Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliğiniz gereklidir. Giriş yapın veya ücretsiz denemenizi bugün başlatın.

Yöntem makalesi

Drosophila larvalarında elektroşok ile indüklenen nöbet aktivitesi

1.1K görüntülenme

⸱

DOI:

10.3791/68431

⸱

6 Haziran 2025

 ,  , 
1Division of Neuroscience, School of Biological Sciences, Faculty of Biology, Medicine and Health, University of Manchester, Manchester Academic Health Science Centre

Bu makalede

Özet

Bu protokol, epilepsi tedavisi için benzersiz nöbet önleyici bileşikleri tanımlamak için Drosophila larvalarının kullanımını detaylandırır.

Özet

Epilepsi, ilaca dirençli çok sayıda birey tarafından daha da kötüleşen önemli bir sağlık yükü sunar. Bazı ilaca dirençli hastalar ilaç dışı tedavilere (örneğin, vagal sinir stimülasyonu, ketojenik diyet, vb.) yanıt verirken, birçokları için son çare, nöbetlerden kurtulmak için zorlu ve pahalı cerrahidir. Genel olarak daha geniş bir hedef yelpazesine sahip nöbet önleyici ilaçların gerekli olduğu kabul edilmekle birlikte, bunu başarmanın önündeki engel yeni ilaç hedeflerinin belirlenmesidir. Genetik olarak izlenebilir model hayvanlar bu konuda umut vaat ediyor. Meyve sineği, Drosophila melanogaster, nöbetlerin mekanik temelini ve daha iyi tedavilerini araştırmak için güçlü bir model haline geldi. Tanımlanan birçok sinek mutasyonu, larvaların ve yetişkinlerin güçlü stimülasyona (elektriksel, mekanik ve/veya termal) yanıt olarak nöbet benzeri aktivite sergilemesine neden olur. Bu mutasyonların çoğu, insan genetik epilepsilerine katkıda bulunanlara homolog genlerdedir (örneğin, voltaj kapılı Na+ kanalı). Artık bir sinek genini, ek olarak hastalıkla ilgili bir mutasyon taşıyan insan eşdeğeri ile değiştirmek de mümkündür. Böylece, mütevazı sinek, insan hastalığını modellemek için bir avatar haline geldi. Bu çalışma, nöbet önleme potansiyeline sahip benzersiz bileşikleri ve hedeflerini belirlemek için düşük ila orta verimli ilaç taramaları için Drosophila larvalarını kullanmak için uygun bir yöntemi açıklamaktadır.

Giriş

Epilepsi, dünya çapında nüfusun yaklaşık% 1'ini etkileyen önemli bir sağlık yükü olmaya devam etmektedir. Şu anda klinik tedavi için 30'dan fazla nöbet önleyici ilaç (ASM) mevcut olsa da, epilepsili kişilerin yaklaşık üçte biri ilaca dirençli kalmaktadır, bu da ilaç tedavisine iyi yanıt vermedikleri anlamına gelmektedir 1,2. Mevcut ilaçlar da sadece palyatiftir ve bu nedenle epileptogenezi önlemez veya bir tedavi sağlamaz3. Bu nedenle, daha iyi epilepsi tedavilerini tanımlamak için kritik bir ihtiyaç vardır. Daha etkili tedavilerin geliştirilmesinin önündeki engellerden biri, yeni ilaç hedeflerinin belirlenmesidir. Gerçekten de, hemen hemen tüm mevcut ASM'ler benzer hedefleri etkiler: voltaj kapılı sodyum kanalı (Nav) dahil olmak üzere iyon kanalları ve γ-aminobütirik asidin (GABA) aracılık ettiği inhibitör nörotransmisyon4,5. Geleneksel ilaç geliştirme yöntemlerinin sürekli kullanımının bu senaryoyu kökten değiştirme ihtimalinin düşük olduğu genel olarak kabul edilmektedir.

Meyve sineği Drosophila melanogaster ve zebra balığı Danio rerio dahil ancak bunlarla sınırlı olmamak üzere laboratuvar model hayvanları, yeni ASM'lerin tanımlanması için fayda sağlar 6,7,8. Gerçekten de, 'Drosophila + nöbet' için bir PubMed araması 342 sonuç döndürürken, zebra balığı için aynı arama 578 sonuç döndürür (her iki arama da 29Ocak 2025'te yapılmıştır). Farelerde yapılan benzer çalışmaların sayısı (~ 15.000) ile cüce olsa da, model sistemleri kullanan çalışmaların sayısı artmaya devam ediyor. Bu çalışmalar, filum boyunca CNS fonksiyonunun mekanik olarak korunması nedeniyle mümkündür. Ayrıca, sineklerde ve balıklarda indüklenen nöbetler, klinik olarak kullanılan ASM'lerle etkili bir şekilde tedavi edilir, bu da nöbet davranışının nüanslarının dışa doğru farklı görünmesine rağmen, altta yatan mekanizmaların çok ortak noktası olduğunu gösterir 7,9,10.

Meyve sineği, Drosophila, insan biyolojisini anlamak için birçok ufuk açıcı katkı yaptı. Epilepsi ile ilgili olarak, bu model sistem, tanımlanabilir ve deneysel olarak erişilebilir nöronlarla birleştirilmiş benzersiz bir genetik araç kutusu sağlar7. Ayrıca, hem larva hem de yetişkin CNS için konektomlar şimdi yayınlanmış ve çok sayıda hücreye özgü genetik sürücü hattı tanımlanmıştır11,12. Önemli bir şekilde, yetişkin sineklerin güçlü mekanik stimülasyona duruş kaybı ve nöbet benzeri aktivite (örneğin, kanat uğultusu, bacak sallama, vb.) ile yanıt verdiği bir mutasyon sınıfı tesadüfen tanımlanmıştır. Bu mutasyon sınıfı 'patlamaya duyarlı' olarak adlandırılmıştır13,14,15,16. O zamandan beri, artan sıcaklığa yanıt veren ve insan ateşli nöbetlerini yansıtan ikinci bir nöbet mutasyonu sınıfı tanımlanmıştır17,18. Bununla birlikte, yetişkin sineklerin deneysel izlenebilirliği, aynı böcek modelinin larva aşamasına kıyasla biraz azalmıştır. Örneğin, yetişkin sinekleri ilaçla beslemek zor olabilir ve elektrofizyoloji ve optogenetik gibi daha invaziv teknikler daha zor olabilir. Buna karşılık, Drosophila larvası, pupa oluşumunu sağlamak için vücut hacmini sadece 5 günde ~ 100 kat genişletmek için sürekli olarak yer. Bu nedenle, larva aşamalarında yeterli ilaçla beslenmeden emin olabiliriz. Embriyogenez iyi belgelenmiştir ve doğru bir şekilde sahnelenebilir ve sırayla, nöronal elektriksel özelliklerin ilk edinimi de dahil olmak üzere CNS gelişiminde devre oluşumuna kadar önemli kilometre taşlarını belirlemiştir19. Yumurtadan çıktıktan sonra, bir larva 5. günde 'dolaşmaya' başlayana kadar 3 tüy dökümünden (veya instar) geçer ve bunun üzerine pupa olmak için güvenli bir yer bulmak için yiyeceği terk eder. ~ 100 saatlik pupa sonrasında, yetişkin bir sinek yeni bir vücut ve CNS ile ortaya çıkar (Şekil 1).

Yetişkinlerde nöbet indükleme teknikleri larva aşamaları için pek uygun değildir. Larvalar, mekanik stimülasyon sırasında senkronize aktivasyonu nöbete yol açabilen duyusal kıllardan yoksundur. Bu nedenle, bu zorlukların üstesinden gelmek için, dolaşan larva aşamasında nöbetleri indüklemek için bir elektroşok tekniği geliştirilmiştir. Hem larvalar hem de yetişkinler arasında nöbet indüksiyon tekniklerinin müteakip karşılaştırmalı analizi, larva elektroşokunun mutasyon tipine çok daha az bağımlı olduğunu ortaya koymaktadır (örneğin, patlamaya duyarlı ve sıcaklık). Bu nedenle, optimal nöbet indüksiyon yönteminin bilinmediği durumlarda yeni mutasyonları test etmek için bu tekniğin tercih edilen yöntem olması gerektiğini öneriyoruz20. Larva elektroşok tekniği basit, hızlıdır ve minimum ekipman gerektirir. Bu teknik, insan epilepsisinin genetik çeşitliliğini yansıtan bir dizi mutasyon boyunca nöbet önleyici etkinlik için yeni bileşikleri veya genetik tedavileri taramak için etkili bir araç sağlar.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Bu çalışmada meyve sineği, Drosophila melanogaster kullanılmıştır (ayrıntılar için Sonuçlar bölümüne bakınız). Bu teknik, dolaşan üçüncü instar larvaları (L3) için en uygun olanıdır. Deneysel protokol nispeten basittir ancak mükemmelleştirmek için pratik gerektirir. Deneyimlerimize göre, yeni öğrencilerin tahlilde ustalaşmak için yaklaşık 2 haftaya ihtiyacı var ve diğer, daha deneyimli araştırmacıların kamera özellikli bir diseksiyon mikroskobu veya benzeri bir şey kullanarak testi gerçek zamanlı olarak gerçekleştirmelerini izlemekten büyük ölçüde faydalanıyorlar. Bu çalışmada kullanılan reaktifler ve ekipmanlar Malzeme Tablosunda listelenmiştir.

1. Larva seçimi

  1. Standart gıda (5 L su, 390 g glikoz, 360 g mısır, 250 g maya, 40 g agar, 135 mL nipagin, 15 mL propiyonik asit) içeren sinek şişelerinin/şişelerinin kenarlarından larvaları toplayın.
  2. Yalnızca aktif olarak hareket eden ve kabın kenarlarında sürünmek için yiyeceği terk eden larvaları kullanın (dolaşan üçüncü instars, L3). Büyük ölçüde azaltılmış hareket sergileyen pre-pupa seçmeyin.

2. Elektroşok prosedürü

  1. Tek bir dolaşan L3'ü çıkarın ve küçük bir plastik Petri kabına aktarın (boyut önemli değil) ve yiyecek kalıntılarını gidermek için ddH2O ile nazikçe yıkayın. Bunun için küçük (000) bir boya fırçası uygundur.
  2. Tek yıkanmış larvaları bir boya fırçası kullanarak boş bir plastik tabağa aktarın (yine boyut önemli değildir). Larvaları forseps ile tutulan küçük bir kağıt havlu parçasıyla kurulayın. Fazla ddH2O'yu çıkarın, ancak plastik tabağa yapışmasını önlemek için larvaları tamamen kurutmayın.
  3. Larvaların 30 saniye iyileşmesine izin verin. Bu, elektroşok probunun kolay yerleştirilmesini kolaylaştıracaktır (aşağıya bakın).
  4. Larvaları düşük güçlü bir diseksiyon mikroskobu (15-20x) altında görüntüleyin ve normal tarama davranışı devam ettiğinde, elektroşok probunu (ayrıntılar için bkz. adım 3 ve Şekil 2A) larvanın ön sırt yüzeyine CNS'nin yaklaşık konumunun üzerine yavaşça yerleştirin (bkz. Şekil 2C).
    NOT: Bu adım kritiktir, prob teli ile kütikül arasında iyi bir iletkenlik sağlamak için yeterli basınç uygulanmalıdır, ancak larvalara zarar vermemeye dikkat edin. Böylece, larvaları derinliğinin yaklaşık üçte biri ila yarısı kadar ezin.
  5. Gücü bir titrasyon eğrisi ile önceden belirlenmiş olan 2 s'lik bir sabit voltaj darbesi uygulayın (Şekil 3). Herhangi bir izole voltaj stimülatörü burada uygundur. Burada kullanılan, Şekil 2B'de gösterilmiştir.
  6. Elektrik çarpmasının ardından bir zamanlayıcı başlatın. Şoka yanıt olarak, larvalar geçici felç başlatır, ardından ara sıra vücut duvarı kas aktivitesi ve yuvarlanma davranışı spazmları gelir ve normal tarama davranışını durdurur.
  7. Larva, tabak üzerindeki orijinal yerleşiminden açıkça uzaklaştığında zamanlayıcıyı durdurun. Nöbet süresi veya iyileşme süresi (RT), uyaranın başlangıcı ile normal tarama davranışının yeniden başlaması arasındaki süre olarak tanımlanır (örneğin, ileri hareketle sonuçlanan tam bir ileri peristaltik dalga).
  8. Her günün sonunda, prob tellerini önce %100 etanol ve ardından ddH2O ile durulayarak dikkatlice temizleyin. Telleri büyütme altında dikkatlice inceleyin ve gerekirse tellerdeki kalıntıları nazikçe kazımak için forseps kullanın. Bunu yaparken iki kablo arasındaki mesafeyi değiştirmemeye çok dikkat edin.

3. Elektroşok probu konstrüksiyonu

  1. 2 x 1 m uzunluğunda elektrik kablosu (ince ve esnek olmalı, yani ~3 A olarak derecelendirilmelidir) gerekli olacaktır. Her telin ucuna 5 cm uzunluğunda bir tungsten tel lehimleyin (teması en üst düzeye çıkarmak için, lehimlemeden önce tungsten telini elektrik telinin açıkta kalan bir ucunun etrafına sarın). Voltaj stimülatörüne kolay bağlantı için uygun, tellerin diğer ucuna geçmeli konektörler (örn. muz tapaları) lehimleyin.
  2. Her iki tungsten telini, teller birbirine paralel olacak şekilde bir elektrot tutucusuna sabitleyin (Şekil 2). Cam kılcal damarların küçük bölümleri (~ 2 cm uzunluğunda), telleri prob kilit vidasının altında yerinde tutmak için kullanılır.
  3. Telleri, tel tutucudan çıktıkları yere 1-2 mm yakın olacak şekilde bükmek için forseps kullanın. Tungsten telleri bükmek kolay değildir, çünkü teller bir 'hafıza' tutar - bu nedenle, azim gereklidir. Bu işleme yardımcı olacak ipuçları, tellerin doğru yönde/mesafede kalmasına yardımcı olmak için elektrik yalıtım bandı ve/veya blu-tack (veya benzer modelleme macunu) kullanmayı içerir.

4. Prob kalibrasyonu

  1. Uygun bir vahşi tipte (negatif kontrol) ve bir nöbet mutantında (pozitif kontrol) dolaşan L3 stoklarının bulunduğundan emin olun. Her birinden ~ 100 tanesine ihtiyaç duyulacaktır.
  2. Larvaları yukarıda anlatıldığı gibi birer birer hazırlayın.
  3. Test edilen her voltaj için her genotipin yeterli larvalarına bir dizi voltaj uygulamak için probu kullanın. 0 V, 2 V, 4 V, 6 V, 8 V, 10 V ve 12 V'un gerilim başına 10-15 larva arasında 2 saniye boyunca uygulanması önerilmektedir. Her larvayı sadece bir kez şok edin.
  4. Her larva için geri kazanım süresini ölçün ve her iki genotip için uygulanan her voltaj adımı için ortalamayı hesaplayın.
  5. Ortalamaları bir grafik üzerinde çizin ve verileri düz bir çizgiyle sığdırın.
  6. Kontrol ve nöbet mutantı arasında açık ve anlamlı bir fark olan bir voltaj seçin. Aşırı uzun bir iyileşme süresi üreten bir voltaj seçmemeye dikkat edin; Aksi takdirde, kurtarma için uzun bekleme süresi nedeniyle üretkenlik zarar görecektir.
    NOT: Bu çalışmada genellikle yabani tip için 50-100 s ve parabss için 200-300 sn iyileşme süresi ile sonuçlanan bir stimülasyon voltajı kullanılmıştır. Örnek kalibrasyon eğrileri Şekil 3'te gösterilmiştir. Probu bir larvanın dorsal yüzeyine bastırma eylemini hesaba katmak için 0 V kullanmak önemlidir. Bu, muhtemelen larvaların bir savunma mekanizması olan bir dereceye kadar felce neden olacaktır.

5. Deneylerin yürütülmesi

  1. İstenilen genotip(ler)in veya ilaca maruz kalmanın elektroşok larvaları ve nöbet iyileşme süresini ölçmek.
    NOT: Test larvaları için genellikle n = 20 yeterlidir, ancak pilot analize dayalı bir güç hesaplaması daha kesin bir n sayısı sağlayacaktır.
  2. Her deney sırasında her zaman bir negatif (örneğin, vahşi bir tür) ve bir pozitif (örneğin, parabss) kontrol çalıştırın. N sayılarının yüksek olması gerekmez; n = 5 yeterlidir. Bu, tahlilin beklendiği gibi çalıştığına dair güven sağlayacaktır (örneğin, prob veya stimülatör ile ilgili herhangi bir sorun olmaması).
  3. Aşırı uzun iyileşme sürelerinden kaçınmak için bir kesme (örneğin, 300 s) uygulayın ve yalnızca ölçülebilir nöbetleri 30 s'nin üzerinde iyileşme süreleri olan nöbetler olarak düşünün.

6. Uyuşturucu taraması

  1. Uygun bir çözücü içinde çözünen ilaçları doğrudan gıda yüzeyine ekleyin ve ıslanmasına izin verin (ve etanol kullanılıyorsa, çözücünün buharlaşması için zaman). Veya alternatif olarak, erimiş sinek yemine bir ilaç (uygun çözücü içinde) eklenebilir. Ayrıntılar için Sonuçlar bölümüne bakın.
  2. İlacı eritilmiş yiyeceğe eklemek için, yiyecekleri şişelerden çıkarın, yeniden eritin ve yiyecek 40 ° C'ye soğuduğunda, ilacı ekleyin, girdap karıştırıcı ile karıştırın ve ardından 5 mL erimiş yiyeceği şişelere geri koyun ve soğumaya bırakın kullanmadan önce.
  3. Optimal ilaç konsantrasyonunu belirlemek için bir konsantrasyon gradyanı çalıştırın.
    NOT: İyi bir başlangıç noktası, 3 mM ilaç solüsyonunu ya doğrudan gıda yüzeyine (standart Drosophila şişesi başına 200 μL) eklemek ya da erimiş gıdada 3 mM'lik bir konsantrasyon yapmaktır. Yetişkin dişilerin doğrudan bu yiyeceğe yumurta bırakmasına izin verilebilir veya gerektiğinde seçilen aşamalarda larvalar eklenebilir. Kullanılan çözücü(ler), araç kontrol(ler)i olarak seçilen şişelere tek başına eklenmelidir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Çok sayıda Drosophila mutasyonu, gelişmiş nöbet benzeri davranış sergiler 7,20. Bu mutasyonların genetik temeli çeşitlidir ve bu da insan epilepsisinin benzer şekilde çeşitli genetik nedenlerini olumlu bir şekilde taklit eder. En çok çalışılan Drosophila mutasyonlarından üçü parabangsenseless (parabss), julius nöbeti (jus) ve kolayca şoklanır (eas). Parabss

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Drosophila larvalarında nöbeti indüklemek için elektroşok yöntemi, yeni nöbet önleyici bileşikleri veya genetik manipülasyonları tanımlamak için basit ama etkili bir ekran sağlar. Bununla birlikte, bu kalitatif bir test olduğundan, ana sınırlaması, yöntemin küçük etki boyutlarını kolayca tanımlayamamasıdır. Bununla birlikte, araştırmacı başına haftada ~ 5 bileşiği taramak için kendini ödünç veren orta verim, çok güçlü bir bütün hayvan tahlili sağlar. Tekniğin basitliği, lisans d...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarlar hiçbir rekabet çıkarı beyan etmezler.

Teşekkürler

Bu tekniği uzun yıllar boyunca ortaklaşa geliştiren birçok Baines laboratuvar personeline ve özellikle bu tekniği sağlam ve güvenilir hale getirmek için büyük çaba sarf eden Richard Marley'e teşekkür ederiz. Şekil 2'de gösterilen larvaları çizdiği için Anna Munro'ya teşekkür ederiz. Bu tekniğin geliştirilmesine katkıda bulunan Baines laboratuvarındaki çalışmalar, BBSRC, MRC ve Wellcome Trust tarafından cömertçe desteklenmiştir. Bu çalışma şu anda Wellcome Trust araştırmacı ödülünden R.A.B.'ye (Grant 217099/Z/19/Z) sağlanan finansmanla desteklenmektedir. Bu tekniğin geliştirilmesi, Üniversite ve Wellcome Trust'tan (Hibe 087742/Z/08/Z) sağlanan fonlarla kurulan Manchester Fly Tesisi'nden de yararlandı.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Elektrot tutucuWorld Precision Instruments M3301 Serisi
Cam kılcal damarlarHarvard EnstrümanlarıGC100F-10 Serisi
Tungsten tel (%99,95)Goodfellow Cambridge, Birleşik Krallık0,1 mm çap
Gerilim stimülatörüDigitimer Ltd, Birleşik KrallıkDS2A mkII Sabit Voltaj İzole Stimülatör 

Kaynaklar

  1. Fiest, K. M., et al. Prevalence and incidence of epilepsy: A systematic review and meta-analysis of international studies. Neurology. 88 (3), 296-303 (2017).
  2. Knezevic, C. E., Marzinke, M. A. Clinical use and monitoring of antiepileptic drugs. J Appl Lab Med. 3 (1), 115-127 (2018).
  3. Denton, A., et al. Definitions and risk factors for drug-resistant epilepsy in an adult cohort. Front Neurol. 12, 777888(2021).
  4. Meldrum, B. S., Rogawski, M. A. Molecular targets for antiepileptic drug development. Neurotherapeutics. 4 (1), 18-61 (2007).
  5. Sanchez, J. D., Gomez-Carpintero, J., Gonzalez, J. F., Menendez, J. C. Twenty-first century antiepileptic drugs: An overview of their targets and synthetic approaches. Eur J Med Chem. 272, 116476(2024).
  6. Cunliffe, V. T., et al. Epilepsy research methods update: Understanding the causes of epileptic seizures and identifying new treatments using non-mammalian model organisms. Seizure. 24, 44-51 (2015).
  7. Baines, R. A., Giachello, C. N. G., Lin, W. H. Drosophila. In Models of seizures and epilepsy. (2nd ed.). , 345-358 (2017).
  8. Burrows, D. R. W., et al. Imaging epilepsy in larval zebrafish. Eur J Paediatr Neurol. 24, 70-80 (2020).
  9. Reynolds, E. R., et al. Treatment with the antiepileptic drugs phenytoin and gabapentin ameliorates seizure and paralysis of Drosophila bang-sensitive mutants. J Neurobiol. 58 (4), 503-513 (2004).
  10. Baraban, S. C., Dinday, M. T., Hortopan, G. A. Drug screening in SCN1A zebrafish mutant identifies clemizole as a potential Dravet syndrome treatment. Nat Commun. 4, 2410(2013).
  11. Scheffer, L. K., et al. A connectome and analysis of the adult Drosophila central brain. Elife. 9, e57443(2020).
  12. Winding, M., et al. The connectome of an insect brain. Science. 379 (6636), eadd9330(2023).
  13. Ganetzky, B., Wu, C. F. Drosophila mutants with opposing effects on nerve excitability: Genetic and spatial interactions in repetitive firing. J Neurophysiol. 47 (3), 501-514 (1982).
  14. Song, J., Tanouye, M. A. From bench to drug: Human seizure modeling using Drosophila. Prog Neurobiol. 84 (2), 182-191 (2008).
  15. Parker, L., Howlett, I. C., Rusan, Z. M., Tanouye, M. A. Seizure and epilepsy: Studies of seizure disorders in Drosophila. Int Rev Neurobiol. 99, 1-21 (2011).
  16. Parker, L., Padilla, M., Du, Y., Dong, K., Tanouye, M. A. Drosophila as a model for epilepsy: BSS is a gain-of-function mutation in the para sodium channel gene that leads to seizures. Genetics. 187 (2), 523-534 (2011).
  17. Schutte, R. J., et al. Knock-in model of Dravet syndrome reveals a constitutive and conditional reduction in sodium current. J Neurophysiol. 112 (4), 903-912 (2014).
  18. Das, A., Smith, M. A., O'Dowd, D. K. A behavioral screen for heat-induced seizures in mouse models of epilepsy. J Vis Exp. (173), e62846(2021).
  19. Baines, R. A., Bate, M. Electrophysiological development of central neurons in the Drosophila embryo. J Neurosci. 18 (12), 4673-4683 (1998).
  20. Mituzaite, J., Petersen, R., Claridge-Chang, A., Baines, R. A. Characterization of seizure induction methods in Drosophila. eNeuro. 8 (4), (2021).
  21. Pavlidis, P., Ramaswami, M., Tanouye, M. A. The Drosophila easily shocked gene: A mutation in a phospholipid synthetic pathway causes seizure, neuronal failure, and paralysis. Cell. 79 (1), 23-33 (1994).
  22. Horne, M., et al. julius seizure, a Drosophila mutant, defines a neuronal population underlying epileptogenesis. Genetics. 205 (3), 1261-1269 (2017).
  23. Menezes, L. F. S., Sabia Junior, E. F., Tibery, D. V., Carneiro, L. D. A., Schwartz, E. F. Epilepsy-related voltage-gated sodium channelopathies: A review. Front Pharmacol. 11, 1276(2020).
  24. Kuebler, D., Tanouye, M. Anticonvulsant valproate reduces seizure-susceptibility in mutant Drosophila. Brain Res. 958 (1), 3642(2002).
  25. Marley, R., Baines, R. A. Increased persistent Na+ current contributes to seizure in the slamdance bang-sensitive Drosophila mutant. J Neurophysiol. 106 (1), 18-29 (2011).
  26. Lin, W. H., Giachello, C. N., Baines, R. A. Seizure control through genetic and pharmacological manipulation of Pumilio in Drosophila: A key component of neuronal homeostasis. Dis Model Mech. 10 (2), 141-150 (2017).
  27. Mulroe, F., et al. Targeting firing rate neuronal homeostasis can prevent seizures. Dis Model Mech. 15 (10), dmm049703(2022).
  28. Saras, A., Wu, V. V., Brawer, H. J., Tanouye, M. A. Investigation of seizure-susceptibility in a Drosophila melanogaster model of human epilepsy with optogenetic stimulation. Genetics. 206 (4), 1739-1746 (2017).
  29. Giachello, C. N., Baines, R. A. Inappropriate neural activity during a sensitive period in embryogenesis results in persistent seizure-like behavior. Curr Biol. 25, 1-5 (2015).
  30. Baraban, S. C., Taylor, M. R., Castro, P. A., Baier, H. Pentylenetetrazole-induced changes in zebrafish behavior, neural activity and c-fos expression. Neuroscience. 131 (3), 759-768 (2005).
  31. Gauthier, M. State of the art on insect nicotinic acetylcholine receptor function in learning and memory. Adv Exp Med Biol. 683, 97-115 (2010).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Etiketler

Elektroşok İndüksiyonuEpilepsi Modeliİlaç TaramaNöbet Önleyici BileşiklerGenetik EpilepsiVoltaj Kapılı KanallarHastalık ModellemeModel Organizmalar
Drosophila larvalarında elektroşok ile indüklenen nöbet aktivitesi
Bize Ulaşın
Kütüphaneye Öner

Gizlilik

Kullanım Koşulları

Politikalar

Telif Hakkı © 2026 MyJoVE Corporation. Tüm hakları saklıdır.