Yöntem makalesi

Neonatal Sürekli Pozitif Hava Yolu Basınç Yönetimi ve Hava Yolu Kasılmasını Ölçmek için Hassas Akciğer Dilimi Yöntemi Fare Modeli

DOI:

10.3791/68643

⸱

13 Mart 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, UH Rainbow Babies & Children's Hospital, 2Department of Pediatrics, Case Western Reserve University School of Medicin, 3Department of Anesthesiology & Perioperative Medicine, Mayo Clinic, 4Department of Physiology and Biomedical Engineering, Mayo Clinic

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nenesthetize edilmiş yeni doğan farelere farklı seviyelerde CPAP vermek için invaziv olmayan bir yöntem gösteriyoruz. Bu teknik, akciğer gelişimi üzerindeki etkilerini değerlendirmek için birçok erken bebekte CPAP uygulamasını kısmen taklit etmeyi amaçlamaktadır. Ayrıca, CPAP'ın hava yolu daralma üzerindeki etkilerini hassas akciğer dilimleme yöntemiyle gösteriyoruz.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Erken bebeklerin yoğun bakımında kullanılan pozitif basınçlı solunum desteğiyle ilişkili mekanik kuvvetler, akciğer gelişimi için hem olumlu hem de istemsiz sonuçlar doğurabilir. Pozitif basınç desteği, akciğer gaz değişimini artırır, atelektaziyi sınırlar ve sistemik oksijenasyonu iyileştirir, ancak mekanik ventilasyon gibi invaziv yöntemlerin akciğer gelişimi üzerindeki zararlı etkileri de iyi bilinmektedir. Ancak, daha az invaziv ventilasyon türlerinin olumsuz etkileri konusundaki anlayışımızda büyük eksiklikler bulunmaktadır. Burada, sürekli pozitif hava yolu basıncı (CPAP), pozitif basınç spektrumunun en az invaziv olanını temsil eden en yaygın solunum destek modalitelerinden biridir. İnsan hava yolu gelişimini incelemedeki büyük bir sınırlama, yaşa uygun modellerin eksikliği ve küçük yenidoğan hayvanlara CPAP uygulanabilme yeteneğinin olmamasıdır. Bu sorunu, uyanık, anestezisiz yeni doğan farelere günlük olarak verilen bir yeni doğumlu CPAP fare modeli geliştirerek çözdük — bu model, fare akciğer gelişiminin klinik olarak önemli CPAP seviyelerini kullanan ve erken doğulan bebeklerin yoğun bakımda CPAP alma olasılığı yüksek olduğu dönemde aynı aşamada kullanılıyor. Burada, CPAP modelimizi gösteriyoruz; bu model, CPAP'ı anestezisiz yeni doğana kolayca ayarlanabilir şekilde invaziv olmayan şekilde iletebilen uygun ve özel tasarlanmış bir sistemi içeriyor. Ayrıca, hava yolu hiperreaktivite ölçümü için ex vivo için hassas kesim akciğer dilimleme yönteminin bir gösterimini de sunuyoruz. PCLS burada tanımlanır çünkü küçük (yenidoğan) hayvan modellerinde teknik olarak zor olabilecek akciğer sisteminin işlevsel bir okumasını sağlar ve CPAP ile ilgisi olmayan diğer modellere de geniş uygulanabilir. CPAP'ın hava yolu hiperreaktivitesini tetiklediğini gösteren veriler sunuyoruz; bu durum, erken doğumlu bebeklerin yoğun bakımında solunum destek yöntemi seçimi için önemli klinik sonuçlar doğurabilir.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Apne ve solunum zorluğu gibi solunum kaynaklı sorunlar, erken doğumlu birçok bebek için hayat kurtarıcı solunum desteği yöntemleri gerektirir; bu durum ne yazık ki bebek morbiditesine ve uzun hastane kalıyorlarına katkıda bulunur. Mekanik ventilasyon (MV) ve daha az invaziv CPAP dahil olmak üzere ekO2 ve pozitif basınçlı solunum desteği yaygın solunum destek yöntemleridir. Ancak, erken doğurma döneminin kritik döneminden sağ kalanlar için kısa ve uzun vadeli en büyük sorun, ömür boyu hırıltı/astım, kötü akciğer fonksiyonu ve azalmış egzersiz kapasitesi olarak kendini gösteren kronik bronşiel sairwayshastalığı 1,2,3,4 olarak devam etmektedir. EkO2 ve MV'nin zararlı etkileri, bronkopulmoner displazi (BPD) ve uzun vadeli solunum morbiditelerinin patogenezinde onlarca yıldır yaygın olarak rol oynamışolsa da 5,6,7,8, bazı kanıtlar CPAP gibi invaziv olmayan solunum desteği formlarının gelişen akciğer üzerinde istenmeyen etkileryaratabileceğini göstermektedir 6,9,10,11,12. Ancak, CPAP'in olumsuz etkileri hakkında çok az şey bilinmektedir; bunun nedeni, özellikle yenidoğan hayvanlara invaziv olmayan şekilde uygulanmasının teknik zorluklarından kaynaklanmaktadır.

Pediatrikastım 13'ün genel artış oranı ve NICU'dan sonra erken doğuran bebeklerin artan sağ kalım oranları göz önüne alındığında, olgun olmayan trakeobronşial hava yollarının olumsuz yapısal ve fonksiyonel değişikliklerini başlatan mekanizmaları ve bunların ekO2'den bağımsız olarak ömür boyu süren akciğer bozukluklarına nasıl katkıda bulunduğunu anlamak karşılanmamış önemli bir klinik ve araştırma ihtiyacıdır. Ortaya çıkan kanıtlar, yenidoğan CPAP'ın uzun vadeli hava yolu fonksiyonları üzerinde olumsuz etkiler yaratabileceğini ve hırıltı bozukluklarına katkıda bulunabileceğini göstermektedir; bu da CPAP'ın ekO2 toksisitesinden kaçınmak için tercih edilen solunum destek yöntemi haline gelmesiyle önemlidir. CPAP'ın küçük ve yaşa uygun yenidoğan hayvanlara uygulanmasıyla ilgili teknik zorluklar, CPAP'in akciğer gelişimi üzerindeki etkileri (faydalı veya zararlı) anlamamızda ilerlemeyi engellemiştir. Bu sorunu, doğumdan itibaren uyanık ve anestezisiz farelere günde 3 saat değişen CPAP seviyeleriyle verilen CPAP 10,11,12,14,15 adlı ilk yeni doğumlu fare modelini geliştirerek çözdük; böylece CPAP 16 alma olasılığı yüksek olan çok erken (~24-28 haftalık) fetüs bebeklerine benzer bir akciğer gelişim aşamasında klinik olarak ilgili CPAP seviyelerinin incelenmesine olanak tanıdık. 17. Neonatal fare modelinde MRI taramaları yaptık ve CPAP'ın akciğerşişmesine yol açtığını ve ilk doğum sonrası hafta için CPAP'in uzun vadeli (3 haftalık) hava yolu reaktivitesinde artışa yol açtığını (yani CPAP'tan 2 hafta sonra) sağladığını doğruladık; bu durum küçük çocuklarda (3-4 yaş arası) hırıltı ile örtüşüyor. Burada, yeni doğan fareler için özel tasarlanmış CPAP sistemimizin ayrıntılı bir gösterimini sunuyor ve ex vivo hassas akciğer dilimi yöntemi (PCLS) kullanılarak hava yolu daraltılığını değerlendirmek için uygun bir yöntemi tanımlıyoruz.

PCLS, hava yolu hiperreaktivite mekanizmalarını ve bunların ilgili yollarını incelemek için mükemmel ve pratik bir fırsat sunar. PCLS yöntemi kullanılarak, belirli reseptör/kanal inhibitörleriyle önceden tedavi edildikten sonra, methakolin gibi bronkokonstriktörlere yanıt olarak hava yollarının daralmasını ölçmek için bireysel hava yolları gerçek zamanlı görüntülenir. Bu çalışmalar, CPAP'in erken doğuşta patofizyolojik sonuçlarını anlamak için, gerekli klinik bakımın optimize edilmesini sağlayan ve potansiyel ömür boyu sonuçları hafifleten hedeflenebilir ve uygulanabilir müdahaleler sağlamak açısından önemlidir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Deneyler, doğum günü belirlenmek için günlük olarak izlenen hamile fareler üzerinde yapılır. Fareler, doğum sonrası yaşamın ilk haftasında %21O2 oranında CPAP ile veya olmadan tedavi edilir. Genellikle akciğerler, CPAP'tan 2 hafta sonra hassas akciğer dilimi (PCLS) yöntemiyle AW reaktivitesinin ölçülmesine hazırlık olarak alınır, ancak bu tür ölçümler P8 gününde (CPAP'tan hemen sonra) veya yetişkinliğe kadar mümkün olabilir. Tüm prosedürler, laboratuvar hayvanlarının bakımı ve kullanımı için Ulusal Sağlık Enstitüsü (NIH) yönergelerine uygun olarak gerçekleştirildi ve Case Western Reserve Üniversitesi Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından onaylandı.

1. CPAP maskesinin montajı

  1. Tüplerin bağlantısı için Luer kilidi bölümünü içeren 5 mL'lik bir şırınganın kesilen ucundan bireysel bir maske oluşturularak fare hava yollarına hava akışı ve pozitif basıncın ulaşmasını mümkün kılmak için (Şekil 1A).
  2. Maskenin şırınga bileşenini, dirseğe bağlı dişli Luer-Lock, Luer-hortum barb bağlantısı ve standart akvaryum borusunu (3/8" çapı) yerleştirmek için önceden delin.
  3. Yan port borusunu kullanarak ekscurrent hava akışının aşağı akış ayarlanabilir bir kaçaktan geçmesini sağlar; böylece farenin akciğerlerine geri basınç ayarlanır ve CPAP seviyesini gerçek zamanlı izlemek için özel yapılmış bir manometre kullanılır.

2. Yaka tasarımı

  1. Tasmayı, küçük ölçülü standart laboratuvar eldivenlerinin parmak uçlarından kesilmiş bölümlerinden yapın. Fareyi maskeye bağlamak için kullanın.
  2. Kesilmiş parmak ucunun ucunda bir delik açmak için 1/4 inç delik kullanın; bu delik, farenin yüzü ve başını barındırmak için eşit ve tutarlı boyutta bir açıklık oluşturur.
    NOT: Delik deliği tutarlı bir maske boyutunu sağlar, ancak farenin büyümesini karşılamak için P4 civarında daha büyük delik delikleri gereklidir.

3. Manometrenin inşası

  1. Kıvrımlı akvaryum boru ile bağlanan iki tek kullanımlık serolojik pipetten bir manometre inşa edin (Şekil 1A). Manometrenin CPAP seviyesinin görselleştirilmesine yardımcı olmak için renkli boya damlası içeren suyla yarı doldurulduğundan emin olun.
  2. Manometreyi bir akış kontrolörü (akış hızı ~600-700 mL/d) ve maske ile seri ve aşağı akışta bağlayın.

4. Farenin yaka ve maskesinin takılması

  1. Tasmayı fare (1 günlük olan) üzerine yerleştirmek için önce maskenin açık ucuna yerleştirin; dikkatli manevralarla bu taraf, farenin yüzü ve başı için gerilmelidir.
  2. Farenin yüzünü yakanın açıklığından geçirin; yaka, yüz/baş üzerindeki gerilmiş pozisyonundan nazikçe gevşetilir. ~4 günlükte, büyüme ve farenin daha büyük başı için yaka açıklığında küçük yarıklar kesin, ancak daha büyük boyutlu tam punch da önerilir.

5. CPAP'ı aynı anda birden fazla fareye uygulamak

  1. Bir dizi akış kontrolörü ve manometre kullanarak birden fazla (en fazla 10) yeni doğumlu fareye CPAP verebilen bir sistem oluşturun (Şekil 1B). Standart bir regülatörü olan normal bir hava tankı ile hava akışını sağlayıp tüm CPAP cihazlarına ve maske/yaka ünitelerine toplam akışı sağlayan bir akış kontrolünden geçirin.
  2. Nemlendirme için suyu bir rezervuarda köpükle doldurun, sonra doğrudan CPAP ünitelerine verin, ardından her hayvana bağımsız olarak CPAP uygulayın.
    NOT: Bir kontrol faresi aynı hava akışını içeren bir maske alır, ancak herhangi bir geri basınç veya CPAP olmadan.
  3. Tüm deneyleri, vücut sıcaklığını sabit tutmak için ~38 oC'de tekrar dolaştırılan su ile bir ısı pedinde yapın.

6. Zaman çizelgesi

  1. Hamile fareleri doğum tarihini belirlemek için günlük izleyin ve ertesi gün (P1 günlük) ilk CPAP seansını 2 saat boyunca gerçekleştirin (Şekil 2), böylece yavrular emzirme damcısından uzak kalma süresini en aza indirin.
  2. Sonraki günler için (P2-P7), her CPAP seansını 3 saat sürer süreyle gerçekleştirin. CPAP'i gerekirse 7 günden uzun sürede ve herhangi bir CPAP seviyesinde uygulayın; ancak rutin olarak 6 cmH2O sıcaklığında 7 gün CPAP kullanılır.
  3. Sonra, hayvanların CPAP'ın hava yolu reaktivitesi üzerindeki etkileri (P8) CPAP'in (P7) bitmesinden hemen sonra veya uzun vadeli etkileri (örneğin, P21 veya yetişkinlik) açısından hassas akciğer kesimi hazırlama yöntemiyle değerlendirin (bölüm 8).

7. Doku hasadı ve hava yolu daralma

  1. Moleküler veya fizyolojik teknikler için akciğerler hasat edin (örneğin, polimeraz zincir reaksiyonu (PCR), western blots, immünohistokimya, RNASeq, proteomik, metabolomik vb.).
    NOT: Birincil odak noktası, CPAP'ın hava yolu kasılmaları üzerindeki etkileridir; bu etkiler in vivo (anestezi edilmiş ve mekanik olarak ventilasyonlu, P21 gün veya daha üzeri) solunum sistemi mekaniği için veya ex vivo olarak PCLS (P8 gün veya daha üzeri) olarak değerlendirilebilir. İkincisi, in vivo çalışmalar için uygun olmayabilecek belirli yolları hedefleyen bileşikleri veya ajanları araştırmak için büyük avantajlara sahiptir.

8. Hassas akciğer dilimi (PCLS) yöntemi için tüm akciğer ekstraksiyonu/hazırlanması

  1. Fareyi anestezik aşırı dozla ötenazi (ketamin/ksilazin karışımının intraperitoneal enjeksiyonu; sırasıyla 100 mg/kg/10 mg/kg) kullanarak akciğerlerin, banyo uygulamalı metakolin ile hava yolu reaktivitesinin ex vivo ölçümlerine hazırlanır.
  2. Fareyi sırtüstü pozisyona koyun, trakea kanülasyonu için agaroz dolu bir şırınga ile yerleştirin. Kanülü küçük bir ventral boyun kesisinden geçirin ve ~3 mm ilerletin ve ardından dikişle sabitlenin.
  3. Akciğerleri şişirmek için sıvılaştırılmış agarozu (40 °C) nazikçe enjekte edin (P8 fareler için 0,4 mL; P21 fareler için 0,8 mL) ve fareyi 30 dakika buzdolabında koyun, böylece agaroz soğuyup jelleşmesini sağlar.

9. PCLS yöntemi için akciğer kesitlenmesi

  1. Agararoz soğuduktan sonra, tercih ettiğiniz akciğer lobunu %2 agaroza gömülün, vibratoma yerleştirin, 300 μm kesitlere ayırın ve gece kuluçka için DMEM + Pen/Strep çözeltisine batırın (%5CO2, 37°C).
  2. Ertesi gün, akciğer dilimlerini HBSS ile durulap, methakolin meydan okumasına karşı hava yolu tepkilerinin canlı görüntülenmesi için bir kayıt odasına monte edin.
    NOT: Sunulan sonuçlar saf (kontrol, yani CPAP yok) ve sadece CPAP tedavisini temsil etmekte olup, agonist veya antagonist/inhibitör kullanılmamaktadır.
    1. Hava yolu görüntülemesi yapın.
      1. Akciğer dilimlerini özel yapımı bir perfüzyon odasına yerleştirin ve üzerine ince, hafif bir ağ levha ve silikon yağla sabitlenen bir örtü ile örtün.
      2. Sonra, dilimi içeren kayıt odasını mikroskopa monte edin ve perfüzyon (7 mL/dakika) ile HBSS ile oda sıcaklığında perfüzyon pompası ile sürekli olarak monte edin.
      3. Bireysel hava yollarını tanımlamak için bir kameraya monte edilmiş mikroskop kullanın. Başlangıç süresi 3 dakikalık bir kayıt süresinden sonra, odayı artan metakolin konsantrasyonlarıyla (her konsantrasyonda 2 dakika) perfuze edin ve hava yolu lümenindeki değişiklikleri sürekli kaydedersiniz.
    2. Hava yolu boyutunu ölçün.
      1. Belirli bir metakolin konsantrasyonu (ve baz çizgisi) için bir hava yolunun tek bir görüntüsünü (ImageJ yazılımı) belirleyin ve lümen alanının tam olarak yakalandığından emin olmak için ayarlanabilir eşik seçerek lümen alanını nicelikle ölçebilirsiniz (Şekil 3A).
      2. Daha sonra bu ayarları aynı hava yolunun farklı konsantrasyonlarda sonraki görüntülerine uygular (yani, aynı eşik belirli bir hava yolu için kullanılır).
      3. Sonra, çubuk izleme aracı (Şekil 3B) ile ölçüm için lumen alanını seçin ve lümen alanını piksel cinsinden otomatik olarak nicel etmek için Ctrl + M (Şekil 3C) tuşlarına basın. Her metakolin konsantrasyonu için bunu tekrarlayın; veriler, grafiksel temsil için sayısal olarak kullanılabilir ve hava yolu reaktivitesi temel lümen boyutunun bir kısmı olarak ifade edilir (Şekil 3).
    3. Örneklem büyüklüğü
      1. Rastgele hava yollarını seçin ve metakolin yanıtı bir AW/akciğer bölümü üzerinde uygulanır, ancak genellikle hayvan başına birden fazla bölüm değerlendirilebilir. Bu nedenle, tedavi grupları birden fazla yavrudan birden fazla hava yolu yolu/hayvandan oluşabilir.
      2. Hava yollarını büyük (>0,05 mm2) veya küçük (<0,05 mm2) olarak kategorize edin; çünkü CPAP'ın farklı boyuttaki hava yollarını etkilediği daha önce belirlenmiştir.

10. Uyuşturucu teslimatı

  1. Kesitlendikten ve kesitlendikten sonra 48 saat boyunca belirli yolları hedefleyen siRNA'lara maruz kalan (veya kuluçka içinde) kesitlerle analiz edin.
    NOT: Çeşitli reseptörlere özgü agonistler ve antagonistler akciğer kesimlerine de kolayca uygulanabilir; bu da bu bileşiklerin in vivo uygulama için uygun veya güvenli olmadığı durumlarda avantajdır.
  2. Alternatif olarak, akciğerler standart şişlik basınçlarında (25 cmH2O) şişirilebilir (formalin) sabitlenebilir, korunabilir ve konfokal mikroskopi ile daha sonraki analiz için immünohistokimya ve boyama için hazırlanabilir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neonatal CPAP sırasında akciğer hacminin MRI analizi
MR analizi, 3 günlük, anestezisiz, kendiliğinden nefes alan farelerde (n = 4 fare) akciğer hacmindeki değişiklikleri görselleştirmek için kullanıldı. Akciğer hacmi, şişme basınçları (yani CPAP) 9 cmH2O'ya kadar arttıkça arttı (Şekil 4A). 3 günlük bir farenin 0 ve 6 cmH2OCPAP hızında temsil eden görüntüleri de gösterilmiştir (Şekil 4B,C...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

CPAP, solunum zorluğu olan erken zamanında bebekler için gerekli bir solunum destek yöntemidir. CPAP, spontan nefes almanın üzerine biner ve akciğer hacmini yüksek tutarak, alveolar çöküşü ve atelektaziyi önleyerek sistemik oksijenasyonu iyileştirmeye yardımcı olur. Bu nedenle, CPAP'ın önemli hayat kurtaran faydaları vardır ve alveolar gelişimi iyileştirdiği gösterilmiştir, ancak faydalar CPAP 6,18,19,20'nin şiddeti ve süresine b...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Çalışmalar, Ulusal Sağlık Enstitüsü R01 HL177837 ve R01 HL056470 hibeleriyle finanse edilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
5 mL şırıngaFisher Scientific149556458
1 mL şırıngaFisher Scientific309659Kanül yoluyla agaroz enjekte etmek
1/4" delik delikMcMaster Carr3427A57
22 x 22 x 20 göme kalıplarıFisher Scientific22-19
23 G iğnelerFisher Scientific305193Kanülü şırıngaya bağlamak için, P21  dışındaki yaşlar için başka boyutlar gereklidir;
2 mL serolojik pipetlerFisher Scientific13-678-12cMoanometre yapmak için
Ayarlanabilir kaçak vanalarherhangi bir evcil hayvan dükkanıhttps://www.petco.com/shop/
en/petcostore/product/imagi
tarium-hava kontrol-valfi
Akvaryum tüpleriherhangi bir evcil hayvan dükkanıhttps://www.petsmart.com/fish/
Filtreler ve pompalar/hava ve su
-pompalar/üst-kanatlı-akvaryum-havayolu
-tubing-5291863.html
KameraAmscopeMU300
Kanül boruFisher Scientific427411P21 fareleri için. Başka yaşlar için başka boyutlar gerekecek.  Tüp trakeyasına sıkıca oturmalıdır
Kapak SlipleriFisher Scientific12-541-01418 mm x 18 mm
DMEM:F12Invitrogen11039-021
Akış kontrolörleriAna enstrümanlarGS10510AVBBireysel farelere hava akışı için
Akış ölçerAvantorMFLX68560-04Tüm sisteme hava akışı için
Gaymar T PompasıBraintree ScientificTP-700CPAP sırasında vücut sıcaklığını ölçmek için
Hanks dengeli tuz çözeltisiFisher ScientificMT-20023cvKullanım için 1x kadar seyreldin
ImageJNIHÜcretsiz indirmehttps://imagej.net/ij/download.html
Lateks eldiven küçük boyutFisher ScientificMF-300-SCPAP maskeleri yapmak için
Düşük metling noktası agarozuInvitrogen165200-100
MeshAmazonhttps://www.amazon.com/Top-
Kesme-Polyester-At Tüyİ
-satış/dp/B01AC93LJ0/ref=sr
_1_fkmr2_1?keywords=dritz%2
Bpolyester%2Bhorsehair%2Bbr
aid& qid=1562072725& s=gatew
ay& sr=8-1-fkmr2& th=1
MetakolinMilliporeA2251
MikroskopLeicaDMLFS
Kalem/streprepokInvitrogen15140-148
Perfüzyon pompasıHarvard Aparatı70-2027
Kayıt odasıWarner enstrümanlarıRC-27Ya da benzeri
Yeniden kullanılabilir ısıtma pediBraintree ScientificTP-RGaymar T pompası ile kullanım için
Silikon yağ (Molykote111)Amazonhttps://www.amazon.com/Molykote
-Yağlayıcı-Bileşenlere-Dirençli-
Volatür/dp/B0DYDFLXGZ/ref=sr_1
_1_sspa?crid=2D4LQC7SRX07P&
dib=eyJ2IjoiMSJ9.HcWWXlt8ThxcB
eGCZ6iH5jwumyClyFGkW141klcjnn
OH3hc60r0hy53Ji-9HDW0TtH33nJ-
7UmalEzJGg59qB2gzsGNzFMelw
Steril 6 kuyu plakalarıFisher Scientific3516Dilimleri kültürlemek için
Dikiş ipliği 3-0Fisher Scientificsp117Kanülü trakeyaya bağlamak için
Boru bağlantılarıHarvard Aparatı72-1406
Vibratom (pelco easislicer)Ted Pella11000Ya da eşdeğeri

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hibbs, A. M., et al. One-year respiratory outcomes of preterm infants enrolled in the nitric oxide (to prevent) chronic lung disease trial. J Pediatr. 153 (4), 525-529 (2008).
  2. Holditch-Davis, D., Merrill, P., Schwartz, T., Scher, M. Predictors of wheezing in prematurely born children. J Obstet Gynecol Neonatal Nurs. 37 (3), 262-273 (2008).
  3. Kwinta, P., Pietrzyk, J. J. Preterm birth and respiratory disease in later life. Expert Rev Respir Med. 4 (5), 593-604 (2010).
  4. Martin, R. J., Fanaroff, A. A. The preterm lung and airway: Past, present, and future. Pediatr Neonatol. 54 (4), 228-234 (2013).
  5. Attar, M. A., Donn, S. M. Mechanisms of ventilator-induced lung injury in premature infants. Semin Neonatol. 7 (5), 353-360 (2002).
  6. Doyle, L. W., et al. Ventilation in extremely preterm infants and respiratory function at 8 years. N Engl J Med. 377 (4), 329-337 (2017).
  7. Sahni, M., Bhandari, V. Invasive and noninvasive ventilatory strategies for early and evolving bronchopulmonary dysplasia. Semin Perinatol. 47 (6), 151815(2023).
  8. Williams, E. E., Greenough, A. Lung protection during mechanical ventilation in the premature infant. Clin Perinatol. 48 (4), 869-880 (2021).
  9. Gustafson, B., Britt, R. D. Jr, Eisner, M., Narayanan, D., Grayson, M. H. Predictors of recurrent wheezing in late preterm infants. Pediatr Pulmonol. 59 (1), 181-188 (2024).
  10. Macfarlane, P. M., et al. Cpap protects against hyperoxia-induced increase in airway reactivity in neonatal mice. Pediatr Res. 90 (1), 52-57 (2021).
  11. Mayer, C. A., et al. CPAP-induced airway hyper-reactivity in mice is modulated by hyaluronan synthase-3. Pediatr Res. 92 (3), 685-693 (2022).
  12. Mayer, C. A., Martin, R. J., Macfarlane, P. M. Increased airway reactivity in a neonatal mouse model of continuous positive airway pressure. Pediatr Res. 78 (2), 145-151 (2015).
  13. Loftus, P. A., Wise, S. K. Epidemiology and economic burden of asthma. Int Forum Allergy Rhinol. 5 Suppl 1, S7-S10 (2015).
  14. Mayer, C. A., et al. Calcium-sensing receptor and CPAP-induced neonatal airway hyperreactivity in mice. Pediatr Res. 91 (6), 1391-1398 (2021).
  15. Reyburn, B., et al. The effect of continuous positive airway pressure in a mouse model of hyperoxic neonatal lung injury. Neonatology. 109 (1), 6-13 (2016).
  16. Amy, R. W., Bowes, D., Burri, P. H., Haines, J., Thurlbeck, W. M. Postnatal growth of the mouse lung. J Anat. 124 (Pt 1), 131-151 (1977).
  17. Berger, J., Bhandari, V. Animal models of bronchopulmonary dysplasia. The term mouse models. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 307 (12), L936-L947 (2014).
  18. Mamidi, R. R., Mcevoy, C. T. Extending CPAP in stable preterm infants to increase lung growth and development as measured by pulmonary function testing. Semin Perinatol. 49 (5), 152059(2025).
  19. Mcevoy, C. T., et al. Extended continuous positive airway pressure in preterm infants increases lung growth at 6 months: A randomized controlled trial. Am J Respir Crit Care Med. 211 (4), 610-618 (2025).
  20. Mcevoy, C. T., et al. Nasal CPAP increases alveolar number in a rhesus monkey model of moderate prematurity. Eur Respir J. 65 (4), 2400727(2025).
  21. Kollareth, D. J. M., Sharma, A. K. Precision cut lung slices: An innovative tool for lung transplant research. Front Immunol. 15, 1504421(2024).
  22. Koziol-White, C., Gebski, E., Cao, G., Panettieri, R. A. Jr Precision cut lung slices: An integrated ex vivo model for studying lung physiology, pharmacology, disease pathogenesis and drug discovery. Respir Res. 25 (1), 231(2024).
  23. Studley, W. R., Lamanna, E., Nold-Petry, C. A., Qin, C. X., Bourke, J. E. Insights from precision-cut lung slices-investigating mechanisms and therapeutics for pulmonary hypertension. Respir Res. 26 (1), 220(2025).
  24. Belik, J., Jankov, R. P., Pan, J., Tanswell, A. K. Chronic O2 exposure enhances vascular and airway smooth muscle contraction in the newborn but not adult rat. J Appl Physiol (1985). 94 (6), 2303-2312 (2003).
  25. Kuper-Sassé, M. E., et al. Prenatal maternal lipopolysaccharide and mild newborn hyperoxia increase intrapulmonary airway but not vessel reactivity in a mouse model. Children (Basel). 8 (3), 195(2021).
  26. Wang, H., et al. Severity of neonatal hyperoxia determines structural and functional changes in developing mouse airway. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 307 (4), L295-L301 (2014).
  27. Onugha, H., et al. Airway hyperreactivity is delayed after mild neonatal hyperoxic exposure. Neonatology. 108 (1), 65-72 (2015).
  28. Ragionieri, L., et al. Preterm rabbit-derived precision cut lung slices as alternative model of bronchopulmonary dysplasia in preclinical study: A morphological fine-tuning approach. Ann Anat. 246, 152039(2023).
  29. Ressmeyer, A. R., et al. Characterisation of guinea pig precision-cut lung slices: Comparison with human tissues. Eur Respir J. 28 (3), 603-611 (2006).
  30. Lambermont, V. A., et al. Comparison of airway responses in sheep of different age in precision-cut lung slices (pcls). PLoS One. 9 (9), e97610(2014).
  31. Barton, A. K., Niedorf, F., Gruber, A. D., Kietzmann, M., Ohnesorge, B. Pharmacological studies of bronchial constriction inhibited by parasympatholytics and cilomilast using equine precision-cut lung slices. Berl Munch Tierarztl Wochenschr. 123 (5-6), 229-235 (2010).
  32. Vietmeier, J., et al. Reactivity of equine airways--a study on precision-cut lung slices. Vet Res Commun. 31 (5), 611-619 (2007).
  33. Seehase, S., et al. LPS-induced lung inflammation in marmoset monkeys - an acute model for anti-inflammatory drug testing. PLoS One. 7 (8), e43709(2012).
  34. Seehase, S., et al. Bronchoconstriction in nonhuman primates: A species comparison. J Appl Physiol (1985). 111 (3), 791-798 (2011).
  35. Wohlsen, A., et al. The early allergic response in small airways of human precision-cut lung slices. Eur Respir J. 21 (6), 1024-1032 (2003).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Neonatal CPAPPozitif Bas n Deste iHavayolu HiperreaktivitesiAkci er Geli imiSolunumsal DestekPulmoner Gaz De i imiPreterm Bebekler
Video yakında

İlgili makaleler