Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Typha latifolia'nın (Kedi Kuyruğu) Yetiştirilmesi ve Mikrobiyal Biyoaugmentasyonu için Optimize Edilmiş Yöntem

919 görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/67729

⸱

25 Temmuz 2025

 , 
1Department of Biological Sciences, University of Calgary

Bu makalede

Özet

Öncelikle rizomlar yoluyla eşeysiz olarak yayılan Typha latifolia, geniş kök sistemi nedeniyle toplama zorlukları ortaya çıkarmaktadır. Bu makale, T. latifolia'yı tohumdan yetiştirmek, daha kolay laboratuvar yetiştiriciliğini kolaylaştırmak ve steril bitki büyümesi ve erken mikrobiyal biyoaugmentasyon potansiyeli sunmak için bir yöntem sunmaktadır.

Özet

Daha yaygın olarak geniş yapraklı kedi kuyruğu veya ortak bulrush olarak bilinen Typha latifolia, küresel olarak geniş bir alana sahiptir ve Kuzey Amerika'daki sulak alan ekosistemlerine hakimdir. Kuzey Amerika'da farklı kedi kuyruğu türleri genellikle istilacı olarak kabul edilirken, T. latifolia bölgenin yerli türü olarak kabul edilir ve tüm kıtada baskın Typha türü olarak bulunur. Tarihsel olarak Typha, gıda kaynaklarından yapı malzemelerine kadar çeşitli işlevlere hizmet etmiştir. Daha yakın zamanlarda, T. latifolia biyoremediasyon çabalarına yardımcı olmak için önde gelen bir tür olarak ortaya çıkmıştır. Kirletici ıslahı için inşa edilmiş sulak alan arıtma sistemlerinin (CWTS) geliştirilmesine olan ilginin artmasıyla birlikte, laboratuvar ortamında kedi kuyruğu yetiştirmek için tekrarlanabilir teknikler gereklidir. Burada sunulan çalışma, T. latifolia'nın tohumdan başarılı bir şekilde yetiştirilmesi için çeşitli büyüme parametrelerini inceledi ve test etti. Typha türlerinin başarılı bir şekilde çimlenmesi, büyük ölçekli üretim için mekanik teknikler kullanılarak elde edilen kazımayı (tohum kabuğunun yırtılmasını) içerir. Erken tohum oluşumunun ilk hafta için düşük besin büyüme koşullarını desteklediği, ardından nakil sonrası sağkalımı artırmak için sonraki haftalarda gübre eklenmesi gösterildi. Bitki sisteminin mikrobiyal biyo-çoğaltımı için sonuçlar, tohumların inokuluma batırılmasının kök dokusunun daha kapsamlı kolonizasyonuna ve uzun süreli bakteri kalıcılığına yol açtığını gösterdi. Mikroorganizma kolonizasyon başarısını artırmak için ağartıcı ve deterjan kombinasyonu kullanılarak optimize edilmiş bir tohum sterilizasyon tekniği kullanıldı. Bu çalışmada tasarlanan hem steril hem de steril olmayan büyüme damarları, T. latifolia'nın çeşitli koşullar altında uzun vadeli büyümesini desteklemektedir.

Giriş

Maliyet ve enerji açısından verimli bir teknoloji olarak, inşa edilmiş sulak alan arıtma sistemleri (CWTS), çevresel kirleticilerin iyileştirilmesi için önemli bir popülerlik kazanmıştır 1,2,3. CWTS, kirleticileri uzaklaştırmak, dönüştürmek veya stabilize etmek için fiziksel, kimyasal ve biyolojik süreçler kullanır. Kimyasal dönüşümde yer alan fiziksel ve kimyasal süreçler, CWTS'nin oluşumundan bu yana iyi bir şekilde karakterize edilmiş olsa da, bitki örtüsünün etkisi büyük ölçüde esrarengiz kalmıştır2. Son yıllarda, bitkilerin atık sulardapotansiyel endişe kaynağı olan organik ve inorganik kirleticileri dönüştürdüğü mekanizmaların anlaşılmasına daha fazla odaklanılmıştır 2,4,5. Bununla birlikte, bunlar gibi mekanik çalışmalar, çok sayıda makrofit yetiştirme ve her bitkinin aynı büyüme ve gelişme aşamasında olmasını sağlamak için tohumdan büyümeyi destekleme yeteneğine dayanır.

Kuzey Amerika'daki CWTS, Typha, Scirpus, Juncus ve Phragmites türleri gibi bölgedeki doğal sulak alanlara özgü bitki örtüsü kullanılarak sıklıkla kurulur 6,7. Bitki örtüsünün seçimi aynı zamanda derinlik, su akışı, alt tabaka kaynağı ve su kaynağı (devridaim olsun veya olmasın) bakımından değişebilen inşa edilmiş sulak alana da bağlıdır2. Son olarak, iklim aynı zamanda sulak alan bitki örtüsünü de etkiler ve daha soğuk iklimler, artan adaptasyon kabiliyetleri nedeniyle batık bitkileri tercih eder8. Typha türleri, bir çevreyi hızlı bir şekilde kolonileştirme ve çeşitli çevresel koşullara uyum sağlama yetenekleri nedeniyle derin, yüzey akışlı inşa edilmiş sulak alanlarda özellikle ilgi çekicidir 9,10.

Sonuçların yakın zamanda gözden geçirilmesi, Typha türlerini kullanan 87 fitotoksisite testinden sadece 15 çalışmanın test bitkilerini tohumdan başlattığını ve bunlardan sadece bir çalışmanın olgun bitkilerde büyümeyi incelediğinibildirmiştir 11. Tohumdan elde edilen kedi kuyruğu deneyinin bu kadar az temsil edilmesi, laboratuvar çalışmaları için kedi kuyruğu yetiştiriciliğini tanımlamayı amaçlayan protokollerle ilgili literatürde bir boşluğa işaret etmektedir. Burada özetlenen protokoller, Typha latifolia'nın steril ve steril olmayan koşullar altında tohumdan olgun bitkiye büyümesi için derinlemesine bir protokol sunarak bu boşluğu doldurmayı amaçlamaktadır. Ek olarak, bu makale, erken aşılamanın, tanıtılan rizo- ve endo-fitik mikropların uzun süreli kalıcılığını korumaya yardımcı olabileceği tohum aşamasında kedi kuyruğu türlerinin bakteriyel biyo-çoğaltımı için bir tekniği tartışmaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

1. Tohum kazıma

  1. Kedi kuyruğu tohumları, 2023 sonbaharında (51.11312 ° K, 114.39381 ° B) Calgary, AB, Kanada'daki bir sulak alandan elde edildi. Sonbaharda kedi kuyruğu salkımını toplayın ve kullanana kadar karanlıkta bir kağıt torba içinde saklayın. Hala sap üzerindeyse, ilkbaharda çiçek salkımını toplayın, ancak tohum geri kazanımı azalacaktır.
  2. Bahçe makası kullanarak, bitki sapını çiçeklenme tabanından ~ 2 cm kesin. Tohumları çiçek salkımından çıkarın ve blenderin hacmi yaklaşık dörtte biri dolana kadar bir laboratuvar blenderine yerleştirin. Bu, sıkıştırılmamış yaklaşık 250 mL tohumdur.
  3. Blenderi 500 mL musluk suyu ile doldurun. Blenderde 10 cm'lik bir üst boşluk bırakın. Orta-düşük hızda 20 saniye karıştırın ve hemen 1 L'lik büyük bir behere aktarın. Elde edilen çözelti viskoz olmalıdır.
  4. Bu tohum suyu çamurunun yaklaşık 100 mL'sini tekrar karıştırıcıya aktarın ve karıştırıcıyı 400-600 mL taze musluk suyu ile doldurun. Orta-yüksek hızda 20 saniye karıştırın ve hemen yeni bir 1 L behere aktarın.
  5. Beheri musluk suyuyla 800 mL'ye kadar doldurun ve en az 60 saniye bekletin. Kazınmış ve canlı kedi kuyruğu tohumları beherin dibine batacak ve tüy ve gaga (kedi kuyruğu tohum yapısının bir açıklaması için Şekil 1'e bakınız) üste çıkacaktır. Beherin üst kısmındaki çamuru alın ve alttaki tohumları rahatsız etmeden beherdeki suyu yavaşça dökün. Tohumları 100 mL'lik bir behere aktarın.
  6. Karıştırma işlemini, adım 1.5'ten itibaren kuyruk çamurunun geri kalanında tekrarlayın.
  7. Tohumları içeren kabı bir karıştırma plakasına yerleştirin ve 1 saat orta hızda döndürün. 1 saat sonra, beherin üst kısmında yüzen herhangi bir bitki materyalini çıkarın.
  8. Tohumları gece boyunca kurutmak için bir vakuma bağlı filtre kağıdı ile bir Büchner hunisine dökün. Kuru tohumlar -20 °C'de 15 mL konik polipropilen tüplerde saklanabilir.

2. Steril olmayan teknik kullanılarak çimlenme

  1. % 1 phytoagar12 ile yarı mukavemetli Murashige ve Skoog (MS) medya plakaları hazırlayın.
  2. Yaklaşık 1 mL kuru tohumu 15 mL konik polipropilen tüpe koyun ve 10 mL musluk suyu ile doldurun. Çimlenmeyi indüklemek için bir orbital çalkalayıcı üzerinde 24 saat düşük hızda döndürün.
  3. 15 mL konik polipropilen tüpte 3 mL kalacak şekilde fazla suyu alın.
  4. Delik boyutunu artırmak için 1000 μL'lik plastik pipet ucunun ucunu kesin ve tohumları pipet ucu içinde askıya almak için tohum çözeltisini kuvvetlice pipetleyin.
  5. Tohumları ve suyu yarı güçlü MS agar plakalarının üzerine yerleştirin. Tohumları eşit şekilde dağıtmak için plakayı döndürün.
  6. Plakaları laboratuvar sızdırmazlık filmine sarın ve 23 °C'de ve %70 nemde 16 saat/8 saat aydınlık-koyu döngüsüne sahip bir büyüme odasına yerleştirin. Tohum çimlenmesini sağlamak için plakaları 1 hafta (2 haftaya kadar) inkübe edin.

3. Steril teknik kullanarak çimlenme

NOT: Farklı tohum sterilizasyon protokolleri test edilmiş ve karşılaştırılmıştır. Tamamen sterilize edilmiş tohumlar üretilirken en yüksek çimlenme oranlarını üreten teknik, önceki bir protokolden13 modifiye edilmiştir ve burada açıklanmaktadır.

  1. % 1 phytoagar12 ile yarı mukavemetli MS medya plakaları hazırlayın.
  2. 15 mL'lik konik polipropilen bir tüpe yaklaşık 1 mL tohum hacmi yerleştirin ve 10 mL steril ddH2O ile doldurun. 10 dakika boyunca orta-yüksek hızda bir orbital çalkalayıcı üzerine yerleştirin.
  3. Suyu çıkarın ve 15 mL konik polipropilen tüpe 5 mL% 0.1 Polisorbat 20 çözeltisi (steril ddH2O içinde hazırlanmış) ekleyin. 10 dakika boyunca orta-yüksek hızda bir yörünge çalkalayıcıya yerleştirin.
  4. Çözeltiyi çıkarın ve 15 mL konik polipropilen tüpe 5 mL %30 ticari ağartıcı ve %0.025 Polisorbat 20 çözeltisi (steril ddH2O içinde hazırlanmış) ekleyin. 30 dakika orta-yüksek hızda çalkalayın.
  5. Solüsyonu çıkarın ve steril ddH2O ile değiştirin. Orta-yüksek hızda 5 dakika çalkalayın. Toplam 3 su durulaması için tekrarlayın.
  6. 15 mL konik polipropilen tüpü steril ddH2O ile doldurun ve çimlenmeyi indüklemek için 24 saat düşük hızda döndürün. 24 saat sonra, plastik tüpte 3 mL kalacak şekilde fazla suyu alın.
  7. 1000 μL'lik bir plastik pipet ucunun ucunu aseptik olarak kesin ve tohumları ucun içinde askıya almak için kuvvetlice pipetleyin.
  8. Yarı mukavemetli MS agar plakaları üzerinde plaka tohumları ve sıvı. Tohumları eşit şekilde dağıtmak için plakayı döndürün.
  9. Plakaları laboratuvar sızdırmazlık filmine sarın ve 23 °C ve %70 nemde 16 saat/8 saat aydınlık-koyu döngüsüne sahip bir büyüme odasına yerleştirin. Çimlenmenin oluşması için plakaları 1 hafta (2 haftaya kadar) bırakın.

4. Seçilmiş bakterilerle tohum aşılaması

  1. Kedi kuyruğu tohumunu aşılamak için, önce steril tohumlar üretmek için adım 3.6'ya kadar yukarıdaki steril tohum çimlenme protokolünü izleyin. Son su durulamasını yukarıdaki adım 3.6'da açıklandığı gibi 15 mL konik polipropilen tüpten çıkarın.
  2. Tek bir izolat veya topluluktan aşılanmış gece boyunca yetiştirilen mikrobiyal kültürleri kullanarak, OD600'ü ölçün ve kültür ortamında seyrelterek 1.0 absorbans değerine normalleştirin. 1.0'lık bir OD600 elde edilmezse kültürleri daha uzun süre inkübe edin.
    NOT: Burada, kültürler bir Luteimonas sp.'den kuruldu. kuzey Alberta'daki bitki köklerinden izole edildi ve mikroskobik görselleştirme için bir DsRed floresan proteini eksprese etmek üzere konjuge edildi.
  3. 2 dakika boyunca 9300 x g'da 1 mL kültürü döndürün. Süpernatanı çıkarın ve peleti 1 mL 1x Fosfat tamponlu tuzlu su içinde yeniden süspanse edin. 2 dakika boyunca 9300 x g'da döndürün.
  4. Süpernatanı çıkarın ve bakteri peletini 1 mL steril ddH2O içinde yeniden süspanse edin.
  5. 15 mL'lik konik polipropilen bir tüpte, hazırlanan inokulumun %0.025 organosilikon yüzey aktif madde ile 1:10 oranında seyreltilmesinin 10 mL'sinde 24 saat boyunca yaklaşık 1 mL tohumu düşük hızda çalkalayın.
  6. Adım 3.8'den başlayarak steril tohum çimlenme protokolünün geri kalanını takip edin.

5. Toprakta steril olmayan Cattail büyümesi

  1. Saksıları, tencerenin üstünden 1 cm boşluk bırakarak tercih ettiğiniz düşük organik maddeli toprakla doldurun. Toprağı musluk suyuyla önceden nemlendirin ve toprağa 1 cm'lik delikler açın.
  2. Cımbız kullanarak, köklere zarar vermemeye dikkat ederek, yukarıdaki 3. adımda anlatıldığı gibi yetiştirilen MS agar plakalarından 1 haftalık çimlenmiş fideleri nazikçe çıkarın. Topraktaki her deliğe nazikçe bir fide yerleştirin ve üzerini toprakla örtün.
  3. Saksıları bir tepsiye koyun ve toprak seviyesine kadar musluk suyu ile doldurun. Her 10 saksı için 100 mL %0,5 20/20/20 NPK gübre ekleyin.
  4. On saksıdan oluşan her bir sete aşağıdaki gibi gübre ekleyin: 2. hafta - 100 mL %0,5 gübre, 3. hafta - 100 mL %1,0 gübre, 4. hafta - 100 mL %1,0 gübre.
  5. 4 hafta sonra, haftalık gübrelemeyi durdurun ve ayda sadece bir kez 100 mL% 1.0 gübre çözeltisi ile gübreleyin. 4 haftada, gerekirse daha büyük saksılara nakledin. Bitkiler bu noktada toprak tipine karşı daha az hassastır, bu nedenle herhangi bir karışım kullanın.
  6. Kaplarını aştıkça kedi kuyruklarını nakletmeye devam edin. Ölü yaprakları makasla çıkarın. Kedi kuyruklarını ayda bir kez gübreleyin.
  7. Deneyler için, fideleri boş bir pipet ucu kutusunun dibine yerleştirildiğinde kutunun kenarlarından sabitlenen küçük bir tencereye nakledin. Bu, toprağın uygun şekilde taşmasına izin verir, böylece sulak alan koşullarını taklit eder. Eski kuyruklar üzerinde deneyler yapıyorsanız, tencerenin neredeyse tamamen suya batırılabilmesi için benzer şekilde değiştirin.

6. Steril fide büyümesi

  1. Fide büyüme odası tasarımı
    NOT: Her bir fide büyütme odası ünitesinin montajı için iki kültür kutusu, luer kilit uçlu bir şırınga, tek kullanımlık 0.2 μm steril filtre ve ısıya dayanıklı silikon gerekir. Oda kurulumunun görsel bir temsili için Şekil 2'ye bakın.
    1. Kapakları kültür kutularından çıkarın ve kapakların ortasında 3,5 cm çapında delikler oluşturmak için el tipi bir matkap kullanın. İki kapağın üst kısımlarını birbirine yapıştırmak için ısıya dayanıklı silikon kullanın.
    2. Kültür kutularından birinin alt köşesine şırınga ucu büyüklüğünde (~ 1 cm çapında) bir delik açın. Bir şırınganın ucunu kesin ve şırınganın gövdesini atın.
    3. Şırınganın ucunu, kutunun dışında Luer kilit dişi olacak şekilde kültür kutusuna sabitlemek için ısıya dayanıklı silikon kullanın.
    4. Kullanmadan önce silikonun en az 24 saat kürlenmesini bekleyin.
  2. Toprakta steril büyüme
    1. Steril tohumlar elde etmek için 3. adımda açıklanan steril tohum çimlenme protokolünü izleyin.
    2. Steril büyüme odası ünitesini musluk suyuyla ıslatılmış tercih edilen toprakla doldurun.
    3. Yem kilit ucunu alüminyum folyo ile kaplayan 20 dakikalık sıvı bir döngüde otoklav. 24 saat sonra, sistemi 20 dakikalık sıvı bir döngüde tekrar otoklavlayın. Sonraki tüm adımları bir laminer akış başlığında gerçekleştirin.
    4. Büyüme haznesindeki Luer kilit ekine 0.2 μm'lik bir filtre ünitesi takın (Şekil 2). Büyüme odasını açın ve toprağa 500 μL filtre ile sterilize edilmiş %1 20/20/20 gübre ekleyin. Toprağı steril bir spatula ile karıştırın. Toprağı karıştırırken, aşırı doygunluk olmadan yeterince nemlendirildiğinden emin olmak için steril ddH2O ekleyin.
    5. MS agar'ı 1 haftalık fideleri içeren plakalardan dörde bölmek için steril bir tıraş bıçağı kullanın. Agar parçasını toprağa koymak için steril bir spatula kullanın.
    6. Büyüme odası ünitesini, 23 °C ve %70 nemde 16 saat/8 saat gündüz-gece döngüsünde bir bitki büyüme inkübatörüne yerleştirin.
  3. Hidroponik çözeltide steril büyüme
    1. Steril tohumlar elde etmek için 3. adımda açıklanan steril çimlenme protokolünü izleyin.
    2. Bir pipet ucu kutusunu ve yarı güçlü MS agar'ı 20 dakikalık sıvı bir döngüde otoklavlayın. Laminer akış başlığında, uç ekinin altını steril laboratuvar sızdırmazlık filmi ile sarın. Her pipet ucu açıklığını neredeyse tepeye kadar agar ile doldurun.
    3. Kutunun altını yarı kuvvetli Hoagland'ın hidroponik büyüme çözeltisi (0.5 mM NH4H2PO4, 3 mM KNO3, 2 mM Ca (NO3) 2 ile doldurarak uç parçasını uç kutusuna geri ekleyin, 1mM MgSO4, 0.023 mM H3BO3, 0.005 mM MnCl2 · 4H2O, 0.0004 mM ZnSO4 · 7H2O, 0.0002 mM CuSO4·5H2O, 0.00007 mM H2MoO4·1H2O ve 0.045 mM FeSO4·7H2O, pH 7.0'a ayarlanmış).
    4. Fideleri MS agar plakalarından dikkatlice çıkarın ve uç kutusu ekindeki pipet açıklığındaki agarın üzerine MS agarın üzerine yerleştirin.
    5. Uç kutusu kapağını kapatın ve 23 °C ve %70 nemde 16 saat/8 saat gündüz-gece döngüsünde bir büyüme odasına yerleştirin.
    6. Bitkiler uç kutusu için çok büyük olduğunda, onları adım 5.1'de açıklanan kültür büyüme odasına nakledin. Aktarmak için, bitki ile birlikte tüm agar tapasını çıkarın ve radyal kesimli bir köpük durdurucuya taşıyın. Köpük tıpa iki kültür kutusu arasına yerleştirilebilir ve alt kültür kutusu yarı mukavemetli Hoagland ile doldurulabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Şekil 1, kazıma işleminden geçen bir Typha tohumunun, gagası çıkarılmış tam olarak kazınmamış bir tohum ve kazınmamış bir tohumun bir temsilini göstermektedir. Karıştırma süresinin, öncelikle tamamen kazınmış tohumlar üretmek için yeterli olduğundan emin olun.

Tohumlar kazındıktan ve kurutulduktan sonra, steril olmayan çimlenme tekniği kullanılarak tohumların canlılığı test edilmelidir. 7 günün sonunda tohumların en az 'sinde sürgün dokusu ile birlikte o...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Burada sunulan protokol, laboratuvar uygulamaları için tohumdan kedi kuyruğu türlerinin büyümesi için ayrıntılı bir kılavuz sağlar. Kedi kuyruğu rizom kesimlerinden kolayca çoğaltılabilirken, bitkileri tohumdan başlatmak, bir numune seti içinde genetik çeşitliliğe izin verir, bitkilerin eşit büyüme aşamalarında olmasını sağlar ve mikrobiyal biyoaugmentasyon deneyleri için erken kolonizasyon fırsatı sağlar. Daha istilacı kedi kuyruğu türlerinin çoğalması yerli türlerin yer değiştirmesini ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

AZ, Kanada Doğa Bilimleri ve Mühendislik Araştırma Konseyi (NSERC) CGS-M Lisansüstü Ödülü tarafından finanse edildi. Muench laboratuvarında CWTS üzerine yapılan araştırmalar, Genome Alberta ve Genome Quebec ile ortaklaşa Büyük Ölçekli Uygulamalı Araştırma Projesi (LSARP) hibesi (#18207) aracılığıyla Genome Canada tarafından desteklenmektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
0.2 & mikro; m steril filtreVWR514-4126
3′,5′-Dimetoksi-4′-hidroksiasetofenonPhytoTech LaboratuvarlarıS7777
Kapaklı kültür kutuları (77 mm ve zaman; 77 mm & zaman; 97 mm)Millipore Sigma V8505
Isıya dayanıklı silikon sızdırmazlık yüksek sıcaklıkİmparatorluk Üretim GrubuKK0205
Laboratuvar mühür filmiMillipore Sigma P7793
Murashige ve Skoog media PhytoTech LaboratuvarlarıM401
Organosilikon yüzeyaktif maddePhytoTech LaboratuvarlarıS7777
Phytoagar GoldBiotechnologyP1003 
Polisorbat 20Roche11332465001

Kaynaklar

  1. Ciria, M. P., Solano, M. L., Soriano, P. Role of Macrophyte Typha latifolia in a Constructed Wetland for Wastewater Treatment and Assessment of Its Potential as a Biomass Fuel. Biosys Eng. 92 (4), 535-544 (2005).
  2. Shelef, O., Gross, A., Rachmilevitch, S. Role of Plants in a Constructed Wetland: Current and New Perspectives. Water. 5 (2), 405-419 (2013).
  3. Parde, D., et al. A review of constructed wetland on type, treatment and technology of wastewater. Environ Tech Innovation. 21, 101261(2021).
  4. Abdullah, S. R. S., et al. Plant-assisted remediation of hydrocarbons in water and soil: Application, mechanisms, challenges and opportunities. Chemosphere. 247, 125932(2020).
  5. Noor, I., et al. Heavy metal and metalloid toxicity in horticultural plants: Tolerance mechanism and remediation strategies. Chemosphere. 303, 135196(2022).
  6. Vymazal, J. Plants used in constructed wetlands with horizontal subsurface flow: A review. Hydrobiologia. 674 (1), 133-156 (2011).
  7. Sandoval, L., Zamora-Castro, S. A., Vidal-Álvarez, M., Marín-Muñiz, J. L. Role of Wetland Plants and Use of Ornamental Flowering Plants in Constructed Wetlands for Wastewater Treatment: A Review. Appl Sci. 9 (4), 685(2019).
  8. Wu, H., et al. Constructed wetlands for pollution control. Nat Rev Earth Environ. 4, 218-234 (2023).
  9. Yang, Y., Shen, Q. Phytoremediation of cadmium-contaminated wetland soil with Typha latifolia L. and the underlying mechanisms involved in the heavy-metal uptake and removal. Environ Sci Pollution Res. 27 (5), 4905-4916 (2020).
  10. Leto, C., Tuttolomondo, T., La Bella, S., Leone, R., Licata, M. Effects of plant species in a horizontal subsurface flow constructed wetland - phytoremediation of treated urban wastewater with Cyperus alternifolius L. and Typha latifolia L. in the West of Sicily (Italy). Ecol Eng. 61, 282-291 (2013).
  11. Sesin, V., Davy, C. M., Freeland, J. R. Review of Typha spp. (cattails) as toxicity test species for the risk assessment of environmental contaminants on emergent macrophytes. Environ Pollution. 284, 117105(2021).
  12. Murashige, T., Skoog, F. A Revised Medium for Rapid Growth and Bio Assays with Tobacco Tissue Cultures. Physiol Plantarum. 15 (3), 473-497 (1962).
  13. Rogers, S., Beech, J., Sarma, K. S. Shoot regeneration and plant acclimatization of the wetland monocot cattail (Typha latifolia). Plant Cell Rep. 18 (1), 71-75 (1998).
  14. Tangen, B. A., et al. Distributions of native and invasive Typha (cattail) throughout the Prairie Pothole Region of North America. Wetlands Ecol Management. 30 (1), 1-17 (2022).
  15. Pieper, S. J., Nicholls, A. A., Freeland, J. R., Dorken, M. E. Asymmetric Hybridization in Cattails (Typha spp.) and Its Implications for the Evolutionary Maintenance of Native Typha latifolia. J Heredity. 108 (5), 479-487 (2017).
  16. Lansdown, R. V. Typha latifolia. The IUCN Red List of Threatened Species 2017. , (2017).
  17. Bedish, J. W. Cattail Moisture Requirements and their Significance to Marsh Management. Am Midland Naturalist. 78 (2), 288(1967).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Sazyeti YetiştirmeTohum ÇimlenmesiTohum SkarifikasyonuYapay Sulak AlanlarTohum SterilizasyonuBitki-Mikrop EtkileşimiKök KolonizasyonuHidroponik Sistem
Typha latifolia'nın (Kedi Kuyruğu) Yetiştirilmesi ve Mikrobiyal Biyoaugmentasyonu için Optimize Edilmiş Yöntem
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.