Yöntem makalesi

Hidroponik 14C-radyoetiketleme Testi ve Fosfor Görüntüleme Kullanılarak Bitki Dokularındaki Organik Bileşiklerin Alımının ve Lokalizasyonunun İzlenmesi

DOI:

10.3791/68735

⸱

10 Ekim 2025

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, University of Calgary

* These authors contributed equally

Bu makalede

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu makale, 14C etiketli organik kirletici madde kullanarak bitki aracılı iyileştirmeyi incelemek için bir yöntemi özetlemektedir. Kirletici emilimini, translokasyonunu ve metabolizmasını izlemek için hidroponik bitki hazırlama, radyoetiket alımı ve fosfor görüntülemeyi açıklar. Teknik, çeşitli bitki türleri ve çevresel kirleticiler genelinde fitoremediasyon potansiyelini değerlendirmek için değerli bir araç sunar.

Özet

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Çevresel kirleticileri azaltmak için bitkilerin kullanılması anlamına gelen fitoremediasyon, kirlenmiş alanların temizlenmesinde sürdürülebilir ve uygun maliyetli bir yaklaşım sunar. Kirleticilerin bitki alımı ve metabolizmasının ardındaki mekanizmaların aydınlatılmasına yardımcı olacak yöntemlerin geliştirilmesi, fitoremediasyon uygulamalarının iyileştirilmesi açısından çok önemlidir. Bu makale, radyoetiketli bileşikler kullanarak organik kirleticilerin bitkiler tarafından alımını ve dönüşümünü değerlendirmek için bir yöntemi açıklamaktadır. 14Model 14C-naftenik asitler gibi C etiketli organik bileşikler, bitki dokularında emilimlerini, yer değiştirmelerini, lokalizasyonlarını ve metabolizmalarını izlemek için kullanılır. Bu yöntemi daha önce Elymus trachycaulus ve Salix interior dahil olmak üzere birçok bitki türünde kullanmıştık. Bu gözlemler burada, modifiye Hoagland çözeltilerinde hidroponik olarak yetiştirilen model bitki Arabidopsis thaliana ile desteklenmektedir. Radyoetiket alımı, bitki dokularındaki radyoetiketli bileşiklerin görselleştirilmesine ve miktarının belirlenmesine olanak tanıyan sıvı sintilasyon sayımı ve fosfor görüntüleme yoluyla izlendi. Bu yöntem, bitki materyallerinin hazırlanmasını, radyoetiketli bileşiklerin kullanımını ve kirletici maddelerin bitkilerdeki dağılımını ve kaderini analiz etme sürecini ayrıntılarıyla anlatır. Yöntem ayrıca bileşik eksüdasyonunu değerlendirmek için stratejiler içerir ve çevresel kirleticilerin hem bitki alımının hem de yer değiştirmesinin değerlendirilmesine izin verir. Bu yaklaşım, bitki aracılı iyileştirme süreçleri hakkında fikir verir ve çok çeşitli çevresel kirleticilerin ve bitki türlerinin incelenmesine uygulanabilir.

Giriş

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Biyoremediasyon, bitkiler ve mikroorganizmalar gibi biyolojik varlıkların aracılık ettiği bir iyileştirme teknolojisidir. Kirleticileri çevreden uzaklaştırmak için bitkileri veya bitki ürünlerini kullanan fitoremediasyon, mikroorganizmaları tek başına kullanmanın bazı sınırlamalarının üstesinden gelerek mikrobiyal bazlı iyileştirmeyi tamamlayabilir veya ona bir alternatif olarak hizmet edebilir 1,2,3,4. Fitoremediasyon, kirleticilerin kökleri veya sürgünleri yoluyla emildiği ve metabolize edilebilecekleri, tutulabilecekleri veya uçabilecekleri hücreler ve dokular arasında taşındığı bitkilerin güneş enerjisiyle çalışan süreçleri nedeniyle uygun maliyetlidir5. Fitoremediasyon için en etkili bitkiler, Populus ve Salix cinslerinde bulunanlar gibi tipik olarak yüksek terleme oranlarına, hızlı biyokütle üretimine ve derin kök sistemlerine sahip esnek, strese dayanıklı türlerdir6. Sapsız organizmalar olarak bitkiler, çevrelerindeki toksik bileşikleri işlemek için çeşitli metabolik yollar geliştirmiştir1. Bu onlara kirletici maddeleri yönetme yeteneklerini geliştiren çok çeşitli genler ve biyokimyasal süreçler kazandırır.

İlk olarak Sandermann ve ark. (1977)7, bitki aracılı kirletici detoksifikasyon için üç aşamalı bir sürecin ana hatlarını çizer: dönüşüm, konjugasyon ve bölümlendirme. Her aşamada, kirleticiler, hidrofilikliklerini artıran, toksisitelerini azaltan ve onları sekestrasyona veya daha fazla mineralizasyona daha uygun hale getiren enzimatik modifikasyonlara uğrar4. Bununla birlikte, bitkiler karbon fiksasyonu için öncelikle atmosferik karbondioksite bağımlı olduklarından, organik kirleticileri tamamen mineralize etme kapasiteleri potansiyel olarak sınırlıdır. Kirleticiler bunun yerine vakuollerde veya hücre duvarlarında tutulabilir (fitosekestrasyon) veya atmosfere buharlaştırılabilir (fitovolatilizasyon)1.

Fitoremediasyon araştırmalarındaki önemli bir zorluk, bitkilerin çevrelerindeki organik kirleticileri alıp dönüştüremeyeceğini tespit etmektir1. Geleneksel tespit yöntemleri genellikle kirletici alım ve yer değiştirme yollarını doğru bir şekilde izlemekte başarısız olur, bu da bir tesisin belirli kirleticileri 1,5 iyileştirme yeteneğini değerlendirmeyi zorlaştırır. Radyoaktif etiketli karbon-14 (14C) organik bileşikler bu soruna güçlü bir çözüm sunar. Araştırmacılar, bitkileri 14C etiketli kirletici maddeye maruz bırakarak, radyoetiketli karbonun bitki dokularına dahil edilmesini izleyebilir ve kirletici maddenin alımı, yer değiştirmesi ve dönüşümü hakkında kesin bilgiler sağlayabilir. Bu teknik, belirli organik kirleticileri iyileştirebilen bitki türlerinin tanımlanmasına olanak tanır ve ilgili fizyolojik yolların değerlendirilmesi için güvenilir bir yol sunar. Sonuçta, 14C etiketli bileşiğin kullanımı, fitoremediasyon potansiyeli anlayışımızı geliştirerek çevresel iyileştirme için daha etkili, hedefe yönelik stratejilerin geliştirilmesini destekler.

Bu makale, bu kirleticilerin bitkiler tarafından hidroponik bir çözeltiden alımını, yer değiştirmesini ve kaderini izlemek için 14C-radyoetiketli organik kirletici kullanan bir yöntemi açıklamaktadır. Yakın tarihli bir yayın, yapraktan uygulama üzerine 14C etiketli herbisitin kaderini izlemek için benzer bir yöntem tanımlamıştır8. Bununla birlikte, burada açıklanan yöntem, radyoaktif etiketli kirleticilerin hidroponik çözeltiden uzaklaştırılmasının ve yer değiştirmesinin nasıl değerlendirileceğini ve bu yöntemin toprak kullanımına nasıl uyarlanacağına ilişkin yorumları özetlemektedir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NOT: Bu protokole geçmeden önce, ilgili kurumsal ve ulusal radyoizotop güvenlik yönergelerine ve yönetmeliklerine başvurmak önemlidir. Kısacası, tüm radyoaktif maddeleri veya radyoizotoplarla temas etmiş olabilecek herhangi bir şeyi çift eldiven, laboratuvar önlüğü ve koruyucu gözlük takarak kullanın. Prosedür, radyoizotop içeren bölümleri işaretlemek için laboratuvarda bantla özel bir alanda gerçekleştirildi. Ayrıca, tüm prosedürlerden sonra, cam eşyaları ve aletleri derhal temizleyin, ardından sürüntü alın ve sintilasyon sayımları yoluyla kirletici radyoizotopların varlığı açısından test edin. Bu tahlillerde kullanılan tüm malzemeler ve sıvılar da özel radyoaktif atık kaplarına atıldı ve Calgary Üniversitesi ve Kanada Nükleer Güvenlik Komisyonu'nun yönergelerine uygun olarak uygun şekilde bertaraf edildi.

1. Hoagland çözeltisinin hazırlanması

  1. Ticari bir karışımdan 0,5x (yarı mukavemetli) bir Hoagland çözeltisi hazırlayın veya 0,5 mM NH4H2PO4 , 3 mM KNO3 , 2 mM Ca(NO3)2, 1 mM MgSO4 , 23 μM H3BO3 , 5 μM MnCl2 • 4H2O, 400 nM ZnSO4 • 7H2O, 200 nM CuSO4•5H2O, 70 nM H2MnO4 • 1H2O, 45 μM FeSO4 • 7H2O.
  2. 10 mM'lik bir nihai konsantrasyon elde etmek için MES veya başka bir uygun tampon ekleyin.
  3. pH'ı istenen değere ayarlayın (burada pH 5.0 idi).

2. Radyoetiketleme solüsyonunun hazırlanması

  1. Gerekli hacimde 0,5x Hoagland çözeltisini (kopya başına 50 mL) temiz bir şişeye aktarın.
  2. Hoagland çözeltisine 0.1-0.26 kBq/mL radyoetiketli bileşik ekleyin.
    NOT: Bu çalışmada metanol içinde çözünmüş 14adet C-AdCA (adamantan-1-karboksilik asit) kullanılmıştır.
  3. Şişeyi 2-3 dakika döndürerek iyice karıştırın.
  4. Her kopya için 50 mL radyoetiketleme solüsyonunu 125 mL Erlenmeyer şişelerine ayırın.

3. Arabidopsis ( Arabidopsis thaliana (L.) Heynh.) Bitki hazırlama

NOT: Hidroponik olarak büyüyen Arabidopsis thaliana protokolü Conn ve ark. (2013)9.

  1. Her bitki için, standart 1,7 mL'lik bir mikrofüj tüpünden makasla bir kapak çıkarın ve deri bir delgeç kullanarak kapağın ortasında 3 mm çapında bir delik açın.
  2. Kapakların üstlerini geçici olarak bantla kapatın ve kapakları% 0.8 agar içeren erimiş 0.5x Hoagland ortamıyla doldurun, ardından değiştirilmiş bir uç kutusunun (çimlenme tankı) kapağına yerleştirin (Şekil 1A).
  3. Arabidopsis tohumlarını p etanol içinde 10 dakika, ardından 5 dakika art arda yıkayarak yüzey sterilize edin ve akış başlığında steril filtre kağıdı üzerinde kurutun.
  4. Mikrosantrifüj kapağının üst kısmına açılan delikten agar ortamına tohum ekin.
  5. Tohumları uç rafında 4 °C'de 2-4 gün boyunca katmanlaştırın.
  6. Çimlenme tankını uzun gün koşullarında (~150 μmol/m2s ışıkta 16 saat aydınlık, 8 saat karanlık) bir büyüme odasına taşıyın ve 22 °C).
  7. Uç raflarını 0,5x Hoagland solüsyonu ile doldurun.
    NOT: Kurumayı önlemek için çözeltinin agara temas ettiğinden emin olun.
  8. Bitkileri 2-3 hafta büyütün, çözeltiyi gerektiği kadar (her 3-4 günde bir) tamamlayın, böylece agar hidroponik çözelti ile temas halinde kalır.
  9. Kapakları ve fideleri, bir matkap ve matkap testere ucu ile 50 mL'lik bir Falcon tüp kapağının ortasından kesilen 10 mm çapında bir açıklığa nakledin (Şekil 1B).
  10. 30 mm çapında bir matkap testere ucu (olgunlaşma tankı) ile 10 L plastik kutu kapağına 12 delik açın.
  11. Falcon tüp kapaklarını, kökler alttaki çantaya geçecek şekilde çantanın üst kısmındaki açıklıkların üzerine yerleştirin.
  12. Hava taşlarını olgunlaştırma tankının dibine takın ve kökler çoğunlukla suya batana kadar Hoagland solüsyonu ile doldurun.
  13. Bitkileri büyüme odasına geri koyun ve rozetlerin çapı yaklaşık 10 cm olana kadar 6-8 hafta daha (16 saat aydınlık, ~150 μmol/m2s ışıkta 8 saat karanlık) ve 22 °C) büyütün.

figure-protocol-1
Şekil 1: Arabidopsis çimlenme ve olgunlaşma hidroponik tankları ve 14C-AdCA arıtma kabı. (A) Hidroponik büyüme için Arabidopsis tohumlarını çimlendirmek için kullanılan çimlenme tankı. (B) Olgunlaştırma tankındaki Arabidopsis bitkileri deney için hazır. (C) Deney sırasında kökleri 14C-AdCA çözeltisine batırılmış bir Arabidopsis bitkisi. 50 mL'lik şişeler ( 14C'lik arıtma kabı) normalde alg büyümesini önlemek için maruz kalma sırasında alüminyum folyo (gösterilmemiştir) ile kaplanır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

4. Baltık Hücumu (Juncus balticus Willd. ) bitki hazırlama

  1. Tohumları iki nemli filtre kağıdı parçası arasında 4 °C'de 1-2 hafta boyunca bir petri kabında katmanlaştırın.
  2. Üst filtre kağıdını çıkarın ve kabı 1 hafta boyunca uzun gün koşullarında (~150 μmol/m2s ışık ve 22 °C'de 16 saat aydınlık, 8 saat karanlık) bir büyüme odasına yerleştirin.
  3. Fideleri Arabidopsis için açıklandığı gibi değiştirilmiş uç raflarına nakledin (adım 3.1-3.4).
  4. Bitkileri 2-3 hafta (16 saat aydınlık, ~150 μmol/m2s ışıkta 8 saat karanlıkta ve 22 °C) veya kökler 3-4 cm uzunluğa ulaşana kadar büyütün.
  5. Bitkileri hava taşlı modifiye edilmiş 10 L'lik bir kutuya nakledin, kökler çoğunlukla suya batana kadar Hoagland solüsyonu ile doldurun ve 6-8 hafta daha büyütün (~150 μmol/m2s ışıkta 16 saat aydınlık, 8 saat karanlık) ve 22 °C).

5. Kum söğüdü (Salix iç Rowlee) bitkicik hazırlama

NOT: Sandbar söğüt bitkiciklerinin yetiştirilmesine yönelik protokol Alberts ve ark. (2021)10.

  1. 10 cm'lik gövde kesimlerini (5 mm çapında) kesin ve nemlendirmek ve köklenmeyi teşvik etmek için gece boyunca oda sıcaklığında diH2O'ya daldırın.
  2. Hidratlı çelikleri 10 L 0,5x Hoagland çözeltisi içeren havalandırmalı hidroponik tanklara aktarın ve kök ve sürgün büyümesini sağlamak için 1 ay boyunca (~150 μmol/m2s ışıkta 16 saat aydınlık, 8 saat karanlık) büyütün.
    NOT: Bitkicik gelişimi sırasında besin eksikliğini önlemek için Hoagland solüsyonunu her 2 haftada bir yenileyin.

6. Radyoizotop etiketleme

  1. Radyoetiketleme çözeltisini yaptıktan sonra, ilk izotop konsantrasyonunu belirlemek için sıvı sintilasyon sayımı için çözeltiden 100 μL'lik bir kısım toplayın.
  2. Bitki köklerini nazikçe kurulayın ve Falcon tüp kapağı tertibatını, adım 2.4'teki 14C etiketli organik bileşiklerle 0,5x Hoagland çözeltisi içeren 125mL Erlenmeyer şişelerine (14 C arıtma kabı) aktarın.
  3. Deney sırasında evapotranspirasyonu hesaba katarak başlangıç hacmine kadar doldurulabildiğinden emin olmak için çözelti seviyesini şişe üzerinde işaretleyin.
  4. Şişeleri alüminyum folyoya sarın ve tahlil süresince veya etiketli bitkiler bir takip süresi boyunca radyoetiket olmadan 0,5x Hoagland çözeltisine aktarılana kadar yetiştirme ışıkları altında 40-60 rpm'de çalkalayın.
  5. 100 μL alikotları toplamadan önce, termostaki hacmi her 1-2 saatte bir, radyo etiketi olmadan Hoagland'ın solüsyonu ile adım 6.3'te yapılan hatta doldurun. Her bir çözeltiden buharlaşma-terleme oranını karşılaştırmak için her şişeye eklenen Hoagland'ın hacmini ölçtüğünüzden emin olun. İlk 6-8 saatten sonra örnekleme süreleri her 12-24 saatte bire çıkabilir.
    NOT: Bu adım gerekirse günlerce sürebilir, ancak deney ilerledikçe alikotlardaki radyoaktiviteyi günlük olarak izlediğinizden emin olun.
  6. İsteğe bağlı: Takip süresi boyunca eksüdasyonu izlemek için, bitkiyi ve Falcon tüp kapağı tertibatını 50 mL taze Hoagland çözeltisi ( 14C etiketli bileşik içermeyen) içeren bir şişeye aktarın ve ilk 6-8 saat boyunca her 2 saatte bir 100 μL'lik bir alikot çıkarın, ardından deneyin başlangıcından itibaren 24 saat aralıklarla.
    NOT: Bileşiğin bitki köklerinden pasif diffüz ve aktif eksüdasyonunu ayırt etmek için, siklosporin A gibi aktif bir taşıma inhibitörü 20 μM'lik bir konsantrasyonda eklenebilir.
  7. Bir sıvı sintilasyon sayacı kullanarak 6.1-6.6 adımları arasında toplanan her bir alikotun radyoaktif sayısını ölçün.

7. Bitkilerin fosfor görüntülemesi

  1. Gevşek bağlı radyoizotopu çıkarmak için kökleri radyoetiket olmadan 0.5x Hoagland solüsyonunda 15 dakika durulayın.
  2. Sıvı sintilasyon sayımları için 100 μL durulama solüsyonu toplayın.
  3. Taze kütleyi belirlemek için bitkileri veya odunsu olmayan bitki materyalini tartın.
  4. Bitki materyalini bir jel kurutucu ile 50 °C'de vakum altında 2 saat boyunca etiketli bir filtre kağıdı parçası üzerinde kurutun, ardından gece boyunca oda sıcaklığında kurumaya bırakın.
    NOT: Bitkiler kuruduktan sonra uzun süre (4-6 ay) saklanabilir ve radyoaktif sinyalde minimum düşüşle daha sonraki bir tarihte görüntüleme yapılabilir.
  5. Fosfor ekranını 15 dakika boyunca fosfor silgisinde yüksek ışığa maruz bırakarak temizleyin.
  6. Radyoaktivitesi bilinen 2-10 μL radyoetiket solüsyonunu bir filtre kağıdına dağıtın ve bunun gece boyunca oda sıcaklığında kurumasını bekleyin.
    NOT: Burada, radyoaktiviteli standartlar: 67, 33, 17, 8, 4 ve 2 Bq kullanılır, ancak bu, bitki örneklerinden gelen sinyal yoğunluklarını karşılamak için değiştirilebilir.
  7. Fosfor süzgecini kurutulmuş bitki örneklerinin ve radyoaktif standartların üzerine karanlıkta veya kapalı opak bir kapta yerleştirin ve en az 24 saat bekletin.
    NOT: Görüntü az veya fazla pozlanmışsa, pozlama süresini buna göre ayarlayın.
  8. Lazer taramalı fosfor görüntüleme sistemi ile ekranları 50 μm çözünürlükte görüntüleyin.
  9. ImageJ yazılımını kullanarak fosfor görüntü sinyali yoğunluklarını ve dağılımlarını analiz edin11.
    1. ImageJ Adımları: Ölçüleri Ayarla > Dosya > Analiz Et'i seçerek görüntüyü açın...  Alan ve Ortalama Gri Değer'i Tamam'> seçin. Dokuya en uygun Şekil Seçim Aracını seçin. İlgilenilen alanı vurgulamak için resmin üzerine tıklayın ve sürükleyin . Ctrl + M tuşlarına basın. Alanı ve Ortalama Gri Değeri bir elektronik tabloya kopyalayın.
  10. Standart bir eğrideki radyoaktif standartları kullanarak ortalama gri değerleri Bq'ya dönüştürün.
  11. Bitki dokusundaki toplam aktiviteyi (entegre yoğunluklar) aşağıdaki denklemle hesaplayın:
    Entegre Yoğunluk (Bq) = (Dokunun ortalama Bq'su (Bq/cm2) - Arka plan (Bq/cm2)) * Alan (cm2)
    1. İsteğe bağlı: ImageJ yazılımını kullanarak gri tonlamalı görüntüyü bir renk yoğunluğu ölçeğine dönüştürün11.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

14C-etiketi alım prosedürü, Salix interior, Elymus trachycaulus (Link) Gould ex Shinners ve Juncus balticus10,12 gibi sulak alan türleri dahil olmak üzere Arabidopsis'in ötesindeki çeşitli bitki türlerine uygulanabilir. Bununla birlikte, temsili amaçlar için, Arabidopsis ekotipi Columbia-7'den (Col-7) elde edilen sonuçları sunuyoruz. Daha önce, naftenik asitler (NA'lar) gibi çevresel kirletici...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Fitoremediasyon, son yıllarda endüstriyel atıkların ve kontamine alanların temizlenmesi için pasif, ekonomik ve çevre dostu bir yöntem olarak dikkat çekmiştir1. Kirletici madde alımı arttırılmış bitki türlerinin belirlenmesi ve organik molekül emilimini yöneten moleküler süreçlerin anlaşılması, fitoremediasyon stratejilerini geliştirebilir. Diğer dolaylı yöntemlerden farklı olarak, burada açıklanan radyoetiket alımı ve fosfor görüntüleme tekniği, bitkilerde hedef ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması olmadığını beyan eder.

Teşekkürler

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bu çalışma, Genome Alberta ve Genome Quebec ile ortaklaşa Büyük Ölçekli Uygulamalı Araştırma Projesi (LSARP) hibesi (#18207) aracılığıyla Genome Canada tarafından desteklenmiştir. Ortak finansman, Alberta Hükümeti tarafından Alberta Innovates ve İş, Ekonomi ve Ticaret Bakanlığı aracılığıyla sağlandı.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
Hoagland Modifiye Bazal Tuz KarışımıFito Teknoloji LaboratuvarlarıH353 SerisiDemir Sülfat İçerir
AgarBiyo MağazaAGR001 Serisi
MES (2-(N-morfolino) etan sülfonik asit)Biyo MağazaMES555 Serisi
pH ÖlçerMettler ToledoBeş Kolay
MetanolBiyo MağazaMET302
12C-Adamantan karboksilik asitSigma Aldrich106399
14C-Adamantan karboksilik asitViTrax HakkındaÖzel sentez
125 mL Erlenmeyer şişeleriVWR30623-174
50 mL Falcon tüpleriVWRCA21008-940
Mikrosantrifüj tüplerVWR87003-294
Bitki Yetiştirme OdalarıÇevreleme
Bahşiş KutularıDiaMedDIATEC530-8376
Rubbermaid Roughneck 3 Gal ToteAmazonB0B3345MYH
Filtre kağıdıVWRCA28320-020
Petri kabıVWR11019-566
Şişe tutuculu çalkalayıcıForma Bilimsel4516 Modeli
Parıldama kokteyliAraştırma Ürünleri Uluslararası111195
Sintilasyon şişeleriVWR10014-296
Sintilasyon sayacıBeckman CoulterLS 6000ICKullanılan şişeler sintilasyon sayacınıza bağlı olacaktır
Jel kurutucuBiyo-Rad583 Modeli
Lazer taramalı fosfor görüntüleyiciBiyo-RadMoleküler Görüntüleyici FX

Kaynaklar

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kafle, A., et al. Phytoremediation: mechanisms, plant selection and enhancement by natural and synthetic agents. Environ Adv. 8, 100203(2022).
  2. Reis, P. C. J., et al. Microbial degradation of naphthenic acids using constructed wetland treatment systems: metabolic and genomic insights for improved bioremediation of process-affected water. FEMS Microbiol Ecol. 99 (12), fiad153(2023).
  3. Saleem, M. H., Zhu, H., Liu, L. Synergistic and sustainable impact of reducing nitrogen fertilizer on growth, yield, and quality of ramie (Boehmeria nivea L.). Plant Prod Sci. 25 (3), 289-297 (2022).
  4. Kamal, A., et al. Ball-milled synthesis of maize biochar-ZnO nanocomposite (MB-ZnO) and estimation of its photocatalytic ability against different organic and inorganic pollutants. J Saudi Chem Soc. 26 (3), 101445(2022).
  5. Abhilash, P. C., Jamil, S., Singh, N. Transgenic plants for enhanced biodegradation and phytoremediation of organic xenobiotics. Biotechnol Adv. 27 (4), 474-488 (2009).
  6. Isebrands, J. G., Richardson, J. Poplars and willows: trees for society and the environment. , CAB International and FAO. Boston, USA. (2014).
  7. Sandermann, H., Diesperger, H., Scheel, D. Metabolism of xenobiotics by plant cell cultures. Plant tissue culture and its biotechnological application. , (1977).
  8. Mendes, K. F., Martins, B. A. B., Reis, F. C., Dias, A. C. R., Tornisielo, V. L. Methodologies to study the behavior of herbicides on plants and the soil using radioisotopes. Planta Daninha. 35, e017154232(2017).
  9. Conn, S. J., et al. Protocol: optimising hydroponic growth systems for nutritional and physiological analysis of Arabidopsis thaliana and other plants. Plant Methods. 9 (1), 4(2013).
  10. Alberts, M. E., et al. Detection of naphthenic acid uptake into root and shoot tissues indicates a direct role for plants in the remediation of oil sands process-affected water. Sci Total Environ. 795, 148857(2021).
  11. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  12. Alberts, M. E., et al. The effect of rhizosphere pH on removal of naphthenic acid fraction compounds from oil sands process-affected water in a willow hydroponic system. Sci Total Environ. 948, 174720(2024).
  13. Leishman, C., et al. The effect of oil sands process-affected water and naphthenic acids on the germination and development of Arabidopsis. Chemosphere. 93 (2), 380-387 (2013).
  14. Widdup, E. E., et al. Identification of detoxification pathways in plants that are regulated in response to treatment with organic compounds isolated from oil sands process-affected water. Chemosphere. 139, 47-53 (2015).
  15. Alberts, M. E., Chua, G., Muench, D. G. Exposure to naphthenic acids and the acid extractable organic fraction from oil sands process-affected water alters the subcellular structure and dynamics of plant cells. Sci Total Environ. 651, 2830-2844 (2019).
  16. Martinière, A., et al. Uncovering pH at both sides of the root plasma membrane interface using noninvasive imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 115 (25), 6488-6493 (2018).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

PhytoremediationPlant UptakeOrganic ContaminantsRadiolabeled CompoundsHydroponic AssayPhosphor ImagingLiquid ScintillationPlant MetabolismCompound TranslocationEnvironmental Remediation
Video yakında

İlgili makaleler