Yöntem makalesi

Labirentektomi Sırasında Fizyolojik Koşullar Altında Vestibüler Uç Organların Çıkarılması

1.3K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/67523

⸱

29 Kasım 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Otolaryngology - Head & Neck Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Solomon H. Snyder Department of Neuroscience, Johns Hopkins University School of Medicine, 3Department of Functional Anatomy and Evolution, Johns Hopkins University School of Medicine

Bu makalede

Özet

Burada, labirentektomi sırasında fizyolojik koşullar altında insan vestibüler uç organlarının toplanması ve bunların immün boyama kullanılarak analizi için bir teknik tanımlanmıştır.

Özet

Yaşayan insan iç kulağını incelemek zordur çünkü biyolojik dokuya erişimi sınırlayan yoğun otik kapsül kemiği ile kaplıdır. Geleneksel temporal kemik histopatolojisi yöntemleri, 9-10 ay süren ve RNA bozunması nedeniyle mümkün olan doku analizi türlerini azaltan uzun, pahalı dekalsifikasyon protokollerine dayanır. Ménière hastalığı gibi otolojik hastalıkları hücresel ve moleküler düzeyde daha iyi anlamak için taze insan iç kulak dokusuna erişmek için yöntemler geliştirmeye kritik bir ihtiyaç vardır. Bu makale, fizyolojik koşullar altında canlı bir donörden insan vestibüler uç organlarının toplanması için bir tekniği açıklamaktadır. Ménière hastalığı olan ve intratimpanik gentamisin enjeksiyonuna dirençli 'damla atakları' olan bir kişiye labirentektomi uygulandı. İlk olarak geleneksel bir mastoidektomi uygulandı ve yatay ve superior yarım daire kanalları (SCC) tanımlandı. Mastoid kavite, hücresel bütünlüğü korumak için labirentin daha fizyolojik koşullar altında açılabilmesi için dengeli bir tuz çözeltisi ile dolduruldu. Batık mastoid boşluğu görselleştirmek için lens temizleme kılıf irrigasyon sistemi ile uyumlu sıfır derecelik bir endoskop kullanıldı ve yatay ve üst SCC'leri iskeletleştirmek ve açmak için 2 mm'lik bir elmas çapak kullanıldı, ardından vestibül geldi. Üst ve lateral SCC'ler için ampullalar ve kanal kanallarının bir kısmı hasat edildi. Utrikül de benzer şekilde hasat edildi. Hasat edilen doku hemen buz gibi soğuk bir tampona yerleştirildi ve daha sonra fosfat tamponlu salin (PBS) içinde% 4 paraformaldehit içinde bir saat boyunca sabitlendi. Doku 1x PBS'de birkaç kez durulandı ve 4 ° C'de 48 saat boyunca saklandı. Doku örneklerine tenascin-C (Kaliks), onkomodulin (streolar kıl hücreleri), kalretinin (Kaliks ve Tip II kıl hücreleri), sinaptik vezikül proteini 2 (efferent lifler ve boutonlar), β-tubulin 1 (Kaliks ve afferent boutonlar) karşı primer antikorların bir kombinasyonu ile immün boyama uygulandı ve ardından florofor konjuge ikincil antikorlarla inkübasyon yapıldı. Doku örnekleri daha sonra durulandı ve konfokal mikroskopi incelemesi için monte edildi. Görüntüler, ampuller ve makula saç hücrelerinin ve nöral yapıların varlığını ortaya çıkardı. Bu protokol, canlı donörlerden sağlam, yüksek kaliteli insan iç kulak dokusunun toplanmasının mümkün olduğunu ve otolojik hastalıkların incelenmesi için önemli bir araç sağlayabileceğini göstermektedir.

Giriş

Yaşayan insan iç kulağı, temporal kemiğin yoğun otik kapsül kemiği içindeki konumu nedeniyle incelenmesi zordur. Sonuç olarak, insan iç dokusuna erişim sınırlı olmuştur ve araştırmacılar esas olarak ölüm sonrası doku hasadına güvenmişlerdir. Post-mortem temporal kemik histopatolojisi (TBH), 100 yılı aşkın bir süredir insan otolojik hastalığını anlamak için kritik bir araç olmuştur 1,2,3. TBH için doku, temporal kemiğin ölüm sonrası hasadı, uzun bir (9-10 ay) dekalsifikasyon ve doku hazırlama süreci ve ardından hematoksilen ve eozin boyaması ile hazırlanır. TBH, sağlıklı ve hastalıklı insan iç kulağı hakkında yeni bilgileri ortaya çıkarmak için önemli bir araç olmaya devam edecek olsa da, uzun ölüm sonrası süreler ve uzun ve sert doku işleme yöntemleri, insan iç kulak dokusunu incelemek için ek yöntemler gerektirerek belirli amaçlar için faydasını sınırlar. Yüksek çözünürlüklü manyetik rezonans görüntüleme, iç kulak organlarını görselleştirebilir ancak yapıları hücresel veya moleküler düzeyde görüntülemek için yeterli çözünürlüğe sahip değildir 4,5. Bu zorluklar nedeniyle, birçok insan iç kulak hastalığı tam olarak anlaşılamamıştır.

Alternatif bir yaklaşım, ameliyat sırasında iç kulak dokusunun alınmasıdır. Labirentektomi veya translabirent vestibüler schwannoma rezeksiyonu sırasında, iç kulak dokuları kasıtlı olarak feda edilir. Translabirentin vestibüler schwannoma rezeksiyonu sırasında hastalardan toplanan utriküller, vestibüler saç hücresi morfolojisini 6,7,8 karakterize etmek ve saç hücresi rejenerasyonunuincelemek için kullanılmıştır 9,10. Daha yakın zamanlarda, minimal doku travması ile genişletilmiş oval bir pencereden utrikül ve potansiyel olarak diğer vestibüler uç organları çıkarmak için kullanılabilecek bir transkanal yaklaşım kullanılarak organ bağışçılarından iç kulak organlarının toplanması için teknikler geliştirilmiştir11,12. Bu tekniği kullanarak, insan utrikülü13 için tek hücreli transkriptomik profilleri karakterize etmek mümkün olmuştur. Bununla birlikte, bu teknikler hasat sırasında iç kulak organlarını fizyolojik olmayan koşullara maruz bırakır. Spesifik olarak, iç kulak organları, perilenfatik sıvının yokluğuna ve perilenfatik sıvıdan önemli ölçüde farklı bir iyon bileşimine sahip olan normal tuzlu matkap irrigasyonuna daldırmaya maruz kalabilir. Ayrıca, susuz kalmış membranöz labirentin, ameliyat mikroskobunun maksimum büyütülmesiyle bile görselleştirilmesi zordur, bu da atravmatik cerrahi diseksiyonu zorlaştırır. Mekanik travma dokuya daha fazla zarar verebilir ve anekdot deneyimimiz, cerrahi dokunun mekanik hasar ve hücresel dejenerasyon nedeniyle genellikle yetersiz immün boyama kalitesine sahip olduğunu göstermektedir. Yeterince anlaşılamayan insan iç kulak hastalıklarını aydınlatabilecek biyolojik çalışmalar için insan iç kulak dokusunu atravmatik olarak toplamak için yeni tekniklere ihtiyaç vardır. Burada, labirentektomi sırasında insan vestibüler uç organlarının daha fizyolojik koşullar altında toplanması ve bunların immün boyama kullanılarak analizi için bir sualtı tekniğini açıklıyoruz.

Protokol

Bu protokol, Johns Hopkins Üniversitesi Tıp Fakültesi'nin (IRB00203441) kurumsal inceleme kurulunun (IRB) onayı ile ve insan dokusu ve potansiyel olarak bulaşıcı materyal kullanımına ilişkin kurumsal politikalara göre geliştirilmiştir. Doku toplanması, inatçı Ménière hastalığı için damla atakları için standart klinik bakımın bir parçası olan labirentektomi sırasında gerçekleştirildi.

1. Labirentektomi ve doku toplama

  1. Bu protokolü kullanmadan önce yerel kurumsal inceleme kurulu (IRB) kurulu onayı alın, insan ve bulaşıcı materyalin kullanımına ilişkin kurumsal politikaları gözden geçirin ve doku bağışı için onay alın. Standart klinik bakımın bir parçası olan iç kulak yoluna cerrahi labirentektomi veya translabirent yaklaşımı sırasında doku toplama işlemi yapın.
  2. Hastayı hazırlayın.
    1. Anestezi indüksiyonundan önce, fasiyal sinirin izlenebilmesi için anestezi ekibiyle uzun etkili felçten kaçınmayı tartışın.
    2. Genel anestezi uygulandıktan sonra hastayı entübe edin ve ameliyat masasını 180° döndürün. Fasiyal sinir izleme elektrotlarını yerleştirin ve ameliyat öncesi antibiyotik profilaksisinin uygulandığından emin olun.
    3. Dış kulak yoluna ve postauricular alana 1: 100.000 epinefrin ile% 1 lidokain enjekte edin. Betadin kullanarak kulağı standart şekilde hazırlayın.
  3. Postauriküler kıvrımın 1 cm arkasında standart (5-6 cm) postauriküler eğrisel bir insizyon oluşturmak için # 15 bıçak kullanın.
  4. Postauricular yumuşak dokuyu kaldırın.
    1. Temporalis fasyayı üst kısımda tanımlayın ve postauricular cilt flebini kulak kanalına doğru öne doğru kaldırın.
    2. Standart 7 şekilli bir periosteal insizyon oluşturun ve Henle'nin omurgası ve kemikli kulak kanalı tanımlanana kadar periosteuumu öne doğru yükseltin. Kendi kendini yeniden eğiten ekartörleri yerleştirin.
  5. Mastoidektomi yapın.
    1. Tam bir mastoidektomi yapın, tegmeni süperiorda, sigmoid sinüsü posteriorda tanımlayın ve dış kulak kanalını anteriorda inceltin.
    2. Yatay yarım daire kanalını ve incus'un kısa sürecini tanımlayın.
      NOT: Mastoid, su altı dokusu toplama için sıvı tutabilen bir kap olarak kalmasını sağlamak için soslanmamalıdır.
  6. Yarım daire biçimli kanalları (SC) tanımlayın.
    1. Ameliyat mikroskobu altında (2-4x büyütme), superior SC'nin lateralindeki perilabirent hava hücrelerini, subarküat hava hücrelerini ve posterior SC'nin arkasındaki retro-labirent hava hücrelerini çıkarmak için 3 mm'lik kaba bir elmas çapak kullanın.
  7. Labirenti batırın.
    1. Mastoid boşluğu dengeli bir tuz çözeltisine (BSS) batırın ve lens temizleme kılıfı sulama sistemi ile sıfır derecelik bir endoskop kullanarak labirenti görselleştirin.
    2. Mastoid boşluğu BSS ile sulamak, kanı yıkamak ve labirentin daha iyi görüntülenmesini sağlamak için lens temizleme kılıfı sulama sistemini kullanın.
  8. Mavi çizgi' SC'leri.
    1. Mastoid boşlukta yeterli bir BSS seviyesini korurken ve görselleştirme için endoskopu kullanırken, yarım daire biçimli kanal endoskopla görüntülendiğinde mavimsi bir çizgi olarak görünene kadar otik kapsül kemiğini dikkatlice delerek üç yarım daire biçimli kanalın tümünü 'mavi çizgi' için 3 mm'lik bir elmas çapak kullanın.
    2. Şekil 1'de gösterildiği gibi, kanı yıkamak ve yeterli görselleştirme elde etmek için sulama sistemini kullanarak BSS solüsyonu ile aralıklı olarak sulama yapın.
  9. SC ampullalarını hasat edin.
    1. BSS altında, yanal yarım daire biçimli kanalın kubbesine girin ve ampullaları tanımlanana kadar bunu öne doğru takip edin. Superior SC'ye girin ve bunu, superior SC'nin ampullaları ile hasat edilebilecek olan ampullalarına doğru medial olarak takip edin. Çıkarmayı kolaylaştırmak için yanal SC kanalını keskin bir şekilde kesin.
    2. Bir Rosen iğnesi kullanarak yatay ve üstün SC ampullalarını crista'dan yükseltin ve afferent lifleri epitel ve membranöz labirentten ayırın. Ardından, bu yapıları kaldırın.
    3. Posterior SC'nin kubbesini kesin ve bunu ampullalarına kadar inferior ve anterior olarak takip edin. Benzer şekilde, posterior SC ampullalarını toplayın ve BSS'deki tüm dokuyu buz üzerine yerleştirin.
  10. Makulayı hasat edin.
    1. Girişi ortaya çıkarmak için yatay ve posterior SC ampullalar arasındaki kemiği çıkarın. Utrikülün membranöz duvarları, ampullaların çıkarılmasıyla yırtılmış olacaktır. Bir sıvı seviyesi korunduğu sürece, makulalar öne doğru bağlı kalacaktır; yükseltin ve çıkarın.
    2. Sakkül, küresel girintinin içine oturur; Keskin bir şekilde yükseltin ve girintiden çıkarın. Benzer şekilde, doku örneklerini BSS'ye buz üzerine yerleştirin.
  11. Buz üzerindeki doku örneklerini hasattan sonraki 1 saat içinde fiksasyon için ameliyathaneden laboratuvara taşıyın.

2. İmmünohistokimya ve görüntüleme

  1. Örneği düzeltin.
    1. Doku örneğini %4 paraformaldehit (PFA) içinde 1x fosfat tamponlu salin (1x PBS) içinde oda sıcaklığında (RT) 1 saat boyunca hafif sallanma veya yörünge sallama (100 rpm) ile yerleştirin.
      NOT: %4 PFA çözeltisi (toplam 5 mL için): 625 mL %32 PFA stok çözeltisi + 500 mL 10xPBS + 3875 mL ddH2O.
  2. Doku örneklerini 1x PBS çözeltisine aktarın ve RT'de hafif sallama veya orbital çalkalama ile 3x 15 dakika (veya gerekirse daha uzun) durulayın.
  3. RT'de 1x PBS'de diseksiyon mikroskobu altında fazla bağ dokusunu çıkarın.
  4. Numuneyi kireçten arındırın.
    1. Duyusal epiteli ince kemik kalıntılarından ve otokoniden temizlemek için doku örneklerini 1x PBS çözeltisinde% 5 etilendiamintetraasetik aside (EDTA) aktarın. RT'de 15-30 dakika inkübasyon yapın, hafif sallama veya orbital sallama ile.
  5. Yine, doku örneklerini 1x PBS solüsyonuna aktarın ve RT'de 3x 15 dakika (veya gerekirse daha uzun) hafif sallama veya orbital çalkalama ile durulayın.
  6. Her numuneye 125-200 mL 2x bloke edici tampon (2x BB) uygulayın ve RT'de 1.5-5 saat veya 4 ° C'de gece boyunca (AÇIK) inkübe edin. İnkübasyonu sabit yörünge sallaması altında çalıştırın.
    NOT: 2x Bloke edici tampon (2x BB): % 0.5 Triton X-100 ile desteklenmiş 5 mL'ye kadar 1x PBS içinde çözülmüş 1 g sığır serum albümini (BSA). BSA, spesifik olmayan antijen bağlanma bölgeleri için bloke edici ajan olarak hizmet eder.
  7. Birincil antikorları kullanarak boyayın.
    1. İstenilen seyreltmeye 1x BB içinde çözünmüş 120-150 mL primer antikor kombinasyonu uygulayın. 1:200 seyreltmede (2.5 μg/mL) tavşan anti-tenascin-C antikorları, 1:200 seyreltmede (2.5 μg/mL) keçi anti-onkomodülin antikorları, 1:300 seyreltmede fare anti-kalretinin (2.2 μg/mL) ve 1:1000 seyreltmede (1 μg/mL) DAPI uygulayın. Ardından, numuneyi (üstü kapalı) ON inkübasyonu için hafif orbital çalkalama altında 4 °C'ye (buzdolabı veya soğuk oda) aktarın.
      NOT: 1x BB: %0,5 Triton X-100 ile desteklenmiş eşit hacimde 2x BB ve 1x PBS'yi karıştırın.
  8. Doku örneklerini 1x PBS solüsyonunda, 3x 15 dakika (veya gerekirse daha uzun), RT'de hafifçe sallayarak durulayın.
  9. İkincil antikor kullanarak boyayın.
    1. 1:2000 seyreltmede (1 μg/mL) 1x BB içinde çözünmüş florofor konjuge ikincil antikorların bir kombinasyonunun 120-150 mL'sini uygulayın. 488 nm konjuge anti-tavşan ikincil antikoru, 568 nm anti-fare ikincil antikoru ve 647 nm anti-keçi ikincil antikoru uygulayın.
    2. Ardından, numuneyi (üstü kapalı) RT'de 1.5-2 saat (veya 4 °C'de AÇIK) hafif yörünge çalkalama altında inkübe edin.
  10. Doku örneklerini 1x PBS solüsyonunda, 3x 15 dakika (veya gerekirse daha uzun), RT'de hafifçe sallayarak durulayın.
  11. Mikrodiseksiyon ve montaj yapın.
    1. Diseksiyon mikroskobu altında, duyusal vestibüler epitel çevresindeki fazla doku ve zarları çıkarın. Bir cam histoloji slaytının yüzeyini temizlemek için %70 etanol kullanın, havayla kurutun ve uygun montaj ortamından 55 mL'lik bir damla uygulayın.
    2. Duyusal doku örneklerini montaj ortamına aktarın. Numuneleri, saç demeti montaj ortamında yukarı bakacak şekilde nazikçe yönlendirmek için ince forseps kullanın.
    3. Hava kabarcıklarını sınırlamaya çalışarak, numuneleri içeren montaj ortamının üzerine uygun boyutta bir kapak camını nazikçe yerleştirin. Kapak camının konfokal mikroskopi için gerekli olan # 1.5 kalınlık derecesinde olduğundan emin olun.
    4. Montaj ortamının sertleşmesine izin vermek için kızakları karanlık bir alana (örn. bir tezgah çekmecesi) yerleştirin. Şeffaf oje kullanarak kapak camını slayta kapatın ve konfokal mikroskopla incelemeden önce karanlık bir alanda kurumasını bekleyin. Daha sonra, mühürlü slaytları karanlıkta (slayt klasörünün slayt kutusu) görüntülemeye kadar 4°'de saklayın.
  12. Numuneyi görüntülemek için 488 nm ve 657 nm kanallarla 40x-100x büyütmede konfokal bir mikroskop kullanın.

Sonuçlar

Bu teknik kullanılarak insan utrikülü, lateral ve superior kanal ampullaları minimal travma ile sağlam olarak çıkarıldı (Şekil 2). Şekil 2'de görülebileceği gibi, ampullalar membranöz kanalın önemli bir kısmı ile hasat edilebilir. Anti-tenascin-C (hücre dışı matriks proteini) ve anti-onkomodülin (parvalbümin protein ailesinin küçük kalsiyum bağlayıcı proteini) ile immünofloresan işaretleme, sağlam tip 1 vestibüler saç hücreleri gösterdi (Şekil 3). Saç hücresi yoğunluğu 10.000μm2'de 82 idi. Bu sonuçlar, bu tekniğin nöroepitele minimum travma ile insan iç kulak dokusunun toplanması için faydasını göstermektedir.

figure-results-1
Şekil 1: Cerrahi kurulumun çizimi. Cerrahi düzeneğin çizimi: Sol mastoid boşluk, lateral, superior ve posterior yarım daire kanallarıyla gösterilmiştir. Mastoid boşluk dengeli tuz çözeltisine batırılır ve mastoid boşluğu görselleştirmek için sıfır dereceli bir endoskop kullanılırken, labirenti açmak için bir elmas matkap kullanılır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-2
Resim 2: Membranöz labirent. Hasat edilen (A) insan utrikülü ve lateral ve (B) superior kanal ampullaları 5x büyütmede ışık stereomikroskop altında tarandı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-3
Şekil 3: Utrikül. Konfokal mikroskopla çekilen 40x büyütmede insan utrikülünün immünofloresan etiketlemesinin maksimum yoğunluk projeksiyonları. Kaliks sinaptik yarıklar, anti-tenascin-C antikorları (yeşil) ile işaretlenir. Tip 1 vestibüler hücreler anti-onkomodülin (kırmızı) ile boyanır. Ölçek çubuğu: 50 μm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışma

Bu makale, BSS'de vestibüler uç organların endoskoplar kullanılarak su altında toplanması ve bunların immünofloresan görüntüleme kullanılarak analizi için yeni bir tekniği açıklamaktadır. Burada, sağlam vestibüler saç hücreleri ve başarılı immünoetiketleme için yeterli doku kalitesi ile sağlam vestibüler uç organların hasadını gösteriyoruz. Örneğimizdeki saç hücresi yoğunluğu, canlı organ bağışçılarından yapılan diğer çalışmalarda elde edilenlere benzerdi13. Bildiğimiz kadarıyla, bu, yakın fizyolojik koşulların korunmasına izin veren vestibüler son organ toplama için bir sualtı tekniğinin ilk raporudur. Bu, labirent tıkanması için açılırken fizyolojik koşulları korumak için BSS kullanan üstün yarım daire kanal ayrışması onarımı için bir sualtı tekniğinin bir uyarlamasıydı14,15.

Bu çalışma, labirentektomi veya vestibüler schwannoma rezeksiyonu 6,7,8 sırasında vestibüler organları toplamak için geliştirilen önceki teknikleri ve canlı organ bağışçılarından11,12 genişletmektedir. Sualtı tekniği, mastoidektomiyi takiben labirentin benzer şekilde açıldığı vestibüler schwannoma rezeksiyonuna kolayca uyarlanabilir. Canlı organ donörlerinden vestibüler uç organların toplanması sınırlı olarak ve transkanal yaklaşımla gerçekleştirilmiştir12. Bu transkanal yaklaşım, vestibüler son organ çıkarılmasından önce kulak zarının ve kemikçiklerin çıkarılmasına ve oval pencerenin genişletilmesine dayanır. Canlı organ bağışçılarından doku toplama, hastanın yatağının başında anestezi ile paylaşılan sınırlı bir alanda nakil cerrahisi ekibiyle aynı anda çalışmayı gerektirir. Burada sunulan tekniğin, canlı organ bağışı sırasında vestibüler son organ toplamanın zaman ve mekan kısıtlamalarına uyarlanması olası değildir. Bununla birlikte, bu teknik, oval pencereden gerçekleştirilmesi zor olan yarım daire kanallarının ampullalarının kolayca açığa çıkarılması ve hasat edilmesi avantajını sunar.

İnsan iç kulak dokusunun incelenmesi, çoğu idiyopatik kalan iç kulak bozukluklarının patofizyolojisini aydınlatmak için kritik öneme sahip olacaktır. Örneğin, Ménière hastalığı otolojik kliniklerde yaygın olarak karşılaşılmaktadır, ancak etiyolojisi bilinmemektedir ve kanıtlanmış bir tedavi seçeneği yoktur16,17. Mekansal transkriptomik ve immünofloresan görüntüleme gibi teknikler, iç kulak hastalığına ışık tutmak için heyecan verici bir fırsat sunmaktadır ve şimdiye kadar sadece sınırlı bir şekilde kullanılmıştır. Korunmuş iç kulak organlarını toplama yöntemleri, daha yeni moleküler tekniklerin kullanılması için bir fırsat sağlar ve standart TBH'ye yararlı bir ek sunabilir. Burada tarif edilen yöntem sadece immünofloresan boyama için kullanılmış olsa da, bu dokunun mekansal transkriptomik için yeterli kalitede olacağına inanıyoruz.

Bu protokolün ana sınırlaması, kolayca bulunabilen cerrahi malzemeye dayanmasıdır. Labirentektomi şu anda Ménière hastalığı için nadiren kullanılan bir tedavi yöntemidir ve yoğun sevk merkezleri bile yılda bu prosedürlerden sadece birkaçını gerçekleştirebilir. Translabirentin vestibüler schwannoma rezeksiyonu daha sık yapılır; Bununla birlikte, bu teknik zaten uzun bir prosedüre zaman katabilir. Mastoid boşluğun suya batırılması ve kanalların su altında açılmasının cerrahiye yaklaşık 30 dakika eklediğini tahmin ediyoruz. Ayrıca, bu teknik kullanılarak elde edilen doku kalitesini labirentektomi veya vestibüler schwannoma rezeksiyonu sırasında standart vestibüler organ hasadı ile karşılaştıran yan yana bir analiz henüz yapılmamıştır, çünkü böyle bir analizin tek bir donörden alınan doku ile yapılması mümkün değildir. Mikroskopi ve diğer teknikler için organ toplama sırasındaki koşulların doku kalitesi üzerindeki etkisini belirlemek için daha fazla araştırmaya ihtiyaç vardır.

Özet olarak, labirentektomi sırasında vestibüler uç organların su altında toplanması için yeni bir teknik ve korunmuş vestibüler saç hücreleri ve nöral kontaklar ile yüksek kaliteli doku örnekleri verme kabiliyeti açıklanmaktadır. Bu teknik, normal fizyolojik koşullara mümkün olduğunca yakın bir ortamda doku toplanmasına izin verir ve insan iç kulağını incelemek için yararlı bir araç sağlayabilir.

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Mohamed Lehar'a bu projedeki yardımları için teşekkür ederiz. Bu çalışma Ulusal Sağırlık ve Diğer İletişim Bozuklukları Enstitüsü (U24DC020850) tarafından desteklenmiştir.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
10x Fosfat Tamponlu Tuzlu SuStoku Sigma-AldrichP5493
%32 Paraformaldehit Stok ÇözeltisiThermoFisher Scientific50-980-495
Alexa Fluor 488 Anti-Tavşan İkincil AntikorJackson İmmünoresearch111545144
Alexa Fluor 568 Anti-Fare İkincil AntikorJackson İmmünoresearch115575146
Alexa Fluor 647 Anti-Keçi İkincil AntikoruJackson İmmünoresearch705607003
Dengeli Tuz ÇözeltisiThermoFisher Scientific14040117
Sığır Serumu AlbüminiSigma-Aldrich10711454001
Konfokal mikroskopNikon A1 A1
Kapak camı (18 mm x 18 mm, kalınlık #1.5 )Corning 2850-18
Endo-Scrub 2 Lens Temizleme KılıfıMedtronicIPCES2SYSKIT
Etilendiamintetraasetik (EDTA) AsitÇözeltisi Sigma-AldrichE8008
Keçi Anti-onkomodülin AntikoruR & D SistemleriAF6345
Hopkins 0 Derece TeleskopKarl Storz
Fare Anti-kalretinin AntikoruBD Biosciences610908
ProLong Altın antifade reaktifiInvitrogenP10144
Tavşan Anti-tenasin C AntikoruMilliporeAB19013
Triton X-100Sigma-Aldrich9036-19-5

Kaynaklar

  1. Monsanto, R. D. C., Pauna, H. F., Paparella, M. M., Cureoglu, S. Otopathology in the United States: History, Current Situation, and Future Perspectives. Otol Neurotol. 39 (9), 1210-1214 (2018).
  2. Nager, G. T. Pathology of the Ear and Temporal. , Williams and Wilkins Pubs. Baltimore, MD. (1993).
  3. Schuknecht, H. Pathology of the Ear. , Lea and Febiger Pubs. Philadelphia, PA. (1993).
  4. Swartz, J. D., Loevner, L. A. Imaging of the Temporal Bone. , 4th edition, Thieme Medical Pubs. Stuttgart. (2009).
  5. Nagururu, N. V., Akbar, A., Ward, B. K. Using magnetic resonance imaging to improve diagnosis of peripheral vestibular disorders. J Neurol Sci. 439, 120300(2022).
  6. Hızlı, Ö, et al. Quantitative vestibular labyrinthine otopathology in temporal bones with vestibular schwannoma. Otolaryngol Head Neck Surg. 154 (1), 150-156 (2016).
  7. Sans, A., Bartolami, S., Fraysse, B. Histopathology of the peripheral vestibular system in small vestibular schwannomas. Am J Otol. 17 (2), 326-324 (1996).
  8. Johnson Chacko, L., et al. Growth and cellular patterning during fetal human inner ear development studied by a correlative imaging approach. BMC Dev Biol. 19 (1), 11(2019).
  9. Taylor, R. R., et al. Regenerating hair cells in vestibular sensory epithelia from humans. Elife. 7, e34817(2018).
  10. Warchol, M. E., Lambert, P. R., Goldstein, B. J., Forge, A., Corwin, J. T. Regenerative proliferation in inner ear sensory epithelia from adult guinea pigs and humans. Science. 259 (5101), 1619-1622 (1993).
  11. Aaron, K. A., et al. Selection criteria optimal for recovery of inner ear tissues from deceased organ donors. Otol Neurotol. 43 (4), e507-e514 (2022).
  12. Vaisbuch, Y., et al. Surgical Approach for rapid and minimally traumatic recovery of human inner ear tissues from deceased organ donors. Otol Neurotol. 43 (4), e519-e525 (2022).
  13. Wang, T., et al. Single-cell transcriptomic atlas reveals increased regeneration in diseased human inner ear balance organs. Nat Commun. 15 (1), 4833(2024).
  14. Creighton, F. X., Zhang, L., Ward, B., Carey, J. P. Hearing outcomes for an underwater endoscopic technique for transmastoid repair of superior semicircular canal dehiscence. Otol Neurotol. 42 (10), e1691-e1697 (2021).
  15. Schoo, W. W., Schoo, D. P., Chen, J. X., Carey, J. P. Underwater plugging of superior canal dehiscence via the middle cranial fossa is possible. Otolaryngol Head Neck Surg. 169 (6), 1702-1703 (2023).
  16. Basura, G. J., et al. Clinical practice guideline: Ménière's disease. Otolaryngol Head Neck Surg. 162 (2_suppl), S1-S55 (2020).
  17. Chandrasekhar, S. S., et al. Clinical practice guideline: Sudden hearing loss (Update). Otolaryngol Head Neck Surg. 161 (1_suppl), S1-S45 (2019).

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Labirintektomi Tekni iKulak Dokusunsan KulaMeniere HastalMastoidektomi Prosed rDengeli Tuz zeltisiEndoskopik G r nt lememm nofloresan aretlemeVestib ler T y H creleri
Labirentektomi Sırasında Fizyolojik Koşullar Altında Vestibüler Uç Organların Çıkarılması
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.