Yöntem makalesi

Anestezi Edilmiş Bir Farede Çevresel Ağrı Blokunu Değerlendirmek İçin Elektrofizyolojik Yöntemler

505 görüntüleme

⸱

DOI:

10.3791/68740

⸱

21 Kasım 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physical Medicine and Rehabiliation, The MetroHealth System, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Case Western Reserve University School of Medicine

Bu makalede

Özet

Burada, sinir lifi alt tiplerinin aktivitesini ayırt edebilen iki tür omurga elektrofizyolojik ölçümü kullanarak periferik sinirlerdeki çevresel sinirlerdeki duyusal aksonların aktivasyonu ve bloklanmasını değerlendirmek için bir yöntem sunuyoruz: Yerel Alan Potansiyelleri ve Geniş Dinamik Aralıklı tek nöron kayıtları.

Özet

Fare omurgasının bel bölgesinden in vivo elektrofizyolojik kayıtlar, arka uzuvlarda duyusal sinir sinyallerinin aktivasyonunu ve yükselen ağrı sinyallerini kesintiye uğratan terapötik müdahalelerin etkinliğini incelemek için kullanılabilir.

Burada, cerrahi işlemleri (laminektomi ve siyatik sinir maruziyeti), veri toplama ve iki tamamlayıcı elektrofizyolojik sinyalin analizini açıklıyoruz: lokal alan potansiyel kayıtları ve geniş dinamik aralıklı tek nöron kayıtları. Her ikisi de sinir lifi alt sınıflarının aktivasyonunu elektrik uyarım darbesine göre iletken hızına göre ayırt eder.

Yerel alan potansiyelleri (LFP), A α/β ve C sinir liflerini ayırt edebilir, ancak Aδ aktivitesini tespit edemez. Tüm siyatik hareketinin küresel aktivasyonu hakkında bilgi sağlarlar. Siyatik sinirin J-manşet tarzı bipolar elektrot kullanılarak doğrudan elektriksel uyarılmasının ardından, her bileşene karşılık gelen iki çukurun eğri ölçümlerinin altındaki alan hesaplanır.

Geniş dinamik aralıklı (WDR) tek nöron kayıtları, siyatik aktivasyonun bir alt kümesinin aktivitesini değerlendirir ve Aα/β, Aδ ve C lif tiplerini ayırt edebilir. Elektriksel uyarım, LFP'de olduğu gibi doğrudan siyatik bakteriye uygulanabilir veya arka patinin plantar yüzeyine yerleştirilen iğne elektrotları aracılığıyla uygulanabilir. Bu yüksek frekanslı sinyal, yüksek sinyal-gürültü aksiyon potansiyeli artışları sağlar. Önceden tanımlanmış gecikme pencerelerindeki spike sayıları, çeşitli fiber tiplerinin etkinlik seviyesini yansıtır.

Bugüne kadar bu teknikler, üç farklı ağrı blok modalitesinin zamansal özelliklerini değerlendirmek için kullanılmıştır: Özel yapımı Karbon Ayrılmış Sinir Arayüz Elektrotu (CSINE) kullanılarak doğru akım elektrik sinir bloğu, Kilohertz Frekans Alternatif Akım ve 830 nm lazer kullanılarak fotobiyomodülasyon. Bu cerrahi hazırlık, sinir blok müdahalelerinde 5 saate kadar kullanılmıştır.

Giriş

Omuriliğe ulaşmadan önce periferik sinirlerdeki ağrı sinyallerini doğrudan bloke etmek, diz osteoartrit ve amputasyon sonrası fantom uzuvsendromu 1,2,3,4 gibi çeşitli ağrı tedavisi uygulamaları için potansiyele sahiptir. Genel olarak, bu tür ağrı tedavisi müdahaleleri, mevcut farmastik anestezikler ve ağrı aljeziklerinde belirtilen sistemik yanetkileri azaltır/ortadan kaldırır 1,2.

Çevresel duyusal aktivasyonu değerlendirmek için bel omuriliğinden iki tür tamamlayıcı elektrofizyolojik ölçüm kaydedilebilir: yerel alan potansiyelleri (LFP)3,4 ve geniş dinamik aralık (WDR)5,6,7 tek nöron kayıtları. LFP, omurga sırt sütunlarından kaydedilebilir. Tüm siyatik sinirin aktivasyonunu ölçmek için kullanılırlar; LFP, dendritlerdeki uyarıcı postsinaptik potansiyeller ve soma ile akson terminallerinden kaydedilen aksiyon potansiyelleri dahil olmak üzere birçok hücrenin yanıtlarını temsil eder. Omurilik nöroplastisliği3 ve elektriksel omurilik uyarışının ağrı hafifleticietkileri 8. LFP sinyallerinden, büyük, miyelinli Aα/β genliği ve miyelinsizC-liflerinin genliği ölçülebilir 3. WDR nöronları L4 ve L5 omuriliğinin dorsal boynuzunda bulunur. Bu nöronlar çoklu alıcıdır; duyusal nöronun tüm alt sınıflarından (nosiseceptif Aδ- ve C-lifleri) ve nosiseseptif olmayan Aα/β-lifleri 7,9,10,11'den girdi alır ve sadıkça iletirler. Bu nedenle, duyusal uyarana göre gecikmeye dayanarak, WDR nöronların aktivitesi çevresel duyusal aktivite hakkında ayrıntılı bilgisağlar 5. Bu tür kayıtlar, daha önce doğru akım (DC)9 ve kilohertz frekanslı alternatif akım (KHFAC)10 kullanılarak duyusal blokların değerlendirilmesinde kullanılmıştır. Her iki teknik, kaydedilen sinyallerin gecikmesini kullanarak duyusal periferik sinir liflerinin çeşitli alt sınıflarını ayırt eder; Bunun nedeni, sinir liflerinin12 alt sınıflarının farklı iletken hızlarıdır. Sinyaller tamamlayıcıdır çünkü LFP kayıtları tüm siyatik sinirin aktivitesini yansıtır ancak sadece Aα/β'yi C-liflerinden ayırt edebilir ve Aδ 13,14'ü algılamaz. Aynı zamanda, WDR kayıtları siyatik sinir liflerinin bir alt popülasyonunun aktivitesini yansıtır, ancak Aα/β, Aδ veC-lifleri 7,9,10,11'i ayırt edebilir. Bu dezavantaj, çoklu temaslı elektrot dizileriyle eşzamanlı olarak birden fazla WDR nöronukaydedilebilir 15.

Farklı periferik sinir lifi alt tipleri farklı türde duyusal veya motor sinyaller iletir. Örneğin, büyük, miyelinli duyusal lifler dokunsal sinyaller iletirken, daha küçük, miyelinsiz lifler ağrı sinyalleriiletir 16,17,18. Sinir blok teknolojileri değerlendirilirken, hangi lif alt tiplerinin esas olarak etkilendiğini anlamak önemlidir çünkü ağrı sinyallerini engellemek ve dokunsal duyusun korunması klinik olarak avantajlıdır. Ayrıca, periferik sinir blokunun karmaşık zamansal özellikleri gözlemlenmiştir. Örneğin, lokal anestezik lidokain başlangıçta sadece miyelinsiz C-liflerini bloke eder, sonra19 sonra miyelinizlenmiş lifleri bloke eder. Tüm sinir liflerinin lidokainle tamamen bloklanmasının ardından,blok 20'den iyileşmede lif tipi farklılıklar da gözlemlenmiştir. Burada açıklanan elektrofizyolojik teknik, araştırmacıların çevresel sinir blok metodolojilerinin duyusal sinir liflerinin çeşitli alt popülasyonlarında zamansal özelliklerini açıklamalarını sağlar. Bugüne kadar, bu yöntemi doğrudan akım elektrikbloğu 21,22, kilohertz frekanslı alternatif akım elektrikbloğu 23 ve yakın kızılötesi dalgaboyları 24,25 kullanılarak fotobiyomodülasyon kullanarak blok değerlendirmek için kullandık. Bu teknikler, soğuk, ısı ve kimyasal enjeksiyonlar gibi çevresel sinir üzerinde yerel olarak etki eden diğer müdahaleleri deincelemek için uygun olacaktır 26,27,28.

Periferik sinir tedavilerinin değerlendirilmesi genellikle inflamatuar29 veya nöropatikağrı hastalık modelleri ile mekanik ve termal aşırıduyarlılık davranış testleri ile birleştirilir. Burada tanımlanan elektrofizyolojik yöntemler, ağrı hissinin azalmasına katkıda bulunacak sinirsel aktivite değişikliklerini nicelikle ölçebilir. Ayrıca, dokunsal duyuma dahil olan büyük duyusal liflerin bloklanması gibi periferik sinir blokunun istenmeyen etkileri hakkında faydalı veriler sağlayabilirler.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Protokol

Hayvan deneylerini içeren bu protokol, Case Western Reserve Üniversitesi (CWRU) Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylandı. Case Western Reserve Üniversitesi, AAALAC akredite bir kurumdur ve uygun federal, eyalet ve yerel yasa ve yönetmeliklere ile kurumsal politikalara uygundur. Araştırma ekibimiz CWRU personeli tarafından eğitilip sertifikalandırıldı. IACUC onaylı protokoller üzerinde çalışırken, Halk Sağlığı Hizmeti politikasına ve Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Rehberi'ne (8. baskı)32 uyuyoruz.

NOT: Burada tanımlanan ventilasyon, anestezi ve diğer ilaç uygulamaları parametreleri, 350-500 g ağırlık aralığında her iki cinsten yetişkin farelerde başarıyla kullanılmıştır.

1. Anestezi ve ventilasyon

  1. Anestezi, %5 izofluran içeren kapalı bir akrilik kutuda indük edin. Fare tamamen baygınlaştığında, tıraş için burun konisine geçin. Elektrikli makas makinesi kullanarak, sırt ve sol arka bacaktan tüyleri iliak tepesinden diz eklemine kadar çıkarın.
    NOT: Fare entübe için hazır olur ve spontan solunum dakikada 15-30 nefes hızında gerçekleşir.
  2. Fareyi sırtüstü pozisyonda, 14 G anjiyokat IV kateterinden alınan kılıf ile entübe edin (küçük hayvanlar için daha uygun bir 16 G kateter olabilir) ve Miller 0 veya 00 boyutunda bir bıçakla laringoskop kullanın.
  3. Ses tellerinin görünürlüğünü artırmak için, dili ezmeyen penslerle nazikçe yukarı kaldırın. Entübüasyonu, göğüs hareketi ve ventilasyon hızıyla doğrulayın; bu hız göğüs yükselme hızıyla örtüşür.
  4. İzofluran konsantrasyonunu %1-3 tutarken inme hızı 60/dakika ve 3-5 cc/stroke hacmi ile pozitif basınçlı ventilasyon kullanın.
  5. 22 G intravenöz kateter ile lateral kaudal kuyruk damarını kateterize edin. Görüşü artırmak için, kuyruğun yan tarafındaki kuyruk damarını ılık su ve %70 izopropil alkolle temizleyin.
  6. Kateterden akışı dikkatlice izlerken yaklaşık 1 mL steril salin enjekte edin. Herhangi bir ödem, kateterin yanlış yerleştirildiğini gösterir.
  7. Polietilen boru kullanarak, yerleştirilen kateteri şırınga sürücüsüne monte edilmiş rokuronyum çözeltisi (2 mg/mL) şırıngasına bağlayın. İnfuzyona başlama, omurga kayıtları yapmaya hazır olana kadar başlaman.

2. Ameliyat

NOT: Tüm cerrahi işlemler küçük hayvan stereotaksik cihazının taban plakası üzerinde yapılmalıdır. Diğer stereotaksik ekipmanlar ameliyat ilerledikçe aşamalı olarak monte edilebilir.

  1. Omurga cerrahisi
    1. Sağ elini kullanan bir cerrah için, fareyi kuyruğu sağa, başını sola konumlandırın. Solak cerrah, fareyi başı sağa doğru konumlandırmayı tercih edebilir.
    2. Farenin sol yanındaki en kuyruk kaburgasını yoklayın ve onu omurga kadar takip edin. Bir bistüri kullanarak, bu noktanın ortasına yaklaşık 60 mm ortada bir kesi açın.
    3. Skarpel ile omurlu süreçlerden dokuyu kazıyın. Kaburgaları açmak ve en kuyruğu bulmak için makas kullanın.
    4. Küt diseksiyon tekniği (makas kapalı takılır, sonra makasla dokuyu ayırmak için açılır) kullanılarak kaudal kaburgayı görsel ve dokunsal olarak doğrulayın. Bu aşamada cerrahi mikroskop kullanın (3,5x-45x büyütme). Kaudal kaburga, T13 omurunun rostral kısmına katılır. T13 dikenli süreci kalıcı bir işaretleyici ile işaretleyin.
    5. T11 ve L4 omurlarında omurga kelepçeleriyle omurgayı stabilize edin. Bunu yapmak için, her omurun her iki tarafında bir cep oluşturmak için küt diseksiyon kullanın.
    6. Temel montajlı iki dikey direği stereotax platformundaki T-track'e kaydırın, T11 ve L4 omurlarıyla hizalayın, ancak sıkışmayın. Omurga kelepçelerinin silindirik millerini direk kelepçelerine yerleştirin, ancak sıkıştırmayın.
    7. T11'den başlayarak, omurgayı dişli forseps ile tutun, omurga kelepçelerinin çenelerini omurların her iki yanında, T13 omurundan yaklaşık 45° uzakta yerleştirin ve omurga kelepçesinin çenelerini sıkılaştırın. Sonra direk kelepçesindeki omurga kelepçesinin şaftını sıkın. Bu işlemi L4 omurları için tekrarlayın.
    8. Her iki post kelepçesini yükselterek omurgayı kaldırın, böylece farenin gövdesi omurga kelepçeleriyle desteklenecek şekilde (Şekil 1A). Bu, elektrofizyolojik kayıtlarda solunumla ilgili hareket artefaktlarını azaltır.
    9. T13 ve L1 omurgalı süreçlerin rostro-kaudal pozisyonunu, omurga yan kasında kas yüzeyinde tek dikişler kullanarak işaretleyin.
      NOT: Laminektomi sırasında omurga süreci işaretleri kaldırılacaktır.
  2. Laminektomi
    1. U şeklindeki stereotaksik çerçeveyi geçici olarak konumlandırın ki yatay ray, bu hassas işlemi yaparken ellerin topuklarını desteklemek için kullanılabilecek şekilde (Şekil 1B). Siyatik sinir ameliyatından önce çıkarılmalıdır.
    2. T12 ile L3 arasındaki omurga laminalarının yüzeyinden diş forseps, makas ve bistüri ile kazıma ile kas ve bağ dokusunu temizleyin. Cerrahi mikroskop altında, Friedman-Pearson Rongeurs kullanarak L2'den T13'e kadar olan omurga laminalarını çıkarın.
    3. Başlamak için, rongeurları yatay konuma yakın konumlandırın ve L2'nin kuyruk kısmından küçük ısırıklar alın, burada L3 ile örtüşüyor. Laminektomiyi omuriliğin orta hattını açığa çıkaracak şekilde rostral olarak uzatın, omuriliğe baskıyı en aza indirin ve kemik parçalarını düzenli olarak koruyuculardan temizleyin.
    4. Son olarak, laminektomiyi orta hattın her iki tarafında yan tarafa 2 mm uzatın. Dura mater'i açık omurilikten ince forseps ve yaylı makas kullanarak çıkarın.
    5. Kesim yapmadan önce dura mater'i çadırla kapatın. İlk kesimden sonra dura mater'den az miktarda beyin omurilik sıvısı akar. Kalan dura mater'i çıkarmadan önce nazikçe bükülmüş, tüksüz bir doku parçasıyla emdirin.
    6. Laminektomiyi elektrofizyoloji kayıt süresine kadar tuzlu bir doku parçası ile örtün.
  3. Siyatik sinir cerrahisi
    1. Hayvanın bacağına erişmek için stereotaksik U şeklindeki çerçeveyi çıkarın. Siyatik siniri orta uyluk seviyesinde bir smashel ile kesi açarak ortaya çıkarın (Şekil 1C). Sinirden bağ dokusunu küt diseksiyon ile temizleyin. Maruz kalan sinir miktarı, sinirin elektriksel olarak uyarılıp uyarılmadığına bağlıdır.
    2. Sinir bloğu cihazını, açıkta kalan sinirin yanına yerleştirin. Uyarım elektrodu ve sinir blok cihazının, siyatik sinirlerin tibial, sural ve peroneal sinirlere bölündüğü dalnoktasına yakın olduğundan emin olun. Elektrofizyolojik kayıtlara hazırlanmak için stereotax çerçevesini değiştirin ve stereotax kolunu ekleyin (Şekil 1D).
    3. WDR nöron kayıtları için ya arka patığın plantar yüzeyinde ya da sinir manşet elektrodu kullanılarak siyatik stimülasyonu yoluyla uyarma yapın. LFP kayıtları için, sinirin doğrudan uyarılması yoluyla uyarma yapılabilir çünkü ayak uyarımıyla aktivasyon C-fiber çentiğinin algılanamayacak kadar dağınık hale gelmesine neden olur.
    4. Eğer duyusal uyarım doğrudan siyatik sinire uygulanıyorsa,sinirin 34 etrafına özel yapımı bipolar platin J-manşet tarzı bir elektrot yerleştirin; maruz kalan temas boyutu 1 mm x 3 mm (benzer sinir manşet elektrotları MicroProbes for Life Science, Gaithersburg, MD veya World Precision Instruments, Sarasota, FL tarafından özel olarak üretilebilir).
    5. En etkili doğrudan sinir stimülasyonu için, elektrodun siyatik sinirin tibial, sural ve peroneal sinirlere bölündüğü dalnoktasına proksimal yerleştirildiğinden emin olun.
    6. Plantar uyarım için, 5. hanenin içine ve 4. hanenin dışına iki adet 13 mm paslanmaz çelik iğne elektrotunu plantar yüzeye yakın yerleştirin.

3. Elektriksel uyarım

  1. Sinir manşet stimülasyonu kullanılıyorsa, sistemik rokuronyum çözeltisi (2 mg/mL, 1-1,4 mL/h hızda) infüzyonuna başlayın. Rokuronyumun sistemik infüzyonu 30-60 saniye içinde etki etmelidir. Arka patide uyarımla ilgili hareketleri arayın ve tüm hareketlerin ortadan kalkmasını sağlamak için infüzyon hızını gerektiğinde ayarlayın.
  2. Stimülasyon parametreleri kullanılarak, çift fazlı dikdörtgen izole darbe uyarıcısı kullanarak ayağın plantar yüzeyine veya siyatik sinirine akım kontrollü elektriksel uyarım uygulanın: nabız genişliği 1-5 ms, nabız hızı 0,1-0,2 Hz, genlik 1-10 mA tepeden tepeye uygulanmak.
  3. Aşağıdaki bölümde açıklanan elektrofizyolojik kayıtlar sırasında uyarım parametrelerini ayarlayarak tüm lif alt tiplerinin maksimum uyarılmasını sağlayın.
  4. Stimulatör, akım kontrollü uyarı darbesinden ayrı bir tetikleyici çıkış sinyaline sahiptir. Bunu veri toplama cihazına bağlayarak elektrofizyolojik verileri uyarma darbesi ile senkronize edin. Daha fazla detay için bir sonraki bölüme bakınız.

4. Elektrofizyolojik kayıtlar

  1. Omurganın her iki tarafındaki kasın içine omurga paralel olarak 21 G, 1 1/2 inç) hipodermik iğneler yerleştirin. Topraklama iğnesini her bir baş aşamanın metal gövdesine bağlayın.
  2. Referans iğnesini baş aşamalardaki her bir referans girişine bağlayın. Amplifikatörün 8 kanalının her birinin kendi BNC çıkış portu vardır ve veri toplama cihazındaki ayrı bir analog-dijital kanala bağlıdır.
  3. Sinyalleri sürekli olarak dijitalleştirin (20 kHz örnekleme frekansı) ve görüntü (Spike2 yazılımı). Bir BNC kablosu kullanarak, izole darbe stimulyatöründen tetikleyici darbe çıkışını ('TRIG OUT' etiketi) veri alma cihazındaki dijital giriş kanallarından birine bağlayın.
  4. Yazılımda, tetikleyici kanalı Olayları kaydetmek için ayarlayın. Bu, LFP veya WDR sinyallerinin her elektriksel uyarılmanın zamanına göre analizini mümkün kılar.
    NOT: LFP ve WDR kayıtları aynı özel mikroelektrot dizisiyle yapılabilir (1 x 8 çoklu elektrot dizisi, mil arası 500 μm aralık, 1 MΩ empedans, özel yapım). Sinyal türleri arasındaki temel farklar, penetrasyon derinliği ve amplifikatör bant geçirici filtre ayarlarıdır. Dizi, özel 3D baskılı bir konnektör kullanılarak stereotax'a tutulup bağlandı (Şekil 2A). Ancak, ticari olarak mevcut bir alternatif mevcuttur (Şekil 2B, Standart Elektrot Tutucu [Malzemeler Tablosu]).
  5. LFP'ler için, diziyi rostrokaudal yönde yerleştirin; rostral-en en çok elektrot seviyesi ve dikiş T13 dikenli süreci işaret eder, orta hatta yakın bir şekilde ve orta hat kan damarına zarar vermeden. En güçlü sinyaller kablo yüzeyi ile 300 μm derinlik arasındadır.
  6. Amplifikatörün bant geçişli filtrelerini 10-100 Hz aralığına ayarlayın ve 1.000x kazanç elde edin. Şebeke güç gürültüsünü gidermek için 60 Hz çentikli filtre (veya coğrafi konumuna bağlı olarak 50 Hz) ekleyin. Sinyal gücü kalitesi dizi genelinde farklılık gösterir. Daha fazla analiz için en iyi sinyali seçin.
  7. WDR nöronları omuriliğin bel büyümesi boyunca, dorsal boynuzda 600-1200 μm derinlikte ve 200-800 μm yan ve orta hatta 200-800 μm arasında, uyarıma ipsilateral olarak dağılmıştır. Amplifikatörün bant geçişli filtrelerini 300-10.000 Hz aralığına ayarlayın ve 10.000x kazanç elde edin. Bu kayıtlar için de çentik filtresi kullanılır, ancak ana gürültüsü genellikle bant geçişli filtre tarafından giderilir.
  8. Elektrofizyolojik sinyali gözlemlerken uyarı parametrelerini ayarlayın. Tüm sinir lifi alt tiplerinin maksimum aktivasyonunu sağlamak için uyarım genliğini ve nabız genişliğini ayarlayın.
    NOT: Büyük miyelinli lifler (Aα/β) en düşük aktivasyon eşiklerine sahiptir, ardından küçük miyelinli lifler (Aδ) gelir. Miyelinleşmemiş C-lifleri, elektriksel uyarımla aksiyon potansiyeli üretmek için daha yüksek uyarım darbe genişlikleri ve genliklerine ihtiyaç duyar.
  9. 1 ms darbe genişliğinden başlayarak, sinyalin tüm bileşenleri görülene kadar genliği artırın. Daha yüksek eşik C-lifleri görülemiyorsa, uyarı darbesi genişliğini artırın.
  10. LFP kaydı için, 40-100 ms arasında kısa gecikme, düşük eşik A-fiber yanıtı ve 150-350 ms arasında daha uzun gecikmeli, yüksek eşik C-fiber yanıtı gözlemlenin (Şekil 3B)3,8.
  11. WDR kayıtları için, sinir lifi alt tiplerini belirlemek için aşağıdaki uyarı sonrası gecikmeleri kullanın: Aα/β: 0 - 25 ms, Aδ: 25 - 100 ms ve C: 100-500 ms (Şekil 3C)5,6,7.

5. Çevresel sinir bloğu

  1. Karbondan ayrılmış sinir arayüz elektrodu (CSINE)21 kullanılarak, siyatik sinirin uyarıcı manşetine proksimal (varsa) 0.1-5 mA katodik doğruakım uygulanır. LFP ve WDR kayıtlarının blok denemelerine örnek denemeler Şekil 4 ve Şekil 5'te gösterilmiştir.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Sonuçlar

Bu protokol kullanılarak üretilen veriler, duyusal sinir liflerinin alt sınıfları için göreli blok miktarını değerlendirmeye olanak tanır. Ayrıca bloğun zamansal özelliklerinin değerlendirilmesine olanak tanır; hem blok indük hızı hem de bloklayıcıuyarıcın sona ermesinden sonraki iyileşme oranı 35. LFP ölçümleri için liflerin aktivasyonu, ilgi çeken lif türüne karşılık gelen belirli zaman diliminde eğri altındaki alan hesaplanarak belirlenir. ...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Tartışma

Bu yöntem, periferik sinirlerde duyusal sinyalleri engellemek için potansiyel terapötik müdahalelerin etkinliğini ölçmek için kullanılabilecek iki tamamlayıcı elektrofizyolojik sinyalin toplanmasını tanımlar.

Yerel alan potansiyelleri (LFP), yüksek empedanslı (1 MΩ) mikroelektrotlar kullanılarak omurga sırt sütunlarından kaydedilebilir. Tüm siyatik sinirin aktivasyonunu ölçmek için kullanılırlar; LFP, dendritlerdeki uyarıcı postsinaptik potansiyeller ve soma i...

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu çalışma, NIH NINDS R01NS116009. tarafından desteklendi.

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Malzemeler

Bu makalede kullanılan malzemelerin listesi
AdŞirketKatalog numarasıYorumlar
1 x 8 çoklu elektrotlu dizi, 500 ve mikro; mil aralığı ve miller/nbsp;MikroproblarÖzel ürünÖzel mikroelektrot dizisi 
14 G Anjiyo-kateterBencton DickinsonSKU: 381164, GTIN: 382903811649
8 kanallı biyoamplifikatörDünya Hassas AletleriISO-DAM8ABaş sahne
AmScope SM-6T serisi trinoküler zoom stereo mikroskop 3.5-45x Büyütme ve halka ışıklı eklemli kolAmscopeSM-8TW2-144SCerrahi mikroskop
Veri toplama cihazı Cambridge Elektronik TasarımıPower1401-3A
Dumont #5 forsepsGüzel Bilim Araçları11251-20
Friedman-Pearson Rongeurs (1mm bardak boyutu)Güzel Bilim Araçları16021-14
Harvard cihazı ventilatörüHarvard Apparatus Model 683
İzofluran, USPPiramel Kritik Bakım66794-017-25
LaringoskopSarnova HC301-B802
Miller 00 laringoskop bıçağıSarnova HC301-B5100-20
Çift deri altı iğnelerRhythmLinkRLSND121-1.013 mm paslanmaz çelik iğne elektrotları 
Rocuronium bromium, USPSolco43547-530-10
Spike2Cambridge Elektronik Tasarımı
Kare dalga izole darbe stimulyatörü -SystemsModel 2100Bifazik dikdörtgen izole darbe uyarıcı
Stereotaksik platform  with  ayarlanabilir taban montajları  Direk ve kelepçeliDavid Kopf EnstrümanlarıModel 982
SureSite IV 22G x 1" güvenlik kateteri MedlineDYNA2210022 G intravenöz kateter 
Şırınga sürücüsüCole ParmerModel 74900
Ultra hassas mikro manipülatör
10 mikron çözünürlük		David Kopf EnstrümanlarıModel 961
Evrensel tutucuDavid Kopf EnstrümanlarıModel 1772 Alternatif 3D baskılı konnektör ve nbsp;
U şeklindeki stereotaksik çerçeve ve nbsp;David Kopf EnstrümanlarıModel 1430
Vannas yaylı makas - 2 mm kesme kenarıGüzel Bilim Araçları15000-03 
Omur kelepçeleri David Kopf EnstrümanlarıModel 986C 

Kaynaklar

  1. Paul, A. K., et al. Opioid analgesia and opioid-induced adverse effects:a review. Pharmaceuticals (Basel). 14 (11), 1091(2021).
  2. Guichard, L., et al. Opioid-induced hyperalgesia in patients with chronic pain:a systematic review of published cases. Clin J Pain. 38 (1), 49-57 (2022).
  3. Hu, N. W., et al. Protein synthesis inhibition blocks the late-phase LTP of C-fiber evoked field potentials in rat spinal dorsal horn. J Neurophysiol. 89 (5), 2354-2359 (2003).
  4. Gozariu, M., et al. Temporal summation of C-fiber afferent inputs:competition between facilitatory and inhibitory effects on C-fiber reflex in the rat. J Neurophysiol. 78 (6), 3165-3179 (1997).
  5. Zhang, Z., et al. Understanding of spinal wide dynamic range neurons and their modulation on pathological pain. J Pain Res. 17, 441-457 (2024).
  6. Duan-Mu, C. L., et al. Electroacupuncture-induced muscular inflammatory pain relief was associated with activation of low-threshold mechanoreceptor neurons and inhibition of wide dynamic range neurons in spinal dorsal horn. Front Neurosci. 15, 687173(2021).
  7. Wallin, J., et al. Spinal cord stimulation inhibits long-term potentiation of spinal wide dynamic range neurons. Brain Res. 973 (1), 39-43 (2003).
  8. Yang, F., et al. Activation of cannabinoid CB1 receptor contributes to suppression of spinal nociceptive transmission and inhibition of mechanical hypersensitivity by Aβ-fiber stimulation. Pain. 157 (11), 2582-2593 (2016).
  9. Yang, F., et al. Differential expression of voltage-gated sodium channels in afferent neurons renders selective neural block by ionic direct current. Sci Adv. 4 (4), eaaq1438(2018).
  10. Cuellar, J. M., et al. Effect of high-frequency alternating current on spinal afferent nociceptive transmission. Neuromodulation. 16 (4), 318-327 (2013).
  11. Omori, Y., et al. A mouse model of sural nerve injury-induced neuropathy:gabapentin inhibits pain-related behaviors and the hyperactivity of wide-dynamic range neurons in the dorsal horn. J Pharmacol Sci. 2009, 532-539 (2009).
  12. Vande Perre, L., et al. Differences in conduction velocities of nerve fibers excited by infrared and electrical stimulation. J Neurosci Methods. 418, 110427(2025).
  13. Paquette, T., et al. Spinal neurovascular coupling is preserved despite time-dependent alterations of spinal cord blood flow responses in a rat model of chronic back pain:implications for functional spinal cord imaging. Pain. 164 (4), 758-770 (2023).
  14. Yang, C. -T., et al. Novel pulsed ultrahigh-frequency spinal cord stimulation inhibits mechanical hypersensitivity and brain neuronal activity in rats after nerve injury. Anesthesiology. 139 (5), 646-663 (2023).
  15. Nierula, B., et al. A multichannel electrophysiological approach to noninvasively and precisely record human spinal cord activity. PLoS Biol. 22 (10), e3002828(2024).
  16. Arcourt, A., et al. Touch receptor-derived sensory information alleviates acute pain signaling and fine-tunes nociceptive reflex coordination. Neuron. 93 (1), 179-193 (2017).
  17. Zimmerman, A., Bai, L., Ginty, D. D. The gentle touch receptors of mammalian skin. Science. 346 (6212), 950-954 (2014).
  18. Wellnitz, S. A., et al. The regularity of sustained firing reveals two populations of slowly adapting touch receptors in mouse hairy skin. J Neurophysiol. 103 (6), 3378-3384 (2010).
  19. Falinower, S., et al. A C-fiber reflex modulated by heterotopic noxious somatic stimuli in the rat. J Neurophysiol. 72 (1), 194-213 (1994).
  20. Jones, M. G., et al. Neuromodulation using ultra low frequency current waveform reversibly blocks axonal conduction and chronic pain. Sci Transl Med. 13 (608), (2021).
  21. Vrabec, T. L., et al. A carbon slurry separated interface nerve electrode for electrical block of nerve conduction. IEEE Trans Neural Syst Rehabil Eng. 27 (5), 836-845 (2019).
  22. Bender, S. A., et al. Effects on heart rate from direct current block of the stimulated rat vagus nerve. J Neural Eng. 20 (1), (2023).
  23. Green, D. B., et al. Effects of waveform shape and electrode material on kilohertz frequency alternating current block of mammalian peripheral nerve. Bioelectron Med. 8 (1), 11(2022).
  24. Buzza, A. S., et al. Direct photobiomodulation therapy on the sciatic nerve significantly attenuates acute nociceptive sensitivity without affecting motor output. Neuromodulation. 27 (8), 1338-1346 (2024).
  25. Buzza, A., et al. Selective neural inhibition via photobiomodulation alleviates behavioral hypersensitivity associated with small sensory fiber activation. Lasers Surg Med. 56 (3), 305-314 (2024).
  26. Lothet, E. H., et al. Alternating current and infrared produce an onset-free reversible nerve block. Neurophotonics. 1 (1), 011010(2014).
  27. Fishman, M. A., et al. Temperature-mediated nerve blocks in the treatment of pain. Curr Pain Headache Rep. 25 (9), 60(2021).
  28. Wang, F., et al. Nociceptor-localized cGMP-dependent protein kinase I is a critical generator for central sensitization and neuropathic pain. Pain. 162 (1), 135-151 (2021).
  29. Shi, C. Y., et al. Luteoloside exerts analgesic effect in a complete Freund's adjuvant-induced inflammatory model via inhibiting interleukin-1β expression and macrophage/microglia activation. Front Pharmacol. 11, 1158(2020).
  30. Leong, M. L., Speltz, R., Wessendorf, M. Effects of chronic constriction injury and spared nerve injury, two models of neuropathic pain, on the numbers of neurons and glia in the rostral ventromedial medulla. Neurosci Lett. 2016, 82-87 (2016).
  31. Zhao, X. H., Zhang, T., Li, Y. Q. The up-regulation of spinal Toll-like receptor 4 in rats with inflammatory pain induced by complete Freund's adjuvant. Brain Res Bull. 111, 97-103 (2015).
  32. Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , U.S. Department of Health and Human Services, Public Health Service, National Institutes of Health. (1986).
  33. Greene, E. C. Anatomy of the Rat. , American Philosophical Society. Philadelphia. (1935).
  34. Foldes, E. L., et al. fabrication and evaluation of a conforming circumpolar peripheral nerve cuff electrode for acute experimental use. J Neurosci Methods. 196 (1), 31-37 (2011).
  35. Green, D. B., et al. Temporal properties of transcutaneous direct current motor conduction block. J Neural Eng. 22 (1), (2025).
  36. Sandkühler, J., Gruber-Schoffnegger, D. Hyperalgesia by synaptic long-term potentiation (LTP):an update. Curr Opin Pharmacol. 12 (1), 18-27 (2012).
  37. Drdla-Schutting, R., et al. Erasure of a spinal memory trace of pain by a brief, high-dose opioid administration. Science. 335 (6065), 235-238 (2012).
  38. Guan, Y., et al. Windup in dorsal horn neurons is modulated by endogenous spinal µ-opioid mechanisms. J Neurosci. 26 (1), 4298-4307 (2006).
  39. Morgan, M. M. Paradoxical inhibition of nociceptive neurons in the dorsal horn of the rat spinal cord during a nociceptive hindlimb reflex. Neuroscience. 88 (2), 489-498 (1999).
  40. Deng, W., et al. Paravertebrally-injected multifunctional hydrogel for sustained anti-inflammation and pain relief in lumbar disc herniation. Adv Healthc Mater. 13 (27), 2401227(2024).
  41. Jones, A. F., et al. Sex and age effects on chronic inflammatory pain development, maintenance, and resolution in Wistar rats. J Pain. 28, 104789(2025).
  42. Goo, B., et al. Bee venom alleviated edema and pain in monosodium urate crystals-induced gouty arthritis in rat by inhibiting inflammation. Toxins (Basel). 13 (9), 661(2021).
  43. Thibault, K., et al. Antinociceptive and anti-allodynic effects of oral PL37, a complete inhibitor of enkephalin-catabolizing enzymes, in a rat model of peripheral neuropathic pain induced by vincristine. Eur J Pharmacol. 600 (1-3), 71-77 (2008).
  44. Henschke, N., Kamper, S. J., Maher, C. G. The epidemiology and economic consequences of pain. Mayo Clin Proc. 90 (1), 430-437 (2015).
  45. Dorner, T. E. Pain and chronic pain epidemiology:implications for clinical and public health fields. Wien Klin Wochenschr. 130 (1), 1-3 (2018).
  46. Memtsoudis, S. G., et al. Peripheral nerve block anesthesia/analgesia for patients undergoing primary hip and knee arthroplasty:recommendations from the International Consensus on Anesthesia-Related Outcomes after Surgery (ICAROS) group based on a systematic review and meta-analysis of current literature. Reg Anesth Pain Med. 46 (11), 971-985 (2021).
  47. Irajian, M., Fattahi, V. Rebound pain after peripheral nerve block for ankle surgery and postoperative analgesic:systematic review. Eurasian J Chem Med Pet Res. 2 (3), 43-52 (2023).
  48. Su, T. F., et al. Peripheral direct current reduces naturally evoked nociceptive activity at the spinal cord in rodent models of pain. J Neural Eng. 21 (2), 026044(2024).

Erişim kısıtlı. Bu içeriği görüntülemek için lütfen giriş yapın veya deneme sürümünü başlatın.

Yeniden basım ve izinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya şekillerini yeniden kullanmak için izin iste

İzin iste

Etiketler

Periferik Sinir Blo uElektrofizyolojik Kay tSiyatik Sinir Stim lasyonuYerel Alan PotansiyeliGeni Dinamik Aral kLaminektomi Prosed rA r Sinyali letimiKarbon Sinir ElektroduDo ru Ak m Blo uS an Omurili i

İlgili makaleler