Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Bir tavşan modelinde optik sinir ezilmesine yönelik cerrahi bir yaklaşım

1.9K görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/67415

⸱

8 Temmuz 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Spencer Center for Vision Research, Byers Eye Institute, Department of Ophthalmology, Stanford University, 2Department of Ophthalmology, Technical University of Munich, Hospital rechts der Isar, 3Department of Bioengineering, Stanford University, 4Department of Comparative Medicine, Stanford University, 5Glaucoma Center of Excellence, Wilmer Eye Institute, Johns Hopkins University

Bu makalede

Özet

Bu makale, standart oftalmik cerrahi teknikler kullanılarak bir tavşan modelinde optik sinir ezilmesini gerçekleştirmek için ayrıntılı talimatlar sunmaktadır.

Özet

Optik sinir ezilmesi (ONC), optik nöropatilerin mekanizmalarını ve potansiyel terapötik müdahaleleri modellemek ve incelemek için kullanılan deneysel bir tekniktir. ONC çalışmalarında ağırlıklı olarak kemirgen modelleri kullanılmıştır; Bununla birlikte, bu modeller insanlardan kayda değer anatomik ve fizyolojik farklılıklar sergilemekte ve potansiyel olarak çevrilebilirliği sınırlamaktadır. Burada, insan gözüne daha çok benzeyen küre boyutlarına sahip bir tür olan tavşanlarda ONC modelini elde etmek için cerrahi tekniği açıklıyoruz. Geliştirilen cerrahi teknik, şaşılık ve oküloplastik ameliyatlarda kullanılan oftalmik cerrahi teknikleri kullanır ve kemik pencereleri veya kantotomiler oluşturulmasını gerektirmez. Model, farklı aydınlatma koşulları altında pupiller yanıtın değerlendirilmesi ve ONC öncesi ve sonrası görsel uyarılmış potansiyeller (VEP'ler) yoluyla doğrulandı. Sonuçlar, tedavi edilmeyen kontralateral gözlere kıyasla ONC gözlerinde hem pupiller yanıtta hem de VEP amplitüdünde önemli bir azalma gösterdi ve bu da beklendiği gibi yaralanma sonrası görme fonksiyon kaybını gösterdi. Bu cerrahi teknik, optik sinir yaralanmalarını araştırmak ve potansiyel terapötik stratejileri test etmek için modeller sağlayabilir ve oküler nörodejeneratif hastalıkları anlamak ve tedavi etmek için daha geniş çıkarımlar sağlayabilir.

Giriş

Optik sinir ezilme (ONC) tekniği, optik nöropatilerin araştırılması için gerekli olan kontrollü optik sinir yaralanması modellerinin üretilmesi için deneysel bir yaklaşımdır 1,2,3. ONC modeli, optik sinirde lokalize hasara neden olarak, aksonal yaralanmaya ve retinal ganglion hücre dejenerasyonuna yol açarak, travmatik optik nöropati ve glokom 4,5,6,7 gibi çeşitli optik nöropatilerin bazı patolojik özelliklerini simüle eder. Bu kontrollü model daha sonra oftalmoloji ve sinirbilim 8,9,10,11,12,13,14 içinde sinir hasarı, dejenerasyon ve potansiyel rejenerasyonun altında yatan mekanizmaların ayrıntılı bir şekilde araştırılmasını sağlar.

ONC tekniğinin uygulanması ve ilgili araştırmalar, boyut, kullanım kolaylığı ve düşük bakım maliyetleri açısından avantajları ile kemirgen modelleri kullanılarak kapsamlı bir şekilde uygulanmıştır. Ek olarak, kemirgenler, gen terapisi ve moleküler müdahaleler için gerekli olan çok çeşitli genetik manipülasyon araçları sunar 12,14,15. Bu faydalara rağmen, kemirgenler ve insanlar arasındaki önemli anatomik ve fizyolojik farklılıklar, çevrilebilirlikte potansiyel sınırlamalara sahiptir. Kemirgenlerde geliştirilen tedavi teknikleri, göz boyutundaki büyük tutarsızlık nedeniyle insanlara çevrilemeyebilir (sıçan eksenel uzunluğu 6.3 mm, insanlarda 22.5 mm ile karşılaştırıldığında16). Tavşan gözleri, insan gözü boyutunu daha doğru bir şekilde taklit eder (tavşan eksenel uzunluğu 15.3 mm17,18), böylece cerrahi tekniklerin ve farmakokinetik çalışmaların geliştirilmesi için kemirgenlerden daha iyi bir model sağlar. Tavşanlar ONC modellerinde kullanılmıştır, ancak mevcut raporlar cerrahi tekniği yeterince tanımlamamaktadır ve/veya kantotomi veya kemik pencerelerikullanmaktadır 19,20,21,22,23,24,25. Tavşanlar ve insan gözü arasında anatomik farklılıklar vardır, yani miyelinli sinirin varlığı, nispeten avasküler retina ve tam translatabiliteyi sınırlayan kollajen lamina cribrosa eksikliği; Bununla birlikte, tavşan hala nihai insan çevirisi için bir basamak olarak hizmet edebilir.

Onc teknikleri domuzlar 4,6, keçiler 5,9 ve insan olmayan primatlar 5,26 gibi daha büyük hayvan modellerinde bildirilmiş olsa da, prosedürün karmaşıklığı ve / veya bu modellerin maliyeti uygulanabilirliklerini sınırlamaktadır. Böylece, tavşan hem ekonomik hem de yeterince büyük bir göze sahip bir orta yol sunar.

Bu ihtiyaca hitap eden çalışmamız, tavşan modelleri için rafine edilmiş bir cerrahi ONC tekniğini tanıtmaktadır. Tavşanlarda ONC tekniğini uygulayarak, hayvan modellerindeki mevcut boşluğu doldurmayı, optik sinir yaralanmaları ve nörodejeneratif hastalıklar hakkındaki anlayışımızı geliştirmeyi ve yeni terapötik stratejiler geliştirmeyi amaçlıyoruz.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu araştırmada Yeni Zelanda beyaz tavşanları (4.4 - 4.8 kg) kullanılmıştır. Hayvan deneylerinin tasarımı, hayvanların oftalmik ve görme araştırmalarında kullanımına ilişkin ARVO yönergelerine bağlı kalmıştır. Stanford Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi bu deneyleri gözden geçirdi ve onay verdi (protokol numarası: APLAC-33781).

1. ONC

  1. Tavşanın prosedür boyunca yeterince sedasyonlu ve ağrısız olduğundan emin olmak için Veteriner Hizmet Merkezi (VSC) yönergelerini izleyerek tavşanı (n = 4) uyuşturun. Kısaca ketamin (30 mg/kg) ve ksilazin (3 mg/kg) deri altından uygulayın.
    NOT: Cerrahi anestezi düzlemi, ayak parmağı sıkışması ve çene tonusu dahil olmak üzere çoklu anestezik derinlik parametrelerinin değerlendirilmesiyle doğrulanır.
  2. Prosedürün başlangıcında, analjezi için deri altından buprenorfin ile uzatılmış salım (0.15 mg / kg) ve daha düzgün iyileşme için maropitan sitrat (2 mg / kg) uygulayın. Sağlığı sağlamak için hayvanın yaşamsal belirtilerini ve anestezik derinliğini her 5-15 dakikada bir izleyin.
  3. Elektrikli ısıtma yastığı veya sirkülasyonlu su battaniyesi gibi bir ısı kaynağı sağlayın ve ayarları vücut sıcaklığına göre yapın.
  4. Anesteziyi gerektiği gibi sürdürmek için yüz maskesi ile% 1-4 izofluran veya% 1-6 sevofluran sağlayın.
  5. İşlemden yaklaşık 5-15 dakika önce proparakain (% 0.5), fenilefrin (% 2.5) ve tropikamid (% 1) göz damlası kombinasyonunu uygulayın.
    NOT: Göz damlaları lokal anestezi ve göz bebeği genişlemesi sağlar27.
  6. Tavşanı, sağ gözü açıkta kalacak şekilde yan yatırın (Şekil 1). Standart aseptik teknik kullanarak sterilizasyon için göz, kirpik ve göz çevresi cildine %5 betadin solüsyonu uygulayın.
  7. Ek lokal anestezi için proparakain göz damlalarını bir kez daha uygulayın.
  8. Steriliteyi korumak için, hayvanı streç film28 ile örtün ve sağ gözün üzerinde küçük bir göz büyüklüğünde açıklık bırakın (Şekil 1).
    1. Masanın alt tarafına yapıştırıldıkları ve steriliteyi engellemedikleri için her bir streç film tabakasının yalnızca üst ve alt kenarlarını tuttuğunuzdan emin olun.
    2. Steril eldiven giyin ve işlem sırasında otoklavlanmış tüm cerrahi aletlerin steril alan içinde kaldığından emin olun. Her hayvan için yeni bir alet seti kullanın.
  9. Gözü nazikçe infraduct etmek için limbusun yakınındaki superior periferik korneadan kısmi kalınlıkta bir kornea traksiyon sütürü (8-0) yerleştirin ve bir tavşanda üstün olarak bulunan optik sinire daha iyi erişim sağlayın (Şekil 2A).
  10. Westcott makası ve 0,12 mm forseps kullanarak saat 10'dan 2'ye kadar konjonktival peritomi (yani kornea etrafındaki konjonktiva kesisi) 29 gerçekleştirin.
  11. Altta yatan üst rektus ve üstün oblik kasları ortaya çıkarmak için Wescott makası kullanarak Tenon'un kapsülünü dikkatlice inceleyin.
  12. Üst kasları izole etmek için bir kas kancası kullanın (Şekil 2B).
  13. Kancalı kasları standart şaşılık teknikleri30 (Şekil 2C) kullanılarak çift kollu bir sütür (8-0) ile sabitleyin. Kısaca dikişi tam kat üst kasların ortasından geçirin ve bir cerrah düğümü kullanarak bağlayın. Daha sonra, iğnenin kısmi kalınlığını kasın uzunluğu boyunca merkezden kas kenarına kadar geçirin. İğneyi backhand ile yükleyin ve kasın alt tarafından ileriye doğru tam kalınlıkta geçirin. İğneyi kavramak için iğne tutucuyu halkadan geçirin.
    NOT: İğneyi çekmek kasın yarısını sıkılaştırır ve kilitler. İkinci iğne daha sonra kasın kalan yarısını ilk yarının ayna görüntüsünde sabitlemek için kullanılır.
  14. Kasları küreden ayırmak için Wescott makası kullanın, kaslara yerleştirilen dikişleri kesmemeye dikkat edin.
  15. Küreyi kornea sütürü ile nazikçe infraduct edin ve kas sütürünü üstünden geri çekerek intrakonal orbital boşluğu ortaya çıkarın (Şekil 2D).
  16. Optik siniri tamamen açığa çıkarmak için çevredeki orbital dokuyu nazikçe künt bir şekilde inceleyin.
    1. Orbitadaki herhangi bir dokuyu kesmeyin ve sadece künt diseksiyon kullanın. Vorteks damarına zarar vermeyin (Şekil 2D).
    2. Gerekirse, optik siniri bulmak ve izole etmek için bir kas kancası kullanın (Şekil 2E).
      NOT: Tavşanın optik siniri biraz üstündür ve beyaz yağ da dahil olmak üzere retro-orbital dokularla çevrilidir. Sinir beyazdır, yaklaşık 1 mm çapındadır. Uzun posterior siliyer arterler, optik sinir başından daha düşük saat 3 ve 9 meridyenleri boyunca uzanır ve siniri lokalize etmek için bir kılavuz görevi görebilir31.
  17. Ezilme yaralanmasına neden olmak için optik siniri 60 saniye boyunca bir iğne tutucu kullanarak kelepçeleyin, ardından görünür bir işaret görünecektir (Şekil 2F,G). Ezilme bölgesi, oftalmik artere zarar vermemek için optik sinir başının yaklaşık 3 mm arkasındadır. Tüm ONC tedavilerinde tutarlı kuvvet uygulanmasını sağlamak için bir kilitleme iğnesi tutucusu kullanın, bu da tavşanlar arasında karşılaştırılabilir optik sinir yaralanmalarına neden olur.
  18. Üst kasları dünya üzerindeki orijinal konumlarına geri getirin (Şekil 2H). İki iğneyi (daha önce üst rektus ve üst eğik kasları sabitlemek için kullanılıyordu) kısmi kalınlıkta orijinal kas girişinden geçirin. Sütürü sıkın ve bir cerrah düğümüyerleştirin 30.
  19. Konjonktivayı kesintili dikişlerle limbusa dikerek işlemi tamamlayın (Şekil 2I).
  20. İşlemin sonunda, analjezi için deri altına ısıtılmış kristaloid sıvılar (10 mL / kg) ve meloksikam (0.5 mg / kg) uygulayın. Ksilazinin etkilerini tersine çevirmek için gaz anestezisini kapatarak ve kas içine atipamezol (0.3 mg / kg) uygulayarak hayvanı kurtarın. İyileşme sırasında deri altından buprenorfin ile uzatılmış salımı (0.15 mg / kg) uygulayın.
  21. Ameliyat sonrası 2-3 günlük dönemde günde bir kez ve gerektiğinde daha fazla deri altına meloksikam (0.5 mg / kg) uygulayın. Ameliyat sonrası 2-3 günlük dönemde ve gerektiğinde ekstra zenginleştirme cihazları (yani oyuncaklar) ve diyet zenginleştirme dahil olmak üzere destekleyici bakım sağlayın.
  22. Gerektiğinde postoperatif dönemde ek deri altı sıvıları uygulayın. Hayvanı ameliyat sonrası ilk üç gün boyunca günde iki kez, daha sonra haftada bir veya daha sonra gerektiği gibi izleyin.

2. Pupiller yanıt

NOT: Görme fonksiyonunu değerlendirmek için, aşağıda açıklanan prosedürleri kullanarak her iki gözün pupilla yanıtını ONC öncesi (-3, -2 ve -1. günler) ve ONC sonrası (+1, +2 ve +3. günler) test edin.

  1. Bir akıllı telefon kamerası kullanarak, düşük ışık (mezopik) koşullarında hem sağ hem de sol gözün fotoğrafını çekin.
  2. Yaklaşık 6 inçlik bir mesafeden doğrudan sağ göze bir kalem ışığı tutun. Gözün fotoğrafını çekin ve ardından aynı işlemi sol göz için de tekrarlayın.
    NOT: Öğrenci tonu 5-10 s içinde sabit olmalıdır.
  3. Görüntü J'yi kullanarak, yakalanan görüntülerden göz bebeği çapının beyaz-beyaz çapa göre oranını bulun.

3. Flaş görsel uyarılmış potansiyeller (VEP)

NOT: Retinadan optik sinire ve görsel kortekse kadar görme yolunun bütünlüğünü değerlendirmek için, aşağıda açıklanan prosedürleri kullanarak karanlık koşullar altında her iki gözden -2. gün ve on sonrası (+7. ve +14. gün) VEP dalga formlarını kaydedin.

  1. VSC yönergelerini izleyerek tavşanı uyuşturun. Kısaca ketamin (15 mg / kg), deksmedetomidin (0.05 mg / kg) ve midazolamı (0.3 mg / kg) intramüsküler olarak uygulayın.
    NOT: Gaz anestezisi VEP sinyalini azaltabilir ve bu nedenle mümkünse kaçınılmalıdır.
  2. Proparakain (% 0.5), fenilefrin (% 2.5) ve tropikamid (% 1) göz damlasının bir kombinasyonunu uygulayın.
  3. Şekil 3A'da gösterildiği gibi belirli yerlere üç subdermal iğne elektrodu yerleştirin: medial kanti arasına (siyah kablolu referans elektrodu), kürek kemiği arasına (yeşil kablolu toprak elektrodu) ve dış oksipital çıkıntıya (kırmızı kablolu kayıt elektrodu)6.
  4. Sol göze bir göz kapağı ekartörü yerleştirin ve herhangi bir ışığa maruz kalmayı engellemek için sağ gözü kapatın.
  5. Bir ışık uyarıcısı yanıp sönerken (3 cd*s/m 2, 8.0 Hz) elde taşınan bir cihaz (Şekil 0.99B,C) kullanarak VEP dalga formlarını kaydedin.
    NOT: Kayıttan önce gürültü seviyesinin < 20 μV olduğundan emin olun.
  6. Bu kayıt işlemini en az üç kez tekrarlayın.
    NOT: Üçlü ölçümlerin ortalaması alınır ve tek bir veri noktası olarak ele alınır.
  7. Sağ göz için de aynı prosedürü uygulayın ve ışığa maruz kalmayı önlemek için sol gözün artık kapalı olduğundan emin olun.
  8. Toplanan VEP dalga formlarından P1 gecikmesini ve genliğini belirleyin. P1 gecikmesi, tipik olarak yaklaşık 60 ms meydana gelen ilk negatif zirveyi (N1) takip eden ilk pozitif zirvenin (P1) zamanı olarak tanımlanır. P1 genliği, P1 ve N1'deki genlikler arasındaki fark olarak hesaplanır.

4. Akson etiketleme ve görüntüleme

  1. ONC'den bir hafta sonra, anterograd akson izleyici kolera toksini B'yi (CTB; Alexa Fluor 488 ile konjuge edilmiş) intravitreal olarak her iki göze (göz başına PBS'de 50 μL 1 μg / μL CTB; steril filtreli) 29 G insülin şırıngası kullanarak enjekte edin.
  2. ONC'den iki hafta sonra, tavşanları intravenöz pentobarbital sodyum (100 mg / kg) ve fenitoin sodyum (12.8 mg / kg) ile ötenazi yapın ve kardiyak oskültasyon ile ölümü doğrulayın.
  3. Göz kürelerini enüklee edin, Westcott makası kullanarak kalan dokuları çıkarın ve küreleri 4 ° C'de 24 saat boyunca% 4 paraformaldehit (PBS cinsinden) içinde sabitleyin.
  4. Göz kürelerini PBS ile 4 saat yıkadıktan sonra, sabit optik sinirleri inceleyin ve uzunlamasına kriyoseksiyon yapın.
  5. Bölümleri PBS ile her biri 5 dakika boyunca 3 kez yıkayın.
  6. PBS'de 4 ', 6-diamidino-2-fenilindol (DAPI; 1: 1.000) içeren bölümü 5 dakika inkübe edin.
  7. Bölümleri PBS ile her biri 5 dakika boyunca 3 kez yıkayın.
  8. Bölümleri montaj ortamına monte edin ve konfokal bir mikroskop kullanarak görüntüleyin.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Görsel işlevi değerlendirmek için, pupiller yanıt, Şekil 4'te gösterildiği gibi, mezopik ve flaş aydınlatma koşulları altında göz bebeği çapının (Şekil 4A'da düz sarı çizgi) beyazdan beyaza çapa (Şekil 4A'da kesikli sarı çizgi) oranı bulunarak ölçüldü. ONC prosedüründen önce, ışığa tepki olarak göz bebeğinde önemli ölçüde daralma gözlendi. Bununla birlikte, ONC'den 1-3 gün sonra, göz bebeği çapı, ONC öncesi aynı öl...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu çalışma, tavşanlarda ONC prosedürünü gerçekleştirmek için ayrıntılı bir protokol sunmakta ve optik sinire erişim için daha az invaziv bir yaklaşımı vurgulamaktadır. Önceki raporlar kapsamlı açıklamalardan, görsel rehberlikten yoksundu veya implantlar, lateral kantotomi ve / veya kemik rezeksiyonu gerektiren daha invaziv tekniklere dayanıyordu 19,20,21,22,23,24,25....

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların herhangi bir çatışması veya rekabet eden mali çıkarları yoktur.

Teşekkürler

Bu çalışma, Ulusal Göz Enstitüsü tarafından K08-EY033407 ve P30-EY026877 hibeleri ve Körlüğü Önleme Araştırmaları kapsamında desteklenmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
8-0 Kaplamalı Vicryl Menekşe Sütür TG140-8 Çift KolluEthiconJ547GOptik sinir ezme prosedürü için kullanılır
Antisedan (atipamezol hidroklorür 5.0 mg / mL çözeltisi)ZoetisNDC: 54771-6293Operatif uygulama için kullanılır
Bonn Bağlama Forseps Açılı Uç 0.2mm, TitanyumTitan MedicalTMF502Optik sinir ezme prosedürü
için kullanılırCastroviejo İğne Tutucu Kavisli, TitanyumTitan MedicalTMH105Optik sinir ezme prosedürü için kullanılır
Castroviejo Dikiş Forseps 1x2 0.12mm Düz, TitanyumTitan MedicalTMF411Optik sinir ezme prosedürü için kullanılır
Cerenia (maropitant sitrat 10 mg / mL çözeltisi)ZoetisNDC: 54771-8179Operatif uygulama için kullanılır
Tek Kullanımlık Paslanmaz Çelik Subdermal İğne ElektrotlarNatus019-476600Görsel uyarılmış potansiyel testi için kullanılır
Euthasol (390 mg / mL pentobarbital sodyum ve 50 mg / mL fenitoin sodyum)VirbacNDC: 51311-050Ötenazi için kullanılır
Graefe Kas Kancası, TitanyumTitan MedicalTME133Optik sinir ezme prosedürü için kullanılır
İnsülin Şırıngası 1/2 mL, 29 G, 1/2 "Monoject 8881600350İntravitreal enjeksiyon için kullanılır
Jameson Kas KancasıTitan MedicalTME122Optik sinir ezme prosedürü için kullanılır
McPherson Bağlama Forseps Düz Uç 0.2mm, TitanyumTitan MedicalTMF501Optik sinir ezme prosedürü için kullanılır
Normosol-R (dengeli elektrolitlerin izotonik çözeltisi; kristaloid sıvı)ICU Medical Inc.NDC: 0990-7670Operatif uygulama için kullanılır
Ofloksasin Oftalmik Çözelti% 0.3Bausch & Lomb60505-0560-0Ameliyat sonrası uygulama için kullanılır
Olympus FLUOVIEW FV3000OlympusFLUOVIEW FV3000Konfokal lazer tarama mikroskobu
Fenilefrin HCl %2.5 Oftalmik ÇözeltiBausch & Lomb82260-102-10Ameliyat öncesi uygulama için kullanılır
ProLong Gold Antifade MountantInvitrogen P36934Montaj ortamı
Proparakain HCl %0,5 Oftalmik SolüsyonBausch & Lomb24208-730-06Ameliyat öncesi uygulama için kullanılır
RETeval Görsel Elektrodiagnostik CihazLKC Technologies, Inc.RETevalGörsel uyarılmış potansiyel testi için kullanılır
Tropicamide %1.0 Oftalmik SolüsyonBausch & Lomb24208-585-64Ameliyat öncesi uygulama için kullanılır
Westcott Makas KavisliTitan MedicalTMS401Optik sinir ezme prosedürü için kullanılır

Kaynaklar

  1. Chierzi, S., Strettoi, E., Cenni, M. C., Maffei, L. Optic nerve crush: Axonal responses in wild-type and bcl-2 transgenic mice. J Neurosci. 19 (19), 8367-8376 (1999).
  2. Tang, Z., et al. An optic nerve crush injury murine model to study retinal ganglion cell survival. J Vis Exp. (50), e2685(2011).
  3. Tan, H. -B., et al. Evaluation of a partial optic nerve crush model in rats. Exp Ther Med. 4 (3), 401-404 (2012).
  4. Bramblett, G. T., Harris, J. N., Scott, L. L., Holt, A. W. Traumatic optic nerve injury elevates plasma biomarkers of traumatic brain injury in a porcine model. J Neurotrauma. 38 (8), 1000-1005 (2020).
  5. Zhang, Y., et al. Cold protection allows local cryotherapy in a clinical-relevant model of traumatic optic neuropathy. Elife. 11, e75070(2022).
  6. Heng, K., et al. Bdnf and camp are neuroprotective in a porcine model of traumatic optic neuropathy. JCI Insight. 9 (3), e172935(2024).
  7. Benowitz, L. I., Yin, Y. Optic nerve regeneration. Arch Ophthalmol. 128 (8), 1059-1064 (2010).
  8. Li, Y., Struebing, F. L., Wang, J., King, R., Geisert, E. E. Different effect of sox11 in retinal ganglion cells survival and axon regeneration. Front Genet. 9, 633(2018).
  9. Zhang, Y., et al. In vivo evaluation of retinal ganglion cells and optic nerve's integrity in large animals by multi-modality analysis. Exp Eye Res. 197, 108117(2020).
  10. Boia, R., et al. Neuroprotective strategies for retinal ganglion cell degeneration: Current status and challenges ahead. Int J Mol Sci. 21 (7), 2262(2020).
  11. Cameron, E. G., et al. Optic nerve crush in mice to study retinal ganglion cell survival and regeneration. Bio Protoc. 10 (6), e3559(2020).
  12. Zhang, Z. -Y., et al. Promotion of axon regeneration and protection on injured retinal ganglion cells by rcxcl2. Inflamm Regen. 43 (1), 31(2023).
  13. Suter, T. aC. S., Wang, J., Meng, H., He, Z. Utilizing mouse optic nerve crush to examine cns remyelination. STAR Protoc. 2 (3), 100796(2021).
  14. Ross, A. G., et al. Rescue of retinal ganglion cells in optic nerve injury using cell-selective aav mediated delivery of sirt1. Gene Ther. 28 (5), 256-264 (2021).
  15. Yue, J., et al. Cell-specific expression of human sirt1 by gene therapy reduces retinal ganglion cell loss induced by elevated intraocular pressure. Neurotherapeutics. 20 (3), 896-907 (2023).
  16. Pazos, M., et al. Rat optic nerve head anatomy within 3d histomorphometric reconstructions of normal control eyes. Exp Eye Res. 139, 1-12 (2015).
  17. Bozkir, G., Bozkir, M., Dogan, H., Aycan, K., Güler, B. Measurements of axial length and radius of corneal curvature in the rabbit eye. Acta Med Okayama. 51 (1), 9-11 (1997).
  18. Loiseau, A., Raîche-Marcoux, G., Maranda, C., Bertrand, N., Boisselier, E. Animal models in eye research: Focus on corneal pathologies. Int J Mol Sci. 24 (23), 16661(2023).
  19. Pellegrino, R. G., Ritchie, J. M. Sodium channels in the axolemma of normal and degenerating rabbit optic nerve. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 222 (1227), 155-160 (1984).
  20. Mantyh, P. W., et al. Substance p receptor binding sites are expressed by glia in vivo after neuronal injury. Proc Natl Acad Sci. 86 (13), 5193-5197 (1989).
  21. Mantyh, P., et al. Beta 2-adrenergic receptors are expressed by glia in vivo in the normal and injured central nervous system in the rat, rabbit, and human. J Neurosci. 15 (1), 152-164 (1995).
  22. Yu, J., Luan, X., Lan, S., Yan, B., Maier, A. Fasudil, a rho-associated protein kinase inhibitor, attenuates traumatic retinal nerve injury in rabbits. J Mol Neurosci. 58 (1), 74-82 (2016).
  23. Xue, F., et al. Morphological and functional changes of the optic nerve following traumatic optic nerve injuries in rabbits. Biomed Rep. 4 (2), 188-192 (2016).
  24. Wang, D., et al. Localized co-delivery of cntf and fk506 using a thermosensitive hydrogel for retina ganglion cells protection after traumatic optic nerve injury. Drug Deliv. 27 (1), 556-564 (2020).
  25. Rogers, S. D., et al. Endothelin b receptors are expressed by astrocytes and regulate astrocyte hypertrophy in the normal and injured cns. Glia. 41 (2), 180-190 (2003).
  26. Levkovitch-Verbin, H., et al. Optic nerve transection in monkeys may result in secondary degeneration of retinal ganglion cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (5), 975-982 (2001).
  27. Lodhi, S. A. K., Ramsali, M. V., Kulkarni, D. K., Surender, P., Murty, S. Safety of tropicamide and phenylephrine in pupillary mydriasis for cataract surgery. Saudi J Ophthalmol. 35 (2), 108-111 (2021).
  28. Emmer, K. M., Celeste, N. A., Bidot, W. A., Perret-Gentil, M. I., Malbrue, R. A. Evaluation of the sterility of press'n seal cling film for use in rodent surgery. J Am Assoc Lab Anim Sci. 58 (2), 235-239 (2019).
  29. Sami, D. A. Conjunctival incisions for strabismus surgery: A comparison of techniques. Tech Ophthalmol. 5, 125-129 (2007).
  30. Coats, D. K., Olitsky, S. E. Strabismus surgery and its complications. , Springer. (2007).
  31. Chiang, B., Kim, Y. C., Edelhauser, H. F., Prausnitz, M. R. Circumferential flow of particles in the suprachoroidal space is impeded by the posterior ciliary arteries. Exp Eye Res. 145, 424-431 (2016).
  32. Davis, F. A. The anatomy and histology of the eye and orbit of the rabbit. Trans Am Ophthalmol Soc. 27, 400-402 (1929).
  33. Peiffer, R. L., Pohm-Thorsen, L., Corcoran, K. The biology of the laboratory rabbit (second edition). , Academic Press. San Diego. 409-433 (1994).
  34. Xu, J., et al. Gene editing in rabbits: Unique opportunities for translational biomedical research. Front Genet. 12, 642444(2021).
  35. Zernii, Y. E., et al. Rabbit models of ocular diseases: New relevance for classical approaches. CNS Neurol Disord Drug Targets. 15 (3), 267-291 (2016).
  36. Del Amo, E. M., Urtti, A. Rabbit as an animal model for intravitreal pharmacokinetics: Clinical predictability and quality of the published data. Exp Eye Res. 137, 111-124 (2015).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Oftalmik CerrahiOptik N ropatiG rsel Uyand r lm PotansiyellerPupiller Yan tAkson zlemeFloresan G r nt lemeOptik Sinir YaralanmasN rodejeneratif Hastal klar
Bir tavşan modelinde optik sinir ezilmesine yönelik cerrahi bir yaklaşım
Bize ulaşın
Kütüphaneye tavsiye et

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Telif hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.