Yöntem makalesi

Fare Akciğerine Sıvı İletimi için Geliştirilmiş Metodoloji: Tüketici Otoskopu Kullanılarak Entübasyon

DOI:

10.3791/67676

⸱

17 Haziran 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Translational Research in Infection and Inflammation, Tulane University School of Medicine, 2Communications Marketing, Tulane University School of Medicine

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu protokol, bir farenin en uygun şekilde konumlandırılmasının ve kamera tabanlı bir otoskopun transoral olarak yerleştirilmesinin glotisin görselleştirilmesini, minimal doku travması ile hızlı entübasyonu ve akciğerlere tutarlı sıvı verilmesini nasıl sağladığını gösterir.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Potansiyel tedaviler de dahil olmak üzere sıvıların akciğerlere tutarlı bir şekilde verilmesi, akciğer hastalığının modellenmesi ve klinik öncesi terapötik gelişim için kritik öneme sahiptir. Bununla birlikte, farelerde kullanılan mevcut yöntemler - dil çekme yöntemiyle orofaringeal aspirasyon gibi - değişken doğuma neden olabilir. Burada, glottisi görselleştirmek ve hava yoluna doğrudan aşılamaya izin vermek için uygun fiyatlı, cep telefonu bağlantılı, ışıklı bir otoskopun kullanımını açıklıyoruz. Yeterli aydınlatma ve konumlandırma yardımcıları ile optimize edilmiş bir sahneleme tekniğini detaylandırıyoruz. Fiberoptik ışıklı veya fiberoptik ışıksız 20 G'lik esnek bir kateter kullanılarak entübasyonun nasıl güvenilir bir şekilde yapılabileceği de açıklanmaktadır. Bu teknik, intrapulmoner doğumdaki varyansı büyük ölçüde azaltır ve akciğerlere ulaşan verilen sıvının hacmini arttırır. Varyansın azalması nedeniyle, dil çekme yöntemiyle orofaringeal damlatma yerine bu yöntem kullanılırken daha küçük hayvan kohort boyutları kullanılabilir. Aşağıdakiler, endotrakeal tüp yerleşiminin sağlam bir şekilde doğrulanması da dahil olmak üzere, farelerin etkili, hızlı ve tutarlı bir şekilde entübasyonu ve akciğerlere verilmesi için bir yöntemdir. Bu geliştirilmiş metodoloji ile tutarlı, güvenli entübasyon ve akciğerlere tekrarlanabilir, verimli dağıtım elinizin altında.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Küresel olarak, solunum yolu hastalıkları 5 yaşın altındaki çocukların bir numaralı katilidir ve yetişkinlerde morbidite ve mortalitenin önemli bir nedenidir1. 2021'de SARS-CoV2 enfeksiyonu ABD'de üçüncü önde gelen ölüm nedeniydi2. Murin modelleri genellikle astım, zatürree, kronik obtrüsif akciğer hastalığı ve pulmoner fibroz dahil olmak üzere akciğer hastalıklarını incelemek için kullanılır. Bu modellerin neredeyse tamamı, sıvı ajanların akciğerlere verilmesini gerektirir. Bu, trakeanın doğrudan kanülasyonu (tipik olarak cerrahi bir kesme tekniği kullanılarak doğrudan görselleştirme altında), intranazal doğum veya iyi bilinen dil çekme yöntemi 3,4,5 ile orofaringeal aspirasyon ile yapılabilir. Ancak, bu tekniklerin hepsinin dezavantajları vardır. Cerrahi kesme tekniğinden sonra skar dokusu oluşumu, ajanların akciğere tekrar tekrar uygulanmasını gerektiren çalışmalar için uygun değildir ve son iki teknik değişken akciğer iletimine yol açabilir. Ayrıca, dil çekme yöntemi kullanılırken, dilde doku travması belirgin olabilir ve uygulama verimliliği, prosedürü gerçekleştiren araştırmacıya bağlıdır, bkz. Şekil 1.

figure-introduction-1
Şekil 1: Rehberli entübasyon ve IT damlatma, dil çekme ile karşılaştırıldığında akciğere daha iyi iletim ve daha az değişkenlik ile sonuçlanır. (A) Üç farklı araştırmacı, orofaringeal (OP) uygulama için yerleşik yöntem olan dil çekme ile 50 μL seyreltik Hindistan mürekkebi verdi. İki araştırmacı ayrıca tarif edildiği gibi entübasyon kullanarak akciğere mürekkep verdi. (B) Akciğerler doğumdan 1-4 saat sonra çıkarıldı ve 2x büyütme altında fotoğraflandı. Fotoğraflar, ImageJ kullanılarak lekeli alan için değerlendirildi. (n=6 (entübasyon) veya 9 (op uygulaması), 2-3 farklı araştırmacı tarafından 2 veya 3 bağımsız tekrardan elde edilen sonuçlar, p<0.0001 Welch T Testi) (C) Akciğer uygulamasındaki değişkenlik de ortalamadan yüzde sapma olarak hesaplandı. OP uygulaması çok daha değişkendi. (p = 0.0317, Galce T-Testi, GraphPad Prism 10.2.3 tüm istatistikler ve grafikler) (C57BL / 6J Erkek ve Dişi fareler kullanıldı, ~ 10 haftalıktılar.) Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Murin anatomisi entübasyonu zor ve zaman yoğun hale getirir. Ağız küçüktür ve bukkal doku, bir araştırmacının rima glottidis6'yı görmesini engelleyebilir. Ayrıca, ses telleri çok küçüktür ve dil tabanına yakın durdukları için onları görmek zor olabilir. Son olarak, endotrakeal tüpün uygun şekilde yerleştirildiğinin doğrulanması zordur, çünkü küçük tidal hacim genellikle bir aynayı buğulandıramaz7. Bu zorluklar, fareleri entübe etmek için bir dizi yenilikçi tekniği teşvik etmiştir. Bu geliştirilmiş yöntemler arasında bir kateteri trakeaya 8,9 ilerletmek için bir neonatal laringoskop ve tel kullanımı, kateteri yönlendirmek ve sertleştirmek için bir fiber optik ışık kaynağının kullanılması10,11 ve canlı bir video beslemesinin kullanılması6 yer alır. Daha yakın zamanlarda, klinik otoskop kullanımı orotrakeal entübasyonayardımcı olmuştur 12. Diğerleri, glottis ve entübe fareleri görselleştirmek için transillüminasyon kullanmışlardır 7,13,14. Ancak, bu yöntemlerin birçok dezavantajı vardır. Farenin boynunda tüy dökücü ajanların kullanılması ve hayvanların sıcak bir ışık kaynağına yakınlığı, transillüminasyonu ideal olmayan bir yaklaşım haline getirir. İğnenin kateter içinde kullanılması veya keskin aletlerin ağza sokulması, kateteri sertleştirmek için bazı yöntemlerin hayvanları aşırı riske sokması anlamına gelir. Son olarak, yerleştirmeyi doğrulamak için trakea üzerinde bir kesi yapmak, sterilite ihtiyacı ve yara dokusunun birikmesi dahil olmak üzere önemli dezavantajlar sunar. Bu noktaya kadar, entübasyon yoluyla intratrakeal damlatmanın yaygın olarak benimsenmesi için çok zor olduğu kanıtlanmıştır15 ve metodolojik gelişimdeki ilerlemeler silo halinde kalmış ve birçok laboratuvar tarafından kullanılmamıştır15. Daha ileri çalışmalar, teslimat sırasında anestezik seçimine odaklanmış ve ketaminin izofluran5'e göre avantajları olabileceğini bulmuştur. Bununla birlikte, kontrollü bir madde olmayan ve prosedür tamamlandıktan sonra hızla yıpranan izofluran, çekici faydalar sağladı, bu nedenle bu metodolojinin diğer yönlerini optimize ederken bu anestezi şeklini kullandık16,17.

Tanımladığımız yöntem, başkalarının ele almaya çalıştığı görselleştirme zorluklarının üstesinden gelir, deney hayvanlarına yönelik riskleri azaltır, bir endotrakeal tüp yoluyla intratrakeal olarak küçük hacimleri aşılamak için gereken süreyi azaltır, akciğere ulaşan sıvı hacmini arttırır ve endotrakeal tüp yerleştirme onayı için gelişmiş bir yöntem sunar. Bir süspansiyon standı, manyetik yardım elleri (bir tabana sabitlenmiş esnek kollardaki timsah klipsleri) ve daha parlak aydınlatma kullanmak, bireysel bir araştırmacının verimli intratrakeal doğum yapmasına olanak tanır. WIFI bağlantılı bir 'evde' otoskop kullanılarak görselleştirme daha kolay hale getirilir. Bu cihaz, ticari entübasyon cihazlarından daha ekonomiktir. Ayrıca, WIFI bağlantısı, taşınabilir bir cihazda (cep telefonu gibi) eşzamanlı bir video beslemesine izin vererek onu eğitim için uygun hale getirir. Entübasyon, 20 g x 1" esnek (PTFE) kateterden (iğne çıkarılmış) geçirilmiş bir fiberoptik ışık kaynağını veya ışıksız kateteri kullanabilir. Derinlik iki yöntemle kontrol edilir - bir entübasyon güvenlik takozunun eklenmesi (kateter üzerinde konik bir koruyucu) ve video beslemesinde derinlik gözlemi. Endotrakeal tüp yerleşimi, tidal hacmi geleneksel ayna-sis yönteminden daha net bir şekilde görselleştirmek için "kabarcık yöntemi" kullanılarak doğrulanır18. Bu, hayvan için, yerleştirmeyi doğrulamak için solunum aciliyetini10 değiştirmek için trakeal tıkanıklığa güvenmekten daha az streslidir. Başarılı entübasyonu doğrulamak için katetere bağlı uzatma tüpünün kombine kullanımı (bundan böyle kabarcık yöntemi olarak anılacaktır), Watanabe et. al7 ve tek bir prosedürde bir tüketici video otoskopu, entübasyonu akciğere terapötik uygulama için pratik bir yöntem ve dil çekme yönteminde belirgin bir gelişme haline getirir (bkz. Şekil 1). Özellikle kontrollü maddeler (ketamin gibi) veya pahalı ekipman kullanılmadan, fare akciğerlerine cerrahi olmayan sıvı iletimi için güvenilir, tutarlı ve uygun fiyatlı bir yöntem arıyorsanız, aşağıdaki yöntem ideal olabilir.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu prosedürlerin protokolde listelenen kurumsal hayvan bakım ve kullanım komitesi (IACUC) tarafından gözden geçirilmesi ve onaylanması ve devam etmeden önce veteriner personeline danışılması zorunludur. Kurumumuzdaki IACUC, deneye başlamadan önce protokolü onayladı ve video içeriğini göndermeden önce inceledi. Tüm laboratuvar hayvanlarımız için en yüksek standartta bakım sağlamak için Tulane Karşılaştırmalı Tıp Bölümü aracılığıyla destek ve eğitim alındı.

1. Kurulum

NOT: Kurulum için Şekil 2'ye bakın.

figure-protocol-1
Şekil 2: Rehberli entübasyon için kullanılan istasyon gösterildiği gibi hazırlanmıştır. Soldan: Teslimat için pipetler, Uygun endotrakeal tüp yerleşiminin doğrulanması için kabarcık tüpü, forseps, spatula, pediatrik nazal spekulum (tartışılmıştır ancak bu prosedür için gerekli değildir), yardım elleri, büyüteçli ışık, burun konili fare standı, fiberoptik prob, anestezi indüksiyon odası. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

  1. Entübasyon kitiyle birlikte verilen güvenlik takozunu bir izopropanol hazırlama pedi ile temizleyin. Temiz güvenlik takozunu (videoda yeşil) 20 G esnek kanülün üzerine kaydırın ve verilen iğneyi güvenli bir şekilde atın.
    NOT: Kullanılan kemirgen entübasyon kiti (Malzeme Tablosu) entübasyon güvenlik takozlarını içerir. Bunlar, 20 G x 1 inçlik esnek bir kateterin üzerine uyan küçük, konik manşonlardır. Kateterin karinaya zarar vermesini önlerler.
  2. Cep telefonu, ticari otoskop, burun konili fare standı, ince tırtıklı bükülmüş forseps, hazırlanmış endotrakeal tüp (1.1'den itibaren) ve kullanılıyorsa fiber optik ışık dahil olmak üzere gerekli diğer araçları toplayın. Kullanmadan önce tüm bunları izopropanol hazırlık pedleri ile temizleyin.
  3. Yaklaşık 20 cm esnek boru alın. U şeklinde bükün, bir ucuna Luer kilit bağlantısı ekleyin ve bir büküm bağı ile sabitleyin. Tüpe 200-300 μL steril filtrelenmiş su veya Hindistan mürekkebi ekleyin. Bundan sonra, bu düzenek "kabarcık tüpü" olarak anılacaktır.
  4. ~13 cm ebat 0 örgü ipek sütürü daire şeklinde bağlayarak dikiş halkası yapın. Bu halkayı standın üst kısmına yerleştirin ve sütürün her iki tarafının da sabitlendiğinden ve standın temiz olduğundan emin olun. Fare standını metal büyüteçli ışık tabanının üzerine yerleştirin. Yardım ellerini farenin ağzının olacağı yere yerleştirin.
    NOT: Birçok satıcı değiştirilebilir standlar üretir (Malzeme Tablosuna bakınız) ve biri laboratuvarda ucuza yapılabilir 4,7,14. Hayvanı askılamak için 0 numara örgülü ipek sütür kullanıldı. Bununla birlikte, aynı amaç için başka malzemelerin kullanımı da tarif edilmiştir 4,13.
  5. Anestezi indüksiyon odasına bir fare yerleştirin. 0,8 L / dak ve% 2 izofluran'da sabit akış hızı O2 kullanın. Hayvanı yeterince uyuşturun (nota bakınız), böylece burun konisinin yerleştirilmesi sırasında uyanmaz. Farenin solunum hızını önemli ölçüde bastırmayın. Düzenli nefesler, ses tellerinin takdir edilmesine yardımcı olur.
    NOT: Farenin solunum hızı normal olmalıdır. Bu kriter uygun anestezi derinliğini belirlemek için kullanılır. Bu, hayvanlar arasında değişebilir ve 200 nefes/dk'yı aşabilir. Bu nedenle, solunumları saymak veya bir ayak parmağını çimdiklemek pratik veya gerekli değildir.
    DİKKAT: Gerektiğinde bu prosedür iptal edilebilir. Bununla birlikte, hayvanlar indüksiyon odasında kesinlikle gerekli olandan daha uzun süre kalmamalıdır.
  6. Otoskopu bir cep telefonuna bağlayın ve video beslemesinin sabit olduğundan emin olun.
    DİKKAT: Bu prosedür sırasında araştırmacıların izofluran maruziyetini en aza indirmek için, bu yöntemde birden fazla entübasyon veya eğitim yapıyorsanız kimyasal bir solunum cihazı kullanın. Alternatif olarak, prosedürü bir çeker ocakta gerçekleştirin.

2. Hayvan sahneleme

  1. İlk hayvan uyur uyumaz, onu indüksiyon odasından çıkarın, tırmalayın ve üst dişlerini dikişin uzunluğuna yerleştirin. Fareyi tekrar standa yatırırken dikişin konumunu korumak için hayvana hafif bir gerilim uygulayın.
    NOT: Ortalama olarak, hayvanlar indüksiyon dahil toplam 2 dakika boyunca uyuşturulur. Bu, hayvan için riski büyük ölçüde azaltır, oftalmik yağlama ihtiyacını ortadan kaldırır ve tükürük birikimini önler. Hayvanları mümkün olduğunca kısa süre sakinleştirici tutmaya çalışın.
  2. Boyun açısını hafifçe geriye doğru ayarlayın (boynu küçük uzantıya yerleştirerek, 5 ° -15 °). Burun konisini nazikçe burunların üzerine itin. Koniyi sıkıca aşağı itmeyin, çünkü dikişe müdahale edebilir ve fareyi askıya alabilir.
  3. Büyük, ince tırtıklı bükülmüş forseps kullanarak dili alt dudağa mümkün olduğunca yakın bir şekilde sıkıca kavrayın. Aşağı doğru çekin ve üst dişlerden alt dişlerin bir tarafına doğru çekin.
    DİKKAT: Uzun süreli çekiş, aşırı gerginlik veya dilin ezilmesi hayvan sağlığını tehlikeye atabilir. Lütfen dili travma belirtileri (morarma, kanama, şişme veya kuruma) açısından izleyin ve gözlemlenirse prosedürü iptal edin ve veteriner personelini uyarın.
  4. Yardım elleri kullanıyorsanız, forsepsleri bu pozisyonda destekleyin. Araştırmacının deneyimine ve görme keskinliğine bağlı olarak, ışıklı bir büyüteç, hayvanın uygun şekilde konumlandırılmasına yardımcı olabilir.
  5. Fiberoptik ışığı (kullanılıyorsa) entübasyon güvenlik kaması (videoda yeşil) yerindeyken esnek kateterden besleyin.
    NOT: Fiber optik kabloyu ışık kaynağına çok sıkı sabitlemeyin. Çok sert itmek, endotrakeal tüpü yerinde bırakırken ışığı çıkarmayı zorlaştırır.

3. Ses tellerinin görsel olarak takdir edilmesi ve entübasyon

  1. Otoskop baskın olmayan eldeyken, dilin üzerine hafifçe bastırın. Ardından, dilin tabanına yakın ses tellerini görselleştirmek için kamerayı ve ışık kaynağını açın.
    NOT: Anatomi ve doku rengindeki küçük farklılıklar kendini yönlendirmeyi zorlaştırabilir. Yapısal tanımlamayı doğrulamak için solunumla ilişkili hareketi kullanın.
  2. Fiberoptik ışık açıkken (kullanılıyorsa), kanülü otoskopun üst kısmıyla birlikte besleyin, referans olarak dilin tabanı veya otoskopun dudak kısmı ile hafif temas kurun. Yumuşak palet ile otoskopun dudağı arasında farenin ağzına doğru ilerletin.
    NOT: Fiberoptik ışık kullanılmıyorsa, 4. adımda açıklanan "kabarcık tüpü" bu aşamada katetere takılabilir. Prosedürdeki bu değişiklik için farenin ağzındaki parlak, odaklanmış aydınlatma gereklidir.
  3. Yaklaşma açısını, kateter çok sığ olacak şekilde ayarlayın. Kateteri yerleştirdikten hemen sonra (ses kıvrımlarının 1 mm'den daha az ötesinde), kateterin ucunu tezgaha neredeyse paralel olacak şekilde kaldırın. Bu, epiglotun kateteri dorsal olarak yemek borusuna zorlamasını önler. Özellikle antrenman sırasında, zorluk yaşandığında veya kişinin deneyiminin erken dönemlerinde, endotrakeal tüpün ses telleri arasına yerleştirilmesinde video beslemesinin kullanılması paha biçilmezdir.
    NOT: Tükürük üretimi, bu işlem tamamlanırken ses tellerinin görüntülenmesini engellemez. Bununla birlikte, tıkayıcı tükürüğü çıkarmak için mızrak uçlu bir pamuk aplikatörünün kullanılması, önceki yayınlarda, sıçanları entübe ederken açıklanmıştır19. Tükürük bir sorun haline gelirse bu yöntem yararlı olabilir.
    1. Dirençle karşılaşılırsa, kateteri hemen çıkarın ve solunumun normale dönmesine izin verin. Kanama görülürse veteriner hekime danışınız.
      NOT: Kateteri ilerletirken neredeyse hiç direnç olmamalıdır.

4. Endotrakeal tüp yerleştirilmesinin doğrulanması

  1. Otoskopu kullanarak endotrakeal tüpün doğru yerde olduğunu görsel olarak onaylayın. Ayrıca, trakeanın yerleştirme sırasında yemek borusuna göre daha az direnç sağladığını göz önünde bulundurarak tüpün doğru yerleştirildiğinden emin olun. Uygun pozisyonda endotrakeal tüpün ses tellerinin ~5 mm ötesinde olduğunu gözlemleyin. Yerleşimin doğru olduğunu tekrar doğrulamak için boyun derisinden parlayan fiberoptik kaynaktan gelen ışığı arayın.
    NOT: Entübasyon güvenlik takozu, endotrakeal tüpün çok uzağa yerleştirilmesini önlemelidir. Emniyet takozu, karinaya travmayı önler; Ancak, ilerlemeyi engellemesi gerekmez. Bir güvenlik özelliği olarak kullanılmalıdır ve optimum derinlik genellikle kama tarafından izin verilenden daha sığdır.
  2. Ardından, endotrakeal tüpü yerinde tutarken fiberoptik ışığı çıkarın. Ayna buğulanması yerine "kabarcık yöntemi" (aşağıda ayrıntılı olarak açıklanmıştır) kullanarak kateterin uygun şekilde yerleştirildiğinden emin olun.
  3. Adım 1.3'te hazırlanan kabarcık tüpünü alın. İşlemden önce hazırlayın ve tüm hayvanlar için tekrar kullanın.
    DİKKAT: Kabarcık tüpündeki 200-300 μL su veya mürekkep asla aspire edilmemelidir. Bunu önlemek için, sıvının Luer kilidinden uzak olduğundan emin olun.
  4. Endotrakeal tüp yerindeyken, Luer kilidini kullanarak kabarcık tüpünü yerine sabitleyin. Gelgit hacmi hemen belirgin olmalıdır. Aksi takdirde, endotrakeal tüp yanlış yerleştirilmiştir. Hızlı bir şekilde çıkarın ve farenin normal solunum hızının geri dönmesine izin verin.
    DİKKAT: Kateterin yemek borusuna yanlış yerleştirilmesi soluk borusunu sıkıştırarak yeterli solunumu engelleyecektir. Yanlış yerleştirmeye genellikle zor nefes alma (interkostal kasların kayda değer katkısı dahil) ve / veya önemli ölçüde azalmış solunum hızı eşlik edecektir. Ayrıca, yemek borusunun kanüle edilmesi, sonraki entübasyonu daha zor hale getiren bir kas spazmına yol açabilir; Bu nedenle eğitim sırasında birden fazla hayvanın kullanılmasını tavsiye ediyoruz.

5. İntratrakeal doğum

DİKKAT: Orofaringeal doğum için dil çekme yöntemine çok benzer şekilde, entübasyon yoluyla doğum hayvanı boğma riski taşır. Ergen ve yetişkin farelerde, 50 μL genellikle güvenli bir sıvı hacmidir ve akciğerlere yayılmak için yeterlidir.

  1. Uygulama için bir şırınga kullanılıyorsa: Kabarcık tüpünü ve Luer kilidini kateterden ayırın, yüklü bir Luer kayma şırıngası takın ve istenen hacmi (maksimum 50 μL) sağlamak için pistona basın.
  2. Uygulama için bir pipet kullanılıyorsa: İstenilen hacmi (maksimum 50 μL) doğrudan katetere pipetleyin ve farenin solüsyonu solumasına izin verin.
    NOT: Antrenman yapıyorsanız, seyreltik, filtrelenmiş Hindistan mürekkebi veya metilen mavisi gibi bir gösterge kullanmayı düşünün.
  3. Akciğerlere yaygın iletimi sağlamak için, verilen sıvıyı 500 μL'ye kadar hava20 ile akciğerlere yıkayın. Bu, her ikisinin de güvenilir olduğu kanıtlanmış önceden yüklenmiş 0,5 mL Luer kilitli şırınga veya filtre ucu ile donatılmış bir P1000 pipetleyici kullanılarak yapılabilir. İstenirse, verilen sıvının negatif aspirasyon riski olmadan pipetleyicinin birden fazla çöküşü gerçekleştirilebilir.
    DİKKAT: Hayvanı bu yöntemle aşıyorsanız, orofaringeal aspirasyon veya intranazal doğuma göre artan doğum verimliliği nedeniyle aşı konsantrasyonunu azaltmayı düşünün.
    NOT: Aşıyı hava ile yıkarken tidal hacimden (~ 200 μL) daha fazlasının kullanılması gerekebilir. Bununla birlikte, 500 μL kullanımı, hayati kapasitenin sadece yarısı kadar olduğu için barotravma riski taşımaz21. Yetişkin fareler yaklaşık ~ 800 μL'lik bir inspiratuar rezerv kapasitesine sahiptir, bu nedenle fare yıkamadan hemen önce ilham almış olsa bile, barotravma meydana gelmez21. Daha düşük hava yıkama hacimlerinin aşının dağılımı için ihtiyaçlarınıza uygun olup olmadığını düşünün (100-200 μL önerilmiştir).

6. Teslimatın değerlendirilmesi

NOT: Bu, yalnızca prosedür eğitimi alıyor veya uygulanıyorsa yapılır.

  1. Hayvanı onaylanmış IACUC protokolüne göre insancıl bir şekilde ötenazi yapın. Burada birincil ötanazi yöntemi olarak CO2 boğulması ve ötanazinin doğrulayıcı bir yöntemi olarak servikal çıkık kullanıldı.
  2. Göğüs duvarını açın ve akciğerleri çıkarın. Bunu, peritonu açarak, diyaframa kaudal taraftan erişerek ve kalbin görülebileceği küçük bir makasla delerek yapın. Bu, akciğerlerin geri çekilmesine ve kaburgaları keserek göğüs boşluğunu açmak için daha fazla alan vermesine neden olacaktır.
    NOT: Akciğerlerdeki kanı azaltmak için perfüzyon gerekiyorsa, bu aşamada işlemi kalbin sağ ventrikülünden gerçekleştirin.
  3. Çıkardıktan sonra akciğerleri 1 mL steril PBS ile kısa bir süre durulayın. Göreceli lob pozisyonunu korurken maksimum alanı ortaya çıkarmak için beyaz bir yüzeye (cerrahi sünger gibi) düz bir şekilde yerleştirin.
  4. Akciğerleri ex vivo olarak fotoğraflayın (bir cep telefonu kullandık), görüntüleri ImageJ'de açın ve boya cephesinin ana hatlarını izleyerek lekeli ve lekesiz alanları ölçün. Önyargıyı önlemek için bağımsız bir kör araştırmacı kullanarak boyanan alanı ölçün.
    NOT: Şekil 3'te gösterildiği gibi lüminesans ve IVIS kullanılıyorsa, Adım 6 yerine in vivo canlı görüntüleme yapılmalıdır.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Şekil 1 ve Şekil 3'te görüldüğü gibi, geleneksel dil çekme yöntemi (orofaringeal dağıtım) kullanılarak yapılan intrapulmoner inokülasyon, yamalı, tutarsız mürekkep dağılımına ve araştırmacılar arasında daha büyük bir değişkenliğe neden oldu. Buna karşılık, entübasyonu takiben BT damlatması hem sağ hem de sol akciğerlere daha tutarlı bir şekilde verilmesine yol açtı ve daha az değişkendi (Şekil 1C ve Şekil 3D). Dil çekme kullanılarak orofaringeal aspirasyon yoluyla mürekkep verilen hayvanların akciğerlerinde, mürekkep incedir ve yalnızca hayvanların büyük hava yollarının yakınında bulunur (Şekil 1A). Buna karşılık, mürekkebi iletmek için yönlendirilmiş entübasyon kullanıldığında, akciğerlerin çok daha büyük bir alanını işaretleyerek dokuya çok daha fazla yayıldı. Mürekkeple boyanan akciğer yüzey alanı yöntemler arasında karşılaştırıldığında, entübasyon yönteminin dil çekmeye göre çok daha üstün olduğu kanıtlanmıştır (Şekil 1B). Mürekkep verme miktarındaki değişkenlik de entübasyon durumunda önemli ölçüde daha düşüktü (Şekil 1C). Lekelenen akciğer alanının artması ve akciğerlere ulaşan sıvı miktarındaki değişkenliğin daha düşük olması, BT iletiminin dil çekmeden daha üstün olduğunu güçlü bir şekilde düşündürdü.

Video 1'de görüldüğü gibi, geleneksel endoskoplar (daha önce yayınlandığı gibi) ses kıvrımlarını takdir etmek ve endotrakeal tüp yerleşimini yönlendirmek için çok uzun bir odak uzaklığına sahiptir 6,19. Buna karşılık, bir tüketici otoskopu kullanılarak çekilen video görüntüleri (Şekil S1 ve Zaman Damgaları: videoda 6:34 ve 7:05) çok daha iyi çözünürlüğe sahipti ve bu da glotisin daha iyi görselleştirilmesine yol açtı.

Bu entübasyon yöntemi, trakeaya tüp yerleşiminin çoklu doğrulamasını içerir. Fare tidal hacmi, kabarcık yöntemi kullanılırken kolayca görülebiliyordu (Şekil S2 ve Zaman Damgası: 8:25) ve verilen herhangi bir sıvının akciğerlere gireceğine dair son bir güvence görevi görüyor.

İki uygulama yönteminin varyansını daha fazla değerlendirmek için, fareler iki farklı yöntem kullanılarak 1 x 1011 vg AAV6.2-Lusiferaz ile aşılandıktan sonra akciğer dokusundaki transgen ekspresyonunu değerlendirdik (dil çekme yöntemiyle orofaringeal damlatma veya kılavuzlu entübasyonu takiben intratrakeal doğum). Vektör uygulamasından yedi gün sonra, in vivo görüntüleme sistemi (IVIS) kullanılarak lüminesans ölçümleri yapıldı (Şekil 3A). Daha sonra, her iki akciğerdeki ortalama parlaklığı hesapladık. Görüntülemeden 10 dakika önce (30 s maruziyet), 200 μL lusiferin (15 mg / mL) ile (deri altına) enjekte edildi. Şekil 3B'de gösterildiği gibi, orofaringeal damlatma ile vektör verilen hayvanlar, hem göğüs hem de burun bölgesinde yaygın olarak dağılmış olan ışıldayan sinyale sahipti. Buna karşılık, kılavuzlu entübasyon kullanılarak intratrakeal uygulama yoluyla vektör verilen hayvanlar, akciğerlerde konsantre lüminesans gösterdi. Entübe hayvanlardaki ortalama parlaklık, orofaringeal doğuma kıyasla önemli ölçüde daha yüksekti, bu da akciğerlere vektör iletiminin verimliliğinin arttığını ve doğumdaki değişkenliğin azaldığını gösterdi, ortalamadan fark kullanılarak hesaplandı (Şekil 3C ve Şekil 3D).

Entübasyon yönteminin olumlu sonuçları, fare akciğerlerine 50μL'ye kadar tekrarlanabilir damlatma idi ( Şekil 1 ve Şekil 3'te gerçekleştirildi), akciğer boyunca yaygın dağılım ( Şekil 1'de kanıtlandığı gibi) ve diğer alanlarda değil ( Şekil 3'te görüldüğü gibi üst solunum yolu / burun gibi).

Hayvana verilen herhangi bir zarar, aşırı stres, akciğerlere ulaşan sıvı hacminin azalması, aşının akciğerlerde kötü dağılımı veya uzun süreli eğitim ihtiyaçları olumsuz bir sonuç teşkil ederdi, ancak meydana gelmedi.

Video 1: Fare orofarenks ve ses kıvrımlarının geleneksel endoskopik görünümü odak dışındadır ve etkili bir şekilde kullanılması zordur. Bu endoskopun 3 cm'lik odak uzaklığı, ses tellerinin ve oryantasyonunun takdir edilmesinin zor olduğu anlamına gelir. Sol alttaki dil. Bu videoyu indirmek için lütfen buraya tıklayın.

figure-results-1
Şekil 3: Entübasyon, OP aspirasyonuna göre daha az değişkenlik ile akciğere daha fazla iletim sağlar. (A) 6-10 haftalık dişi BALB / c farelerine 1x1011 vg AAV6.2-Luciferase, (Penn Vektör Çekirdeği) dozlandı, daha sonra 7 gün sonra in vivo biyolüminesan görüntüleme (IVIS) ile değerlendirildi. Görüntülemeden 10 dakika önce (30 s maruziyet), 200 μL lusiferin (GoldBio, 15mg / mL) ile (deri altına) enjekte edildi. (biorender.com ile oluşturuldu) (B) OP aspirasyonu (dil çekme, sol) veya IT iletimi (entübasyon, sağ) ile AAV6.2-Lusiferaz alan farelerin temsili IVIS görüntüleri. İlgilenilen bölgeler aynı boyuttadır ve bölge içindeki ortalama parlaklık görüntüde gösterilir. (C) OP aspirasyonunda (n = 7) entübasyon (n = 5) farelerinde lusiferaz sinyalinin ölçülmesi. p<0.0001, ham lusiferaz verilerinin log-dönüşümünden sonra eşleşmemiş Galce t-testi ile. (D) Ortalama ortalama parlaklığın yüzdesi olarak ortalamadan sapma. (p=0.0381, Galler'in T-testi) Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Şekil S1: Kılavuzlu entübasyon için açıklanan protokolde kullanılan tüketici otoskopundan (solda) ve benzer maliyet ve kullanılabilirliğe sahip bir endoskoptan (sağda) örnek görüntüler gösterilmektedir. Görüntüler arasındaki net odak farklılıklarına dikkat edin. Bu dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Şekil S2: Kullanılan kabarcık tüpünü gösteren örnek bir resim. Gelgit hacmi, kabarcık tüpündeki damlacığı birkaç santimetre hızla hareket ettirir. Tüp yemek borusu içindeyse damlacık çok az hareket eder. Solunum hızı ve tidal hacim bu yöntemle tahmin edilebilir. Bu dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Şekil S3: Pahalı bir fiberoptik aydınlatma kiti satın alma ihtiyacını ortadan kaldıran temel bir aydınlatma tertibatı. 20 G'lik bir iğne 50 mL konik, 0.75 mm fiber optik kablodan itildi, ucuza (ve toplu olarak) satın alındı ve bir tıraş bıçağıyla uzunlamasına (~ 1m) kesildi ve yerine bantlandı. Fiber optik kabloya tam oturması nedeniyle kateterin yerine sabitlenmesi gereksizdi. Konik kapağın bir cep telefonu el feneri üzerine sabitlenmesi, karanlık bir odada entübasyon gerçekleştirmek için yeterli ışık iletimi ile sonuçlanır. Bu montaj, bu tekniği içeren bir laboratuvar tarafından üstlenilen maliyetleri daha da azaltır. Bu dosyayı indirmek için lütfen buraya tıklayın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Entübasyon ve intratrakeal damlatma, akciğere sıvı iletimi için en iyi yöntemlerdir, ancak murin anatomisinin sunduğu çok sayıda zorluk, pulmoner araştırma laboratuvarlarında yaygın olarak benimsenmesini engellemiştir15. Bir aşının akciğere verimli bir şekilde iletilmesini sağlasa da, bu ve diğer entübasyon teknikleriyle BT iletiminin potansiyel bir dezavantajı, üst solunum yolunun atlanmasıdır. Burun içi doğum, üst solunum yolunu atlamayan kanıtlanmış bir yöntemdir. İntranazal doğum sıklıkla pulmoner viroloji laboratuvarlarında kullanılmasına ve bazı durumlarda daha etkili olmasınarağmen 22, bazı aspire ajanlar için doğal maruziyet yolunu23 yansıtmaz, akciğerde daha değişken miktarlarda inokülumile sonuçlanır 24 ve anestezik olarak izofluran kullanıldığında daha az etkilidir5. Bu nedenle, aerosol haline getirme aparatları ve bunları diğer pulmoner uygulama teknikleriyle karşılaştırmak üzerinde kapsamlı çalışmalar yapılmıştır25, ancak bu yöntemler aerosol ile ilişkili tehlikeler sunar ve pahalı olma eğilimindedir. Tüm bu zorluklar, birçok laboratuvarda pulmoner sıvı iletimi için tercih edilen yöntem olan dil çekme26 ile orofaringeal damlatmaya yol açmıştır. Gösterdiğimiz gibi, bu yöntem entübasyonu takiben intratrakeal damlatmadan çok daha değişkendir. Ayrıca, dil çekme yöntemiyle doğum, uygulama sırasında değerlendirilemez ve yutmayı önlemek için gereken gerginlik nedeniyle fare dilinde aşırı travmaya neden olabilir. Dil ayrıca rehberli entübasyon ve IT instilasyon tekniğinde de tutulur. Bununla birlikte, video beslemesi glottis gösterdiğinden, yöntemimizi kullanan bir araştırmacının dil üzerinde önemli bir gerginlik yaratarak gırtlak pozisyonunu zorlaması gerekmez. Bu azalmış traksiyon daha az doku travmasına neden olur. Bununla birlikte, entübasyon ve BT aşılamasının sunduğu önemli avantajlara rağmen, bazı laboratuvarlarda kullanımının önünde zorluklar durmuştur. Örneğin: yemek borusunun hatalı kanülasyonu nedeniyle trakeanın sıkışması nefes almayı engelleyebilir ve mortaliteyi artırabilir; endotrakeal tüpün çok derine yerleştirilmesi karina veya ana gövde bronşlarında hasara neden olabilir; Ve son olarak, geleneksel yöntemlerle murin entübasyonu uzun zaman alır ve bu da güvenilir intrapulmoner doğum arayan çoğu araştırmacı için pratik değildir. Yöntemimiz, fare entübasyonu ile ilgili zorlukları ele almakta, hatta farelerin entübe edilmesinin önündeki anatomik engellerin üstesinden gelmektedir.

Murin entübasyonunun anatomik zorluklarının üstesinden gelmek için görsel yardımcılar uygulayarak çeşitli yöntemler önerilmiştir. Örneğin, geleneksel bir endoskopun kullanılması önerilmiştir6. Bununla birlikte, aletin uzun odak derinliği, murin entübasyonu için kullanılmaya pek uygun değildir (Şekil S1). Bu, ses tellerinin görülebildiği ancak bulanık olduğu video 1'de de kolayca görülebilir. Direkt laringoskopi için klinik otoskoplar da kullanılmıştır12. Bununla birlikte, klinik otoskopların maliyeti ve bir video beslemesinin olmaması, onları çoğu laboratuvar için erişilemez hale getirir ve eğitim için uygun değildir. Yaygın olarak bulunan bir tüketici otoskopunun kullanılması, rehberli entübasyonun pratikliğini büyük ölçüde geliştirmiştir. Daha kısa odak uzaklığı, daha küçük gövde ve uzatılmış bastırıcı dudak, daha net bir video beslemesi, daha iyi manevra kabiliyeti ve konumlandırma sağlar ve otoskop dudağı, dilin tabanına basınç uygulamak için kullanılabilir, bu da rima glottidis'e erişimi iyileştirir. Bu görsel yardımcıların ötesinde, glottis ve entübe fareleri başarılı bir şekilde görselleştirmek için transillüminasyon da kullanılmıştır 7,13,14. Bununla birlikte, transillüminasyon temelli yaklaşımlar, fare boynunu kaplayan alanda tüy dökücü ajanlar, sıcak bir ışık kaynağına yakınlık, kateter içinde iğnenin kullanılması, fare ağzına keskin aletlerin yerleştirilmesi ve/veya yerleştirmeyi doğrulamak için trakea üzerinde küçük bir kesi yapılmasını gerektirebilir. Burada açıklanan yöntem bu risklerden kaçınır ve bu yayımlanmış yöntemlerin en iyi yönlerini temel alır. Yöntemimizde entübasyonun önündeki anatomik engellerin üstesinden gelmenin yanı sıra, maliyet hususları da dikkate alınmıştır.

Yardım elleri, fare standı, otoskop ve fiberoptik ışığın birlikte kullanılması, entübasyonun öğrenilmesini kolaylaştırır ve laboratuvarlara daha az maliyetle çok daha hızlı gerçekleştirilir. Piyasada bulunan entübasyon standının maliyeti, el yapımı bir stand kullanılarak önlenebilir27. Fiberoptik ışık düzeneğinin maliyeti, fiberoptik kabloyu ayrı olarak satın alarak karşılanabilir (çok daha düşük bir maliyetle, ~ 9 $ 'a karşı 218 $ - kent bilimsel--yazı yazılırken). Fiberoptik ışık kaynağını tamamlamak için, içinde iğne deliği bulunan 50 mL'lik konik bir kapak ve bir cep telefonu el fenerinden ışık toplamak için bant kullanılabilir (bkz. Şekil S3 ve Malzeme Tablosu). Das et. Al benzer bir cihazı tanımlayın11. Bazı laboratuvarlar için bu çözümün düşük maliyeti, yöntemimizi çok daha erişilebilir bir prosedür haline getirebilir. Maliyetlerin ötesinde, endotrakeal tüp yerleşimini onaylamanın zorluğu, farelerin entübasyonunu göz korkutucu hale getirmiştir.

Geçmişte, endotrakeal tüpün uygun şekilde konumlandırıldığını doğrulamak için araştırmacılar, endotrakeal tüpün18 üzerinde bir diş aynası tutarak ayna buğulanmasına güvendiler. Bununla birlikte, küçük gelgit hacmi ve oda sıcaklığındaki değişiklikler genellikle ayna buğulanmasını önler ve muhakemede hatalara yol açar. Murin entübasyonu durumunda, bu ciddi bir yaralanma riski oluşturur. Diğerleri endotrakeal tüpü10 tıkayarak solunum sıkıntısına neden olmaya başvurmuşlardır. Bu, hayvanda yoğun strese neden olur ve "kabarcık yönteminden" daha az bilgi sağlar. Ayrıca, endotrakeal tüp yerleşiminin yetersiz doğrulanması nedeniyle akciğer terapötiklerinin ve mideye hava verilmesi, verilen ajanın etkinliğini engellemenin yanı sıra sıkıntıya neden olabilir. "Kabarcık yönteminin" kullanılması, endotrakeal tüp yerleşiminin daha hızlı, daha güvenilir bir görsel onayını sağlar ve daha önce açıklanan benzer bir yönteme göre hafif bir gelişmedir28. "Kabarcık yöntemi" aynı zamanda bir araştırmacının hayvanın solunum hızını ve gelgit hacmini kabaca tahmin etmesini sağlar.

Hayvanların konumlandırılması ve ses tellerinin görselleştirilmesi bu tekniğin anahtarıdır. Pediatrik nazal spekulumların entübasyon sırasında ağzı açık tutmak ve yanakları yoldan çıkarmak için çok büyük ve hantal olduğunu bulduk, ancak bir araştırmacının otoskop yerleşimini göstermesine izin verdikleri için eğitim sırasında çok yardımcı oldular. Bir kursiyere ilgili anatomiyi tanıması için rehberlik etmek zordur ve fare ağzında görünürlüğün artması çok önemliydi, bu da ticari otoskopun kullanılmasıyla önemli ölçüde yardımcı oldu. Işıklı bir büyüteç kullanarak sahneleme yapmak ve yardım elleri, deneyimsiz operatörlere entübasyonda yardımcı olmanın ayrılmaz bir parçasıdır, ancak deneyimli operatörler için o kadar kritik olmayabilir.

Bu yöntemde eğitim alırken, sorun giderme gerekli olabilir. Endotrakeal tüp yemek borusuna tekrar tekrar giriyorsa, glottis spazm yapmış olabilir, yumuşak damak iltihaplanmış olabilir ve uygun yerleştirme daha zor olabilir. Bu durumda, tekrar entübasyonu denemeden önce hayvanın birkaç dakika iyileşmesine izin verin. Yeniden deneme sayısı IACUC protokolünde belirtilmeli ve her zaman buna uyulmalıdır. Ses tellerini görmekte sorun yaşıyorsanız, çok fazla anestezi nedeniyle solunum hızı baskılanmış olabilir veya fare konumlandırması uygun olmayabilir (en yaygın olarak baş çok fazla geriye eğik). Bu durumda, hayvanı yeniden konumlandırın ve tekrar denemeden önce anesteziden kurtulmalarına izin verin. Kabarcık tüpü, hayvanın gelgit hacmini açıkça göstermelidir. Kabarcık sadece hafifçe hareket ediyorsa, yanlış yerleştirilmiş bir endotrakeal tüp tarafından trakeaya uygulanan basınç nedeniyle nefes nefese kalma bu harekete neden olabilir. Bu durumda, doğru yerleştirilmiş bir endotrakeal tüp üzerinde "kabarcık tüpü" kullanıldığında tidal hacmin ne kadar kolay göründüğünü görmek için Zaman Damgası: 8:25 ve Şekil S3'e bakın. Endotrakeal tüpünüz yanlış yerleştirilmişse, hemen çıkarın ve prosedürü tekrar denemeden önce hayvanın iyileşmesine izin verin.

Entübasyon ve intratrakeal damlatma diğer yöntemlerden çok daha üstün olmasına rağmen, teknik olarak yaygın olarak benimsenemeyecek kadar zor olmuştur. Burada açıklanan yöntemler intratrakeal damlatma ve murin entübasyonunu erişilebilir ve pratik hale getirir. Bu tekniğin gelecekteki uygulamaları büyük ölçüde akciğerlere neyin verildiğine ve hangi bağlamda verildiğine bağlı olsa da, kolay ve güvenilir bir yöntem akciğer biyolojisinde birçok ilerlemenin yolunu açmaktadır.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Herhangi bir açıklamamız yok.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Abagail Boyd (Güney Alabama Üniversitesi), deneyimlerine dayanarak entübasyon protokolümüzü uyarlama konusunda önemli rehberlik sağladı. Larkin Kolls, yazarları evde otoskop teknolojisiyle tanıştırdı. Penn Vector-Core, deneyde kullanılan viral vektörü yaptı. Candice Fisher laboratuvar müdürümüzdür; O, yaptığımız işin ayrılmaz bir parçasıdır. Madison Robin, bu deneyler boyunca vivaryumumuzun çalışma düzenini, sterilitesini ve organizasyonunu korudu.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Fiber Optik LightiFiber Optik Aydınlatma Kiti, MouseKent Scientific ETI-12ETI-MSE-02Fiberoptik düzeneğin bir bileşeni, diğer ışıklarla ve aşağıdaki yedek fiberoptik kabloyla uyumludur
Alternatif Fiberoptik MontajBraintree ScientifucRW-A37 47bir alternatif, tartışılmadı (ama işe yaramaması için bir neden görmüyoruz)
Alternatif Fiberoptik MontajHarvard aparatı72-9075bir alternatif, tartışılmadı (ama işe yaramaması için bir neden görmüyoruz)
Alternatif Fiberoptik MontajLaboratuvar tarafından el yapımıN/ABurada kauçuk tıpa kullanılarak bulunan talimatlar: DOI 10.3791/50318
Alternatif Fiberoptik MontajLaboratuvar N/A tarafından el yapımı(aşağıda listelenen malzemeler)50 mL konik kapak, bant ve 0,75 mm fiberoptik fiberden yapılmıştır
Entübasyon Standı, MouseKent Scientific ETI-MSE-01Entübasyon için ayarlanabilir stand, kendi kendine yapılan birçok versiyon mevcuttur, uç rafları ve ahşap platformlar kullanılır, bazı alternatifler mevcut birçok uygun alternatifi listeler.
Alternatif Entübasyon StandlarıBraintree ScientifucRIS 100bir alternatif, tartışılmadı (ama işe yaramaması için bir neden görmüyoruz)
Alternatif Entübasyon StandlarıNatsume SeisakushoKN-1014bir alternatif, tartışılmadı (ama işe yaramaması için bir neden görmüyoruz)
Alternatif Entübasyon StandlarıVetland000A3467bir alternatif, tartışılmadı (ama işe yaramaması için bir neden görmüyoruz)
Alternatif Entübasyon StandlarıLaboratuvar Tarafından ElYapımı N/ABurada 3 halkalı bir bağlayıcıdan yapılmıştır: DOI 10.3791/60844 (birkaç alternatif yöntem yayınlanmıştır)
Emilmeyen Örgülü İpek Sütür, Boyut 0Güzel Bilim Araçları 18020-001 inçten daha uzun olması karinaya zarar verir 
Safelet IV Kateter 20G x 1 "NiproNPRCI + 2025Veya benzeri
RS-5358 Mikro Diseksiyon ForsepsFisherRS-5358Veya benzeri, yardım ellerini içerir 
Işıklı ve Standlı Büyüteç, EOOKU Esnek Manyetik Yardım Eli, 5X& 10X 12V 108 adet LED Boncuk Büyüteç Lambası, 3 Modlu Ayarlanabilir Döner Deveboynu Kolları ve Ağır Hizmet Tipi Taban PlakasıAmazonhttps://www.amazon.com/Magnifying-
EOOKU-Esnek-Ayarlanabilir-Deveboynu
/dp/B0C5MC6QNW/ref=sr_1_5?crid=F4
PZY6UOCEE9& dib=eyJ2IjoiMSJ9.,
gj5cKLw4v3CDSkrQKcs73kXqVtnJl
JpBKEp_FcTCIEQSO3EirxEYoH
ySohcPg0ZDhmnFwGeLit22nM
SJxpz1MPP0
q6-PwbPzzMT0RWB_pXkmSBiAo5xB
J4QSf8_BoLZ4u8S8lfIo5WI9-VuXj75X
eo0LQfygaSMgW58XO2bbasOfaw
cwxZXs5cTqCUmKh5bRn7A19_
cY2a0-x_ly-27RXXPinVbBNW00Ww8jY55x
fnWFCaK5lnPb4VxSV6iTCOhMnkm
TopFiA3rCLNXcBDGCwfLdw22w
17T0c_rRhh-Mrew
. TtsVr89Bo5YLvaXvarcbKxJ07GK
zMMVSg5op4U5eyvA& dib_tag=
SE& anahtar kelimeler=büyütme+cam+ile
+ışık+EOOKU+3+içinde+1& QID=1709661
709& sprefix = büyütme + cam + ile + < br / > ışık + eooku + 3 + inç + 1%2 kapaklar%2C98& sr=8-5		Veya benzeri, herhangi bir bükülmüş ince tırtıklı forseps işe yarayacaktır 
Kulak Kiri Temizleme - 8 Adet Kulak Seti ile Kulak Kiri Temizleme Aleti - Kameralı Kulak Temizleyici - Işıklı Kulak Kiri Temizleme Kiti - 6 Kulak Kaşıklı Kulak Kamerası - iOS için Kulak Temizleyici & Android (Siyah)Amazonhttps://www.amazon.com/Ear-Wax-
Kaldırma-Sökücü-Android%EF%
BC%88Black%EF%BC%89/dp/B0
9KZ8TS7L/ref=pd_lpo_sccl_1/147
-1203879-4147304?pd_rd_w=Lt8
Ta& content-id=amzn1.sym.1ad20
66f-97d2-4731-9356-36b3edf1ae
04& pf_rd_p=1ad2066f-97d2-4731
-9356-36b3edf1ae04& pf_rd_r=
MDQ3AHH4AC8T2KFX1RBE&
pd_rd_wg=ja4H2& pd_rd_r=52d9
372c-b34b-4f6a-93f6-974754d96
3d9& pd_rd_i=B09KZ8TS7L& psc = 1		veya benzeri, birkaç marka mevcut 
AZIMOM PMMA Plastik Uç Kızdırma Fiber Optik Kablo 0.75mm (0.02in) 100m (328ft) / Rulo Yıldız Gökyüzü Tavan için Her türlü led ışık motoru sürücü kaynağıAmazonhttps://www.amazon.com/AZIMOM
-plastik-kesilebilir-tavan-1 adet 00-00
98in328ft / dp / B07WC9JV5N / ref = sr
_1_9?dib=eyJ2IjoiMSJ9.K7NmvB
hJOux4zdNBKSPo-ac4HYPDPUS
F85Qlra7o7G2FQl9MQLj1D7QtPJ
cxnAeDiYm_yNWPhwj44nhSfwqM
vs1AtulruHGEsfjLEAjRGSFpNLgN
H-Ewc190MluERArk91lR9Od6ceB
hkz2AJad11hVUkWEOb0-emUWW
b2U4fNN0upQKgyD1vE
eU0DtClQ73tDe22z4CXrSLP7vC
D9jF2APfz1liHou_zdiAyCSFb1Df
bC8Ymce6zXV0qOD3gQFkm6j
NV5bN1DG8SH_BaV4vofzj98T
JVRnNElEzUzjx0rY.AMHl3h-jIz
GTeGjvej0Nq8FTPLEPmfiQ
UDPz_U6ctI0& dib_tag=se&
anahtar kelimeler=fiber%2Boptic%2Blight
%2Bstrands& qid=1722619884& sr
=8-9& th = 1		veya benzeri, fiber
50 mL konik tüphücre tedavisi229421herhangi bir opak plastik 50 mL vidalı kapaklı konik kapak çalışmalıdır. Hayvanla temas etmez veya yakın değildir, bu nedenle steriliteye gerek yoktur 
IsofluraneVetOneVeteriner Personeline
Innoculum YokDeneyinize
Pipet Uçları (filtre)YokSteril Filtre p100 ve p1000 uçları kullanılmışMarka/Tedarikçi ilgili değil 
İndüksiyon Odası N/AKurumunuzda mevcut olduğu gibiMarka/Tedarikçi ilgili değil 
İzopropanol Hazırlık PedleriN/ACihaz temizliği içinMarka/Tedarikçi ilgili değil 
Boru N / Aküçük çaplı esnek boru işe yarayacaktır "Kabarcık tüpü" yapımı için  (bizimki ~ 3 mm çapında ve bir IV hattından alındı)
hortumunuza uyacak şekildeLuer kilidiN/A"Kabarcık tüpü" yapımı
için3M yarım yüz maskesi maskesimaruziyetini sınırlamak için3M17-986-9B
tüpünün U şeklini korumak içinTwist TieN/AN/A
7 DanışınÖzelYukarıdaki Gaz Kabarcık

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. The Pneumonia Etiology Research for Child Health (PERCH) Study Group. Causes of severe pneumonia requiring hospital admission in children without HIV infection from Africa and Asia: the PERCH multi-country case-control study. Lancet. 394 (10200), 757-779 (2019).
  2. Shiels, M. S., Haque, A. T., Berrington de González, A., Freedman, N. D. Leading causes of death in the US During the COVID-19 pandemic, March 2020 to October 2021. JAMA Intern Med. 182 (8), 883-886 (2022).
  3. Egger, C., et al. Administration of bleomycin via the oropharyngeal aspiration route leads to sustained lung fibrosis in mice and rats as quantified by UTE-MRI and histology. PLOS ONE. 8 (5), e63432(2013).
  4. Nielsen, T. B., Yan, J., Luna, B., Spellberg, B. Murine oropharyngeal aspiration model of ventilator-associated and hospital-acquired bacterial pneumonia. J Vis Exp. (136), e57672(2018).
  5. Seo, Y., et al. Optimizing anesthesia and delivery approaches for dosing into lungs of mice. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 325 (2), L262-L269 (2023).
  6. Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Lab Anim. 37 (3), 204-206 (2003).
  7. Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice. Lab Anim. 43 (4), 399-401 (2009).
  8. Samsamshariat, S. A., Movahed, M. R. Using a 0.035-in. straight-tip wire and a small infant laryngoscope for safe and easy endotracheal intubations in rats for cardiovascular research. Cardiovasc Revasc Med. 6 (4), 160-162 (2005).
  9. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Lab Anim. 42 (2), 222-230 (2008).
  10. Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Contemp Top Lab Anim Sci. 44 (2), 52-55 (2005).
  11. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. J Vis Exp. (73), e50318(2013).
  12. Thomas, J. L., et al. Endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope. J Vis Exp. (86), e50269(2014).
  13. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J Appl Physiol. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  14. Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C., Nelson, A. M. Repeated Orotracheal Intubation in Mice. J Vis Exp. (157), e60844(2020).
  15. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J Appl Physiol (1985). 106 (3), 984-987 (2009).
  16. Controlled Substance Schedules. , US Department of Justice Diversion Control Division. https://www.deadiversion.usdoj.gov/schedules/schedules.html (2025).
  17. Cesarovic, N., et al. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anaesthesia in laboratory mice. Lab Anim. 44 (4), 329-336 (2010).
  18. Balloy, V., Huerre, M., Latgé, J. -P. Differences in patterns of infection and inflammation for corticosteroid treatment and chemotherapy in experimental invasive pulmonary aspergillosis. Infect Immun. 73 (1), 494-503 (2005).
  19. Clary, E. M., O'Halloran, E. K., de la Fuente, S. G., Eubanks, S. Videoendoscopic endotracheal intubation of the rat. Lab Anim. 38 (2), 158-161 (2004).
  20. Silva, P. L., Scharffenberg, M., Rocco, P. R. M. Understanding the mechanisms of ventilator-induced lung injury using animal models. Intensive Care Med Exp. 11 (1), 82(2023).
  21. Schulz, H., et al. Respiratory mechanics in mice: strain and sex specific differences. Acta Physiol Scand. 174 (4), 367-375 (2002).
  22. Americo, J. L., Cotter, C. A., Earl, P. L., Liu, R., Moss, B. Intranasal inoculation of an MVA-based vaccine induces IgA and protects the respiratory tract of hACE2 mice from SARS-CoV-2 infection. PNAS. 119 (24), e2202069119(2022).
  23. Belser, J. A., Gustin, K. M., Katz, J. M., Maines, T. R., Tumpey, T. M. Comparison of traditional intranasal and aerosol inhalation inoculation of mice with influenza A viruses. Virology. 481, 107-112 (2015).
  24. Pelgrim, C. E., et al. Intratracheal administration of solutions in mice; development and validation of an optimized method with improved efficacy, reproducibility and accuracy. J Pharmacol Toxicol Methods. 114, 107156(2022).
  25. Kunda, N. K., Price, D. N., Muttil, P. Respiratory tract deposition and distribution pattern of microparticles in mice using different pulmonary delivery techniques. Vaccines. 6 (3), 41(2018).
  26. Driscoll, K. E., et al. Intratracheal instillation as an exposure technique for the evaluation of respiratory tract toxicity: uses and limitations. Toxicol Sci. 55 (1), 24-35 (2000).
  27. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. J Vis Exp. (51), e2702(2011).
  28. Hattori, T., et al. Gene expression profiling of IL-17A-treated synovial fibroblasts from the human temporomandibular joint. Mediators Inflamm. 2015, 436067(2015).

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

S v Uygulama FarelemesiOrofaringeal Aspirasyonntrapulmoner UygulamaEndotrakeal T p Yerle tirmeFiber Optik OtoskopAkci er Hastal Modelintratrakeal instilasyonHayvan Kohort Azalt mPulmoner Terap tikler

İlgili makaleler