Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Çoğullanmış Zebra Balığı Görüntüleme için Düşük Maliyetli Polietilen Tereftalat Laminasyon Mikroakışkan Tasarımları

1.2K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/67313

⸱

27 Eylül 2024

 ,  ,  , 
1Department of Biological Sciences, Purdue University, 2Bindley Bioscience Center, Purdue University, 3Department of Chemical and Biomolecular Engineering, University of Notre Dame, 4Department of Biological Sciences, University of Notre Dame

Bu makalede

Özet

Polietilen tereftalat (PET) laminasyonu kullanarak mikroakışkan cihazlar üretmek için yenilikçi bir yöntem, birden fazla canlı zebra balığı embriyosunu yakalamanın ve görüntülemenin maliyetini ve karmaşıklığını önemli ölçüde azaltır.

Özet

Zebra balığı embriyoları şeffaftır ve bu nedenle yara iyileşmesi ve bağışıklık hücresi göçü gibi temel süreçlerin noninvaziv intravital görüntülemesi için benzersiz bir şekilde uygundur. Mikroakışkan cihazlar, zebra balığı da dahil olmak üzere çok hücreli organizmaların uzun süreli görüntülenmesini desteklemek için tuzak için kullanılır. Bununla birlikte, bu cihazların yumuşak litografi kullanılarak üretilmesi, her laboratuvar tarafından erişilemeyebilecek 3D baskıda özel tesisler ve yetkinlik gerektirir. Mikroakışkan cihazlar oluşturmak için daha önce geliştirilmiş düşük maliyetli bir polietilen tereftalat laminasyon yöntemini uyarlamamız, geleneksel tekniklerin teknik yatırımının bir kısmı için tasarım üretimi ve yinelemesini mümkün kılarak erişilebilirliği artırır. Bu yöntemle yapılmış bir cihaz olan Danio Görüntüleme için Rotasyonel Asistan (RADISH), ilaç tedavisini, elle yaralamayı ve aynı görüş alanında dört embriyoya kadar uzun süreli görüntülemeyi sağlamak için kullanıyoruz. Bu yeni tasarımla, yaralanmadan hemen sonraki 2 saat içinde birden fazla embriyo için lazer ablasyon ve manuel transeksiyon yaraları etrafındaki kalsiyum sinyalinin brüt morfolojik özelliklerini ve 24 saat boyunca yara kenarına nötrofil alımını başarıyla yakalıyoruz.

Giriş

Yaralanmaya yeterince yanıt verme yeteneği, tek bir hücreden birden fazla dokuya kadar her ölçekte her organizmanın hayatta kalması için kritik öneme sahiptir. Bu nedenle, yaralama ve hasarlı bölgelere fagosit alımıgibi ilişkili tepkiler 1, hücre ve doku biyolojisinde önemli konulardır. Yaralar, doku bariyeri ihlal edildikten hemen sonra algılanır ve yara iyileşmesini ve ardından yeniden büyümeyikoordine eden yara kasılmasını2,3 içeren bir doku gradyan tepkisine neden olur 4. Bu kasılmanın mekanik doğası nedeniyle, deney sırasında kullanılan aletler, yaralanma bölgesinin yakınındaki hücrelerin hareketini fiziksel olarak engellememelidir.

Zebra balığı embriyoları, bakım kolaylığı, genetik izlenebilirliği ve optik şeffaflığı nedeniyle omurgalı yara tepkisi de dahil olmak üzere gelişim ve hastalıkları incelemek için mükemmel bir modeldir 5,6. Bununla birlikte, bir yaralanma bölgesinin yakınındaki hücrelerin uzun vadeli davranışlarını incelemek için tüm organizmayı uzun bir süre boyunca hareketsiz hale getirmek gerekir. Embriyoların düşük erime noktalı agaroza gömülmesi, yarasız dokunun kısa süreli görüntülenmesi için yeterlidir. Bununla birlikte, çevreleyen jel matrisi, yaraların kasılmasını ve gevşemesini kısıtlar ve zamanla gelişen embriyoların büyümesini engeller 7,8,9.

Mikroakışkan cihazlar, zebra balığı embriyolarını farklı gelişim aşamalarında hareketsiz hale getirebilir 10,11,12,13,14,15,16 ve zWEDGI 7 gibi bazıları manuel yaralamayı barındırır. Bununla birlikte, mevcut cihaz tasarımlarının birkaç dezavantajı vardır. Örneğin, doğrudan plastik üzerine basılan birçok cihaz, zayıf optik şeffaflık nedeniyle ters mikroskop sistemlerinde görüntüleme ile uyumlu değildir. Ayrıca, paralel kanallar çok pozisyonlu görüntülemeyeizin verir 10,11, ancak mikroskop aşamasının fiziksel hareketi görüntü elde etmede gecikmeye neden olur. Bu sorunları çözmek için tekrarlanan yineleme ve optimizasyon, özellikle polidimetilsiloksan (PDMS) yumuşak litografi kullanan mevcut altın standart cihaz üretim yöntemleri için, her yeni tasarım için gereken finansal ve teknik yatırım göz önüne alındığında zordur. İlk adım olan bir ana kalıbın oluşturulması, genellikle 3D modelleme yazılımı bilgisi, özel imalat ekipmanına erişim ve (kullanılan malzemeye bağlı olarak) kalıp kullanılmadan önce silanizasyon gibi ek bir yapışma önleyici işlem gerektirir. PDMS'nin döküldükten sonra kürlenmesi, yüksek sıcaklıklarda en az bir saat sürer ve genellikle en iyi sonucu almak için bir vakum altında veya bir kelepçe ile, genellikle temiz bir odada 7,17,18 yapılmalıdır. Gelişimsel biyolojide olduğu gibi, bu maliyetler, birden fazla modelde birçok benzersiz mikroakışkan ortam gerektiren deneyler için hızla engelleyici olabilir.

Mevcut alternatif inşaat malzemelerinden polietilen tereftalat (PET) dayanıklıdır, toksik değildir ve manipüle edilmesi kolaydır. PET levhalar, çoğu ofis malzemeleri mağazasında taşınan, önceden uygulanmış termal olarak etkinleştirilmiş yapıştırıcı (genellikle etilen vinil asetat) ile yaygın olarak bulunan plastik laminasyon torbalarıdır. Bu PET levhaları, piyasada bulunan zanaat kesiciler (yani, ev zanaatkarları için tasarlanmış bilgisayar kontrollü kesme çizicileri) kullanarak şekillendirerek ve standart termal laminasyon ekipmanı kullanarak katmanları birbirine yapıştırarak, çok çeşitli potansiyel tasarımlar hızlı bir şekilde oluşturulabilir ve yinelenebilir. Bu nedenle, Subsequent Healing'in (RADISH) Danio Imagingi için Rotational Assistant'ı oluşturmak için istiflenmiş PET18'i içeren daha önce tanımlanmış bir tasarım ve yapım yöntemini uyarladık (Şekil 1A,B). Yaklaşık olarak kama şeklindeki birkaç sınırlama kanalının rotasyonel düzenlemesi, manuel kuyruk yüzgeci transeksiyonu için yer sağlarken yakınlığı optimize eder, yaralamadan hemen sonra görüntülemeyi ve aynı görüş alanı içinde birden fazla yaralı zebra balığı embriyosunun eşzamanlı uzun süreli görüntülemesini barındırır. Ek olarak, bu inşaat yöntemi, yeniden kullanılabilirliği korurken, ön sermaye maliyetlerini ve cihaz yapımı için gereken süreyi büyük ölçüde azaltır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu çalışmada döllenmeden 3 gün sonra (dpf) embriyolar kullanılmıştır, ancak 2-14 dpf embriyo kullanmak üzere tasarlanabilir. Zebra balığı deneyi, uluslararası kabul görmüş standartlara göre gerçekleştirilmiştir. Hayvan Bakımı ve Kullanımı Protokolü, NIH İntramural Araştırma Programında Zebra Balığı kullanımına ilişkin Yönergelere (protokol numarası: 1401001018) bağlı kalarak Purdue Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (PACUC) tarafından onaylanmıştır.

1. PET mikroakışkan cihazının montajı

NOT: Bu protokolün herhangi bir parçası, siyanoakrilatın kuruma süresine duyarlı olan 1.8 ve 1.9 adımları dışında herhangi bir zamanda duraklatılabilir.

  1. Tercih ettiğiniz yazılımda cihaz için deseni tasarlayın (örneğin, Adobe Illustrator, Şekil 1A). Embriyonun yaşına ve boyutuna bağlı olarak, kanalın genişliğini ve merkezi görüntüleme odasının boyutunu en iyi uyum için ayarlayın.
    1. Her katmanı aynı boyutlara sahip ayrı bir görüntü dosyası olarak kaydedin. Her dosyayı, kullanılacak tabakanın kalınlığı ve montaj sırası belirgin olacak şekilde adlandırın.
  2. Kesme makinesini üreticinin talimatlarına göre başlatın.
  3. Tasarlanan her deseni kesmek için tasarım yazılımına yükleyin.
    1. Tasarım çalışma alanında, yeni yüklenen tasarımları seçin. Aynı kalınlıktaki PET levha için amaçlanan desenleri aynı kesimde gruplandırın (Şekil 2A). Gerekirse, tasarım yazılımındaki desenlerin boyutunu doğru boyutlara yeniden ayarlayın.
    2. Kesimdeki desenlerin sayısını ve türünü onaylayın, ardından kesilen malzemeyi seçin.
      NOT: PET levhalar, "plastik laminasyon poşeti" gibi adlar da dahil olmak üzere tasarım yazılımında bir malzeme seçimi olmayabilir. Bunun yerine benzer kalınlık ve dokuya sahip herhangi bir malzeme (örneğin, şeffaf levhalar veya yapışkan olmayan vinil) seçilebilir.
    3. PET levhaları kesme matına takın, hava kabarcıklarını çıkarmak için sıkıca bastırın ve matı kesme makinesine yükleyin. Kesme makinesinden kesime başlamasını istemek için ekrandaki talimatları izleyin.
    4. Bitmiş kesimleri kesme matından çıkarın. Gerekirse, bir maket bıçağı veya neşter bıçağı kullanarak kesim desenlerini ayarlayın.
      NOT: RADISH tasarımını oluşturmak için kullanılan görüntü dosyaları (Şekil 1A) vektör ve PNG dosya formatları (Ek Dosya 1) olarak indirilebilir. Kesme makinesi PET levhayı kaldırıyorsa, yırtılıyorsa veya temiz bir şekilde kesemiyorsa, kesme matını değiştirmeyi düşünün.
  4. Katmanları lamel camı üzerinde, yardımsız veya önceden kesilmiş kayıt işaretleriyle hizalayın. Laminasyondan önce birden fazla katman birbirine sabitlenebiliyorsa, bunları aynı anda hizalayın.
  5. Laminasyon sırasında kaymayı önlemek için katmanları ofis bandı ile sabitleyin (Şekil 2B). Cihaz boyutuna ve laminasyon kapasitesine bağlı olarak, laminatör beslemesinin sıkışmasını veya tıkanmasını önlemek için küçük tasarımları daha fazla bantla daha büyük bir desteğe monte edin (Şekil 2C).
    NOT: Laminasyonda kullanılan destek, kesme matı ile aynı DEĞİLDİR ve esas olarak laminatör için çekiş sağlamaya hizmet eder. İhmal edilebilir kalınlıktaki herhangi bir ısıya dayanıklı malzeme bir destek olarak çalışacaktır (kart stoğu, katlanmış ofis kağıdı veya daha büyük bir PET levha dahil ancak bunlarla sınırlı olmamak üzere).
  6. Laminatörü ve laminatı üreticinin talimatlarına göre açın. Bir sonraki katmanı hizalamadan önce ofis bandını çıkarın (Şekil 2D).
  7. Tüm katmanlara uyulana kadar 1.4 ile 1.6 arasındaki adımları tekrarlayın.
  8. Cihazı, siyanoakrilat yapıştırıcı kullanılarak 3/4" delikle delinmiş 35 mm'lik bir tabağa sabitleyin (Şekil 2E,F). Yemeğin şeklini ve türünü deneysel ihtiyaçlara göre ayarlayın (örneğin, 24 oyuklu bir plakada veya daha büyük bir Petri kabında cihaz bir kuyuyu barındıracak kadar büyük herhangi bir kap). Cihazı su bastırmadan tabağa tam olarak yapıştırmak için yeterli yapıştırıcı kullanın.
    NOT: Cihazın çalışması için cihazı bir tutma kabına sabitlemek gerekli değildir. DİKKAT: Siyanoakrilat cildi ve gözleri saniyeler içinde bağlar ve solunum sistemini, gözleri ve cildi tahriş eder. El ve göz koruması kullanın ve iyi havalandırılan bir alanda çalışın.
  9. Dış cihaz kenarlarını siyanoakrilat yapıştırıcı ile iyice kaplayarak PET laminatı su geçirmez hale getirin (Şekil 2F). Dış kenarları tamamen kaplayacak kadar yapıştırıcı kullanın. Kullanmadan önce yapıştırıcının en az 2 saat kürlenmesine izin verin.
    NOT: Siyanoakrilat dumanlarının dışarı çıkması için yeterli alan olduğundan emin olun. Duman birikmesi, siyanoakrilatın cihaz üzerinde birikmesine ve optik olarak şeffaf malzemeyi gizlemesine neden olabilir.

2. Embriyoların RAP içine yerleştirilmesi ve görüntüleme için hazırlanması

  1. Zebra balığı embriyolarını standart embriyo yetiştirme ortamı E319'da büyütün. Gerekirse, düzleşmelerine izin vermek için görüntülemeden en az 1 saat önce embriyoları dekoryonatın. Bu deneyde 3 dpf'de embriyolar kullanılmıştır, ancak embriyolar 14 dpf'ye kadar çıkabilir (Şekil 1E).
  2. Embriyoları deneysel ihtiyaçlara göre boyayın veya tedavi edin.
    NOT: Bu deneylerde, dış epitel tabakasının hücre zarları, 100 nM MemGlow 560 ile inkübe edilerek uygun yerlerde boyandı.
  3. 164 mg / L MS-22220 kullanarak embriyoları uyuşturun.
    NOT: Kullanılan tam konsantrasyon ve anestezik, deneycinin tercihine göre ayarlanabilir. Anestezik konsantrasyon, uzun süreli görüntüler sırasında başarılı bir gelişim sağlamak için azaltılabilir (bkz. adım 4.1).
  4. Monte edilmiş cihazı içeren tutma kabını 164 mg/L MS-222 içeren 5 mL E3 ile doldurun.
  5. Bir transfer pipeti kullanarak, cihazın her bir tutma odasına anestezi uygulanmış bir embriyo yerleştirin. Görüntüleme süresi boyunca embriyoların sıvıya batırılmış halde kaldığından emin olun.
    NOT: RAP tasarımı 1-4 embriyoyu hareketsiz hale getirebilir.
  6. Bir saç halkası kullanarak, embriyoları, embriyonun kuyruğu merkezi görüntüleme odasına çıkacak ve yumurta sarısı kama şeklindeki kanalda güvenli bir şekilde hareketsiz hale getirilecek şekilde yönlendirin (Şekil 1C).
    NOT: Yönlendirme embriyoları, manipülasyon kolaylığı için stereomikroskop altında gerçekleştirilebilir.
  7. İstenirse, bir mikropipet kullanarak tutma haznesine %1.5 düşük erimiş agaroz ekleyerek embriyonun başını sabitleyin.
  8. Görüntülemeye başlamak için embriyoların bulunduğu cihazı tercih ettiğiniz görüntüleme sistemine taşıyın.

3. Yara sonrası kalsiyum geçişlerinin görüntülenmesi

NOT: Bu bölüm ve Bölüm 4 isteğe bağlıdır ve olası örnek deneyler olarak sağlanır.

  1. Görüntüleme için uygun sistemi ve hedefi seçin.
    NOT: Burada, ters çevrilmiş bir lazer taramalı konfokal 20x objektif ile donatılmıştır.
  2. Optimum sinyal-gürültü oranı ve çekim hızı için örnek odağını ve görüntüleme parametrelerini (örn. lazer gücü: 5, kazanç: 90, iğne deliği boyutu: 2 AU, pozlama süresi [tarama hızı: 1 kare/sn]) ayarlayın.
    NOT: Yara oluşumu ile görüntü elde etme arasındaki gecikmeyi azaltmak için numunelerin önceden odaklanması ve tercih edilen görüntüleme sistemindeki her kanal için parametrelerin yaralamadan önce ayarlanması önerilir.
  3. Bir Tg (krt4: Gal4, UAS: GCaMP6f) x (cdh1-dTomato) xt1821,22 embriyo yaraladı.
    1. Embriyoyu manuel transeksiyon ile sarmak için, stereomikroskop altında notokordun ucundaki kuyruk yüzgeci dokusuna neşter bıçağıyla baskı uygulayın (Video 1), ardından cihazı sahneye geri koyun.
      DİKKAT: Neşter bıçağıyla aşırı basınç uygulamak alttaki camı çatlatabilir. Cam çatlarsa, cihazı atın ve Adım 1.2'den yeniden başlatın.
    2. Embriyoyu lazer stimülasyonu ile sarmak için, kuyruk yüzgeci kıvrımının kenarına yakın bir ilgi alanı (ROI) tanımlayın ve mevcut lazer gücüne göre uyarın.
      NOT: Burada, 800 nm'de 30 saniye boyunca 2,4 W'lık bir lazer gücü, tam kalınlıkta bir yarayı indüklemek için yeterliydi.
  4. GFP (uyarma 488 nm, emisyon 510 nm) ve RFP (uyarma 561 nm, emisyon 610 nm) kanalları kullanılarak 1 dakikalık kare aralığı kullanılarak toplam 1 saat boyunca oda sıcaklığında görüntü.
  5. (İsteğe bağlı): Gerekirse, bir transfer pipeti kullanarak veya tabağı döndürerek başın yakınında hafifçe emerek görüntülemeden sonra embriyoları almak için serbest bırakın.

4. Yaralama sonrası nötrofil alımının görüntülenmesi

  1. Görüntülemeden en az 1 saat önce, embriyoları standart anestezik konsantrasyonunun yarısı, bu durumda 82 mg / L MS-222 içeren E3'e aktarın.
  2. Görüntüleme için uygun hedefi seçin (burada, 10x objektif ile donatılmış ters çevrilmiş bir lazer tarama konfokal).
  3. Optimum sinyal-gürültü oranı ve çekim hızı için örnek odağını ve görüntüleme parametrelerini (örn. lazer gücü: 5, kazanç: 90, iğne deliği boyutu: 2 AU, pozlama süresi [tarama hızı: 0,5 kare/sn])) ayarlayın.
    NOT: Yara oluşumu ile görüntü elde etme arasındaki gecikmeyi azaltmak için numunelerin önceden odaklanması ve tercih edilen görüntüleme sistemindeki her kanal için parametrelerin yaralamadan önce ayarlanması önerilir.
  4. Dört Tol2(mpx:Dendra2)23 embriyoyu, stereomikroskop altında kuyruk yüzgeci dokusu boyunca bir neşter bıçağı ile basınç uygulayarak manuel transeksiyon yoluyla yaralayın, ardından cihazı sahneye geri koyun.
  5. Görüntüyü, 24 saat boyunca 5 dakikalık kare aralığı kullanarak oda sıcaklığında GFP (uyarma 488 nm, emisyon 510 nm) kanalında yakalayın.
  6. Gerekirse, bir transfer pipeti kullanarak veya tabağı döndürerek başın yanında hafifçe emerek görüntülemeden sonra embriyoları almak için serbest bırakın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

RADISH yardımı ile ve yardımı olmadan bir lazer tarama konfokali tarafından üretilen görüntü kalitesinin karşılaştırılması için, dış epitel tabakasında yoğun kalsiyum biyosensörü GCaMP6f22,24'ü eksprese eden embriyolar MemGlow 560 kullanılarak boyandı ve çerçeve başına 1 dakikalık bir zaman aralığında kuyruk yüzgeci kıvrımının tüm kalınlığını kaplayan ters lazer taramalı konfokal ile görüntülendi (Video 2). Cihaz olmadan (Şek...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

PET laminasyon yönteminin temel dayanağı, yumuşak litografi veya PDMS kalıplama gibi mikroakışkan cihazlar oluşturmanın geleneksel yollarına kıyasla maliyetin düşürülmesini ve girişin önündeki teknik engellerin en aza indirilmesini içerir. Bu nedenle, bu protokoldeki tek kritik adım, laminasyon sırasında PET katmanlarının doğru bir şekilde hizalanması ve inşaattan sonra cihaz kenarlarının su geçirmez hale getirilmesidir. Yöntemin diğer tüm kısımları deneysel ihtiyaçlara göre değiştirileb...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklanacak herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

Çalışma, Ulusal Sağlık Enstitüleri'nden (R35GM119787 QD'ye) araştırma fonu ile desteklenmiştir. Bu çalışma, bir Ulusal Bilim Vakfı (NSF) Biyoloji Entegrasyon Enstitüsü olan EMBRIO Enstitüsü, NSF sözleşmesi #2120200 tarafından desteklenen çabalara dayanmaktadır. Konfokal görüntüleme Purdue Görüntüleme Tesisi'nde yapıldı. Dr. Guangjun Zhang'a (Purdue Üniversitesi) Tg (UAS: GCaMP6f) hattını sağladığı için teşekkür ederiz. Dr. David Tobin'e (Duke Üniversitesi) (cdh1-tdtomato) xt18 hattını sağladığı için teşekkür ederiz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
25 mm çapında yuvarlak kapak camı #1 kalınlıkChemglass Yaşam BilimleriCLS-1760-025Taban montaj malzemesi. Kalınlık, mikroskop merceğinin özelliklerine göre seçildi.
Adobe Illustrator v28.5AdobeN/ACihaz desenini tasarlamak için vektör düzenleyici.
Kalsiyum Klorür DihidratFisherC79E3 ortamı yapmak için.
PNG Dosyaları Tasarlayın (Çevrimiçi Ayna)N/AN/Ahttps://i.ibb.co/QPYj7BL/multipositionalv7-1.png
https://i.ibb.co/FDpQYXc/multipositionalv7-2.png
https://i.ibb.co/5TG4SB6/multipositionalv7-3.png
Masaüstü için Tasarım Alanı v8.39CricutN/AZanaat kesiciyi sürmek için tescilli yazılım.
Fusion Plus 7000LGBC1703098Termal laminatör. Bu özel model, maksimum sayfa yığını boyutu gibi yaşam kalitesi özellikleri için seçilmiştir.
Alman Karbür Premium BıçakCricut10396595El sanatları kesici için yedek bıçak.
Gri Temel Alet SetiCricut10307854Kesilen kısımları ayıklamak, paspasları temizlemek ve PET levhaları monte etmek için alet seti. İsteğe bağlı. 
Magnezyum Klorür HeksahidratAcros Organik223211000E3 ortamı yapmak için.
Maker 3Cricut10669040El sanatları kesici. Cricut Maker 3, yazılım kullanıcı dostu olması nedeniyle Silhouette Cameo 4 yerine seçildi, ancak siyah beyaz görüntüleri okuyabilen herhangi bir zanaat kesici işe yarayacaktır.
MemGlow 560Hücre İskeletiMG02-10Hücre zarları için kırmızı canlı hücre boyası. Yıkamaya gerek yok. Şekil 3'te kullanılmıştır. 
No. 22 Karbon Neşter BıçağıCerrahi Tasarım

22-079-697		Manuel kesim ayarlamaları için neşter bıçağı. Benzer herhangi bir maket bıçağı (örneğin, X-acto #2 bıçağı) da işe yarayacaktır.
Potasyum KlorürFisherBP366E3 ortamı yapmak için.
Sodyum KlorürFisherBP358E3 ortamı yapmak için.
StandardGrip Yapışkanlı Kesme Matı Cricut10138842El sanatları kesici için montaj matı. LightGrip kesme matı da işe yarayacaktır, ancak StrongGrip ve FabricGrip kesme matlarından kaçının çünkü yapıştırıcının gücü, ayıklama ve çıkarma sırasında son kesimi çözebilir. Paspaslar üzerindeki yapıştırıcı, sürekli kullanımla sonunda aşınacaktır; Paspasları gerektiği gibi değiştirin.
Kırtasiye Bandı 12 mmDeli30014Ofis bandı. Laminasyon sonrası çıkarma kolaylığı açısından testler yapılarak şarküteri markası seçilmiştir.
Süper yapıştırıcı, sıvıLoctite1364076Siyanoakrilat tutkal. Kullanılan tutkal sıvı.< / güçlü olmalıdır> Jel formülasyonları, cihaz kenarlarını yeterince sızdırmaz veya su geçirmez hale getirmez.
PET Termal Laminasyon Torbaları, termalScotchTP3854PET levhalar. Çarşaflar sıkıştırılmış çiftler halinde gelir ve kullanımdan önce ayrılmalıdır. Yapışkan tarafı aşağı bakacak şekilde kesin.
PET Termal Laminasyon Torbaları, termalScotchTP5854PET levhalar. Çarşaflar sıkıştırılmış çiftler halinde gelir ve kullanımdan önce ayrılmalıdır. Yapışkan tarafı aşağı bakacak şekilde kesin.
Trikain (MS-222)SyndelIC10310680Balık anestezisi.
yapışkanlı 3 mil yapışkanlı 5 mil

Kaynaklar

  1. De Oliveira, S., Rosowski, E. E., Huttenlocher, A. Neutrophil migration in infection and wound repair: going forward in reverse. Nat Rev Immunol. 16 (6), 378-391 (2016).
  2. Xu, S., Hsiao, T. I., Chisholm, A. D. The wounded worm. Worm. 1 (2), 134-138 (2012).
  3. Belacortu, Y., Paricio, N. Drosophila as a model of wound healing and tissue regeneration in vertebrates. Dev Dyn. 240 (11), 2379-2404 (2011).
  4. Yoo, S. K., Freisinger, C. M., LeBert, D. C., Huttenlocher, A. Early redox, Src family kinase, and calcium signaling integrate wound responses and tissue regeneration in zebrafish. J Cell Biol. 199 (2), 225-234 (2012).
  5. Kawakami, A., Fukazawa, T., Takeda, H. Early fin primordia of zebrafish larvae regenerate by a similar growth control mechanism with adult regeneration. Dev Dyn. 231 (4), 693-699 (2004).
  6. Gault, W. J., Enyedi, B., Niethammer, P. Osmotic surveillance mediates rapid wound closure through nucleotide release. J Cell Biol. 207 (6), 767-782 (2014).
  7. Huemer, K., et al. zWEDGI: Wounding and entrapment device for imaging live zebrafish larvae. Zebrafish. 14 (1), 42-50 (2017).
  8. Kaufmann, A., Mickoleit, M., Weber, M., Huisken, J. Multilayer mounting enables long-term imaging of zebrafish development in a light sheet microscope. Development. 139 (17), 3242-3247 (2012).
  9. Hirsinger, E., Steventon, B. A versatile mounting method for long term imaging of zebrafish development. J Vis Exp. (119), e55210(2017).
  10. Wielhouwer, E. M., et al. Zebrafish embryo development in a microfluidic flow-through system. Lab Chip. 11 (10), 1815-1824 (2011).
  11. Khalili, A., Rezai, P. Microfluidic devices for embryonic and larval zebrafish studies. Brief Funct Genomics. 18 (6), 419-432 (2019).
  12. Choudhury, D., et al. Fish and Chips: a microfluidic perfusion platform for monitoring zebrafish development. Lab Chip. 12 (5), 892-900 (2012).
  13. An integrated microfluidic system for zebrafish larva organs injection. Zhang, G., et al. Proceedings IECON 2017 - 43rd Annual Conference of the IEEE Industrial Electronics Society, 2017-January, , 8563-8566 (2017).
  14. Erickstad, M., Hale, L. A., Chalasani, S. H., Groisman, A. A microfluidic system for studying the behavior of zebrafish larvae under acute hypoxia. Lab Chip. 15 (3), 857-866 (2015).
  15. Mani, K., Hsieh, Y. C., Panigrahi, B., Chen, C. Y. A noninvasive light driven technique integrated microfluidics for zebrafish larvae transportation. Biomicrofluidics. 12 (2), 021101(2018).
  16. Lee, Y., Seo, H. W., Lee, K. J., Jang, J. W., Kim, S. A microfluidic system for stable and continuous EEG monitoring from multiple larval zebrafish. Sensors (Basel). 20 (20), 5903(2020).
  17. Sonnen, K. F., Merten, C. A. Microfluidics as an emerging precision tool in developmental biology. Dev Cell. 48 (3), 293-311 (2019).
  18. Levis, M., et al. Microfluidics on the fly: Inexpensive rapid fabrication of thermally laminated microfluidic devices for live imaging and multimodal perturbations of multicellular systems. Biomicrofluidics. 13 (2), 024111(2019).
  19. E3 medium (for zebrafish embryos). Cold Spring Harbor Protocols. 2011 (10), (2011).
  20. Matthews, M., Varga, Z. M. Anesthesia and euthanasia in zebrafish. ILAR J. 53 (2), 192-204 (2012).
  21. Cronan, M. R., Tobin, D. M. Endogenous tagging at the cdh1 locus for live visualization of E-cadherin dynamics. Zebrafish. 16 (3), 324(2019).
  22. Thiele, T. R., Donovan, J. C., Baier, H. Descending control of swim posture by a midbrain nucleus in zebrafish. Neuron. 83 (3), 679-691 (2014).
  23. Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Spatiotemporal photolabeling of neutrophil trafficking during inflammation in live zebrafish. J Leukoc Biol. 89 (5), 661-667 (2011).
  24. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  25. Li, L., Yan, B., Shi, Y. -Q., Zhang, W. -Q., Wen, Z. -L. Live imaging reveals differing roles of macrophages and neutrophils during zebrafish tail fin regeneration. J Biol Chem. 287 (30), 25353-25360 (2012).
  26. Mathias, J. R., et al. Resolution of inflammation by retrograde chemotaxis of neutrophils in transgenic zebrafish. J Leukoc Biol. 80, 1281-1288 (2006).
  27. Levis, M., Ontiveros, F., Juan, J., Kavanagh, A., Zartman, J. J. Rapid fabrication of custom microfluidic devices for research and educational applications. J Vis Exp. 2019, (2019).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Daha fazla makale keşfet

Mikroakışkan Cihaz TasarımıMultiplex GörüntülemeYara İyileşmesiNötrofil MigrasyonuKalsiyum SinyalizasyonuManuel TranseksiyonLazer AblasyonuEmbriyo Yakalama
Çoğullanmış Zebra Balığı Görüntüleme için Düşük Maliyetli Polietilen Tereftalat Laminasyon Mikroakışkan Tasarımları
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.