Yöntem makalesi

Yaralı Zebra Balığı Larvalarında Kalıcı Pseudomonas aeruginosa Enfeksiyonunun Modellenmesi

DOI:

10.3791/68464

⸱

13 Haziran 2025

 , 
1Laboratory of Pathogens and Host Immunity (LPHI), CNRS, Inserm, Université de Montpellier

Bu makalede

Düzeltme bildirimi

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Şu anda kronik bakteriyel enfeksiyonlara karşı ilaç taramasına uygun in vivo modellerin eksikliği vardır. Burada, zebra balığı larvalarında kalıcı bir enfeksiyon oluşturmak için bir Pseudomonas aeruginosa klinik izolatı ile yara enfeksiyonu için bir protokol açıklıyoruz.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pseudomonas aeruginosa, özellikle kronik yara enfeksiyonlarında ve kronik akciğer enfeksiyonlarında (özellikle kistik fibrozis (KF) hastalarında) önemli bir insan patojenidir. Kronik bakteriyel enfeksiyonlar antibiyotik tedavilerine dirençlidir ve etkili tedaviler geliştirmek için ilaç taramasına uygun in vivo kronik enfeksiyon modellerine acil ihtiyaç vardır. Burada, zebra balığı larvalarında kalıcı bir yara enfeksiyonu oluşturmak için yapısal olarak Yeşil Floresan Proteini (GFP) eksprese eden bir KF hastasından P. aeruginosa klinik izolatı ile bir enfeksiyon protokolünü açıklıyoruz. Kuyruk yüzgeci yaralı embriyolar 1.5 saat bakteri süspansiyonuna daldırılır, yıkanır ve 3 gün boyunca bakteri yükü açısından izlenir. Bakteri yükü, kalıcı bir enfeksiyona izin veren, parçalanmış enfekte larvalardan floresan koloni oluşturan birimler (CFU) sayılarak günlük olarak ölçüldü. Ayrıca, inatçı P. aeruginosa bakterileri antibiyotik tedavisine dirençlidir. Kalıcı P. aeruginosa enfeksiyonunun bu yeni in vivo modeli, kronik enfeksiyonlara karşı yenilikçi tedavilerin etkinliğini değerlendirmek için fırsatlar sunmaktadır.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pseudomonas aeruginosa, kistik fibrozisli (KF) ve yaraları olan hastalarda kronik kolonizasyondan sorumlu Gram negatif patojenik bir bakteridir 1,2. P. aeruginosa, ESKAPEE patojenleri grubuna aittir ve Dünya Sağlık Örgütü tarafından yeni terapötikler için kritik bir öncelik olarak kabul edilmektedir3. Kronik bakteriyel enfeksiyonların, biyofilm yaşam tarzı, azalmış büyüme, düşük metabolik aktivite4 ve hücre içi yaşam döngüsü5 dahil olmak üzere birçok faktörle ilişkili olan adaptif ilaç direnci nedeniyle antibiyotiklerle tedavi edilmesi zordur. İn vivo modeller, P. aeruginosa kronik enfeksiyonunu daha iyi anlamak ve tedavi etmek için gereklidir.

P. aeruginosa virülansını değerlendirmek için birkaç in vivo model kullanılmış olsa da, çok az model kalıcı kolonizasyonu taklit etmeye ve tedavilerin kronik enfeksiyon üzerindeki etkinliğini test etmeye izin vermiştir6. P. aeruginosa kronik patogenezini incelemek için hayvan modelleri esas olarak agar boncuklarına gömülü bakterilerin akciğerlere uygulanmasına dayanır7. Bir murin kronik kutanöz enfeksiyon modeli de geliştirilmiştir8. Sayısız avantaja (orta derecede etik sorunlar, düşük maliyet, yüksek yumurta üretimi) sahip olan zebra balığı (Danio rerio), ilaç testi için çekici bir in vivo omurgalı modelidir ve aynı zamanda embriyo şeffaflığı sayesinde P. aeruginosa ve konakçı hücrelerin yüksek çözünürlüklü gerçek zamanlı görselleştirilmesine olanak tanır9.

Bir derlemede bildirildiği gibi, önceki çalışmalarda P. aeruginosa laboratuvar suşları (PAO1, PA14 ve PAK) esas olarak zebra balığı enfeksiyon modelinde kullanılmış ve burada akut bir enfeksiyona neden olmuşlardır9. Yakın zamanda, akut enfeksiyona neden olan P. aeruginosa PAO1 suşu ile kuyruk yüzgeci ampute embriyoların daldırılmasına dayanan bir yara enfeksiyonu protokolü geliştirdik10. P. aeruginosa'nın doğal bir enfeksiyon modunu yansıtan yaralı embriyoların daldırılmasıyla oluşan enfeksiyon, tekrarlanabilir ve mikroenjeksiyondan daha kolay bir enfeksiyon şeklidir.

Amacımız zebra balıklarında kalıcı P. aeruginosa enfeksiyonu için bir protokol oluşturmaktı. Bu amaçla stratejimiz, zebra balığı modelinde11,12 nadiren düşünülen P. aeruginosa klinik suşlarını, enfeksiyonun yara yolu ile birlikte kullanmaktı. Burada, P. aeruginosa CF klinik izolatları tarafından bir yara enfeksiyonuna dayalı olarak zebra balığı embriyolarının kalıcı kolonizasyonunu modellemek için geliştirdiğimiz protokolü açıklıyoruz. Bu yeni in vivo model beklentilerimizi karşılamakta ve burada ve eşlik eden bir makale13'te açıklandığı gibi, kalıcı kolonizasyon bağlamında terapötiklerin etkinliğini değerlendirmek için yeni fırsatlar sunmaktadır.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışmada açıklanan tüm zebra balığı deneyleri, Montpellier Üniversitesi'nde, Avrupa Birliği'nin laboratuvar hayvanlarının işlenmesine ilişkin yönergelerine göre 3R'ler -Değiştirme, Azaltma ve İyileştirme- ilkeleri izlenerek gerçekleştirilmiş ve Direction Sanitaire et Vétérinaire de l'Hérault ve Comité d'Ethique pour l'utilisation d'animaux à des fins scientifiques tarafından CEEA-LR-B4-172-37 referansı altında onaylanmıştır. Tüm enfeksiyon deneyleri, döllenmeden 5 gün sonrasına kadar embriyolar üzerinde gerçekleştirildi. AB veya Golden Lines balıklarından yetişkin zebra balığının (Danio rerio) yetiştirilmesi, AB Hayvan Koruma Direktifi 2010/63/EU tarafından belirtilen uluslararası yönergelere bağlı kalmıştır. Montpellier Üniversitesi'nin standart koşulları 12 h:12 h ışık olarak ayarlanmış: karanlık döngü, 3,5 L polikarbonat tank (tank başına maksimum 22 balık), %4 tuzluluk/400 μS iletkenlik ve 28 °C su sıcaklığına sahip bir devridaim sistemine bağlı zebra balığı tesisi. Balıklar günde 2 kez balık yemi ile beslendi.

1. Çözeltilerin hazırlanması

  1. Zebra balığı embriyolarını büyütmek için metilen mavisi olan veya olmayan balık suyu için 1x çalışma solüsyonu hazırlayın (bkz. Tablo 1).
  2. Tablo 1'de açıklandığı gibi 20x stok (%0,4) ve 1x çalışan Trikain anestezik solüsyonu hazırlayın. Stok çözeltisinin tekrar tekrar donmasını ve çözülmesini önlemek için, 10 mL 20x Trikain alikotu hazırlayın ve -20 ° C'de saklayın.
  3. 1x Fosfat Tamponlu Tuzlu Su (PBS) içinde seyreltilmiş% 2 Triton çözeltisi hazırlayın; Tablo 1).

2. GFP'yiyapısal olarak eksprese eden floresanP. aeruginosa aşısının hazırlanması  

NOT: P. aeruginosa ile yapılan tüm çalışmalar, bir biyogüvenlik kabininde BSL-2 önlemleri ile yapılır. P. aeruginosa suşları, GFP gibi (burada kullanıldığı ve13'te açıklandığı gibi) yapısal olarak bir floresan raportörü eksprese etmek için genetik olarak değiştirilmelidir. Plazmit kodlu bir floresan raportör durumunda plazmit kaybını önlemek için kromozomal olarak kodlanmış bir floresan raportör ile suşların kullanılması şiddetle tavsiye edilir.

  1. Enfeksiyondan 2 gün önce, -80 ° C'den LB agar plakalarında GFP eksprese eden genetik olarak değiştirilmiş P. aeruginosa stoğunu çıkarın (Tablo 1) ve gece boyunca 37 ° C'de inkübe edin.
  2. Bir GFP + P. aeruginosa kolonisini 1 mL LB suyunda (Tablo 1) aşılamak için bir floresan mikroskobu (Büyütme 6x) kullanarak kolonilerin floresansını kontrol edin ve gece boyunca 37 ° C'de çalkalama ile (180 rpm) büyütün.
  3. Enfeksiyon gününde, yukarıdaki gece boyunca P. aeruginosa kültürünü 1:20'de 5 mL taze LB et suyuna seyreltin. Bakterileri 37 ° C'de, kültür OD600 = 0.8'e ulaşana kadar çalkalayarak (180 rpm) büyütün. Bu yaklaşık 2-3 saat sürmelidir.
  4. Bakteri kültürünü oda sıcaklığında (RT) 3584 x g'da 10 dakika santrifüjleyin. Süpernatanı çıkarın ve peleti metilen mavisi olmadan 4 mL balık suyunda yeniden süspanse edin.
  5. Balık suyu ile kültür hacmini 7 x 107 ila 1 x 108 CFU / mL olacak şekilde ayarlayın. Bu, yaklaşık 0,15'lik bir OD600'e karşılık gelir (her suş için uyarlanacaktır).
  6. Aşılamayı ölçmek için, bakteri süspansiyonunun seri bir seyreltmesini yapın, 10-4 seyreltmenin 20 μL'sini bir LB agar plakası üzerine yerleştirin ve gece boyunca 37 ° C'de inkübe edin.
  7. İnokulumun CFU'larını belirlemek için floresan mikroskobu altında GFP + kolonilerini sayın.

3. Zebra balığı embriyolarının toplanması ve hazırlanması

  1. Bakteri daldırma deneyinden 3 gün önce, zebra balığı üreme çiftleri kurun. Üreyen bir erkek ve dişiyi bir melezleme tankına yerleştirin.
  2. Ertesi sabah, ince gözenekli bir süzgeç kullanarak döllenmeden sonra yumurtaları toplayın. Toplanan yumurtaları metilen mavisi içeren balık suyu içeren bir Petri kabına koyun.
  3. Kontaminasyonu önlemek için, Petri kabına 1 damla çamaşır suyu ekleyin. 5 dakika sonra, ağartıcıyı çıkarmak için balık suyunu metilen mavisi ile değiştirin.
  4. Anormal embriyo gelişimi olan yumurtaları (döllenmemiş yumurtalar 1 hücreli yumurta aşamasına benzer) veya ölü olanları (beyaz görünüm) atın.
  5. Enfeksiyon sabahı (2 dpf'de), embriyoları stereo mikroskop altında iki çok ince forseps ile dekoryonlayın (büyütme 11x). Serbest bırakmak için embriyoyu sıkıştırmadan forseps kullanarak koryonu yırtın.
  6. Dekoryonlu embriyoları metilen mavisi içeren balık içeren bir Petri kabına yerleştirin. Bulaşıkları enfeksiyon oluşana kadar 28 °C'de inkübe edin.

4. Embriyo yaralanması

  1. Zebra balığı embriyolarını, bir hücre kültürü kabında (35 mm x 10 mm) yaralanmadan yaklaşık 5 dakika önce,% 0.02 Trikain içeren,% 0.02 metilen mavisi içermeyen balık suyunda uyuşturun. Embriyolar artık hareket etmez ve uyaranlara cevap vermez.
  2. İğnelerin kullanımını kolaylaştırmak için 25G iğneleri iki çubuğun üstüne yerleştirin.
  3. Stereo mikroskop altında, anormal gelişime sahip embriyoları veya ölü olanları ortadan kaldırın. Yemeğin dairesel bir hareketini kullanarak, tüm embriyoları merkezde toplayın.
  4. Dikey pozisyonda (baş aşağı - kuyruk yukarı) iki iğne kullanarak embriyoları tek tek izole edin ve düz tutmak için sol iğneyi kuyruğa yerleştirin. Notokordun kenarındaki yüzgeci doğru iğne ile kesin. Kesimi tek seferde yapın. Kesme ve bakteri çözeltisine daldırma arasında 10 dakikayı aşmayın.

5. Yaralı embriyoların enfeksiyonu

  1. Biyolojik güvenlik kabini tip II altında, girdap yapın ve P. aeruginosa çözeltisini yaklaşık 1 x 107 CFU / mL'de 6 oyuklu bir plakaya ekleyin.
  2. Yaralı embriyoları tek kullanımlık bir Pasteur cam pipet ile toplayın ve mikrobiyolojik güvenlik direği altındaki bakteri çözeltisine ekleyin. Plakayı 28 °C'de 1,5 saat inkübe edin.
    NOT: Çok sayıda enfekte larvaya ihtiyaç duyulursa, yaklaşık 50 larvadan oluşan gruplar oluşturun, yarayı açın, daldırın ve bir sonraki grup için tekrarlayın.
  3. Enfeksiyondan sonra, embriyoları aşağıda tarif edildiği gibi mikrobiyolojik güvenlik direği altında yıkayın.
    1. Embriyoları yıkamak için bir cam pipet ile oda sıcaklığında 30 dakika boyunca mümkün olduğunca az sıvı ekleyerek metilen mavisi içermeyen 10 mL balık suyuna aktarın.
    2. Enfekte embriyoları ikinci bir yıkama için bir cam pipet kullanarak birkaç dakika boyunca metilen mavisi içermeyen 4 mL balık suyuna tekrar aktarın.
    3. Enfekte olmuş 24 embriyoyu ayrı ayrı metilen mavisi içermeyen 1 mL balık suyu içeren çok kuyulu bir plakaya aktarın.
  4. Plakaları 28 °C'de inkübatörde plastik bir kutuya yerleştirin. Buharlaşmayı sınırlamak için kutuyu nemlendirin (örneğin nemli kağıt havlularla).

6. Enfekte embriyoların hayatta kalması

  1. Embriyo sağkalım çalışmaları için, enfeksiyondan 18 saat, 24 saat ve 48 saat sonra (hpi) stereo mikroskop altında canlılığı kontrol edin. Kalp ve kan dolaşımı durduğunda bir embriyo ölü olarak kabul edilir.
  2. Kaplan-Meier merdiven grafik gösterimlerini (GraphPad Prism 8.3.0) kullanarak ölüm / sağkalım oranlarını temsil edin ve verileri bir log-rank veya diğer uygun istatistiksel testlerle analiz edin.

7. Enfekte embriyolarda bakteri yükünün sayılması (Şekil 1)

  1. Enfekte embriyolardan dört farklı zaman noktasında CFU tayini yapın: 1.5 hpi, yani enfeksiyondan hemen sonra ve her yıkamadan sonra 24, 48 ve 72 hpi'de 5 embriyo / zaman noktası. Mikrobiyolojik güvenlik direği altındaki tüm adımları gerçekleştirin.
  2. Her enfekte larva için 95 μL 1x PBS içeren 1.5 mL mikrosantrifüj tüpleri hazırlayın. Larvaların hacmi 5 μL civarındadır.
  3. Larvaları, yıkama yapmak ve planktonik bakterileri ortadan kaldırmak için metilen mavisi içermeyen 4 mL balık suyu içeren 6 oyuklu bir plakaya aktarın.
  4. Her embriyoyu PBS içeren bir mikrosantrifüj tüpüne yerleştirin ve mümkün olduğunca az sıvı ekleyin. Larvaların sıvı eklemeden mikrosantrifüj tüpüne batmasını sağlamak için PBS'nin yüzeyindeki larvaları içeren cam pipete dokunmanız yeterlidir.
  5. Mikrosantrifüj tüpünün yan tarafındaki bir havaneli kullanarak embriyoları tek tek ezin. Havaneli tüpün içinde tutun. Sağlam embriyo kalmadığında son noktayı belirleyin.
  6. Havaneli kaldırın ve havaneli kalıntı bakterilerini durulamak için 100 μL PBS-Triton %2 ekleyin (nihai konsantrasyon %1'dir). Vorteks yapın ve 10 dakika bekleyin. Aynı anda beşten fazla embriyoyu işleme koymayın.
  7. Her embriyo için LB agar plakalarına 3x, 10 μL seyreltilmemiş lizat damlatın. Çok kanallı bir pipet kullanılarak 96-10 seyreltmeye ulaşılana kadar 3 oyuklu bir plakada lizatların seri seyreltmesini yapın. LB agar plakaları üzerindeki seyreltilmemiş olanların yanına 3x, 10 μL seyreltme 10-1, 10-2 ve 10-3 damlatın ve plakaları gece boyunca 37 °C'de inkübe edin.
  8. Mikroskop altında her seyreltmenin floresan kolonilerini sayın ve enfekte olmuş embriyo başına CFU'yu hesaplayın.

figure-protocol-1
Şekil 1: Zebra balığı embriyosunda bakteriyel virülans ve kalıcılığı değerlendirmek için deneysel zaman çizelgesi. Kısaltmalar: CFU = Koloni oluşturan birimler, hpi = enfeksiyondan sonraki saatler. Çizim BioRender.com ile oluşturuldu. Şekil13'ten değiştirildi. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

8. Kalıcı enfeksiyona karşı tedavinin test edilmesi (Şekil 2)

  1. P. aeruginosa suşu için minimum inhibitör konsantrasyonun (MIC) 40 katında antibiyotik çözeltileri hazırlayın. Deneyden önce, seçilen antibiyotik konsantrasyonunun embriyo için toksik olmadığını kontrol edin.
  2. 7.1 ve 7.2 adımlarını izleyin. 24 oyuklu bir tabağa 1 mL antibiyotikli balık suyu koyun ve antibiyotiksiz bir kontrol yapın.
  3. Her tedavi için yıkama adımından beş embriyoyu 24 oyuklu plakaya aktarın ve mümkün olduğunca az sıvı ekleyin.
  4. Antibiyotiklerle oda sıcaklığında 30 dakika inkübe edin. Adım 7.3'e dönün. tedaviden sonra bakteri yükünü ölçmek için.

figure-protocol-2
Şekil 2: Enfekte embriyolar üzerinde antibiyotik tedavilerinin etkinliğini değerlendirmek için kullanılan deneysel prosedür. Kısaltmalar: ATB 30' = 30 dakika boyunca antibiyotik tedavisi, CFU = Koloni oluşturan birimler, hpi = enfeksiyondan sonraki saatler. Çizim BioRender.com ile oluşturuldu. Şekil13'ten değiştirildi. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zebra balığı embriyosu, P. aeruginosa CF izolatları ile kalıcı bir enfeksiyonu izlemek için uygun bir modeldir
Üç CF izolatının (A6520, B6513 ve C6490) virülansını in vivo değerlendirmek için yaralı embriyoların daldırma modunu kullandık9. Ayrıca, fare hava yollarında uzun süreli kolonizasyon için bilinen, iyi karakterize edilmiş bir geç KF izolatı olan RP73'ün davranışını da değerlendirdik14,15

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bakteriyel kronik enfeksiyonun in vivo modellenmesi, patogenezi anlamak ve tedavi etkinliğini değerlendirmek için gereklidir. Burada, zebra balıklarında P. aeruginosa'ya karşı ilaçların test edilmesi için uygun kalıcı bir yara enfeksiyonu modeli oluşturduk. Bu, kronik bakteriyel enfeksiyonlara karşı ilaç taramasına uygun in vivo modellerin eksikliği ile mevcut metodolojinin boşluğunu doldurmaktadır. Özellikle, bu model kronikliğin önemli bir özelliğini, yani ad...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar hiçbir rekabet çıkarı beyan etmezler.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metodolojinin oluşturulmasına büyük ölçüde katkıda bulunan ve eşlik eden13. makalede açıklandığı gibi Şekil 3'te gösterilen sonuçları üreten Stéphane Pont'a (LPHI, Montpellier) teşekkür ederiz. A6520, B6513 ve C6490 klinik suşlarını sağladığı için P. Plésiat'a (Fransız Antimikrobiyal Direnç Ulusal Referans Merkezi, Besançon, Fransa) ve RP73 suşunu sağladığı için A. Bragonzi'ye (Milano, İtalya) teşekkür ederiz. C. Gonzalez ve V. Goulian'a LPHI'den Aquatic model tesisi ZEFIX için teşekkür ederiz. Bu çalışma Vaincre La Mucoviscidose (RF20200502703, RF20210502864, RF20220503060) ve Association Gregory Lemarchal tarafından desteklenmiştir. Su tesisi, Avrupa Topluluğu'nun H2020 Programı [Marie-Curie Yenilikçi Eğitim Ağı Inflanet: Hibe Anlaşması n° 955576] tarafından desteklenmektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Etil-3-aminobenzoat metansülfonatSigmaE50521
Pistonlu peletEppendorf, Dutscher33522
Deniz TuzlarıAnında Okyanus, Akvaryum sistemleri   218035
TritonEuromedex2000-B

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Garcia-Clemente, M., et al. Impact of Pseudomonas aeruginosa Infection on Patients with Chronic Inflammatory Airway Diseases. J Clin Med. 9 (12), 3800(2020).
  2. Serra, R., et al. Chronic wound infections: the role of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus. Expert Rev Anti-Infect. 13 (5), 605-613 (2015).
  3. Tacconelli, E., et al. Discovery, research, and development of new antibiotics: the WHO priority list of antibiotic-resistant bacteria and tuberculosis. Lancet Infect Dis. 18, 318-327 (2018).
  4. La Rosa, R., Johansen, H. K., Molin, S. Persistent Bacterial Infections, Antibiotic Treatment Failure, and Microbial Adaptive Evolution. Antibiotics. 11 (3), 419(2022).
  5. Kember, M., Grandy, S., Raudonis, R., Cheng, Z. Y. Non-Canonical Host Intracellular Niche Links to New Antimicrobial Resistance Mechanism. Pathogens. 11 (2), 220(2022).
  6. Lorenz, A., Pawar, V., Häussler, S., Weiss, S. Insights into host-pathogen interactions from state-of-the-art animal models of respiratory Pseudomonas aeruginosa infections. FEBS Lett. 590, 3941-3959 (2016).
  7. Reyne, N., McCarron, A., Cmielewski, P., Parsons, D., Donnelley, M. To bead or not to bead: A review of Pseudomonas aeruginosa lung infection models for cystic fibrosis. Front Physiol. 14, 1104856(2023).
  8. Pletzer, D., Mansour, S. C., Wuerth, K., Rahanjam, N., Hancock, R. E. W. New Mouse Model for Chronic Infections by Gram-Negative Bacteria Enabling the Study of Anti-Infective Efficacy and Host-Microbe Interactions. mBio. 8, e00140-e00217 (2017).
  9. Pont, S., Blanc-Potard, A. B. Zebrafish Embryo Infection Model to Investigate Pseudomonas aeruginosa Interaction With Innate Immunity and Validate New Therapeutics. Front Cell Infect Microbiol. 11, 745851(2021).
  10. Nogaret, P., El Garah, F., Blanc-Potard, A. B. A Novel Infection Protocol in Zebrafish Embryo to Assess Pseudomonas aeruginosa Virulence and Validate Efficacy of a Quorum Sensing Inhibitor In Vivo. Pathogens. 10 (4), 401(2021).
  11. Phennicie, R. T., Sullivan, M. J., Singer, J. T., Yoder, J. A., Kim, C. H. Specific resistance to Pseudomonas aeruginosa infection in zebrafish is mediated by the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator. Infect Immunity. 78 (11), 4542-4550 (2010).
  12. Kumar, S. S., et al. Dual Transcriptomics of Host-Pathogen Interaction of Cystic Fibrosis Isolate Pseudomonas aeruginosa PASS1 With Zebrafish. Front Cell Infect Microbiol. 8, 406(2018).
  13. Pont, S., et al. Intracellular Pseudomonas aeruginosa persist and evade antibiotic treatment in a wound infection model. PLoS Pathogens. 21 (2), e1012922(2025).
  14. Facchini, M., De Fino, I., Riva, C., Bragonzi, A. Long Term Chronic Pseudomonas aeruginosa Airway Infection in Mice. J Vis Exp. (85), e51019(2014).
  15. Bianconi, I., et al. Comparative genomics and biological characterization of sequential Pseudomonas aeruginosa isolates from persistent airways infection. BMC Genom. 16, 1105(2015).
  16. Buyck, J. M., Tulkens, P. M., Van Bambeke, F. Pharmacodynamic evaluation of the intracellular activity of antibiotics towards Pseudomonas aeruginosa PAO1 in a model of THP-1 human monocytes. Antimicro Agents Chemother. 57 (5), 2310-2318 (2013).
  17. Volpe, D. A. Permeability classification of representative fluoroquinolones by a cell culture method. Aaps Pharmsci. 6 (2), 1-6 (2004).
  18. Pang, Z., Raudonis, R., Glick, B. R., Lin, T. J., Cheng, Z. Y. Antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa: mechanisms and alternative therapeutic strategies. Biotechnol Adv. 37 (1), 177-192 (2019).
  19. Lamberti, Y., Surmann, K. The intracellular phase of extracellular respiratory tract bacterial pathogens and its role on pathogen-host interactions during infection. Curr Opin Infect Dis. 34 (3), 197-205 (2021).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Düzeltme

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Modeling Persistent Pseudomonas aeruginosa Infection in Wounded Zebrafish Larvae
Posted by JoVE Editors on 7/21/2025. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/68464

Etiketler

Kronik EnfeksiyonKal c EnfeksiyonAntibiyotik ToleransYara Enfeksiyon Modelila TaramaBakteriyel Y k KantifikasyonuKoloni Olu turan BirimlerKistik Fibrozis

İlgili makaleler