oldu. Çin-Japonya Dostluk Hastanesi Klinik Araştırma Enstitüsü Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi, hayvan deneylerini onayladı ve yönergelere uygun olarak yürüttü. Tüm ameliyatlar genel anestezi altında yapıldı. Şekil 1, referans için EVLP sisteminin şematik bir diyagramını ve gerçek bir görüntüsünü sunar. Kullanılan tüm alet ve ekipmanların özel marka ve modeli Malzeme Tablosunda detaylandırılmıştır.

1. Aparat yapımı

NOT: 3D baskılı plastik, cihaz için umut verici bir seçim gibi görünüyor. Bununla birlikte, sınırlı deneyimlerimize dayanarak, plastik malzemelerle düğüm atarken kuvveti düzenlemek zordur; Çok az kuvvet borunun kaymasına neden olabilir ve çok fazla kuvvet plastik boruyu tıkayabilir. Metal sert borular bu sorunlardan kaçınır ve nispeten dayanıklıdır, bu nedenle bunlar burada kullanılır.

  1. Modülü plastik boruya bağlayın ve tüm parçaları uygun yüksekliğe yerleştirmek için bir demir çerçeve ayağı ve ayarlanabilir kaldırma platformu kullanın. Sıvı depolama tankına 150 mL perfüzyon ekleyin, peristaltik pompayı açın ve perfüzyonun boruyu doldurmasını sağlamak için akış hızını 20 mL / dk'ya ayarlayın.
  2. 1.2 Endotrakeal entübasyon için dairesel bir oluk zımparalayın. Hipoksik gaz olarak %8 O2,% 6 CO2 ve% 86N2 içeren bir gaz karışımı hazırlayın. Hipoksik gazı yapay zar akciğerinden perfüzyona geçirin. Kan gazı ölçümünden önce 5 dakika saf oksijenle havalandırın.
  3. Pulmoner arteri ve atriyal kanülleri, sıçanların anatomisine uyacak şekilde kavisli içi boş 304 paslanmaz çelik tüplerden yapın (Şekil 2A). Arter entübasyonu için dairesel bir oluk öğütün. Atriyal kanül duvarının distal ucunda bir delik açın ve dış duvardaki halka şeklindeki oluğu parlatın (Şekil 2C). Tüpü pulmoner arter perfüzyon tüpüne yerleştirmeden önce bir egzoz cihazı yerleştirin.
  4. Su banyosunun harici sirkülasyon sistemine üç bir vana bağlayın ve rezervuarın, organ bölmesinin ve pulmoner arter perfüzatının sıcaklığını düzenleyin. Su banyosu olmayan bağlantı borusunun uzunluğunu en aza indirin ve cihazın tüm noktalarında ± 0,2 °C aralığında sıcaklık hatasını kontrol edin. Çalışma tasarımı için istenen sıcaklık 37 °C'dir.
  5. Basınç izleme hattını tuzlu su ile doldurun ve basınç izleme cihazını donörün akciğeri ile aynı yüksekliğe ayarlayın. Basınç izleme hattını pulmoner arter ve venöz perfüzyon hattına bağlamak için valfi açın, veri toplayıcıyı başlatın ve sıfırı ayarlayın. Arteriyel perfüzyon basıncını ve venöz dönüş basıncını gerçek zamanlı olarak izleyin.

2. Sıçan anestezisi

  1. Kişisel koruyucu ekipman giyin: fareleri ve sıçan dokularını tutmadan önce cerrahi maskeler, eldivenler ve tek kullanımlık tulumlar.
  2. Fareleri tartın ve ağırlıklarını kaydedin. Bir şırıngayı 1000 U / kg heparin ile doldurun ve bir iğne ile kuyruk damarına enjekte edin.
  3. Sıçanları kapalı bir indüksiyon odasına yerleştirin ve% 3 izofluran gazı ile uyuşturun. Farelerin ayak parmaklarını kelepçeleyin; Yanıt yoksa, sıçanların istenen anestezi derinliğine ulaştığını gösterir. Aksi takdirde, anestezi süresini artırmaya devam edin. Göz kuruluğunu önlemek için steril oftalmik merhem sürün.
  4. Birden fazla sütür hazırlayın (3-0 veya 4-0). Sıçanları ameliyat masasına aktarın, sırtüstü pozisyonda konumlandırın, dikişlerle sabitleyin ve alkol spreyi ile dezenfekte edin.

3. Donör akciğer alımı

  1. Sıçanın kafasını anestezi maskesine yerleştirin ve% 1.5 izofluran içeren hava vererek anesteziyi koruyun. Farelerin ayak parmaklarını kelepçeleyin; Yanıt yoksa, sıçanların istenen anestezi derinliğine ulaştığını gösterir.
  2. Soluk borusunun önünde boynun orta hattı boyunca kemirgen cerrahi makası ile 2-3 cm boyuna bir kesi yapın, cildi kesin, soluk borusunun önündeki kas dokusunu inceleyin ve soluk borusunu tamamen ortaya çıkarın.
  3. Trakeanın arkasındaki boşluğu boşaltın, içinden 3-0'lık bir dikiş geçirin ve daha sonra kullanmak üzere gevşek bir düğüm atın. Soluk borusundaki düğümün üzerinden kemirgen cerrahi makası ile 0,5 cm uzunluğunda V şeklinde bir kesi yapın, soluk borusuna bir trakeal tüp (14G) yerleştirin, dikiş düğümünü sıkın ve trakea tüpünü sabitleyin (Şekil 3A).
  4. Trakeal tüpü ventilatöre bağlayın, açın ve akciğerlerin ventilasyonuna başlayın.
  5. Ölüm doğrulanana kadar anestezi ve yaşamsal belirtilerdeki değişiklikleri sağlamak için yaşamsal belirtileri sık sık izleyin ve kaydedin.
  6. Akciğer toplama manevralarını başlatın, basınç kontrollü modda mekanik ventilasyonu yeniden başlatın ve 5 dakika boyunca ventilasyon yapın. Aşağıdaki parametreleri kullanın: PEEP 3 cmH2O, inspiratuar: ekspiratuar (I: E) oranı 1: 2, solunum hızı 40 nefes / dak ve FiO2 0.5.
  7. Trakeayı klempleyin ve akciğerlerin 1 saat ılık iskemik zamana (WIT) maruz kalmasına izin verin. WIT dönemini takiben, akciğerleri aşağıda tarif edildiği gibi çıkarın ve rastgele üç gruba ayırın: (1) doğrudan akciğer hasadı, (2) 4 saat soğuk statik koruma (CS) ve (3) 4 saat EVLP değerlendirmesi.
  8. Doğrudan akciğer hasadı için, elde edilen donör akciğerlerinden çeşitli testler için herhangi bir tedavi görmeden numune alın. 4 saatlik soğuk statik koruma (CS) için, donör akciğerlerini buzdolabında 4 °C'de 4 saat boyunca soğuk statik korumada saklayın ve ardından tespit için numune alın. 4 saat EVLP değerlendirmesi. 4 saatlik EVLP değerlendirmesi için 5. adımı izleyin.
  9. Ameliyat masasını 45° baş yüksekliğinde ve ayaklar aşağıda eğimli konuma ayarlayın.
  10. Sıçanın göğsünün ve karnının ortasından bir saç tıraş makinesi ile saçı çıkarın, 3x iyotla dezenfekte edin ve cerrahi bir havluyla örtün.
  11. Kemirgen cerrahi makası ile karın orta hattı boyunca 6-7 cm boyuna bir kesi yapın, cildi kesin, karın duvarını karın boşluğuna açın ve karın organlarını ortaya çıkarın. Bağırsakları karın boşluğunun sağ tarafına nazikçe itmek için pamuklu çubuk kullanın ve arkalarındaki inferior vena kava'yı ortaya çıkarın.
  12. Bir şırınga kullanarak, inferior vena kavaya 1000 U / kg heparin çözeltisi enjekte edin. Kanın yeterli heparinizasyonunu sağlamak için 5 dakika bekleyin. Heparin, pulmoner arterde mikrotrombüs oluşumunu önler.
  13. Sıçanın inferior vena kavasını makasla kesin ve kanını kazıyın. 3 mL / kg tidal hacimde, 2 cmH2O'da pozitif ekspirasyon sonu basıncında (PEEP), 60 nefes / dak solunum hızında ve 1: 2 I: E oranında ilk ventilatör ayarlarıyla akciğerlerin mekanik ventilasyonunu başlatın.
  14. Ksifoid sürecini kaldırmak için forseps kullanın; sternum boyunca aşağıdan yukarıya doğru uzunlamasına bir kesi yapın. Göğüs boşluğunu ortaya çıkarmak için bir kaburga yayıcı kullanın. Kalbi ve altındaki ana kan damarlarını ortaya çıkarmak için timus dokusunu çıkarın.
    NOT: Sıçan akciğerleri kırılgandır; Onlara veya karın organlarına metal aletlerle dokunmaktan kaçının. Daha iyi görünürlük için, akciğerleri pamuklu çubukla nazikçe kenara itin.
  15. Sıçanın aortunu ve pulmoner arterin arkasındaki boşluğu serbest bırakın, içinden 3-0'lık bir dikiş geçirin ve daha sonra kullanmak üzere gevşek bir düğüm atın.
  16. Sağ ventrikül çıkış yolunun ön yüzeyinde 2-3 mm'lik V şeklinde bir kesi yapın, kesiden pulmoner artere bir pulmoner arter kanülü yerleştirin ve kanülü sabitlemek için önceden bağlanmış dikişi sıkın (Şekil 3B).
  17. Sıçan kalp ucunu kesin, sol ventriküle hemostatik forseps yerleştirin, sol ventrikül ile sol atriyum arasındaki kapakçıkları bozun ve sol atriyal çıkış yolunun temiz olduğundan emin olun.
  18. Pulmoner arter kanülünü perfüzyon devresine bağlayın ve kalan kanı 15 mL düşük potasyumlu çözelti kullanarak 0.6-1 mL / dk oranında yıkayın. Akciğerler beyazlaşana kadar veya sol ventrikülden çıkan perfüzyon sıvısı beyaza dönene kadar yıkayın.
  19. Kalbin arkasına bir dikiş yerleştirin ve ventrikülü çevreleyin; sol ventrikül kanülünü sol ventriküldeki kesiden yerleştirin; ve kanülü sabitlemek için önceden bağlanmış dikişi sıkın (Şekil 3C).
  20. Trakeal tüpün üzerindeki trakeayı kesin, trakeayı kaldırın ve trakeanın arkasındaki bağ dokusunu diyafram seviyesine kadar aşağı doğru ayırmak için makas kullanın.
  21. İnferior vena kavayı ve diyaframın üzerindeki ana pulmoner arteri kesin; kalbi ve akciğerleri çıkarın (Şekil 3D).
  22. Akciğerleri şişirilmiş tutmak için, inhalasyonun sonunda trakeanın alt üçte birini hemen klempleyin, kalbi ve akciğerleri toplayın ve koruma için düşük potasyumlu bir çözeltiye koyun.
  23. Kalbi ve akciğerleri EVLP devresinin belirlenen konumuna yerleştirin ve sol ventrikül kanülünü perfüzyon devresine bağlayın (Şekil 4A).

4. Ex vivo akciğer perfüzyon sisteminin başlatılması

  1. EVLP devresini monte edin: boruyu, oksijenatörü, rezervuarı, peristaltik pompayı ve organ odasını bağlayın.
  2. EVLP devresini perfüzyondan önce 1000 ünite sodyum heparin, 50 mg sefoperazon ve 50 mg metilprednizolon içeren 120 mL akciğer perfüzyon onarım solüsyonu ile doldurun. Pulmoner arter perfüzyonunun sonunda egzoz cihazını kullanmak için tüpteki hava kabarcıklarından kurtulun.
  3. Su banyosunu oda sıcaklığına ayarlayın ve tüm EVLP devresini ısıtmak için ılık su sirkülasyonuna başlayın.
  4. Bilgisayarın veri toplama programını açın ve pulmoner arter basınç sensörünü, akciğer ağırlık sensörünü, pompa hız sensörünü ve sıcaklık sensörünü EVLP devresine ve Kaydediciye bağlayın.
  5. Kan basıncı izleme tüpünü normal tuzlu su ile doldurun, masanın yüksekliğini verilen akciğerin yüksekliğine uyacak şekilde ayarlayın, basınç izleme tüpünü pulmoner arter ve venöz perfüzyon tüpüne bağlayın, valfi açın, veri toplayıcıyı başlatın ve sistemi sıfırlayın.
  6. Hipoksik gaz valfini açın, perfüzyon çözeltisi stabil bir hipoksik duruma ulaşana kadar hipoksik gazı membran akciğerinden 10 dakika boyunca geçirin, gaz valfini kapatın ve ex vivo akciğer perfüzyonu için donör akciğerin gelişini bekleyerek peristaltik pompayı duraklatın.
  7. Ameliyat masasını ve cerrahi aletleri küçük hayvan EVLP platformunun yakınında hazırlayın ve yüksek basınçlı buhar sterilizasyonu ile önceden sterilize edin.

5. Ex vivo akciğer perfüzyonu

  1. Kabarcıkların akciğerlere girmesini önlemek için baloncuk kapanını yeterli miktarda perfüzyon solüsyonu ile doldurun (hava embolisine neden olur).
  2. Kardiyopulmoner üniteyi organ odasına yerleştirin, EVLP cihazına bağlayın, ventilatörü ve peristaltik pompayı açın ve EVLP perfüzyonunu başlatın (Şekil 4B).
  3. Perfüzyonu hedef akış hızının% 20'sinde başlatın; akış hızını 1 saat içinde hedef akış hızına kademeli olarak artırın; hedef akış hızını kardiyak debinin% 20'si olarak hesaplayın (75 mL / dak / 250 g donör ağırlığı).
  4. Akciğer sıcaklığını 40 °C'de tutmak için ısı eşanjörünü 37.5 °C'ye ayarlayın. 20 dakika içinde perfüzyon çözeltisinin sıcaklığı 25 ° C'den 37 ° C'ye yükselir.
  5. Perfüzyonun başlamasından 20 dakika sonra endotrakeal klempi çıkarın. 60 bpm'lik bir solunum hızı (RR), 3 cmH2 O'luk pozitif ekspiratuar son basınç (PEEP) ve 4mL/kg'lık bir başlangıç tidal hacmi (VT) ile mekanik ventilasyona başlayın ve 10 dakika içinde maksimum 6 mL/kg tidal hacmine ulaşın.
  6. Ventilasyon sırasında aynı anda pulmoner artere giren perfüzyon solüsyonu PCO2'yi korumak için hipoksik gaz akışını başlatın (% 8 CO2,% 6 O 2 ve% 86N2).
  7. Perfüzyon sırasında perfüzyon çözeltisi akış hızını, arteriyovenöz basıncı, hava yolu tepe basıncını ve akciğer fonksiyon parametrelerini sürekli izleyin.

Sonuçlar

EVLP'nin DCD donör akciğerlerini ne kadar iyi koruduğunu belirlemek için tüm gruplardaki kalp atışlı donör akciğerlerde TUNEL boyaması ile saptanan apoptotik hücre sayısının, inflamatuar marker seviyelerinin (QAH-INF-1 assay kiti kullanılarak perfüzat içinde saptanan) ve genel fiziksel görünümün (hematoksilin ve eozin (H&E) ile boyanmış) değerlendirilmesi gereklidir. Tüm DCD donör akciğerleri 4 saatlik perfüzyona tabi tutulmuştur. Akciğerlerin çoğunda stabil kompliyans görülmüş, 4 saatlik süre boyunca kademeli bir azalma gözlemlenmiştir (Şekil 5B). DCD donör akciğerleri arasında vasküler direnç ve pulmoner greft oksijenasyon seviyelerinde anlamlı bir fark bulunmamıştır (Şekil 5A,C). Perfüzattaki glukoz seviyeleri zamanla azalmış ve bireysel sıçanlar arasında anlamlı bir fark gözlemlenmemiştir (Şekil 5D). Perfüzattaki elektrolit seviyeleri gruplar arasında benzer kalmıştır (Şekil 5E-F).

TUNEL boyaması, apoptotik nükleer tespit için üretici talimatları izlenerek, apoptosis detection kit kullanılarak terminal deoxynucleotidyl transferase dUTP nick end labeling tekniği ile gerçekleştirilmiştir. TUNEL boyaması, farklı koruma koşulları altındaki DCD donör akciğerlerindeki alveolar epitel hücrelerinin apoptozunu (programlı hücre ölümü) nicelleştirmek için kullanılmıştır. Apoptotik hücre sayılarının kör analizi, donör grubunda diğer gruplara kıyasla anlamlı derecede daha yüksek sayıda pozitif hücre olduğunu ortaya koymuştur. Ayrıca, soğuk koruma grubu, EVLP-perfüze DCD donör akciğerlerine kıyasla daha yüksek sayıda pozitif hücre sergilemiştir (Şekil 6). H&E ile boyanan patolojik kesimleri skorlamak için beş bağımsız değişken kullanılmıştır: 1) alveolar boşlukta inflamatuar hücre infiltrasyonu, 2) alveolar septal kalınlaşma, 3) intra- ve ekstra-alveolar hemoraji, 4) intra-alveolar ödem ve 5) hiyalin membran oluşumu. Değişkenler 0-4 arası skorlanmıştır: 0 = negatif, 1 = hafif, 2 = orta, 3 = yüksek ve 4 = şiddetli. Skorlanan değişkenlerin toplamı, toplam akciğer hasarı skorlarını oluşturmuştur. Akciğer hasarı skoru, EVLP grubunda soğuk statik koruma grubuna ve kontrol grubuna göre anlamlı derecede daha düşüktür (Şekil 7A). 4 h soğuk statik koruma grubunda alveolar duvar kalınlaşması ve alveolar hemoraji gözlemlenebilir (Şekil 7B). Normal alveolar yapı EVLP grubunda korunmuştur (Şekil 7C).

Kardiyopulmoner bypass düzeneği, membran oksijenasyonu, şematik diyagram, deneysel yöntem.
Şekil 1: Küçük hayvan ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP) devresinin diyagramı ve fotoğrafı. Diyagramdaki harfler, her bir bileşenin ne işe yaradığını tanımlamak için fotoğraftaki harflerle eşleştirilmiştir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Kromatografi sistemi bileşenleri; metal konnektörler, bağlantı parçaları ve boru parçaları diyagramı.
Şekil 2: Özel yapım kanüller. (A) Pulmoner arter kanülü. (B) Trake kanülü. (C) Sol atrium kanülü. (D) Bir set sıçan ex vivo akciğer perfüzyon kanülü. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Kardiyovasküler diseksiyon ve organların açığa çıkarılması adımlarını gösteren kemirgen cerrahi prosedür şeması.
Şekil 3: Sıçan akciğer izolasyonu. (A) Trake kanülü yerleştirilir ve ipek sütürle sabitlenir. (B) Pulmoner arter kanüle edilir ve önceden yerleştirilen ipek sütürle bağlanır. (C) Sol atrium kanülü ipek sütürle sabitlenir. (D) Kalp-akciğer bloğunu çıkarmak için bağ dokusu kütt diseksiyonla ayrılır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Organ perfüzyon deney düzeneği; A: tüp bağlantıları, B: araştırma için koruma odasındaki organ.
Şekil 4: Sıçan pulmoner perfüzyon düzeneği. (A) Kalp-akciğer bloğu ex vivo akciğer perfüzyon devresine yerleştirilir. (B) EVLP devresine bağlanmış, uygun şekilde ventile edilen ve perfüze edilen bir akciğer. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Zaman içindeki fizyolojik parametre grafikler: PaO2/FiO2, CDyn, PVR, Glikoz, Sodyum, Potasyum.
Şekil 5: Sıçan EVLP protokolü sırasında akciğer fonksiyonu. (A-F) 1 saatlik sıcak iskemi süresine (WIT) maruz kaldıktan sonra EVLP uygulanan donör akciğerlerin akciğer fonksiyonu ve kan gazı analizi. (A) Pulmoner oksijenasyon indeksi. (B) Dinamik akciğer kompliyansı (Cdyn). (C) Pulmoner vasküler direnç (PVR). (D) EVLP'den 4 saat sonra perfüzyondaki glikoz düzeyi. (E) EVLP'den 4 saat sonra perfüzyondaki sodyum düzeyi. (F) EVLP'den 4 saat sonra perfüzyondaki potasyum düzeyi. Hata çubukları standart sapmayı göstermektedir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

DCD, DCD+COLD ve DCD+EVLP koşullarını karşılaştıran, DAPI boyamalı TUNEL analizi diyagramı.
Şekil 6: Farklı vakaların TUNEL analizine ait temsilci görüntüler. TUNEL-pozitif hücreler: Yeşil floresan apoptotik hücreleri göstermektedir, DAPI: Mavi floresan çekirdeği temsil etmektedir, Merge: Programlı hücre ölümü (apoptoz) geçiren hücreler dahil tüm hücreler; DCD, doğrudan akciğer hasadı grubunu ifade eder. DCD+COLD, 4 saatlik soğuk statik koruma grubunu ifade eder. DCD+EVLP, 4 saatlik ex vivo akciğer perfüzyonu (EVLP) grubunu ifade eder. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayınız.

Akciğer hasar skoru sütun grafiği ve histolojik akciğer dokusu analizi, deneysel sonuçların gösterimi.
Şekil 7: Akciğer hasar skoru ve histolojik bulgular. (A) Kontrol grubu, SCS ve EVLP grubundaki Akciğer Hasar Skorları (*, p <0.05). (B) Soğuk statik koruma (SCS) donörlerine ait temsili hematoksilen ve eozin (H&E) boyalı kesitler. Siyah ok, pulmoner kapiller epitelin yırtılmasını; mavi oklar ise alveolar duvarların kalınlaşmasını göstermektedir. (C) EVLP donörlerine ait temsili H&E boyalı kesitler. Kırmızı ok, inflamatuar hücre infiltrasyonunu göstermektedir. (D) Doğrudan hasat donörlerine (kontrol) ait temsili H&E boyalı kesitler. Siyah oklar, pulmoner kapiller epitelin yırtılmasını ve kanamasını göstermektedir. Hata çubukları standart sapmayı belirtmekte olup, anlamlılık analizi tek yönlü varyans analizi (ANOVA) ile gerçekleştirilmiştir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışma

Bu çalışma, küçük bir hayvan EVLP platformu için uygun maliyetli ve modüler bir tasarım ve bu platformun etkinliğinin bir sıçan DCD modelinde doğrulanmasını tanıtmaktadır. Bulgular, EVLP'nin ölen donörlerden alınan akciğerlerin kalitesini önemli ölçüde artırabileceğini ve böylece akciğer nakli için potansiyel donör havuzunu genişletebileceğini göstermektedir. Transplantasyon için donör akciğerlerinin kıtlığı kritik bir zorluk olmaya devam etmektedir. Bu sorunu çözmek için bazı ülkeler DCD programlarını uygulamaya başlamıştır28. Bu yaklaşım, canlı organ greftlerinin sayısını artırmak için değerli bir strateji sunar. Özellikle, çok sayıda çalışma, DCD organları kullanılarak karaciğer nakli sonrası uzun süreli sağkalım oranlarının, DBD 29,30'dan organları kullananlarla karşılaştırılabilir olduğunu göstermiştir. Bununla birlikte, DCD donörlerinden alınan akciğerlerin kullanımı, uzun süreli iskeminin neden olduğu büyük hasar nedeniyle sınırlı kalmaktadır31. DCD donörlerinden elde edilen sınırlı akciğer kaynaklarının verimli bir şekilde değerlendirilmesi ve kullanılması, nakledilebilir akciğer eksikliğini hafifletmek için büyük bir potansiyele sahiptir. EVLP, akciğerlerin kalitesini artırabilen ve transplantasyondan önce koruma sürelerini uzatabilen umut verici bir tekniktir. EVLP'nin 4 °C'de soğuk depolamaya kıyasla etkinliğini doğrulamak için, dolaşım ölümünün bir sıçan modelini kullandık. Perfüzyon tekniğimizin iskemi-reperfüzyon hasarının neden olduğu hasarı azaltabileceğini ve dolaşım ölümünü takiben akciğer fonksiyonunu iyileştirebileceğini varsayıyoruz. Deneysel sonuçlarımız Wang ve ark.32 ve Hasenauer ve ark.33 tarafından bildirilen son bulgularla uyumludur.

Perfüzyon devresi boyunca tutarlı bir sıcaklığın korunması, optimum EVLP işlevi için çok önemlidir. Ancak mevcut EVLP sistemlerinin çoğu güvenilir ve uyarlanabilir sıcaklık kontrol mekanizmalarından yoksundur. Tekli ısı değişim sistemleri genellikle belirli konumlardaki sıcaklığı değiştiren ayarlamalar gerektirir. Sıcaklıktaki bu dalgalanma perfüzyon sıvısının bileşimini etkileyebilir, oksijenasyon indeksi ölçümlerini bozabilir ve sonuçta deneysel sonuçların doğruluğunu tehlikeye atabilir. Bu zorluğun üstesinden gelmek için bir EVLP sistemi oluşturuldu ve rezervuara, pulmoner arter perfüzyon bölgelerine ve organ odasına yerleştirilen üç ayrı su banyosu ısı eşanjörü ile donatıldı. Ek olarak sistem, ısı kaybını en aza indirmek ve 4-40 °C aralığında hassas sıcaklık kontrolü sağlamak için minimum boru kullanır. Bu konfigürasyon, her devre segmentinde ölçülen sıcaklıkların ayar noktasından 0.2 °C'± fazla sapmadığı son derece hassas sıcaklık kontrolüne olanak tanır. Tasarım, EVLP deneyleri için sıkı sıcaklık kontrol gereksinimlerini etkili bir şekilde karşılar.

Küçük hayvan modelleri, daha küçük organları nedeniyle pulmoner ödem ve atelektaziye özellikle duyarlıdır34. Bu komplikasyonlar uzun perfüzyon deneylerinin yapılmasını önemli ölçüde engellemektedir. Bu zorluğun üstesinden gelmek ve perfüzyon sırasında optimum akciğer korumasını sağlamak için klinik uygulamada mevcut altın standart olan Toronto yaklaşımını benimsedik. Bu yöntem, belirli bir zaman dilimi35 boyunca hem perfüzyon akış hızında hem de havalandırmada kademeli bir artışı içerir. Perfüzyon, hedef akış hızının %10'unda (kardiyak debi'nin %20'si = 75 mL/dak/250 g donör ağırlığı) başlatıldı ve 1 saat içinde kademeli olarak artırıldı. Benzer şekilde, ventilasyon düşük bir oranda (4 mL/kg) başlatıldı ve tidal hacim 10 dakika içinde kademeli olarak maksimum 6 mL/kg'a çıkarıldı. Araştırma ayrıca perfüzyona sığır serum albümini (BSA) eklemenin faydalarını da vurguluyor. BSA takviyesi kolloid ozmotik basıncı yükseltir, böylece doku ödemini azaltır36. Küçük hayvan EVLP'sinde, atriyal kanülasyona dayalı iki birincil perfüzyon konfigürasyonu mevcuttur: kapalı döngü ve açık döngü. Kapalı devre sistemler kulakçıklarda sabit, düşük bir basınç sağlayarak fizyolojik koşulları taklit eder ve doğru kan gazı ölçümlerini kolaylaştırır. Linacr ve ark. perfüzyon sırasında belirli bir atriyal basıncın korunmasının akciğer fonksiyonunu iyileştirebileceğini ve ödemi azaltabileceğini göstermiştir34. Bununla birlikte, atriyal kas devreyi tıkarsa basınç artışları meydana gelebilir. Ek olarak, atriyumun bağlanması ve hava kabarcıklarının varlığı, potansiyel miyokard lifi hasarı ve tutarsız basınç okumaları nedeniyle deneysel sonuçları tehlikeye atabilir7. Bu sınırlamaların üstesinden gelmek ve etkili kapalı döngü perfüzyon elde etmek için özel olarak tasarlanmış bir atriyal kanül yapıldı. Bu kanülün ucunda, atriyal kasın tıkanmasını önlemek için çıkıntılı bir destek bulunur. Ek olarak, kanül gövdesi boyunca halka şeklindeki oluklar, ligatürlerin güvenli bir şekilde yerleştirilmesini kolaylaştırır. Ayrıca sistem, hava embolisini ortadan kaldırmak ve tutarlı perfüzyon basıncını korumak için kabarcık tuzakları ve perfüzyon öncesi teknikler içerir.

Küçük hayvan EVLP platformları, sayısız faydaları nedeniyle bilimsel araştırmalarda tercih edilmektedir: kontrollü hayvan koşulları, maliyet etkinliği, büyük örneklem boyutlarının barındırılması ve düşük perfüzyon sıvısı tüketimi. Ek olarak, tek bir küçük hayvan suşu (örneğin, bu çalışmada sıçanlar, aynı zamanda kobaylar ve tavşanlar 24,35,36) kullanmak, hem diyet hem de deney ortamlarının titiz bir şekilde kontrol edilmesini sağlar. Sistemin çok yönlülüğü, solunum parametrelerini ve perfüzyon akış hızını ayarlayarak tüm bu türler için adaptasyon sağlar. Ekteki videolar, hayvan modelini ve EVLP prosedürlerini detaylandırarak araştırmacılara kapsamlı bir anlayış sağlar. Araştırmacılar bu protokolleri izleyerek deneysel başarıyı artırabilir, hayvanların çektiği acıyı en aza indirebilir ve genel hayvan kullanımını azaltabilir.

Araştırma, küçük hayvanlar için stabilite, perfüzyon kalitesi ve ayarlanabilirlik açısından ticari seçenekleri aşan uygun fiyatlı, modüler ve kullanıcı dostu bir EVLP sistemi kurmuş olsa da, perfüzyon ve ventilasyon parametreleri dahil olmak üzere EVLP protokollerini optimize etmek ve en etkili akciğer koruyucu ilaçları belirlemek için daha fazla araştırma yapılması gerekmektedir. Bu kullanıcı dostu ve verimli teknoloji, altyapıdan yararlanan birçok donör akciğeri üzerinde başarılı testlere olanak sağlamıştır. Mevcut araştırma çabaları, donörlerden alınan akciğerlerin restorasyonu ve korunmasına odaklanmıştır.

Açıklamalar

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan etmemektedir.

Teşekkürler

Bu çalışma, Ulusal Ulusal Üst Düzey Hastane Klinik Araştırma Fonu ve Çin-Japonya Dostluk Hastanesi'nin Elit Tıp Uzmanları projesi tarafından desteklenmiştir (Hibe numaraları[2022-NHLHCRF-LX-03-0303] ve [ZRJY2021-GG07]).

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
3.0mm Tıbbi aseptik boruZhifang Pompa sanayi A.Ş., LTD, Hebei, Çin3.0mmKan damarları yerine kan dolaşımında Sığır
serum albüminiSigma-Aldrich Trading Co.Ltd, Şangay, ÇinBSAV-ROPerfüzyonun kolloid ozmotik basıncını artırın
BP-100/102 İntravasküler Kan Basıncı DönüştürücüiWorx Systems, Inc, New Hampshire, ABDBP-100/102Sıçanlarda pulmoner vasküler basınç kayıtları
CefazolinBeijing psaitong Biotechnology Co., Ltd, Pekin, ÇinPHR1291Anti-bakteriyel enfeksiyon
DeoksijenatörDongguan Kewei Tıbbi Alet, Guangdong, ÇinModel özellikleri yokSıçan akciğer fonksiyonunu değiştirin Kanda gaz değişimi
F500 Küçük hayvanlariçin genel anestezi makinesiBeijing Yi Zejia Technology Co., LTD, Pekin, ÇinF500Anestezi sağlanması için gaz anestezisi uygulayın
Gaz karışımı (%6 O2, %8 CO2, %86 N2)Beijing Oriental Medical Gas Co., LTD, Pekin, ÇinModel özellikleri yokKan asit-baz dengesini koruyun, pulmoner vasküler fizyolojiyi simüle edin
Isı eşanjörüChanghong Hassas Alet Merkezi, Shenzhen, ÇinDHC-05-BPerfüzyon devresinde sıcaklık kontrolü
heparinBeijing psaitong Biotechnology Co., Ltd, Pekin, ÇinH0200000Anti-mikro tromboz
İzofluranRWD Life Science Co., Ltd, Shenzhen, ÇinR510-22Anestezi uygulanmış sıçanlar
İzolasyon odasıEl yapımı Shanghai Leighton Industrial Co., LTD, Şangay, ÇinModel özellikleri yokSıçan akciğerlerinin depolanması
i-STAT 1 Taşınabilir Klinik Analiz CihazıAbbott bakım noktası, Inc, NJ, ABD300GPerfüzyonda kan gazı analizi
iWorx RA-834 Kaydedici iWorxSystems, Inc, New Hampshire, ABDRA-834Pulmoner kan damarı basınç sinyali çıkışı
Çok kanallı peristaltik pompa LabMateZhifang Pump industry Co., LTD, Hebei, ÇinLabMate2Perfüzyon dolaşımı süreci için enerji sağlar
PERFADEX PlusXVIVO Perfüzyon, Göteborg, İsveçNASıçan donöründen alınan akciğere prelavaj uygulandı; düşük potasyumlu çözelti 
pulmoner kanülPaslanmaz çelikten imal edilmiştir304 paslanmaz çelik/SUS3042.0/2.5 mm
Pulmoner ven kanülüPaslanmaz çelikten imal304 paslanmaz çelik/SUS3044.0mm
QAH-INF-1 test kitiInnopsys, Parcd'Activité s Activestre
R415 Küçük hayvan ventilatörüRWD Life Science Co.,Ltd, Shenzhen, ÇinR415Sıçan akciğerinin ventilasyonu
RezervuarShanghai Leighton Industrial Co., LTD, Şangay, ÇinKapasite 1 LPerfüzyon depolama
SOLU-MEDROLBeijing psaitong Biotechnology Co., Ltd, Pekin, ÇinM0639NA
Sıcaklık Sensörü (TM-100)iWorx Systems, Inc, New Hampshire, ABDTM-100Akciğer perfüzyon sıcaklığını kaydedin
edilmiştir

Kaynaklar

  1. Domínguez-Gil, B., et al. Expanding controlled donation after the circulatory determination of death: Statement from an international collaborative. Intensive Care Med. 47 (3), 265-281 (2021).
  2. Valapour, M., et al. Optn/srtr 2020 annual data report: Lung. Am J Transplant. 22 Suppl 2, 438-518 (2022).
  3. Holm, A. M., Courtwright, A., Olland, A., Zuckermann, A., Van Raemdonck, D. ISHLT position paper on thoracic organ transplantation in controlled donation after circulatory determination of death (cdcd). J Heart Lung Transplant. 41 (6), 671-677 (2022).
  4. Chiu, S., Mills, S. E. A., Bharat, A. Expanding the lung donor pool and improving outcomes: Ex vivo lung perfusion. JAMA Surg. 154 (12), 1151(2019).
  5. Nakajima, D., Date, H. Ex vivo lung perfusion in lung transplantation. Gen Thorac Cardiovasc Surg. 69 (4), 625-630 (2021).
  6. Furukawa, M., et al. Lung transplantation from donation after circulatory death, evolution, and current status in the United States. Clin Transplant. 37 (3), e14884(2023).
  7. Valenza, F., et al. Ex vivo lung perfusion to improve donor lung function and increase the number of organs available for transplantation. Transpl Int. 27 (6), 553-561 (2014).
  8. Divithotawela, C., et al. Long-term outcomes of lung transplant with ex vivo lung perfusion. JAMA Surg. 154 (12), 1143-1150 (2019).
  9. Egan, T. M., et al. Donation after circulatory death donors in lung transplantation. J Thorac Dis. 13 (11), 6536-6549 (2021).
  10. Kanou, T., et al. Cell-free DNA in human ex vivo lung perfusate as a potential biomarker to predict the risk of primary graft dysfunction in lung transplantation. J Thorac Cardiovasc Surg. 162 (2), 490-499.e492 (2021).
  11. Loor, G., et al. Portable normothermic ex vivo lung perfusion, ventilation, and functional assessment with the organ care system on donor lung use for transplantation from extended-criteria donors (expand): A single-arm, pivotal trial. Lancet Respir Med. 7 (11), 975-984 (2019).
  12. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. N Engl J Med. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  13. Yeung, J. C., et al. Outcomes after transplantation of lungs preserved for more than 12 h: A retrospective study. Lancet Respir Med. 5 (2), 119-124 (2017).
  14. Cypel, M., Keshavjee, S. The clinical potential of ex vivo lung perfusion. Expert Rev Respir Med. 6 (1), 27-35 (2012).
  15. Steen, S., et al. First human transplantation of a nonacceptable donor lung after reconditioning ex vivo. Ann Thorac Surg. 83 (6), 2191-2194 (2007).
  16. Lindstedt, S., et al. Comparative outcome of double lung transplantation using conventional donor lungs and non-acceptable donor lungs reconditioned ex vivo. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 12 (2), 162-165 (2011).
  17. Wallinder, A., et al. Early results in transplantation of initially rejected donor lungs after ex vivo lung perfusion: A case-control study. Eur J Cardiothorac Surg. 45 (1), discussion 44-45 44-45 (2014).
  18. Cypel, M., et al. Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transplant. 27 (12), 1319-1325 (2008).
  19. Frank, J. A., et al. Physiological and biochemical markers of alveolar epithelial barrier dysfunction in perfused human lungs. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 293 (1), L52-L59 (2007).
  20. Inci, I., et al. Fibrinolytic treatment improves the quality of lungs retrieved from non-heart-beating donors. J Heart Lung Transplant. 26 (10), 1054-1060 (2007).
  21. Ohsumi, A., et al. A method for translational rat ex vivo lung perfusion experimentation. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 319 (1), L61-L70 (2020).
  22. Nelson, K., et al. Method of isolated ex vivo lung perfusion in a rat model: Lessons learned from developing a rat evlp program. J Vis Exp. (96), e52309(2015).
  23. Bassani, G. A., et al. Ex vivo lung perfusion in the rat: Detailed procedure and videos. PLoS One. 11 (12), e0167898(2016).
  24. Cleveland, W. J., et al. Design and implementation of a rat ex vivo lung perfusion model. J Vis Exp. (195), e64740(2023).
  25. Oliveira, P., Yamanashi, K., Wang, A., Cypel, M. Establishment of an ex vivo lung perfusion rat model for translational insights in lung transplantation. J Vis Exp. 10 (199), e65981(2023).
  26. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).
  27. Van Zanden, J. E., Leuvenink, H. G. D., Verschuuren, E. aM., Erasmus, M. E., Hottenrott, M. C. A translational rat model for ex vivo lung perfusion of pre-injured lungs after brain death. PLoS One. 16 (12), e0260705(2021).
  28. Choi, K., et al. Early national trends of lung allograft use during donation after circulatory death heart procurement in the United States. JTCVS Open. 16, 1020-1028 (2023).
  29. Krutsinger, D., et al. Lung transplantation from donation after cardiocirculatory death: A systematic review and meta-analysis. J Heart Lung Transplant. 34 (5), 675-684 (2015).
  30. Sabashnikov, A., et al. Long-term results after lung transplantation using organs from circulatory death donors: A propensity score-matched analysis. Eur J Cardiothorac Surg. 49 (1), 46-53 (2016).
  31. Zhao, J., et al. The low utilization rate of donor lungs in china: A single-center experience. Ann Transplant. 26, e931409(2021).
  32. Wang, W., Qian, J., Zhu, M., Wang, Y., Pan, Y. Normothermic ex vivo lung perfusion outperforms conventional cold preservation in a deceased rat lung. Ann Transl Med. 10 (2), 99(2022).
  33. Hasenauer, A., et al. Effects of cold or warm ischemia and ex-vivo lung perfusion on the release of damage associated molecular patterns and inflammatory cytokines in experimental lung transplantation. J Heart Lung Transplant. 40 (9), 905-916 (2021).
  34. Linacre, V., et al. Importance of left atrial pressure during ex vivo lung perfusion. J Heart Lung Transplant. 35 (6), 808-814 (2016).
  35. Pêgo-Fernandes, P. M., et al. Experimental model of isolated lung perfusion in rats: First brazilian experience using the il-2 isolated perfused rat or guinea pig lung system. Transplant Proc. 42 (2), 444-447 (2010).
  36. Pacheco-Baltazar, A., Arreola-Ramírez, J. L., Alquicira-Mireles, J., Segura-Medina, P. Isolated lung perfusion system in the rabbit model. J Vis Exp. (173), e62734(2021).

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Sıçan Akciğer TransplantasyonuDolaşım Durması ModeliAkciğer KorumaPulmoner Vasküler DirençDinamik KompliyansKan Gazı Ölçümüİskemi Reperfüzyon HasarıApoptotik Hücre ÖlümüPerfüzyon Devresi
Dolaşım Ölümü Sonrası Sıçan Akciğerleri için Yeni Bir Ex Vivo Akciğer Perfüzyon Sisteminin Kurulması
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.