Yöntem makalesi

Pnömonektomi Sonrası Endotelyal Glikokaliksin 3D Akışkan Çipte Modellenmesi - Vasküler Tabanlı Çip Üzerinde Organ Sistemi Üretmeye Yönelik Bir Yaklaşım

DOI:

10.3791/67246

⸱

16 Eylül 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Biomedical Engineering Department, Worcester Polytechnic Institute

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Burada, pnömonektomiyi taklit etmek için tasarlanmış bir çip üzerinde organ (OOC) sistemi oluşturmak için bir protokol sunuyoruz. Bu sistem, glikokaliks bozukluğu ile pnömonektomi sonrası komplikasyonlar arasındaki potansiyel ilişkiyi araştırır.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Endotel hücrelerinin lümen yüzeyini kaplayan karbonhidrat açısından zengin bir tabaka olan endotelyal glikokaliks (GCX), uyaranlara verilen hücresel tepkilerin düzenlenmesinde çok önemli bir rol oynar. Hücresel tepkiler için mekanotransdüserler olarak görev yapan transmembran proteinlerden oluşur. Homeostatik koşullar altında yapısını ve stabilitesini doğal olarak korurken, yüksek kayma gerilimine maruz kalmak çok sayıda sonucu olan hasara neden olabilir. Endotel hücreleri üzerindeki genel kayma gerilimi etkileri araştırılmıştır, ancak kayma geriliminin vasküler sistemler üzerindeki kapsamı ve etkisi, özellikle pnömonektomi sonrası iyi çalışılmamıştır. Bunu araştırmak için, pnömonektomi öncesi ve sonrası pulmoner vaskülatür KAH modelinin oluşturulmasını içeren kapsamlı bir yaklaşım benimsendi. Hesaplamalı akışkan simülasyonu kullanılarak, yüksek kayma gerilimi ve basıncının temel bölgeleri belirlendi ve bir çip üzerinde organ (OOC) sisteminde çoğaltıldı. İnsan akciğer mikrovasküler endotel hücreleri (HLMVEC'ler), in vitro olarak yüksek kesme geriliminin etkilerini karakterize etmek için seçilen bölümler şeklinde bir kalıba ekildi. Deneyleri takiben, HLMVEC'ler, pnömonektominin neden olduğu normal ve artan stresler altında GCX sağlığını kalitatif olarak değerlendirmek için immün boyaya tabi tutuldu. Hesaplamalı modelleme ve deneysel analizin entegrasyonu, kayma gerilimindeki değişikliklerin GCX'i nasıl etkilediğine dair anlayışımızı geliştirerek bunların vasküler fonksiyon ve ameliyat sonrası komplikasyonlar üzerindeki etkilerini açıklığa kavuşturur.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pnömonektomi, sağ veya sol akciğeri çıkarmak için yapılan invaziv ve yüksek riskli bir cerrahi müdahaledir1. Bu prosedür tipik olarak akciğer kanseri, akciğer tüberkülozu ve travmatik akciğer yaralanmaları gibi çeşitli ciddi rahatsızlıklar için bir tedavi seçeneği olarak kullanılır2. Prosedür umut verici olsa da, aritmilerden pulmoner ödemlere kadar değişen postoperatif komplikasyon oranlarının artmasıyla vurgulanan önemli riskler oluşturmaktadır1.

Pnömonektomiler, kalbin tüm kalp debisini kalan akciğere yönlendirerek kardiyovasküler dinamikler üzerinde derin bir etkiye sahiptir3. Kan akışının bu şekilde yeniden yönlendirilmesinin, kalan pulmoner vaskülatür4 içindeki basıncı ve kesme gerilmelerini arttırdığı bilinmektedir. Kan akış modellerindeki bu büyük değişikliklerle birlikte, endotelyal glikokaliks (GCX), kan akış modellerindeki bu değişiklikleri algılamada çok önemli bir rol oynar5.

GCX, çevresindekideğişikliklere yanıt olarak biyokimyasal aktiviteleri düzenleyen jel benzeri bir tabakadır 6,7. Ekspresyonunun, statik kültüre kıyasla düzgün akışa uzun süre maruz kaldığında arttığı ve bozulmuş akışa maruz kaldığında azaldığı gösterilmiştir 8,9. GCX, tüm damar sistemi boyunca 0.1-1 μm arasında değişen değişken bir kalınlık sergiler ve kan damarlarınınendotel hücrelerini kaplayan temel bir mekanotransdüksiyon tabakası olarak işlev görür 10. Ağ, Şekil 1'de gösterildiği gibi yoğun bir şeker, lipit ve protein tabakasından oluşur. Bu şekerler, kan dolaşımında serbestçe bulunabilen veya proteinlere veya lipitlere bağlanabilen glikanlar oluşturmak üzere bağlanır ve bu da proteoglikanların, glikoproteinlerin veya glikolipidlerin oluşumuna neden olur 7,11. Proteoglikanlar, plazma proteinleri veya reseptörleri yoluyla hücre zarına bağlanan glikozaminoglikan (GAG) zincirlerinden oluşur. Bu GAG'lar arasında heparan sülfat (HS), hyaluronik asit (HA), kondroitin sülfat (CS), dermatan sülfat ve keratan sülfat12 bulunur. Heparan sülfat, GCX'te bulunan toplam GAG'ların P'sinden fazlasını oluşturan baskın GAG'dır. Bu yan zincirler, CD44 (bir yüzey yapışma reseptörü) ile birlikte glipikanlar (glikosilfosfatidilinositol ile sabitlenmiş) ve sindekanlar (zarı kapsayan bir alana sahip) içeren gömülü çekirdek proteinlere bağlanabilir. Yukarıda tarif edilen kompleksler, büyüme faktörlerinin, anti-enflamatuar reaksiyonların düzenlenmesinde, damar genişlemesinin kolaylaştırılmasında ve vasküler geçirgenliğin kontrol edilmesinde çok önemli bir rol oynar13.

figure-introduction-1
Şekil 1: GCX bileşen diyagramı. Endotelyal glikokaliksin bileşenlerini temsil eden şematik. Bu şema, damarın lümeninde bulunan apikal glikokalikası, zara bağlı proteoglikanlarını ve glikoproteinlerini gösterir. BioRender.com ile oluşturuldu Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Pnömonektomiler ve GCX hasarı arasındaki kesin bağlantı iyi çalışılmamış olsa da, pnömonilerin neden olduğu değişen kan akış paternleri ile GCX'in bütünlüğü arasında makul bir korelasyon vardır. Damar sistemindeki bozulmuş kan akışının GCX6'ya zarar verdiği bilinmektedir. Bir pnömonektomiyi takiben kalan damar sisteminde artan bozulmuş akışın ve kayma stresindeki değişikliklerin zamanla GCX'e zarar verebileceğini varsaydık. Bu hızlandırılmış bozulma, postoperatif komplikasyonları ve morbiditeleri katalize edebilir ve böylece hastanın genel sağlığına yönelik doğal riskleri artırabilir13.

Bu protokol, Şekil 2'de özetlenen genel prosedürü izleyerek pnömonektomi sonrası pulmoner damar sistemini modellemeyi amaçladı. Sıvı simülasyonları, pnömonektomili ve pnömonektomisiz insan pulmoner damar sistemini kopyalayan bilgisayar destekli bir tasarım modeli üzerinde gerçekleştirildi. Pnömonektomi modelleri, BT taramalarından ve literatür verilerinden elde edilen boyutlara dayalı olarak 3D modelleme yazılımında 3D pulmoner damar sistemi tasarlanarak ve ardından hesaplamalı akışkanlar dinamiği (CFD) yazılımında akış simülasyonları için daha da basitleştirilerek oluşturuldu. Simülasyonlar, kontrole kıyasla pnömonektomi modellerinde kayma geriliminin arttığı alanlar tarafından seçilen belirli ilgi alanlarını belirledi. Bu ilgi alanları, bir in vitro model oluşturmak için çoğaltılmak üzere seçilmiştir. İn vitro model, akış koşullarındaki farkı simüle etmek için normal geometri ve pnömonektomi geometrisi ile damar sisteminin birden fazla bölümünü simüle etmek için akışkan bir oda tasarımı kullandı.

İnsan akciğer mikrovasküler endotel hücreleri (HLMVEC'ler), seçilmiş bir çatallanma bölgesini taklit edecek şekilde şekillendirilmiş fibronektin kaplı polidimetilsiloksan (PDMS) substratları üzerinde kültürlendi. Mikrovasküler endotelyal hücre kültürü ortamı, peristaltik bir pompa kullanılarak sistem boyunca perfüze edildi. Son olarak, hücreler ve GCX sabitlendi, bir GCX boyama antikoru ile immün boyandı ve sıvı akışına maruz kaldıktan sonra durumlarını değerlendirmek için bir floresan mikroskop kullanılarak görselleştirildi. Protokolün genel bir zaman çizelgesi Tablo 1'de bulunabilir.

figure-introduction-2
Şekil 2: OOC geliştirme sırası. Akciğer pnömonektomisinin etkilerini incelemek için yeni bir OOC sistemi geliştirme sırası (1) İnsan pulmoner damar sisteminden üretilen BT taraması. (2) 3D CAD modeli için ilgi alanlarını belirlemek için kullanılan CT tarama geometrisi. (3) İn vitro model için ilgilenilen geometrileri belirlemek için sıvı akışı simülasyonları. (4) Simülasyon sonuçlarından ilgi alanlarını içeren PDMS kalıbı modellendi (5) Perfüzyon için kalıbı sabitlemek için akrilik kutuya yerleştirilen kalıp (6) Tamamlanan akış odası kurulumu (7) İnkübatöre aktarılan komple akış odası kurulumu (8) Kesme gerilimine maruz kaldıktan sonra alınan parlak alan ve floresan görüntüler. BioRender.com ile oluşturuldu Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Tablo 1: Genel protokol zaman çizelgesi. Genel Her adımın ortalama süresi (s) ile protokol içindeki adımların gerçekleştirilme sırası. Bu Tabloyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışmada, Kurumsal ve Federal etik standartlara uygun olarak toplanan önceki literatürden14 bilgisayarlı tomografi (BT) görüntüleme verileri kullanılmıştır. Referans verilen tüm görüntüleme verileri, katılımcıların haklarının ve mahremiyetinin korunmasını sağlamak için Kurumsal İnceleme Kurulu (IRB) tarafından onaylandıktan sonra katılımcılardan bilgilendirilmiş onam aldı.

1. CAD yazılımında pulmoner damar sisteminin modellenmesi

  1. Modellenecek birincil damarların fizyolojik geometrilerini araştırın.
  2. Şekil 2'de gösterilen, kopyalanacak belirli geometrileri seçmek için modellenecek damarların hasta BT görüntülerini kullanın.
    NOT: Bu protokol için, önceki literatürden klinik durum akciğer BT taramaları kullanılmıştır14. Bu protokol aynı zamanda in vitro modeller oluşturmak için herhangi bir CT tarama verisinin kullanılmasına da izin verir.
    1. Bir DICOM görüntüleyici açın ve CT görüntülerini içe aktarın . İlgilendiğiniz damarları belirlemek için dilimler arasında gezinin. Daha fazla analiz için ilgili görüntüleri kaydedin.
      NOT: Bu protokol için çoğaltılan damar akciğer damar sistemiydi, çünkü bu protokolün uygulaması endotelyal glikokaliksi sağlıklı ve pnömonektomi sonrası koşullarda modellemektir. Diğer konumlar farklı uygulamalar için kullanılabilir.
  3. ImageJ FIJI v1.54f15'i kullanarak BT görüntülerinden veya literatür değerlerinden damar çaplarını ölçün.
    1. Açık ImageJ FIJI ve Kaydedilen CT görüntülerini içe aktarın: Dosya > Aç'ı seçin.
    2. CT görüntüsündeki ölçek çubuğunun uzunluğunu kapsayan bir çizgi çizmek için araç çubuğundan Çizgi Aracı'nı seçin.
    3. Ardından Analiz Et > Ölçeği Ayarla'yı seçin. Bilinen mesafeyi girin (örneğin, görüntüdeki ölçek çubuğu 10 mm ise, bilinen mesafe olarak 10 girin). Uzunluk birimini girin (örn. mm). Tamam'ı tıklayın.
  4. Çapları ölçmek için çizgi aracını kullanın. Bunu yapmak için, araç çubuğundan Çizgi Aracı'nı seçin ve kap çapını kapsayan bir çizgi çizin. Ardından çap değerini almak için Analiz Et > Ölç'ü seçin.
  5. İlgilendiğiniz tüm kaplar için 1.3 ve 1.4 adımlarını tekrarlayın ve ölçümleri kaydedin.
  6. Modelleme kolaylığı için kap ölçümlerini segment tiplerine derleyin.
    1. Damar ölçümlerini kategorilere ayırmak için bir elektronik tablo oluşturun ve her satırı damar adı, ölçümü ve segment türü (örn. arter, damar) ile etiketleyin.
  7. Literatür ve radyografi ölçümlerine dayalı olarak vasküler segment uzunlukları ve çapları için bir referans tablosu oluşturun.
  8. CT görüntülerinin geometrisini ve boyutlarını kopyalamak için 3D modelleme yazılımını kullanarak bir 3D model oluşturun.
    1. Yazılımı açın ve yeni bir parça dosyası oluşturun: Dosya > Yeni > Parçası'nı seçin ve Çizim Oluştur'> Çizim'i seçin ve ImageJ'deki boyutları kullanarak profili çizin.
    2. 3B geometri için yüzey süpürme ve lofting kullanın: süpürmeler için Özellikler > Süpürülmüş Yükseklik/Taban öğesini seçin. Loftlar için Özellikler > Lofted Boss/Base'i seçin.
    3. Modeli tam ölçümlerle eşleşecek şekilde iyileştirin.
  9. Kontrol modeli ve pnömonektomi modeli gibi geliştirilecek model varyasyonlarını tanımlayın.
    1. Farklı koşulları (örneğin, normal ve pnömonektomi) ana hatlarıyla belirtin ve her varyasyon için gereken yapısal değişiklikleri listeleyin.
  10. Parametrelerinize göre deneysel modeller oluşturmak için orijinal modeli modifikasyon için çoğaltın (yani, sağ ve sol pnömonektomi).
    1. Özgün modeli kaydedin, ardından her deneysel koşul için kopyalar oluşturmak üzere Dosya > Kopya Olarak Kaydet'i seçin.
    2. Her kopyayı tanımlanan parametrelere göre değiştirin (örn. sağ ve sol pnömonektomi).
  11. Hesaplamalı akışkanlar dinamiği (CFD) simülasyonları için modeli bir parça dosyasından Parasolid dosyasına dönüştürün.
    1. Dosya > Farklı Kaydet'i seçin. Dosya türü açılır menüsünden Parasolid (*.x_t) öğesini seçin, ardından dosyayı istediğiniz dizine kaydedin.

2. Akışkan akışı simülasyonu

NOT: Bu adım, in vitro sistem için çoğaltılacak vasküler geometriyi seçmek için pnömonektomi sonrası modifiye kayma gerilimi bölgelerinin bulunmasında yardımcı olur. Ayrıca, yazılım lisansının İçe Aktarma Modülünü desteklemesi gerekir.

  1. Yeni bir kararlı durum laminer akış etüdü ayarlayın.
    1. Akışkan akışı > tek fazlı akış > laminer akış (spf) > Model Sihirbazı'> 3B (uzay boyutu) öğesini seçin > laminer akış fiziği arabirimi eklemek için Ekle'yi seçin > Etüt'ü seçin > Genel Etüt altında Durağan'ı seçin > Bitti'yi seçin.
  2. CAD modelinden geometri ekleyin.
    1. Parasolid dosyasını içe aktarın. Kapak Yüzleri'ni seçin ve Grafikler penceresinde, her açık giriş ve çıkışta kabın iç duvarının çevresini seçin. Bunlar kapak yüzlerinin sınırlayıcı kenarları olacaktır. Birleşim Oluştur ve Tümünü Oluştur'u seçin.
    2. Ayrıntıları Kaldır'ı seçin ve Kaldırılacak Ayrıntılar altında tüm seçeneklerin seçili olduğundan emin olun, ardından gereksiz geometriyi kaldırmak için Tümünü Oluştur'u seçin.
  3. Mesh 1 oluşturma (örgülü damar duvarı + örgülü akışkan alanı).
    1. Boyutu önceden tanımlanmış olarak ayarlayın: ekstra ince, akışkanlar dinamiği için kalibre edin.
    2. Boyut 1'i önceden tanımlanmış olarak ayarlayın: ekstra ince, akışkanlar dinamiği için kalibre et, Geometrik Obje Seçimi için Sınır ve Manuel'i belirtin. Grafikler penceresinde, kapak yüzünün etrafındaki halka benzeri yüz de dahil olmak üzere, kap duvarı alanının tüm görünür dış yüzlerini seçin. Giriş ve çıkışlarda kapak yüzlerini seçmeyin.
      NOT: Pnömonektomi modellerinin sağında ve solunda çıkarılan bölümün sonundaki kapak yüzünü seçin, çünkü bunlar pnömonektomiden sonra geometrik sınırlar olarak kabul edilir.
    3. Köşe İyileştirme altında, Etki Alanı ve El Kitabı'nı seçin. Grafikler penceresinde, [Etki alanı] 1 (kap duvarı) ve [Etki alanı] 2 (akışkan) öğesini seçin.
    4. Sınır Seçimi altında, sınırların "Boyut 1"den "Geometrik Obje Seçimi"nde belirtilenle aynı olduğundan emin olun.
    5. Serbest Tetrahedral 1 altında, Etki Alanı Seçimi altında Geometrik obje düzeyi için Kalan'ı seçin.
    6. Sınır Katmanları 1 ve Geometrik Obje Seçimi altında, Etki Alanı'nı belirtin ve Grafik penceresinde [Etki Alanı] 1 ve [Etki Alanı] 2'de Manuel'i seçin. Sınır Katmanı Özellikleri, Boyut 1'de belirtilen seçimle aynı olacaktır.
    7. Ağ 1'in altında Tümünü Oluştur'u seçerek ağı oluşturun.
  4. Mesh 2 Oluşturma (yalnızca meshlenmiş akışkan etki alanı).
    1. Ağ 1'e sağ tıklayın, "Ağ 2" oluşturmak için İçe Aktar'ı seçin ve İçe Aktar 2'yi silin.
    2. İçe Aktarma 1 altında, Mesh 1'i otomatik olarak seçmek için Meshleme sırası'nı seçin. Kaynak ağı otomatik olarak oluştur, Etki alanı öğelerini içeri aktar ve Meshlenmemiş etki alanlarını içeri aktar seçeneğinin işaretli olduğundan emin olun ve İçeri aktar'ı seçin. Ağ 1'de tanımlanan tüm ayarlar Ağ 2'ye taşınacaktır.
    3. Mesh 2'ye sağ tıklayın ve Objeleri Sil'i seçin. Objeleri Sil 1 için, Geometrik Obje Seçimi altında Etki Alanı'nı seçin, Manuel'i seçin, Grafikler penceresinde [Etki Alanı] 1'i (kap duvarı) seçin, ardından akışkan etki alanı meshinin yüzeyi akışkan akışı ile kapların iç duvarı arasındaki arayüzde olacağından yalnızca akışkan geometrisini bırakmak için Tümünü Oluştur'u seçin.
  5. Akış Malzemesi Ekle: Literatürdeki kanın özelliklerini kullanarak yeni bir malzeme oluşturun. Malzemeler'e sağ tıklayın ve Boş Malzeme'yi seçin. Geometrik varlık düzeyi seçiminde Etki Alanı'nı seçin, Tüm etki alanları'nı seçin. Malzeme türü için Katı Olmayan'ı seçin, viskozite ve yoğunluk dahil olmak üzere kanın malzeme özelliklerini ekleyin.
  6. Laminer Akış etüdü sınır koşullarını ve parametrelerini ayarlayın.
    1. Laminer Akış (spf) öğesini seçin, Etki Alanı Seçimi altında Tüm etki alanları'nı seçin. Yalnızca [Etki Alanı] 1 listelenecektir. Bu durumda alan 1, damar duvarı değil, akışkan geometrisidir. Akışkan Özellikleri 1, adım 5'te tanımlanan malzemeden otomatik olarak doldurulur.
    2. Başlangıç Değerleri 1 basıncını fizyolojik kan basıncına ayarlayın. Duvar 1 için sınır koşulunu kaymaz olarak ayarlayın.
    3. Grafikler penceresinde Giriş 1'i seçin ve sınır koşulunu Tam gelişmiş akış olarak ayarlayın. Her ayrık seçime ayrı ayrı koşul uygula seçeneğinin işaretli olduğundan emin olun.
    4. Tam Gelişmiş Akış altında, Akış hızı'nı seçin ve hızı girin.
    5. Çıkış 1 için, Grafikler penceresinde tüm çıkışları seçin ve Sınır koşulunun Basınç olarak ayarlandığından emin olun.
    6. Basınç Koşulları altında, Toplam'ı seçin ve basıncı girin. Ortalama ve Geri akışı bastır'ı seçin.
  7. Etüdü ayarlayın ve çalıştırın.
    1. Adım 1: Çalışma Altında Durağan için, Fizik ve Değişkenler bölümünün amaçlanan etütle eşleştiğinden ve Ağ Seçimi bileşeni 1'in Ağ 2 olarak ayarlandığından emin olun. İşlem'i seçin.
  8. Kayma gerilimi sonuçlarını analiz edin.
    1. Basınç (spf) öğesine sağ tıklayın ve Çoğalt'ı seçin. Kayma gerilimi olarak yeniden adlandırın.
    2. Yamultma Gerilimi altında, Yüzey'i seçin ve veri kümesini Etüt 1/Çözüm 1 (sol1) olarak değiştirin.
    3. İfade'nin altına spf.sr*spf.mu set units Pa yazın.
      NOT: Bu, "tek fazlı akış kesme hızı * tek fazlı akış viskozitesi" anlamına gelir.
    4. Ardından, Plot'u seçin ve Şeffaflık 1'e sağ tıklayın ve Devre Dışı Bırak'ı seçin.
    5. Kayma Gerilimi'ne sağ tıklayın ve Veri Kümesini Çalışma 1/Çözüm 1 (sol1) olarak değiştirmek için Hacim'i seçin.
    6. İfade altında spf.sr*spf.mu yazın ve birimleri Pa olarak ayarlayın.
    7. Plot'u seçin, Surface'a sağ tıklayın ve OOC modelinde incelenecek gemi ilgi alanlarını belirlemek için "Cilt 1"i görsel olarak analiz etmek için Devre Dışı Bırak'ı seçin

3. PDMS kalıplarının hazırlanması

  1. Akışkan simülasyon sonuçlarını kullanarak, kontrol ve pnömonektomi modelleri arasında kayma geriliminde önemli farklılıklar gösteren alanları seçerek kontrol ve pnömonektomi için geometrileri seçin ve bunları KAH'ta negatif kalıplar olarak çoğaltın. Kontrol ve pnömonektomi damar sisteminin CAD modellerinin boyutları Şekil 3 ve Şekil 4'te gösterilmektedir.
  2. Ek olarak, hücre tohumlama sırasında sızıntıyı önlemek için kalıbın giriş ve çıkışı için tapalar tasarlayın.
  3. Bir 3D yazıcı kullanarak kalıpları ve fişleri PLA filament kullanarak yazdırın.
  4. 3D baskılı polilaktik asit (PLA) kalıplarını elde edin (kontrol + pnömonektomi) (Şekil 5A).
  5. Kalıpları 3 mm kalınlığa kadar doldurmak için toplam 30 mL karışım (10:1 kütle/kütle oranı) yapmak için 10 kısım silikon elastomer taban ve 1 kısım silikon elastomer kürleme maddesini tartın (Şekil 5B).
    NOT: Tartım işlemi sırasında stok çözeltilerini karıştırmayın. Her reaktif için ayrı tartım malzemeleri kullanın.
  6. Elastomer bazını ve kürleme maddesini birlikte dökün ve iyice karıştırın
    NOT: Bu bir tartı teknesinde yapılabilir.
  7. İyice karıştırılmış çözeltiyi kalıplara dökün (kalıp yarısı için yaklaşık 15 mL) (Şekil 5C).
  8. PDMS'yi 30 - 60 dakika veya kabarcık kalmayana kadar bir vakum odasına koyarak gazını alın (Şekil 5D).
  9. PDMS'yi vakum odasından çıkarın ve oda sıcaklığında 48 saat kürleyin.
    NOT: PLA kalıplarının ısıl kapasitesinden dolayı kürleme için fırın kullanılmamıştır.
  10. PDMS'yi PLA kalıbından çıkarın.
  11. Tekrar kullanılabilmesi için yüzeyinde yabancı madde kalmadığından emin olmak için PLA kalıbını DI-su ile bolca durulayın.

figure-protocol-1
Şekil 3: Kontrol damar sisteminin 3D CAD çizimi. Üstten ve yandan görünümde kontrol damar sistemi modelinin mm cinsinden boyutları. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-protocol-2
Şekil 4: Pnömonektomi damar sisteminin 3D CAD çizimi. Üstten ve yandan görünümde pnömonektomi damar sistemi modelinin mm cinsinden boyutları. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-protocol-3
Şekil 5: PDMS kalıplarının oluşturulması. PDMS kalıpları oluşturma. (A) Kontrol (turuncu) ve pnömonektomi (yeşil) deneyleri için 3D baskılı PLA kalıpları. (B) PDMS yapım malzemelerine sahip tartı terazisi. (C) PDMS karışımının (10:1 baz + kürleme maddesi) 3D baskılı kalıplara dökülmesi. (D) PDMS'nin bir vakum odasında gazdan arındırılması. BioRender.com ile oluşturuldu Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

4. Hücre kültürü ve tohumlama

  1. Yerel laboratuvar protokollerine göre uygun aseptik teknik kullanın.
  2. p etanol püskürtün ve PDMS parçaları ve dört adet çift taraflı bant dahil olmak üzere gerekli tüm malzeme ve bileşenleri biyogüvenlik kabinine (BSC) (Şekil 6A) getirin.
  3. Her hücre kültürü plakasına iki parça çift taraflı bant yerleştirin (Şekil 6B).
  4. Her bir PDMS damar sisteminin yarısını çift taraflı bandın üzerine kendi hücre kültürü kabına yerleştirin (Şekil 6C).
  5. BSC'de 20 dakika boyunca UV ışığına maruz bırakarak tüm bileşenleri daha fazla sterilize edin.
  6. Gerekirse tripsin, HLMVEC kültür ortamı ve 20 μg/mL fibronektini 37 °C'de çözün.
  7. Bir mikropipet kullanarak PDMS damar sistemi boyunca birkaç 30 μL damla 20 μg/mL fibronektin yerleştirin. Gerekirse PDMS'yi eğerek, PDMS'yi eşit şekilde kaplamak için bir pipet ucu kullanın (Şekil 7A).
  8. PDMS parçalarını BSC'deyken 30 dakika inkübe edin.
  9. İnkübasyondan sonra, fibronektin çözeltisini aspire edin ve PDMS parçalarının BSC'de kurumasına izin verin (Şekil 7B).
  10. İnkübatörden (37 °C,% 5 CO2) BSC'ye birleşik bir HLMVEC hücresi şişesi getirin.
  11. Kültür şişesinden HLMVEC kültür ortamını aspire edin. Tripsin veya steril PBS ile kısa bir süre durulayın.
  12. Yıkamayı aspire edin ve şişeye 3 mL tripsin ekleyin. 37 °C'de, %5CO2'de 5 dakika inkübe edin. Tüm hücrelerin şişeden ayrıldığını doğrulamak için hücreleri mikroskopla gözlemleyin.
  13. Tripsin etkisini durdurmak için 9 mL HLMVEC tam kültür ortamı ekleyin.
  14. Hücre süspansiyonunu 50 mL'lik konik bir tüpe aktarın, ardından kalan hücreleri toplamak için şişeyi 10 mL HLMVEC kültür ortamı ile durulayın.
  15. 50 mL'lik tüpe aktarın. Hücreleri 220 x g'da 5 dakika santrifüjleyin.
  16. Tamamlandığında, tüpün altındaki hücre peletini görsel olarak onaylayın. Tüpe p etanol püskürtün ve biyogüvenlik kabinine getirin. Peleti bırakarak süpernatanı aspire edin.
  17. Hücreleri 1 mL taze HLMVEC kültür ortamında nazikçe yeniden süspanse edin ve bir hemositometre kullanarak hücreleri sayın. Aşağıdaki denklemleri kullanarak toplam hücre sayısını hesaplayın, burada AH hemositometre karesi başına sayılan hücre sayısıdır. Hücreleri buz üzerinde tutun.
    figure-protocol-4
  18. HLMVEC kültür ortamı ile hücre konsantrasyonunu 2 x 106 hücre/mL'ye getirin.
  19. Şekil 5'te gösterildiği gibi (toplam 4 tıkaç, PDMS Parçası başına 2) (Şekil 7C) PDMS kalıbından hücre süspansiyonu sızıntısını ortadan kaldırmak için 3D baskılı tıkaçları her bir damar sistemi yarısının uçlarına yerleştirin.
  20. Her bir PDMS parçasına bir mikropipet kullanarak 300 μL HLMVEC hücre süspansiyonu (600 k hücre) tohumlayın (Şekil 7D).
  21. HLMVEC hücrelerini içeren PDMS parçalarını 1-2 saat boyunca inkübatöre (37 °C,% 5 CO2) nazikçe aktarın (Şekil 7E).
  22. PDMS substratlarına başarılı HLMVEC bağlanmasını görsel olarak doğrulamak için mikroskopla inceleyin.
  23. PDMS damar sistemi yarımlarını BSC'ye iade edin.
  24. Dört tıkacı çıkarın, PDMS damar sistemi yarımlarını daldırmak için yeterli HLMVEC kültür ortamı ekleyin ve PDMS damar sistemlerini içeren kültür plakalarını inkübatöre geri koyun (Şekil 7F).
  25. Tohumlamadan 6-10 saat sonra, hücrelere en yakın ortamı yenilemek için PDMS'yi çevreleyen HLMVEC kültür ortamını damar sistemine manuel olarak pipetleyin.

figure-protocol-5
Şekil 6: PDMS kalıplarının plakalara takılması. PDMS damar sisteminin hücre kültürü plakalarına bağlanmasında temel adımlar. (A) PDMS damar sistemi yarımlarını kültür plakalarına yerleştirmek için gerekli malzemeler. (B) Her steril kültür plakasına çapraz olarak iki adet çift taraflı yapışkan bant yerleştirilir. (C) Çift taraflı yapıştırıcının üzerine monte edilmiş PDMS damar sistemi yarımları. BioRender.com ile oluşturuldu Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-protocol-6
Şekil 7: HLMVEC'lerin PDMS kalıplarına ekilmesi. PDMS damar sisteminde HLMVEC'leri tohumlama adımları. (A) 150-300 μL damar sistemini 20 μg/mL fibronektin ile doldurun. (B) Eğim musluk tekniğini kullanarak fazla fibronektini aspire edin. (C) PDMS damar sisteminin yarısının uçlarını 3D baskılı fişlerle takın. (D) 300 μL'lik ortamda 500-600K hücrelerini her bir damar sistemi yarısına tohumlayın. (E) Hücre bağlanmasını kolaylaştırmak için PDMS yarımlarını 1-2 saat inkübatöre yerleştirin. (F) PDMS yarımlarını medya ve çıkarma fişleri ile kapatın. BioRender.com ile oluşturuldu Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

5. Akış Sisteminin montajı ve çalıştırılması

  1. PDMS damar sistemi yarımlarındaki hücreler, mikroskop altında görsel inceleme ile belirlendiği gibi, tamamen birleştikten sonra akış prosedürünü gerçekleştirin.
  2. Bir deney yapmadan önce peristaltik pompayı üreticinin protokolüne göre kalibre edin.
  3. Akış borusu, boru konektörleri, şırınga haznesi ve kauçuk tıpa dahil olmak üzere tüm otoklavlanabilir bileşenleri otoklavlayın.
  4. Akrilik blokları, vidaları, tapaları, 1 inç uzunluğundaki Masterflex L/S 16 boru parçalarını ve 15 mm Petri kabı plaka kapağını 15 dakika boyunca p etanole ve 20 dakika boyunca UV işlemine bir BSC'ye daldırın ve yarıya kadar çevirin.
  5. Diğer tüm ekipman ve malzemeler sterilize edildikten sonra, PDMS damar sistemi yarımlarını BSC'ye getirin.
  6. HLMVEC ortamını damar sistemi yarımlarını içeren Petri kabından aspire edin (Şekil 8A,B).
  7. PDMS yarımlarını iki polikarbonat bloğa yerleştirin ve hizalandıklarından emin olun (Şekil 8C).
  8. Borunun PDMS yarımlarına bağlanacağı damar sisteminin uçlarına silikon dolgu macunu uygulayın ve inç uzunluğundaki boruyu alt damar sisteminin iki ucuna yerleştirin (Şekil 8D).
  9. Üst akrilik bloğu (PDMS damar sisteminin üst yarısını içeren) alt akrilik bloğa (PDMS damar sisteminin alt yarısını içeren) çevirin (Şekil 8E).
  10. Akrilik blokları alttaki dişli blokla birlikte cıvatalayın ve inç uzunluğundaki boruların serbest uçlarını 3D baskılı tapalarla kapatın (Şekil 8F).
  11. Bir tapayı çıkarın ve 500 μL HLMVEC kültür ortamını damar sistemine hafifçe enjekte edin, hava kabarcıklarını önlemek için eğin, ardından tapayı değiştirin.
  12. Silikonun 1-2 saat kürlenmesini sağlamak için monte edilmiş çipin tamamını inkübatöre yerleştirin.
  13. Birleştirilmiş çipi ve diğer tüm steril malzemeleri BSC'ye getirin ve akış sistemini Şekil 9'a göre kurmak için her şeyi bağlayın. Peristaltik pompadan damar sistemine giden borunun şırınga haznesinin tabanına takıldığından emin olun. Bu, yerçekiminin boruyu beslemesine ve sistemdeki hava kabarcıklarını azaltmasına izin verecektir.
  14. Akış sistemini HLMVEC ortamıyla yavaşça hazırlayın. 50 mL'lik bir serolojik pipet kullanarak, şırınga haznesinin üstüne 30 mL ortam enjekte edin (Şekil 10B). Boruyu doldurmak için peristaltik pompayı düşük bir akış hızında çalıştırın. Sistem tamamen doldurulana ve tüm kabarcıklar giderilene kadar rezervuara medya eklemeye devam edin.
    NOT: Akış deneyi sırasında hava kabarcıkları hücreleri kesebilir.
  15. Rezervuarın üstüne yerleştirilmiş bir lastik tıpaya bağlı bir bağlantı parçası kullanarak boruyu rezervuar girişine (vasküler kalıp çıkışından) takın (Şekil 10C).
  16. Akış sistemini peristaltik pompadan ayırın ve metal tavaya yerleştirin. Tüm kurulumu BSC'den inkübatöre nazikçe taşıyın (37 °C,% 5 CO2 ). Boruyu inkübatörün arkasından peristaltik pompaya besleyin.
  17. Peristaltik pompayı yeniden takın ve vasküler model boyunca kan akış hızını taklit etmek için istenen akış hızına ayarlayın.
  18. Pompayı çalıştırın ve sızıntı olmadığından emin olun. Sistemin 24 saat veya istenen süre boyunca çalışmasına izin verin. Sızıntıları periyodik olarak kontrol edin.

figure-protocol-7
Şekil 8: Akış çipinin oluşturulması. Akış çipinin oluşturulması. (A) Hücre kültürü plakasından ortamı aspire edin. (B) Medya aspire edildikten sonra PDMS yarıya iner. (C) PDMS yarımlarını, çipi oluşturmak için gereken diğer malzemelerle (tapa, şırınga filtresi, 1/2" boru parçaları, silikon dolgu macunu, 10x vidalar ve akrilik bloklar) plakadan çıkarın. (D) PDMS yarımlarını akrilik bloklara yerleştirin ve kırmızı ile işaretlenmiş yerlere silikon dolgu macunu uygulayın. (E) Boruyu ilgili kesiklere yerleştirin. (F) Akış odası yarımlarını bağlayın ve tapayı ve şırınga filtresini takın. BioRender.com ile oluşturuldu Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-protocol-8
Şekil 9: Akış sistemi kurulumu. Akış sisteminin kurulumu. Komple akış sistemi, boru, boru konektörleri, peristaltik pompa, şırınga haznesi, destek standı ve akış çipi kullanılarak inşa edilmiştir. BioRender.com ile oluşturuldu Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-protocol-9
Şekil 10: Akış sistemi hazırlama. Akış sisteminin medya ile hazırlanması. (A) Akış sisteminin ortamsız basit kurulumu. (B) Şırınga haznesinden çıkarılan kauçuk tıpa ve boru, boru dolana ve haznede 20-30 mL fazla ortam kalana kadar sürekli olarak ortam eklenir. (C) HLMVEC ortamı ile hazırlanmış akış sistemi. BioRender.com ile oluşturuldu Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

6. Sabitleme ve boyama

  1. Her PDMS damar sistemini PBS'de 5 dakika boyunca yıkayın. Tüm damar bölümünü batıracak kadar ekleyin.
  2. Plakayı eğerek ve PBS'nin akmasına izin vererek PBS'yi damar sisteminden aspire edin, ardından akışı vakumla aspire edin.
  3. Her vasküler yarıya PBS'de 600 μL %4 paraformaldehit (PFA) ekleyin ve oda sıcaklığında (RT) 20 dakika inkübe edin.
  4. 2. adımdaki yöntemi kullanarak PFA çözeltisini uygun bir atık kabına aspire edin.
  5. 2. adımdaki prosedürü kullanarak sabit hücreleri PBS'de 3 kez 5 dakika boyunca yıkayın.
    NOT: Bu yıkamaların her birini formaldehit için uygun bir atık kabına atın.
  6. PDMS damar sistemi yarımlarının uçlarını temiz 3D baskılı tapalarla tıkayın.
  7. Blokaj için PBS'de %3 sığır serum albümini (BSA) hazırlayın.
  8. Vasküler yarımları 600 μL bloke edici çözelti ile doldurun ve RT'de 30 dakika inkübe edin.
  9. Tapaları çıkarın ve bloke edici solüsyonu aspire edin.
  10. GCX9'u boyamak için %3 BSA çözeltisi içinde buğday tohumu aglütininin (WGA) lektininin konjuge bir biyotin (birincil antikor) ile 1:200 oranında seyreltilmesini hazırlayın.
  11. Damar sisteminin uçlarını tıkamak için tıkaçları geri döndürün ve her bir vasküler yarıya 500 μL birincil antikor çözeltisi ekleyin.
  12. Numuneleri oda sıcaklığında 1 saat inkübe edin.
  13. Daha önce kullanılan tekniği izleyerek birincil antikoru nazikçe aspire edin.
  14. PBS ile 3 kez 5'er dakika yıkayın.
  15. %3 BSA çözeltisi içinde WGA streptavidin konjugatının (ikincil antikor) 1:500 seyreltmesini hazırlayın.
  16. Damar sisteminin uçlarını tıkamak için tıkaçları geri döndürün ve her bir vasküler yarıya 500 μL ikincil antikor çözeltisi ekleyin.
  17. 6.12-6.14 arasındaki adımları tekrarlayın.
  18. Damar sistemini tamamen doldurmak için aralıklarla 30 μL'lik damlalar dağıtarak damar yüzeyine DAPI montaj ortamı ekleyin.
  19. Vasküler kanalları kapatmak için PDMS'nin üzerine cam lameller yerleştirin.
  20. Lamelin kenarlarını şeffaf oje kullanarak kapatın.
  21. Plakaları kalay folyo ile örtün ve görüntülenene kadar 4 °C'de saklayın.

7. Görüntüleme

  1. Mikroskobu açın ve bağlı bilgisayardaki görüntüleme uygulamasını açın.
  2. Mikroskobu açın ve ışığı yükseltin. Numunelere uyacak uygun platformu takın (çok yönlü Petri kabı tutucusu).
  3. Mikroskop içindeki çanak tutucuya, ilgilenilen alan objektifin üzerinde ortalanmış şekilde bir numune yerleştirin.
  4. Işığı azaltın ve mikroskop kapağını kapatın.
  5. Mikroskop yazılımında, Durağan görüntü yakala seçeneğini seçin.
  6. Numune tipini seçin, çok yönlü kullanın.
  7. En iyi görselleştirme için lens bölümünde uygun hedefi seçin.
  8. Mikroskop yazılımında, objektif konumunu ilgi alanıyla (ROI) hizalanacak şekilde ayarlayın.
  9. Otomatik odaklamayı seçtiğinizde hücreler kabaca odaklanmalıdır.
  10. Görüntüyü tamamen netleştirmek için odağı manuel olarak ayarlayın.
  11. Hücreleri daha net görselleştirmek için parlaklığı ve pozlamayı ayarlayın.
  12. Yazılımda çok renkli ve renkli açın.
  13. CH ayarlarında, CH1 Kat DAPI ve CH2 Kat GFP'yi açın.
  14. Görüntüleri net bir şekilde görselleştirmek için her kanalın parlaklığını ayrı ayrı ayarlayın.
  15. Mikroskop yazılımında Z-Stack'i seçin.
  16. Odağı görüntüye göre en yüksek düzleme ayarlayın ve üst sınırı ayarlamak için ayarla'yı seçin
  17. Odağı görüntüye göre en düşük düzleme ayarlayın ve alt sınırı ayarlamak için ayarla'yı seçin
  18. İstediğiniz gibi bir dilim kalınlığı seçin ve görüntüyü çekmek için Yakalamayı Başlat'a basın.
    NOT: Bu görüntüler ayrıca daha fazla değişiklik için mikroskop analiz yazılımına da gönderilecektir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Akışkan simülasyonu laminer akış kararlı durum çalışmasından elde edilen sonuçlar, Şekil 11'de gösterilen kontrol modeliyle karşılaştırıldığında, pnömonektomi modellerinde belirli çatallanmalarda kayma geriliminde bir artış olduğunu göstermiştir. Protokolün 2.8 adımında görselleştirilen kırmızı alanlar, yüksek kayma gerilimi olan alanları, mavi alanlar ise düşük kayma gerilimi alanlarını gösterir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Vasküler modelleme, keşif için önemli bir yeni alandır. Doğru bir vasküler modelin başarılı bir şekilde oluşturulması, doku mühendisliği ve ilaç geliştirme alanının ilerlemesi için büyük umut vaat ediyor. Bu makale, GCX bozukluğu ile pnömonektomi sonrası komplikasyonlar arasındaki potansiyel bir bağlantıyı incelemek için bir pnömonektomiyi veya başka herhangi bir vasküler sistemi veya geometriyi taklit etmek için kullanılabilecek bir OOC vasküler sistemi oluşturmak için yeni bir yöntemi ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan etmemektedir.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar, destekleri ve rehberlikleri için Worcester Politeknik Enstitüsü Biyomedikal Mühendisliği Bölümü'ne en derin şükranlarımızı sunmak isterler. Bu araştırmanın kalitesini ve uygulanabilirliğini büyük ölçüde artıran işbirlikçi çabaları ve yenilikçi fikirleri için Megan Ouellette, John Martel ve Sudish Vengat'a özel teşekkürlerimizi sunmak istiyoruz. Ayrıca Samantha Cocchiaro ve Udaya Rattan'a laboratuvar içi katkıları ve temel destek ve yardımları için teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
#8-32 x 3/4 inç. Combo Yuvarlak Başlı Çinko Kaplama Makine Vidası (8'li Paket)Everbilt204274613-
%0,25 EDTA-TripsinThermoFisher Bilimsel25200056 -
15mL Konik Steril Polipropilen Santrifüj TüpleriTermo Bilimsel12-565-269-
35x10mm Çanak, Nunclon DeltaTermo Bilimsel153066-
50mL Konik Steril Polipropilen Santrifüj TüpleriTermo Bilimsel12-565-271-
Çeşitli Kauçuk TıpalarBalıkçı markası14-132
BioLite Hücre Kültürü İşlem Görmüş Mataralar (25cm^2)Termo Bilimsel12-556-009-
BioLite Hücre Kültürü İşlem Görmüş Şişeler (75cm^2)Termo Bilimsel12-556-010-
COMSOL Çoklu FizikCOMSOLYOK-
Çift Taraflı yapışkan 3 milyon16758005-
Epredia Richard-Allan Scientific Kapak Camı Termo Bilimsel22-050-218-
Fetal Sığır SerumuThermoFisher Scientific A5256701 -
FibronektinThermoFisher Scientific 33016015 20 μ g/mL seyreltme
Fisherbrand Isotemp Dijital Kontrol Su Banyoları: Model 210Balıkçı markası15-462-10Soru-
Fisherbrand Steril Şırınga (60mL)Balıkçı markası14-955-461-
İnsan Akciğer Mikrovasküler Endotel HücreleriSigma Aldrich540-05A -
Keyence BZX810 Floresan MikroskopAnahtarlıkYOK-
Krayden Dow Sylgard 184 Silikon Elastometre Kiti. Şeffaf, (1,1 LB)Dow4019862-
Marga Cipta döküm akrilik levha 1/2' kalın, 48x96'Marga CiptaYOK-
Masterflex L/S Easy-Load II Pompa KafasıYüksek Esnek77200-50
Masterflex L/S Hassas Pompa Borusu, Platin Kürlü Silikon, L/S 16; 25 ftYüksek Esnek96410-16-
Masterflex L/S Standart Peristaltik PompaYüksek Esnek07522-20
Mikropipet 0.2 ila 2 μ LBalıkçı markasıFBE00002-
Mikropipet 10 ila 100 μ LBalıkçı markasıFBE00100-
Mikropipet 100 ila 1000 μ LBalıkçı markasıFBE01000-
Mikropipet 5 ila 50 μ LBalıkçı markasıFBE00050-
Mikrovasküler Endotel Hücre Büyütme Ortamı (500ml)Sigma - Aldrich111-500-
Nalgene Steril Şırınga FiltreleriTermo Bilimsel725-2520-
Nikon Eclipse TS-100 Floresan MikroskopNikonNI-TS100 Serisi
Fosfat tamponlu salin (DPBS, 10X), Dulbecco'nun formülüTermo BilimselJ61917. K3-
Prusament PLA Prusa Galaxy Siyah 1kgPrusaPRM-PLA-GLX-1000-
Rebel Hibrit Mikroskop, Dik ve Ters Çevrilmiş, Echo'yu KeşfedinYANKI76376-746-
Silikon Mastik Loctite908570-
SolidWorksDassault SystèmesYOK
Büyüteç Şeritli Steril Polistiren Tek Kullanımlık Serolojik Pipetler (10mL)Balıkçı markası13-678-11E-
Büyüteç Şeritli Steril Polistiren Tek Kullanımlık Serolojik Pipetler (25mL)Balıkçı markası13-678-11-
Büyüteç Şeritli Steril Polistiren Tek Kullanımlık Serolojik Pipetler (50mL)Balıkçı markası13-678-11F-
Büyüteç Şeritli Steril Polistiren Tek Kullanımlık Serolojik Pipetler (5mL)Balıkçı markası13-678-11D-
Streptavidin, Alexa Fluor 488 KonjugatıDavetli S32354
Streptavidin, Alexa Fluor 488 KonjugatıDavetliS32354-
Şırınga revoir BD300865
Thermo Scientific Alfa Aesar 1LT Albümin, Sığır, Fraksiyon V, %35 soln., Reaktif Derecesi, Yağ Asidi İçermez, koruyucu olarak azid ileTermo BilimselN12H004-
Boru KonnektörleriBalıkçı markası01-000-161-
VECTASHIELD Antifade Montaj Ortamı DAPI VectashieldH-1200-10-
VWR Su Ceketli CO2 İnkübatörAvantar 10810-744 -
WGA Biyotinlenmiş AntikorVektörB-1025-

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sharma, S., Beshara, M., Bora, V. Pneumonectomy. , StatPearls Publishing LLC. (2024).
  2. Grapatsas, K., et al. Pneumonectomy for primary lung tumors and pulmonary metastases: a comprehensive study of postoperative morbidity, early mortality, and preoperative clinical prognostic factors. Curr. Oncol. 30 (11), 9458-9474 (2023).
  3. Lucas, G. F. N., James, M. I., David, R. J., Victor, E. L. Chapter 24. Topics in thoracic surgery. Guerreiro Cardoso, P. F. , IntechOpen. (2012).
  4. Sentenac, P., et al. Pulmonary hypertension after pneumonectomy: a preclinical model in rats and human pulmonary endothelial cells. Eur. J. Cardiothorac. Surg. 59 (1), 147-154 (2020).
  5. Russo, T. A., Banuth, A. M. M., Nader, H. B., Dreyfuss, J. L. Altered shear stress on endothelial cells leads to remodeling of extracellular matrix and induction of angiogenesis. PLoS One. 15 (11), e0241040(2020).
  6. Milusev, A., Rieben, R., Sorvillo, N. The endothelial glycocalyx: a possible therapeutic target in cardiovascular disorders. Front. Cardiovasc. Med. 9, e897087(2022).
  7. Vittum, Z., Cocchiaro, S., Mensah, S. A. Basal endothelial glycocalyx's response to shear stress: a review of structure, function, and clinical implications. Front. Cell Dev. Biol. 12, e1371769(2024).
  8. Villalba, N., Baby, S., Yuan, S. Y. The endothelial glycocalyx as a double-edged sword in microvascular homeostasis and pathogenesis. Front. Cell Dev. Biol. 9, e711003(2021).
  9. Harding, I. C., et al. Endothelial barrier reinforcement relies on flow-regulated glycocalyx, a potential therapeutic target. Biorheology. 56 (2-3), 131-149 (2019).
  10. Alphonsus, C. S., Rodseth, R. N. The endothelial glycocalyx: a review of the vascular barrier. Anaesthesia. 69 (7), 777-784 (2014).
  11. Möckl, L. The emerging role of the mammalian glycocalyx in functional membrane organization and immune system regulation. Front. Cell Dev. Biol. 8, e00253(2020).
  12. Nian, K., Harding, I. C., Herman, I. M., Ebong, E. E. Blood-brain barrier damage in ischemic stroke and its regulation by endothelial mechanotransduction. Front. Physiol. 11, 605398(2020).
  13. Dietz, N. M. Pathophysiology of postpneumonectomy pulmonary edema. Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 4 (1), 31-35 (2000).
  14. Bozlar, U., et al. Pulmonary artery diameters measured by multidetector-row computed tomography in healthy adults. Acta Radiol. 48 (10), 1086-1091 (2007).
  15. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  16. Kataoka, H., et al. Fluorescent imaging of endothelial glycocalyx layer with wheat germ agglutinin using intravital microscopy. Microsc. Res. Tech. 79, 31-37 (2016).
  17. Wood, K. M., Stone, G. M., Peppas, N. A. Wheat germ agglutinin functionalized complexation hydrogels for oral insulin delivery. Biomacromolecules. 9 (4), 1293-1298 (2008).
  18. Tarnowski, B. I., Spinale, F. G., Nicholson, J. H. DAPI as a useful stain for nuclear quantitation. Biotech. Histochem. 66 (6), 297-302 (1991).
  19. Emde, B., Heinen, A., Gödecke, A., Bottermann, K. Wheat germ agglutinin staining as a suitable method for detection and quantification of fibrosis in cardiac tissue after myocardial infarction. Eur. J. Histochem. 58 (4), 2448(2014).
  20. Hu, Z., Cano, I., D'Amore, P. A. Update on the role of the endothelial glycocalyx in angiogenesis and vascular inflammation. Front. Cell Dev. Biol. 9, e734276(2021).
  21. Choi, J., Lee, E. J., Jang, W. B., Kwon, S. M. Development of biocompatible 3D-printed artificial blood vessels through multidimensional approaches. J. Funct. Biomater. 14 (10), e14100497(2023).
  22. Fallon, M. E., Mathews, R., Hinds, M. T. In vitro flow chamber design for the study of endothelial cell (patho)physiology. J. Biomech. Eng. 144 (2), e4051765(2021).
  23. Basehore, S., Garcia, J., Clyne, A. M. The science, etiology and mechanobiology of diabetes and its complications. Gefen, A. , Acad. Press. 291-312 (2021).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Kayma GerilmesiVask ler ModellemePulmoner Vask laturAk kan Sim lasyonuHLMVEC H creleriPDMS Vask laturmm nboyamaPeristaltik Pompa

İlgili makaleler