Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Cerrahi Uterus Yaralanması ve Sonraki Gebelik Sonuçlarının Fare Modeli

1.8K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/67977

⸱

27 Haziran 2025

 , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California, Davis, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of California, Davis

Bu makalede

Özet

Bu protokol, bir fare modelinde uterus hasarını indüklemek için bir prosedürü ve ardından sonraki bir hamilelik sırasında aşağı akış analizlerini açıklar.

Özet

Sezaryen bölümlerinden (sezaryen) ve diğer prosedürlerden (dilatasyon ve küretaj, miyomektomiler vb.) kaynaklanan uterus yaralanması, sonraki gebeliklerde plasenta previa, plasenta akreata spektrumu (PAS), Sezaryen skar gebeliği ve uterus rüptürü dahil olmak üzere çeşitli morbiditelere yol açabilir. Sezaryen, ABD'deki doğumların yaklaşık %30'unu oluşturuyor ve oranların artması bekleniyor. Bu nedenle, yaralanma ile ilişkili gebelik bozukluklarının ortaya çıktığı mekanizmaların daha derin bir şekilde anlaşılması ve olası müdahalelerin test edilmesi için bir platform esastır. Bu hedeflere ulaşmak için, uterus yaralanmasının hayvan modellerine, özellikle de yaralanmanın sonraki utero sonuçları üzerindeki etkisini ele alan modellere kritik bir ihtiyaç vardır. Bu protokol, laboratuvar faresinde (Mus musculus) mekanik olarak indüklenen uterus yaralanması modeli için yeni bir cerrahi prosedürü tanımlar. Ameliyata hazırlık, rahim yaralanmasının kendisinin indüksiyonu ve ameliyat sonrası iyileşme prosedürleri için atılan adımlar gösterilmektedir. Hem gebe olmayan hem de gebe farelerin aşağı akış diseksiyonu ile ilgili ek bilgi sağlanmaktadır. Genel olarak, bir in vivo modelde uterus hasarını indüklemek için bir dizi prosedürü detaylandırarak, bu protokol uterus yara iyileşmesinin moleküler ve hücresel olaylarını ve bunun sonraki hamilelik üzerindeki etkilerini aydınlatmak için izlenebilir bir yöntem sunar.

Giriş

ABD'de her 3 doğumdan 1'i sezaryen (sezaryen) ile yapılsa da, rahmin nasıl iyileştiği ve yaralı bir uterusun sonraki gebeliklerde nasıl komplikasyonlara yol açtığı hakkında çok az şey bilinmektedir 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12, 13. Bu komplikasyonlar arasında uterus rüptürü, plasenta previa, PAS ve Sezaryen skar gebeliği bulunurve bunlar birlikte bir veya daha fazla sezaryen 1,2,6,8,12,14,15,16,17 olan hastaların ~%2,5'ini etkiler. Plasenta previa, plasentanın uterusun alt kısmına anormal yerleşimi ile karakterizedir 4,16. Bu sadece rahim ağzının fiziksel olarak tıkanmasına ve hamilelik sırasında kanama riskinin artmasına neden olmakla kalmaz, aynı zamanda PAS 8,12'nin daha şiddetli, invaziv durumu için de önemli bir risk faktörüdür. PAS, plasentanın mesane veya rektuma kadar maternal dokulara çok derinden invazyonu ile tanımlanır ve hayatı tehdit eden maternal kanamayı önlemek için sıklıkla bir C-kesit histerektomisi gerektirir12,17. Sezaryen skar gebelikleri, nadir olmakla birlikte, düşük, fetal ölüm ve erken doğum dahil olmak üzere yüksek oranda ilişkili morbiditeler taşır18,19. Geçirilmiş sezaryen öyküsü ile ilişkili komplikasyonlara ek olarak, miyomektomi veya dilatasyon ve küretaj (D&K) gibi diğer uterus prosedürleri de hasta morbiditelerine yol açar. Örneğin, geç spontan kürtajdan sonra D&C uygulanan hastaların ~%30'u ve leiomyoma için ikinci bir histeroskopik rezeksiyon geçiren hastaların %46'ya kadarında Asherman sendromuna (AS) özgü intrauterin yapışıklıklar gelişir20,21. AS, kadınların ~% 2'sini etkileyerek amenore, dismenore, embriyo implantasyon başarısızlığı, tekrarlayan gebelik kaybı, erken doğum ve / veya PAS 21,22'ye neden olur. Bu nedenle, önceki uterus travması ile ilişkili önemli majör morbiditeler ve mortaliteler göz önüne alındığında, deneysel bir hayvan modeli sadece uterus yaralarının iyileşme mekanizmalarını ve uterus hasarının sonraki gebelik sonuçlarını nasıl etkilediğini aydınlatmak için değil, aynı zamanda yeni tanı ve terapötiklerin geliştirilmesi için bir platform olarak da kritik öneme sahiptir23,24.

Bu nedenle birkaç çalışma, uterus hasarının fare modellerini geliştirmiştir. Bununla birlikte, erken çalışmalar ya uterus hasarının sonraki gebelikler üzerindeki sonuçlarını incelememiştir25 ya da yumurtalıklı farelerde26 endometriyal alıcılık penceresinin dışındaki embriyo implantasyonunu araştırmak için uterus luminal yüzeyine verilen hasarı sınırlamıştır. Bu bilgi boşluklarını ele almak için, bu protokolde açıklanan model, diğer yeni çalışmalarla birlikte, farelereuterus yaralanması eklemek için yeni bir cerrahi metodoloji sunmaktadır 27,28. Bu protokol, geniş erişilebilirliği, genetik izlenebilirliği, kısa gebelik, doğumdan ergenliğe kadar hızlı süresi, büyük altlık boyutları ve maliyet etkinliği nedeniyle model organizma olarak ortak laboratuvar faresini kullanır. Ek olarak, farelerde iki uterus boynuzunun anatomik özelliği, her deney hayvanında yaralanmamış bir boynuz ile iç kontrole ve ayrıca lokal kusurları doğrudan yara izine karşı ayırma yeteneğine izin verir. tüm uterus ortamı boyunca küresel kusurlar. Bu Protokolde açıklanan yaklaşım, basit bir dorsal laparotomi ve ardından tek bir uterus boynuzunun hem endometriyal hem de miyometriyal katmanları boyunca bir kesi oluşturmak için çapaklı bir iğne kullanılmasını gerektirir. Bu metodoloji, sezaryen ve miyomekanik tomriler sırasında görülen yaralanmaları en yakından taklit eder, ancak AS 29,30'dan önce gelen D&C'ler gibi insizyonel olmayan yaralanmaları araştırmak için kolayca değiştirilebilir. Yaralanmayı takiben, hayvanların iyileşmesine izin verilir ve daha sonra yaralanmanın sonraki utero sonuçları üzerindeki sonuçlarını incelemek için zamanlanmış gebelikler için damızlık erkeklerle çiftleştirilir27,28.

Genel strateji açısından diğer yeni çalışmalara benzer olsa da, bu protokolün belirgin avantajlar sağlayan yönleri vardır. Örneğin, hem Li ve ark. hem de Burke ve ark. burada tarif edildiği gibi uterusa dorsal yerine abdominal olarak erişmiştir31,32. Dorsal bir yaklaşımın hem gerçekleştirilmesi daha basittir hem de hayvanın ameliyat sonrası hızlı iyileşmesi için daha elverişlidir. Burke ve ark. çalışmasında, endometriyumu kazımak için bükülmüş iğneler veya küretler kullanıldı, böylece bu Protokoldeki C-kesitlerini ve miyomektomileri daha yakından modelleyen tam kalınlıkta insizyonel yaralanmaların aksine, D&C'leri daha yakından taklit etti32. Peripartum farelerde, Burke ve ark. burada tarif edildiği gibi, embriyoların implante edildiği anti-mezometriyal yüzeyin aksine, mezometriyal üzerinde insizyonlar yaptı. Li ve ark.31 tarafından kullanılan makasın aksine çapaklı bir iğne kullanarak, bu yaklaşım hem D&C'leri hem de C-kesitlerini ve miyomektomileri modellemek için tam kalınlıktan endometriyum kısıtlı yaralanmalara daha kolay değiştirilebilir. Hem Li ve ark. hem de Burke ve ark. rahim yaralarını dikişlerle kapattılar, bu da sezaryen sırasındaki olaylara daha sadık olmasına rağmen, iyileşme sürecine ek değişkenlik ve yabancı cisim etkileri potansiyeli getirir 31,32,33,34,35,36. Sıçanlarda yapılan benzer çalışmalar, hem gebeolmayan 37,38 hem de gebe39 hayvandasütür 37,38,39 kullanılarak kapatılan tam kalınlıkta insizyonel 38,39 veya eksizyonel37 uterus yarası oluşturmak için abdominal yollar kullanmıştır. Bu nedenle, burada sunulan protokol, minimal cerrahi deneyim gerektiren, tam kalınlıkta uterus yaralanmasını takiben embriyo implantasyonu ve plasentasyonla ilgili olayları ele alan ve endometriyumda D & C benzeri yaralanmalar da dahil olmak üzere çok çeşitli sorulara kolayca uyarlanabilen basit ve tekrarlanabilir bir yaklaşımla ilgilenen araştırmacılar için özellikle uygundur27,28.

Bu protokolün 1. adımı, ameliyat öncesi adımları özetlemektedir. Adım 2, uterus boynuzunun yaralanmasına neden olmak için cerrahi prosedürü açıklar. Son olarak, Adım 3, rahim ameliyatının sonraki hamilelik üzerindeki etkilerini araştırmak için hamile bir barajın diseksiyonunu detaylandırır. Toplamda, bu çalışma, uterus yara iyileşmesi ve ilişkili gebelik sonuçlarının hızlı ve benimsenmesi kolay benzersiz bir kemirgen cerrahi modeli sunmaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu protokolde gösterilen tüm prosedürler, Kaliforniya Üniversitesi, Davis Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır (IACUC Protokolü #23985). Bu protokolde tarif edilen prosedürler tipik olarak 7-10 haftalık ve 19-25 g ağırlığındaki C3H dişileri üzerinde gerçekleştirilir, ancak bu protokol araştırmacının sorusuna bağlı olarak tüm suşlar, yaşlar ve ağırlıklardaki dişi fareler için uygundur. Çalışmalar için yalnızca yaralanma veya sıkıntı belirtisi olmayan sağlıklı hayvanların kullanıldığından emin olmak için ameliyattan önce hayvanları izleyin. Reaktiflerin ve kullanılan ekipmanın ayrıntıları Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

1. Cerrahi bölgenin hazırlanması

  1. Ameliyat gününden önce, tüm cerrahi aletleri (ince forseps (# 5 veya # 55), iğne tutucu, kavisli iris makası ve cilt klipsi aplikatörü (klipslerle yüklü)) sterilizasyon torbalarına ve otoklava yerleştirin.
  2. Enjekte edilebilir bir anestezik kullanılıyorsa,% 0.9 sodyum klorür salin içinde 10 mg / mL ketamin ve 1 mg / mL ksilazin çalışma seyreltmesi hazırlayın.
    NOT: Alternatif olarak, nosekon yoluyla verilen izofluran kabul edilebilir bir anestezi şeklidir40.
  3. Ameliyattan hemen önce kişisel koruyucu ekipman (KKD) giyin: laboratuvar önlüğü, cerrahi saç bonesi, cerrahi yüz maskesi ve eldivenler.
  4. Ameliyat öncesi alanı hazırlayın.
    NOT: Bu, kağıt havlularla kaplı bir emici tezgah pedi ve hayvanın ameliyattan önce anestezi aldıktan sonra dinlenebileceği bir kafesten oluşabilir. Hayvan kafesini kağıt havluyla hizalayın ve ameliyat öncesi tezgah pedinin yanına yerleştirin.
  5. Ameliyat için belirlenen hayvanı, darası alınmış plastik bir beher veya benzer bir kapta bir terazinin üzerinde tartın (Şekil 1A). Uygun anestezik, analjezik ve salin miktarlarını hesaplamak için ağırlığı kaydedin.
  6. Aşağıdaki adımlarla hayvana enjekte edilebilir anestezi uygulayın:
    1. 100 mg / kg ketamin ve 10 mg / kg ksilazin dozu elde etmek için bir insülin şırıngasını ketamin / ksilazinin çalışma seyreltmesinin uygun hacmi ile doldurun (bkz. adım 1.1).
      NOT: Örneğin, 22 g ağırlığındaki bir hayvan, 0.22 mL 10 mg / mL ketamin ve 1 mg / mL ksilazin anestezik çözeltisi gerektirecektir.
    2. Hayvanı güvenli bir şekilde ovaladıktan ve sırtüstü pozisyona41 ters çevirdikten sonra uygun dozda ketamin / ksilazin intraperitoneal (I.P.) enjekte edin (Şekil 1C).
      NOT: Gerektiğinde bir sürtünme koruması kullanılabilir.
  7. Hayvanı yaklaşık 3 dakika izleyin. Bu süre zarfında hareket gözlenirse, ek bir 0.02 mL ketamin / ksilazin çözeltisi I.P.41 enjekte edin.
  8. Anestezi verildikten ~ 10 dakika sonra ön ayak parmağını çimdikleyerek yeterli sedasyon olup olmadığını kontrol edin40,42.
    NOT: Hayvanlar tipik olarak 10-15 dakika içinde cerrahi bir anestezi düzlemine ulaşırlar. C3H fareleri tipik olarak C57BL / 6 veya BALB / c hayvanlarından ~% 20 daha fazla anestezik gerektirir (ör., 20 g'lık bir hayvan için 0.24 mL ketamin / ksilazin çözeltisi). Dozlamanın her bir suşa göre ampirik olarak belirlenmesi gerekebilir.
  9. Hareketin kesilmesinden sonra, deri altına (S.C.)hayvana 41 kişiye 0.5 mg / kg uzatılmış salımlı Buprenorfin enjekte edin (Şekil 1D).
    NOT: Uzun süreli salınan Buprenorfinin küçük hacimli ve viskoz doğası göz önüne alındığında, diğer elinizle cildi çadır kurarken kürek kemiğinin yakınına enjekte edilmesi önerilir.
  10. Hayvanın gözlerini korumak için steril bir pamuklu çubuk kullanarak oftalmik merhem uygulayın (Şekil 2A).
  11. Anestezi uygulanmış hayvanı, kağıt havlularla kaplı ameliyat öncesi emici pedin üzerine yerleştirin.
  12. Bir kürk düzeltici kullanarak sırtın alt ve orta kısmındaki kesi bölgesini dikkatlice tıraş edin (Şekil 2B). Kağıt havlu ve ardından tüy bırakma rulosu kullanarak fazla kürkü çıkarın (Şekil 2C).1.12
    NOT: Tüy dökücü krem, tüylerin tamamen çıkarılması için steril bir pamuklu çubuk kullanılarak uygulanabilir.
  13. Alkol hazırlama pedleri ve povidon-iyot çubukları kullanarak insizyon bölgesini aşağıdaki şekilde dezenfekte edin:
    1. Amaçlanan kesi yerinin merkezinden başlayarak, alkol hazırlama pedi ile dairesel hareketlerle dışa doğru silin (Şekil 2D).
    2. Ardından, insizyon bölgesini benzer şekilde bir povidon-iyot çubukla silin (Şekil 2E).
    3. Toplam 3 tur boyunca taze alkol hazırlama pedleri ve povidon-iyot çubukları arasında geçiş yapın.
  14. Cerrahi alanı aşağıdaki gibi hazırlayın (bkz. Şekil 3A):
    1. Bir aydınlatıcının altına ikinci bir emici ped yerleştirin, ardından emici pedin üzerine steril bir cerrahi örtü yerleştirin.
    2. Eldivenleri ve aydınlatıcıyı %70 etanol ile sterilize edin.
    3. Steril cerrahi aletleri cerrahi örtünün kenarlarına yerleştirin ve hayvanı cerrahi alanın ortasına yerleştirin.
  15. Hayvanın üzerine steril bir örtü (örneğin Glad Press 'n Seal) yerleştirerek ve sadece burnu açıkta bırakarak steril bir alan oluşturun (Şekil 3B).
    NOT: Kullanım sırasında, temiz cerrahi aletler, cerrahi alan içindeki steril örtü gibi steril yüzeylere yerleştirilebilir.
  16. Bu bölgede bir kesi oluşturmaya hazırlık olarak traş edilen bölgenin üzerine küçük bir kare kesin (Şekil 3C,D). İnsizyon bölgesinin belirli konumu için adım 2.1 (aşağıda) için NOT'a bakın.

2. Rahim yaralanmasının cerrahi indüksiyonu

NOT: Bu bölüm, hamile olmayan bir dişi farenin tek bir uterus boynuzuna yaralanma sokmak için yapılan ameliyatı ve prosedürü açıklar. İlk olarak, uterus boynuzunun üst kısmını ortaya çıkarmak için bir dorsal laparotomi yapılır. Daha sonra rahim endometriumuna zarar vermek ve istenirse myometriumu kesmek için rahim lümenine 25 G'lık çapaklı bir iğne sokulur. Bu, yaralı uterus boynuzunda uzunlamasına bir yara oluşturur ve uterusun nasıl iyileştiği ve yaralanmanın sonraki bir hamileliği nasıl etkilediği gibi soruları ele almak için daha fazla deney yapılmasını sağlar. Ameliyatı gerçekleştirmeden önce hayvanın uygun şekilde sedasyon altına alınması önemlidir. Adım 1'de açıklandığı gibi, birkaç parametre bir hayvanın yeterince anestezi altında olduğunu gösterir. Bunlar, hareketin durmasını, solunum hızında bir azalmayı ve ön ayak refleksinin olmamasını içerir. Ek olarak, hafif bir dokunuşta arka bacak refleksi olmamalıdır, ancak bu refleks bazen yeterli anestezi uygulandığında yeterli anesteziye rağmen mevcut kalır40,42.

  1. Cildi ince forseps (# 5 veya # 55) ile tutarken bir makas (düz veya kavisli iris makası) kullanarak fare sırt derisinde 2-3 mm'lik bir kesi kesin.
    NOT: Kuyruk tabanı ile boyun arasında ~1/3 mesafe ve orta hattan ~0.5 cm mesafe kesin. Şekil 4A'ya bakın.
  2. Fasyada 2-3 mm'lik bir kesi kesin ve hemen yumurtalık yağ yastığını kaplayın (Şekil 4B).
  3. Yumurtalık yağ pedini bir çift forseps ile nazikçe kavrayın ve fasya ve derideki kesilerden çıkarın (Şekil 4C).
    NOT: Yumurtalık ve uterusun vücut boşluğundan çıkarılabilmesi için yağ yastıkçığının parçalarının kesilmesi gerekebilir. Kadın üreme sisteminin herhangi bir bölümüne, dalağa ve yağ yastığının yakınındaki büyük kan damarlarına zarar vermekten kaçının.
  4. Uterusun üst üçte birlik kısmını açığa çıkardıktan sonra aşağıdakileri yapın (Şekil 4D):
    1. Uterotubal ligasyonu forseps ile nazikçe sabitleyin (Şekil 5A,B).
    2. Uterusun üst kısmında küçük bir delik oluşturmak için çapaklı bir iğnenin keskin ucunu kullanın (Şekil 5A,B).
    3. İğneyi dikkatlice yerleştirin ve uterus boynuzunun anti-mezotrial yüzeyini kazımaya başlayın (Şekil 5C).
    4. Hem endometriyal hem de miyometriyal tabakaların tam perforasyonu sağlanana kadar kazımaya devam edin (Şekil 5D).
      NOT: Forseps ve/veya iğne girişi ile yapılan aşırı basınç, uterotubal ligasyonda uterusu yırtabilir, bu da uterus boynuzunun yumurta kanalı ve yumurtalıktan ayrılmasına neden olur. Eğer rahim ligasyonuna zarar vermeden çapaklı iğne ile rahim içine giriş deliği oluşturmak zor ise alternatif olarak çapaksız 25 G veya 27 G iğne kullanılabilir. Çapaklı iğne daha sonra yukarıda açıklandığı gibi insizyonu oluşturmak için bu deliğe sokulabilir. Burada anlatılan yaklaşımda, rahim boynuzunda tam kalınlıkta kesiler yapılır. Bununla birlikte, daha az kapsamlı uterus hasarı isteniyorsa, çapaklı 25 G iğne, endometrium gibi uterusun sadece en iç katmanlarını kazımak için kullanılabilir. Ek olarak, bu prosedür, ek bir değişken olarak yabancı cisim tepkilerinin ortaya çıkmasını önlemek için uterusu kapatmak için dikişler kullanmaz; Bununla birlikte, uterus dikişi bu prosedür için kabul edilebilir bir alternatiftir.
  5. Yaralı uterus boynuzunu forseps kullanarak nazikçe vücut boşluğuna geri koyun (Şekil 6A,B).
  6. Sütür43: fasya 4-0 numara sütür ile kapatıldı ve fazla ipliği çıkarın (Şekil 6C-E).
    NOT: Fasyadaki kesiyi kapatmak için tipik olarak tek bir dikiş yeterlidir.
  7. Cilt klipsi aplikatörünü kullanarak cilt kesisini klipslerle kapatın (Şekil 6F).
    NOT: Kesiyi kapatmak için bir ila iki klips gereklidir.
  8. Ameliyat sonrası destekleyici bakım için deri altındananaljezi olarak 41 10 mg / kg Carprofen ve 0.5 mL salin (% 0.9 NaCl) enjekte edin. Şekil 7A'ya bakın.
  9. Hayvanı tanımlamak için bir kulak yumruğu veya numaralı metal kulak küpeleri kullanın44.
  10. Ameliyat sonrası iyileşme için hayvanı ısıtılmış bir kafese yerleştirin (Şekil 7B).
    NOT: Hayvan başını kaldırabildiğinde, onu yatak takımları olan normal bir kafese geri koyun. Aşağıdaki 2.12 adımına bakın.
  11. Aynı cerrahi aletlerle ek ameliyatlar yapıyorsanız, aşağıdaki adımları uygulayın:
    1. Öncelikle %70 etanol ve kağıt havlu ile temizleyin.
    2. Ardından, aletleri 30 saniye boyunca kuru bir cam boncuk sterilizatörüne koyarak yeniden sterilize edin.
    3. Daha fazla kullanmadan önce aletlerin oda sıcaklığına soğumasını bekleyin.
  12. Hareketin yeniden başlamasından sonra, ketamin / ksilazin kullanılmışsa ameliyattan iyileşmeden ~ 1-2 saat sonra veya izofluran ile anesteziden ~ 5 dakika sonra hayvan tesisine yerleştirilecek hayvan(lar)ı iade edin.
  13. Ağrı ve sıkıntı belirtileri için hayvan(lar)ı günlük olarak izleyin ve ameliyattan sonraki 3 güne kadar gerektiğinde günlük 10 mg / kg carprofen enjeksiyonları sağlayın.
    NOT: Yüz buruşturma ölçeği45 ve vücut kondisyon puanlaması46 , hayvan refahının standart veteriner değerlendirmeleridir.

3. Rahim hasarının sonuçlarını değerlendirmek için hamile farelerin çiftleşmesi ve diseksiyonu

NOT: Spesifik araştırma sorusuna bağlı olarak, uterus yaralanması sonrası çeşitli son nokta analizleri yapılabilir. Örneğin, hamile olmayan hayvanlar, yara iyileşmesinin kinetiğini incelemek için yaralanma sonrası farklı zaman noktalarında diseke edilebilir27. Ek olarak, yaralı hayvanlar, yaralanmanın sonraki gebelikler üzerindeki etkisini incelemek için doğal çiftleşme veya embriyo transferi yoluyla emprenye edilebilir27. Bu Adım, hasarlı bir uterus ortamında embriyonik ve plasental gelişimin değerlendirilmesini tanımlar. Özellikle, bu Adım, gebeliğin embriyonik 12.5 gününde (E12.5, vajinal tıkaç sabahı E0.5 olarak tanımlanır; aşağıdaki adım 3.2'de vajinal tıkaçların tanımlanması hakkında daha fazla bilgi) zamanlanmış çiftleşmelerin ayarlanması ve hayvanların diseksiyonu hakkında ayrıntılar sağlar. Toplamda, Adım 3, belirli bir dizi deneysel soruyu incelemek için yaralanma sonrası yapılabilecek aşağı akış analizlerine bir örnek sağlar.

  1. Ameliyat sonrası iyileşmeden sonra, yaralı dişiyi 11 haftalık veya daha büyük bir damızlık erkekle birlikte barındırarak zamanlanmış çiftleşmeler47 gerçekleştirin.
    NOT: Yaralanma sonrası iyileşme süresi, özel araştırma sorusu ile belirlenecektir. Bu Protokolü kullanan çalışmalar, zamanlanmış çiftleşmelere başlamadan önce tipik olarak 30 günlük iyileşmeye (test edilen 5-105 günlük bir aralıkla) izin verir. Üçlü veya harem çiftleşmeleri, konut maliyetini düşürür ve bu deneysel yaklaşımın verimliliğini artırır. Bununla birlikte, bu tür çiftleşme konfigürasyonlarının kurumsal onay gerektirdiğini ve yalnızca hamilelik sırasında diseksiyon amaçlarına yönelik olduğunu lütfen unutmayın; Trio veya harem çiftleşmelerinden elde edilen canlı doğumlar hayvanlarda strese neden olur ve genellikle tavsiye edilmez veya izin verilmez.
  2. Bir tıkaç tanımlanana kadar her sabah vajinal tıkaç kontrolleri yapın (bkz. Şekil 8), bu noktada dişi, damızlık erkekten ayrı olarak yerleştirilebilir.
    NOT: Tıkaçlar vajinal kanalda beyaz bir kitle (Şekil 8A) veya tüm vajinal bölgede şişkin bir şişkinlik olarak görünecektir. Dışarıdan herhangi bir tıkaç belirtisi görünmüyorsa, vajinal kanala yavaşça bir prob arayıcı yerleştirilebilir (Şekil 8C, D). Prob arayıcıdaki kıvrıma kadar ucun tam olarak yerleştirilmesinden önceki herhangi bir direnç, bir tapanın göstergesidir. Fiş kontrolleri sabah ~ 7'de veya gün içinde fişler düştüğü için sabah mümkün olduğunca erken yapılmalıdır. Vajinal tıkaçların kontrolü hakkında daha fazla ayrıntı için, Behringer ve ark.48'e bakınız. Gebeliğin ek ve daha güvenilir bir şekilde doğrulanması için, yüksek frekanslı ultrason kullanılabilir49,50. Ultrason mevcut değilse veya istenmiyorsa, kilo alımının E7.7551 ile hamileliği makul bir doğrulukla tahmin ettiği gösterilmiştir.
  3. Hayvanı (kurumsal olarak onaylanmış protokolleri izleyerek) istenen gebelik yaşında kurban edin. Hayvan ötenazisinin nasıl yapılacağı ve diseksiyon için gebelik yaşının nasıl seçileceği ile ilgili ayrıntılar için aşağıdaki NOT'a bakınız.
    NOT: Fiş tarihi E0.5 olarak belirlenmiştir. Ele alınan deneysel soruya dayanarak fedakarlık sırasında bir gebelik yaşı seçin. Örneğin, E4.5-E5.5, peri-implantasyon biyolojisini araştırmak için uygundur. E11.5-E14.5, kaynaşmış plasentaların varlığı da dahil olmak üzere orta gebelik plasental kusurlarını araştırmak için tavsiye edilir. Hayvan ötenazisi için kurumsal yönergeleri izleyin. Kabul edilebilir bir prosedür, 8 dakikalık bir CO2 inkübasyon süresi, ardından 2 dakikalık bir bekleme ve gözlem süresi ve son olarak servikal çıkık yoluyla ötenazinin ikincil teyididir.
  4. Ötenaziden sonra, diseksiyon için aşağıdaki gibi hazırlanın (bkz. Şekil 9A):
    1. Hayvanı bir diseksiyon yüzeyine sırtüstü pozisyonda yerleştirin.
    2. 1× PBS ile doldurulmuş Petri kapları ile birlikte gerekli diseksiyon aletlerini (forseps, makas) edinin.
    3. Gevşek kürk tellerinin diseksiyon bölgesine yapışmasını önlemek için, diseksiyondan önce karın kürkünü %70 etanol, su veya 1× PBS ile ıslatın.
  5. Karın derisini forseps ile tutarak ve göğüs kafesinin dibine ulaşana kadar makasla karın uzunluğu boyunca bir V şekli keserek alt karın bölgesinde bir kesi yapın ("V" harfinin her vuruşu için ~2 cm kesi). Şekil 9B-D'ye bakın.
  6. Forseps ile tutarken ve karın boşluğu görünene kadar V şeklinde keserken alttaki karın kası duvarında V şeklinde bir kesi ("V" harfinin her vuruşu için ~ 2 cm kesi) oluşturun. Bkz. Şekil 9E,F.
  7. Bağırsakları ve diğer karın içeriğini nazikçe bir kenara iterek uterusu açığa çıkarın. Embriyo içeren uterusu karın boşluğundan dışarı çekin ve görüş alanına alın. Şekil 9G'ye bakın.
  8. Uterusu kapalı embriyolarla birlikte karın boşluğundan çıkarın. Rahmi 1× PBS ile önceden doldurulmuş bir Petri kabına yerleştirin. Şekil 9H'ye bakın.
    NOT: Önce yumurtalık yağ pedini kavramak için forseps kullanın. Daha sonra, önce yumurtalık yağını, ardından mezometriyal arterleri, vajinayı, diğer rahim boynuzu boyunca mezometriyal arterleri ve son olarak ikinci yumurtalık yağ pedini keserek uterusu vücut boşluğunun geri kalanından ayırmak için makas kullanın. Mikroskopi veya histoloji gibi istenen aşağı akış analizi için gerektiğinde daha fazla diseksiyon yapılabilir. Örnek veriler için Şekil 10'a bakın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Anestezik olarak ketamin / ksilazin kullanımı ile yapılan ameliyattan sonra, hayvanlar tipik olarak ~ 1 saat içinde kısmen hareketlidir ve ~ 4-6 saat içinde tamamen hareketlidir. İzofluran anestezisinden iyileşme tipik olarak dakikalar içinde gerçekleşir. Yara ayrışması veya ağrı gibi ortaya çıkabilecek herhangi bir komplikasyon tipik olarak ameliyatı takip eden 1-3 gün içinde belirgindir. Cilt kesisi iyileşene ve cilt klipsleri çıkarılmaya hazır olana kadar ağrı veya komplikasyonları izlemek için günlük refah kontroller...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Sezaryen, ABD'deki doğumların ~% 33'ünü ve Brezilya ve Mısır gibi ülkelerdeki doğumların% 55 -% 65'ini oluşturmaktadır12,52 ve henüz uterusun yaralanma sonrasında nasıl iyileştiği veya bu yaralanmaların sonraki gebelikleri nasıl etkilediği hakkında çok az şey bilinmektedir. Plasenta akreata spektrumu (PAS) ve plasenta previa gibi gebelik bozuklukları için önceki sezaryen önemli bir risk faktörü olsa da, bunların ortaya çıktığı me...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların beyan edebilecekleri herhangi bir çıkar çatışması yoktur.

Teşekkürler

UC Davis Eğitim ve Araştırma Hayvan Bakım Hizmetlerine (TRACS) devam eden hayvancılık, prosedür ve lojistik destekleri için teşekkür ederiz. UC Davis Kardiyovasküler Araştırma Enstitüsü (CVRI) Hayvan Modeli Çekirdeği ve çekirdek direktörü Dr. Yi-Je (Jay) Chen, DVM, Ph.D.'ye teknik rehberlik ve desteğin yanı sıra çekimler için cerrahi süit kullanımı için teşekkür ederiz. Zhang laboratuvarının tüm üyelerine bu çalışmaya verdikleri destek için teşekkür ederiz. Şekil 5A , BioRender.com (https://BioRender.com/ig9sfon) ile oluşturulmuştur.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Enjeksiyon için %0,9 NaCl, sterilFresenius Kabi63323-186-10
25 G x 5/8 inç. BD PrecisionGlide™ İğneBD305122
%70 etanolFisher BilimselBP82031GAL
Emilebilir 4-0 vikril sütürEtik SimgeJ214
Hayvan kafesleriVWR10712-110 ve 10715-323Araştırmacının hayvan tesisi tarafından sağlanan kafesler kabul edilebilir
Hayvan kulak yumruğuFisher Bilimsel13-812-201
AutoClip sargı kapatma sistemiGüzel Bilim Araçları12020-00
U-100 insülin şırıngasıFisher Bilimsel14-826-79BD markası
Betadine çubuklarıMedlineMDS093901
Buprenorfin Uzatılmış Salım, 1,3 mg/ml (Ethiqa XR)Fidelis İlaç099114Alternatif uzatılmış salımlı Buprenorfin veya Buprenorfin HCl kabul edilebilir
Carprofen (RIMADYL) 50 mg/ml ZoetisJANT-00284R1
Kavisli iris makasıDünya Hassas Aletler501759G
Kuru cam boncuk cerrahi alet sterilizatörüVWR ULUSLARARASI75999-324
Kuru cam boncuk dolumuVWR ULUSLARARASI75999-332
Dişi fareler, tipik olarak 8 ila 12 haftalık, örneğin C3H suşuCharles Nehri025
İnce makas - kavisli 10,5 cmGüzel Bilim Araçları14370-23
Kürk düzelticiFisher Bilimsel50-195-4544
Mutlu Basın ' n MühürFisher BilimselNC1089054
Eldivenler, nitrilFisher Bilimsel19-130-1597C
H2O, steril damıtılmışGüzel Bilim Araçları15230170
Ameliyatlar için aydınlatıcıKapsamHL150-AY
Ketamin, 100 mg/mL (Zetamin)Dechra Hakkında501072
Laboratuvar önlüğüÜlinS-15376W-50
Işık mikroskobuFisher BilimselS13039
Tüy bırakmayan ruloFisher Bilimsel17-018-329
Nair Tüy Dökücü KremHedef049-06-3304
İğne tutucuGüzel Bilim Araçları12500-12
Kağıt havlularScott1804
Petri kabıFisher Bilimsel08-757-100
Fosfat tamponlu salin (PBS)Thermo Fisher Bilimsel10010023
Plastik beherThermo Fisher Bilimsel12010250
Bükülmüş uçlu prob arayıcıFisher Bilimsel08-995
Fisherbrand™ Anında Kapanan Sterilizasyon Torbaları 9 cm (G) x 13,3 cm (Y)Fisher Bilimsel181250
Fisherbrand™ Anında Sızdırmaz Sterilizasyon Torbaları 9 cm (G) x 23 cm (Y)Fisher Bilimsel181251
Forseps, İyi, #5Güzel Bilim Araçları11254-20
Forseps, İyi, #55 Güzel Bilim Araçları11295-51
ÖlçeklemekFisher BilimselS93805 Serisi
Makas, cerrahiGüzel Bilim Araçları14060-09
Sprey şişesiFisher BilimselS413505P
Steril alkol hazırlama pedleriFisher Bilimsel22-363-750
Steril oftalmik veteriner merhemiPuralubePH-PURALUBE-VET
Göz merhemi uygulaması için steril çubuklarFisher Bilimsel18-366-472
Sterilizasyon poşetleriFisher Bilimsel19-910-673
Cerrahi örtüFisher Bilimsel50-209-1792
Cerrahi saç başlığıÜlinS-10480BLU
Cerrahi maskelerFisher Bilimsel18-048-010
Thomas Scientific Emici Tezgah Altı Pedi, Tezgah pedleri, 16.5 x 23 inç/42 x 58cmFisher BilimselNC1588452
Tam zemin ısıtmalı ısıtma/indüksiyon odasıFisher Bilimsel14-370-302
Yara klipsi yedekleriGüzel Bilim Araçları12022-09
100mg/ml ksilazinDechra HakkındaRompun 100 mg/mL Ksilazin

Kaynaklar

  1. Bowman, Z. S., et al. Risk factors for placenta accreta: A large prospective cohort. Am J Perinatol. 31 (9), 799-804 (2014).
  2. Miller, D. A., Chollet, J. A., Goodwin, T. M. Clinical risk factors for placenta previa-placenta accreta. Am J Obstet Gynecol. 177 (1), 210-214 (1997).
  3. Solheim, K. N., et al. The effect of cesarean delivery rates on the future incidence of placenta previa, placenta accreta, and maternal mortality. J Matern Fetal Neonatal Med. 24 (11), 1341-1346 (2011).
  4. Biswas, R., Sawhney, H., Dass, R., Saran, R. K., Vasishta, K. Histopathological study of placental bed biopsy in placenta previa. Acta Obstet Gynecol Scand. 78 (3), 173-179 (1999).
  5. Cramer, S. F., Heller, D. s Placenta accreta and placenta increta: An approach to pathogenesis based on the trophoblastic differentiation pathway. Pediatr Dev Pathol. 19 (4), 320-333 (2016).
  6. Khong, T. Y., Robertson, W. B. Placenta creta and placenta praevia creta. Placenta. 8 (4), 399-409 (1987).
  7. Khong, T. Y., Cramer, S. F., Heller, D. S. Chorion laeve accreta - Another manifestation of morbid adherence. Placenta. 74, 32-35 (2018).
  8. Silver, R. M., Barbour, K. D. Placenta accreta spectrum: Accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 42 (2), 381-402 (2015).
  9. Stanek, J., Drummond, Z. Occult placenta accreta: The missing link in the diagnosis of abnormal placentation. Pediatr Dev Pathol. 10 (4), 266-273 (2007).
  10. Tantbirojn, P., Crum, C. P., Parast, M. M. Pathophysiology of placenta creta: The role of decidua and extravillous trophoblast. Placenta. 29 (7), 639-645 (2008).
  11. Zhang, E. T., et al. PRG2 and AQPEP are misexpressed in fetal membranes in placenta previa and percretadagger. Biol Reprod. 105 (1), 244-257 (2021).
  12. Wortman, A. C., Alexander, J. M. Placenta accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 40 (1), 137-154 (2013).
  13. Wu, S., Kocherginsky, M., Hibbard, J. U. Abnormal placentation: Twenty-year analysis. Am J Obstet Gynecol. 192 (5), 1458-1461 (2005).
  14. Chazotte, C., Cohen, W. R. Catastrophic complications of previous cesarean section. Am J Obstet Gynecol. 163 (3), 738-742 (1990).
  15. Jurkovic, D., et al. First-trimester diagnosis and management of pregnancies implanted into the lower uterine segment cesarean section scar. Ultrasound Obstet Gynecol. 21 (3), 220-227 (2003).
  16. Fitzpatrick, K. E., et al. Incidence and risk factors for placenta accreta/increta/percreta in the UK: A national case-control study. PLoS One. 7 (12), e52893(2012).
  17. Jauniaux, E., Gronbeck, L., Bunce, C., Langhoff-Roos, J., Collins, S. L. Epidemiology of placenta previa accreta: A systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 9 (11), e031193(2019).
  18. Silva, B., Viana Pinto, P., Costa, M. A. Cesarean scar pregnancy: A systematic review on expectant management. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 288, 36-43 (2023).
  19. Kaelin Agten, A., et al. First-trimester cesarean scar pregnancy: A comparative analysis of treatment options from the international registry. Am J Obstet Gynecol. 230 (6), 669.e1-669.e9 (2024).
  20. Gilman, A. R., Dewar, K. M., Rhone, S. A., Fluker, M. R. Intrauterine adhesions following miscarriage: Look and learn. J Obstet Gynaecol Can. 38 (5), 453-457 (2016).
  21. Smikle, C., Yarrarapu, S. N. S., Khetarpal, S. Statpearls. , Treasure Island (FL). (2024).
  22. Dreisler, E., Kjer, J. J. Asherman's syndrome: Current perspectives on diagnosis and management. Int J Womens Health. 11, 191-198 (2019).
  23. Hanuman, S., Pande, G., Nune, M. Current status and challenges in uterine myometrial tissue engineering. Bioengineered. 14 (1), 2251847(2023).
  24. Hanuman, S., B, H. K., Pai, K. S. R., Nune, M. Surface-conjugated galactose on electrospun polycaprolactone nanofibers: An innovative scaffold for uterine tissue engineering. ACS Omega. 9 (32), 34314-34328 (2024).
  25. Buhimschi, C. S., Zhao, G., Sora, N., Madri, J. A., Buhimschi, I. A. Myometrial wound healing post-cesarean delivery in the MRL/MPJ mouse model of uterine scarring. Am J Pathol. 177 (1), 197-207 (2010).
  26. Cowell, T. P. Implantation and development of mouse eggs transferred to the uteri of non-progestational mice. J Reprod Fertil. 19 (2), 239-245 (1969).
  27. Zhang, E. T., et al. Uterine injury during diestrus leads to placental and embryonic defects in future pregnancies in mice. Biol Reprod. , (2024).
  28. Zhang, E. T. Mouse surgical model of mechanical uterine injury and subsequent embryo defects. Curr Protoc. 4 (4), e1044(2024).
  29. Freedman, M. F., Schlaff, W. D. Avoiding Asherman's syndrome: Refining our approach to uterine evacuation. Fertil Steril. 116 (4), 961-962 (2021).
  30. Jensen, P. A., Stromme, W. B. Amenorrhea secondary to puerperal curettage (Asherman's syndrome). Am J Obstet Gynecol. 113 (2), 150-157 (1972).
  31. Li, Z., et al. Uterine scarring leads to adverse pregnant consequences by impairing the endometrium response to steroids. Endocrinology. 161 (11), bqaa174(2020).
  32. Burke, S. D., Zsengeller, Z. K., Karumanchi, S. A., Shainker, S. A. A mouse model of placenta accreta spectrum. Placenta. 99, 8-15 (2020).
  33. Anderson, J. M., Rodriguez, A., Chang, D. T. Foreign body reaction to biomaterials. Semin Immunol. 20 (2), 86-100 (2008).
  34. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Front Bioeng Biotechnol. 9, 622524(2021).
  35. Klopfleisch, R., Jung, F. The pathology of the foreign body reaction against biomaterials. J Biomed Mater Res A. 105 (3), 927-940 (2017).
  36. Itoga, R., et al. Delayed onset of infectious foreign body granuloma for nonabsorbable sutures after open Achilles tendon repair: A case report. J Foot Ankle Surg. 60 (6), 1297-1300 (2021).
  37. Bowers, D., Mckenzie, D., Dutta, D., Wheeless, C. R., Cohen, W. R. Growth hormone treatment after cesarean delivery in rats increases the strength of the uterine scar. Am J Obstet Gynecol. 185 (3), 614-617 (2001).
  38. Kuramoto, G., et al. Human mesenchymal stem cell sheets improve uterine incision repair in a rodent hysterotomy model. Am J Perinatol. 39 (11), 1212-1222 (2022).
  39. Lin, N., et al. The effect of collagen-binding vascular endothelial growth factor on the remodeling of scarred rat uterus following full-thickness injury. Biomaterials. 33 (6), 1801-1807 (2012).
  40. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  41. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  42. Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. Ilar Journal. 62 (1-2), 238-273 (2021).
  43. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1 (Unit 1), 12-14 (2008).
  44. Stewart, K., Schroeder, V. A. Rodent identification I. J Vis Exp. , e10189(2023).
  45. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  46. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: A rapid and accurate method for assessing health status in mice. Lab Anim Sci. 49 (3), 319-323 (1999).
  47. Stewart, K., Schroeder, V. A. Fundamentals of breeding and weaning. J Vis Exp. , e10293(2023).
  48. Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harb Protoc. 2016 (8), prot092387(2016).
  49. Phoon, C. K. L., Ren, M. Is my mouse pregnant? High-frequency ultrasound assessment. J Vis Exp. (169), e61893(2021).
  50. Greco, A., et al. High-frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), e77205(2013).
  51. Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (4), 368-371 (2015).
  52. Boerma, T., Ronsmans, C. Global epidemiology of use of and disparities in cesarean sections - Authors' reply. Lancet. 394 (10192), 25(2019).
  53. Alawadhi, F., Du, H., Cakmak, H., Taylor, H. S. Bone marrow-derived stem cell (BMDSC) transplantation improves fertility in a murine model of Asherman's syndrome. PLoS One. 9 (5), e96662(2014).
  54. Park, M., et al. Perivascular stem cell-derived cyclophilin A improves uterine environment with Asherman's syndrome via hif1alpha-dependent angiogenesis. Mol Ther. 28 (8), 1818-1832 (2020).
  55. Kim, J. H., et al. Intrauterine infusion of human platelet-rich plasma improves endometrial regeneration and pregnancy outcomes in a murine model of Asherman's syndrome. Front Physiol. 11, 105(2020).
  56. Feng, Q., et al. Establishment of an animal model of intrauterine adhesions after surgical abortion and curettage in pregnant rats. Ann Transl Med. 8 (4), 56(2020).
  57. Mansouri-Kivaj, N., et al. Homogenous subpopulation of human mesenchymal stem cells and their extracellular vesicles restore function of endometrium in an experimental rat model of Asherman syndrome. Stem Cell Res Ther. 14 (1), 61(2023).
  58. Gan, L., et al. Human amniotic mesenchymal stromal cell transplantation improves endometrial regeneration in rodent models of intrauterine adhesions. Cytotherapy. 19 (5), 603-616 (2017).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Sezaryen KesitPlasenta AkretaPlasenta PreviaUterin Yara İyileşmesiEmbriyo İmplantasyonuCerrahi İşlemUterin Skarlaşma
Cerrahi Uterus Yaralanması ve Sonraki Gebelik Sonuçlarının Fare Modeli
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.